Methodenartikel

Mehrgleisige Phänotypisierungsansätze zur Charakterisierung von Zuckerrohrwurzelsystemen

DOI:

10.3791/63596

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17. August 2022

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1Division of Crop Production, Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI), 2Division of Crop Improvement, ICAR-SBI, 3ICAR-SBI Research Centre, 4ICAR-SBI Regional Centre

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die Charakterisierung von Merkmalen des Wurzelsystems ist eines der Forschungsgebiete, das noch in den Kinderschuhen steckt, insbesondere beim Zuckerrohr. Die Integration mehrerer Ansätze zur präzisen Phänotypisierung von Zuckerrohrwurzeln führt zu umfassenden und ganzheitlichen Ergebnissen, die es ermöglichen, die identifizierten Merkmale und Mechanismen für die konventionelle und molekulare Züchtung zu nutzen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wurzeln sind die Hauptleiter von Wasser und Nährstoffen und spielen eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung von Wachstum und Ertrag unter stressigen Bedingungen. Die Untersuchung von Pflanzenwurzeln wirft methodische Schwierigkeiten bei der In-situ-Bewertung und -Probenahme auf, was insbesondere für Zuckerrohr (Saccharum spp.) gilt. Traditionelle Methoden in den 1920er Jahren dokumentierten die genotypische Variation des Zuckerrohrwurzelsystems, woraufhin bis vor kurzem nur wenige Studien über die Merkmale der Zuckerrohrwurzel an sich berichtet wurden. Neben der Morphologie bestimmen die Merkmale der Rhizosphäre, einschließlich allelopathischer Effekte und/oder der Affinität zur mikrobiellen Symbiose, die Etablierung und das Überleben der Pflanze.

Letztendlich definieren die Wurzelsysteme die oberirdische Produktivität von Zuckerrohr. Mit dem Impuls für klimaresiliente Sorten wird es immer wichtiger, die Variabilität der Wurzelsystemmerkmale von Zuckerrohr zu erforschen und zu nutzen. In diesem Artikel werden mehrgleisige Ansätze für die Phänotypisierung von Zuckerrohrwurzeln beschrieben, einschließlich Feldaushub durch Grabenprobenahme, die Verwendung eines Wurzelkernprobenehmers, erhöhte Plattformen für die Wurzelprobenahme und die Aufzucht von Pflanzen in hydroponischer Kultur, die von einem Team von Wissenschaftlern des Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI) angestellt wurden.

Der Aushub vor Ort durch Probenahme von Gräben ist unerlässlich, um die Pflanzenwurzeln in ihrer natürlichen Wachstumsumgebung zu beurteilen. Die Verwendung von erhöhten Plattformen, die die Feldbedingungen simulieren, und ein Wurzelkernsammler sind alternative Ansätze mit einer erheblichen Zeitersparnis, einer einheitlichen Probengröße und einem geringeren Verlust von Wurzelmaterial. Die hydroponische Pflanzenkultur ermöglicht die Untersuchung der Morphologie, der anatomischen Merkmale und der Rhizosphärenbiologie, einschließlich der Exsudation organischer Verbindungen und mikrobieller Wechselwirkungen. Die Daten aus verschiedenen Experimenten mit unterschiedlichen Probenahmemethoden ergänzen die Fülle an Informationen über die Merkmale des Wurzelsystems von Zuckerrohr.

Einleitung

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Zuckerrohr (Saccharum spp.), eine wichtige Nahrungs- und Bioenergiequelle, ist eine bedeutende Industriepflanze, die in vielen Ländern mit tropischen und subtropischen klimatischen Bedingungen angebaut werden kann. Aufgrund des C4-Photosynthesewegs zur Kohlenstoffassimilation ist Zuckerrohr hochproduktiv und nutzt effiziente landwirtschaftliche Betriebsmittel wie Wasser und Düngemittel. Bei der Nachernteverarbeitung von Zuckerrohr fallen neben den Nebenprodukten Melasse, Ethanol und Energie auch wirtschaftlich wertvolle Produkte wie Zucker und Jaggery an. Zuckerrohr wird in fast 100 Ländern auf einer Fläche von 25,97 Mha angebaut, was etwa 1,5 % der gesamten Ackerfläche entspricht. Allein Indien trägt zu 16% der weltweiten Zuckerrohrproduktion (ca. 306 Mio. t) bei, mit einer durchschnittlichen Produktivität von 70 t·ha-1 1. Zu den wichtigsten abiotischen Stressfaktoren, die sich drastisch auf die Zuckerrohrproduktion auswirken, gehören Wasserdefizite, Staunässe, extreme Temperaturen und Bodeneigenschaften wie Nährstoffmangel, Salzgehalt, Natriumgehalt und Alkalität. Die größte Herausforderung bei der Entwicklung abiotischer stresstoleranter Pflanzen besteht darin, spezifische Merkmale zu identifizieren, die unter Stressbedingungen einen erheblichen Ertragsvorteil bringen.

Mehrere Aspekte der Zuckerrohrphysiologie sind nur unzureichend verstanden, einschließlich der Wurzel-Spross-Beziehung, die die Produktivität des Zuckerrohrs drastisch beeinflusst. Die Zuckerrohrwurzel ist nicht so gut untersucht wie die Sprossen, obwohl die verschiedenen Arten, wie z. B. Settwurzeln, Sprosswurzeln und adulte Wurzeln, entwicklungsbedingt unterschiedlich sein und unterschiedliche Funktionen haben können. Genotypische Unterschiede wurden hinsichtlich der Anzahl und Länge der während der Keimung entstehenden Setzwurzeln beobachtet2. Settwurzeln sind an der Keimung von Zuckerrohrknospen beteiligt, was eine frühe Etablierung der Pflanzen gewährleistet, und werden später durch Sprosswurzeln ersetzt, die robust sind und aus der Basis des sich entwickelnden Sprosses hervorgehen3. Feine Äste, die in den Wurzeln der Setzlinge beobachtet werden, helfen bei der Verankerung der jungen Pflanzen und helfen bei der Aufnahme von Wasser und Nährstoffen, bis sie durch Sprosswurzeln ersetzt werden. Ähnlich wie die Settwurzeln entstehen auch die Sprosswurzeln aus den Wurzelprimordien, die in den unteren, nicht expandierten Internodien des Rohres vorhanden sind.

Da die Sprosswurzeln länger in der Pflanze verbleiben, sind sie 4x-10x dicker als Settwurzeln. Die Sprosswurzeln stellen das einzige Wurzelsystem des Zuckerrohrs dar und spielen eine wichtige Rolle für das weitere Wachstum und die Entwicklung. Die Vitalität der Sprosswurzeln ist positiv mit der gesamten vegetativen Vitalität der Pflanze verbunden. Die kontinuierliche Entwicklung der Wurzeln, die sich aus dem Umsatz von Settenwurzeln und Sprosswurzeln ergibt, führt zur Entstehung des "erwachsenen Wurzelsystems" des Zuckerrohrs, das sich ständig an die vorherrschenden Umweltbedingungen anpasst. Im Allgemeinen stellt ein tieferes, fruchtbareres Wurzelsystem mehr Wasser und Nährstoffe für die Pflanze zur Verfügung als eine flachere Verteilung der Wurzeln. Periodische Sektionen zeigten, dass bei hohem Feuchtigkeitsgehalt des Bodens flache Wurzelsysteme beobachtet wurden, während sich mit sinkendem Grundwasserspiegel ein viel tieferes Wurzelsystem entwickelte2. Das Wurzelsystem des Zuckerrohrs bleibt auch nach der Ernte der Ernte aktiv und trägt zum Wachstum der Ratoon-Pflanze bei, bis neue Triebwurzeln aus den unterirdischen Knospen hervorgehen4. Der Wurzelwinkel und die Höhe der Wurzelverzweigung sind zwei wichtige Faktoren, die das Volumen des Bodens bestimmen, das von den Pflanzenwurzeln erkundet wird. Der Wurzelwinkel, ein genotypisches Merkmal, kann durch konventionelle Züchtung oder molekulare Ansätze verändert werden, um die Toleranz gegenüber biotischem und abiotischem Stress zu verbessern. Im Gegenteil, das Ausmaß der Wurzelverzweigung wird hauptsächlich von der Umwelt beeinflusst, was eine regelmäßige Überwachung der Wurzelentwicklung und ihrer Reaktion auf lokale Bodenbedingungen erforderlich macht.

Anatomische Merkmale von Zuckerrohrwurzeln wurden untersucht, um Unterschiede in Bezug auf Genotyp und Umwelt festzustellen. Die Anatomie der Settwurzeln im Zuckerrohr ähnelt der der reifen Wurzeln in anderen Gräsern wie Mais, wobei die Rinde aus gut differenzierten Zellschichten in einem regelmäßigen Muster besteht. Die Endodermis wird suberisiert, gefolgt von einem einschichtigen Perizyklus. Metaxylemelemente sind die Hauptleiter von Wasser- und Nährstoffionen, radial angeordnet und durchsetzt mit Phloemgruppen, wobei letzteres ein Siebelement mit zwei Begleitzellen umfasst. Die große Zentralmasse aus undifferenzierten Zellen bildet das Wurzelmark. Unterschiedliche anatomische Merkmale von Zuckerrohrsorten entsprechen den hydraulischen Eigenschaften der Wurzeln und beeinflussen dadurch die Wasserbewegung. Frühe Studien zu den Unterschieden in den wurzelanatomischen Merkmalen des Zuckerrohrs zeigten, dass unter Bedingungen mit geringem Feuchtigkeitsstress eine ausgeprägte Verdickung der Zellwand in den Schichten unmittelbar im Inneren der Endodermis, zwischen dem Mark und der Gefäßregion sowie um die Gefäße herum beobachtet wurde5. Solche verdickten Zellen können eine Anpassung sein, um den Rückfluss von Saft zu verhindern und die mechanische Festigkeit bei Stress zu erhöhen.

Zu den wichtigen Merkmalen, die an der Trockenresistenz von Zuckerrohr beteiligt sind, gehören die relative Dicke und Anzahl der exodermalen Schichten, das Verhältnis von Rinde zu Stele, interzelluläre Räume in der Rinde und verdickte Wurzelhaarspitzen. Das Verhältnis der Fläche, die von kortikalen Zellen eingenommen wird, zu der Fläche, die von den stellaren Geweben der Sprosswurzeln eingenommen wird, unterscheidet sich signifikant zwischen den Zuckerrohrsorten, mit großer Variabilität in Bezug auf die Fläche der Stele6. Die hydraulische Leitfähigkeit von Zuckerrohrwurzeln hängt mit der Größe und Anzahl der Metaxylemelemente in den Sprosswurzeln zusammen. Hydrophobe Zellschichten innerhalb der Wurzel definieren wahrscheinlich Zonen apoplastischer Wasserbewegung. Suberisierte Casparian-Banden finden sich in der Endodermis und in der Hypodermis (als Exodermis bezeichnet), die als hydrophobe Barrieren dienen. Der Zerfall der kortikalen Zellen führt zur Bildung eines lysigenen Aerenchyms in älteren Wurzeln und bei Pflanzen, die hypoxischen Bedingungen ausgesetzt sind, unabhängig vom Entwicklungsalter. Die Bildung von Aerenchym bei Staunässe korreliert mit der Aufrechterhaltung des Wachstums bei resistenten Sorten7.

Die Morphologie und Anatomie der Wurzeln von Erianthus arundinaceus [Retzius] Jeswiet (Gattungen, die mit Saccharum spp. verwandt sind) sind mit seiner starken Toleranz gegenüber Umwelteinflüssen verbunden8. Die Wurzeln von Erianthus arundinaceus weisen Knotenwurzeln auf, die in steilen Winkeln verteilt sind, mit dichten Wurzelhaaren, um die Aufnahme von Wasser und Nährstoffionen aus tieferen Bodenzonen zu erleichtern. Das Tiefwurzelsystem besteht aus vielen Knotenwurzeln, die mit steilen Wuchswinkeln wachsen. Der Durchmesser der Knotenwurzeln korreliert mit der Größe und Anzahl der großen Xylemgefäße, wobei erstere stark von 0,5 mm bis 5,0 mm variieren. Diese Knotenwurzeln bilden auch eine rhizomatöse Hülle, wobei eine Hypodermis ein verholztes Sklerenchym in der äußeren Rinde (Exodermis), ein lysigenöses Aerenchym im mittleren Teil der Rinde und Stärkekörner in der Stele aufweist. Neben der Architektur und den morphologischen Merkmalen spielen wurzelexsudierte organische Verbindungen eine wichtige Rolle bei der Bestimmung der Keimung, Etablierung und des Überlebens von Pflanzen, mit plausiblen allelopathischen Effekten und/oder Affinität zur mikrobiellen Symbiose.

Die enzymatische Aktivität der Wurzel und die feineren Details der Morphologie, einschließlich der Pigmentierung der Wurzelkappe und des Verjüngungspotenzials bei Verletzungen, wurden in Zuckerrohrsorten dokumentiert, die in hydroponischer Kultur angebaut wurden9. Das Wurzelwachstum zeigt eine sehr plastische Reaktion auf Veränderungen im Bodenmilieus, sowohl in Bezug auf die Form als auch auf die Größe des Wurzelsystems. Die effizienteste Zuckerrohrsorte wäre eine Sorte mit wenigen oder einer optimalen Anzahl von Trieben und einer entsprechend geringeren Anzahl von Wurzeln, was ein besseres Überleben unter Stressbedingungen ermöglicht. Die systematische Untersuchung des Wurzelsystems sollte daher ein wichtiger Bestandteil jedes Programms zur Verbesserung der Kulturpflanzensein 10. Die Mehrzahl der Experimente, die sich auf Wurzeln konzentrieren, stützen sich hauptsächlich auf Entwicklungsaspekte, während ein Fokus auf die funktionelle Plastizität oft fehlt11. Neben der strukturellen Verteilung spielt die funktionelle Wurzelplastizität eine entscheidende Rolle für das Überleben unter Stress und würde daher die Züchter in ihren Bemühungen unterstützen, Merkmale des Wurzelsystems in die Selektionspipeline für abiotische Stresstoleranz aufzunehmen und die Robustheit des Zuckerrohrs zu verbessern.

In Anbetracht seiner Bedeutung für die Aufrechterhaltung des Wachstums und des Ertrags unter stressigen Bedingungen ist es wichtig, die inhärente Variabilität der Merkmale des Wurzelsystems von Zuckerrohr zu erforschen und zu nutzen. Die Betonung der Auswahl von Komponentenmerkmalen und -mechanismen, die ein überlegenes Wurzelsystem verleihen, ist der Weg zu einer besseren Pflanzenleistung unter sich ändernden klimatischen Bedingungen. Die phänotypische Bewertung ist ein langwieriger und kostspieliger Prozess; Die Integration mehrgleisiger Ansätze würde jedoch einen enormen Mehrwert für den Nutzen bei der Verbesserung der Ernte schaffen. In diesem Manuskript werden vier verschiedene Ansätze für die Wurzelphänotypisierung in Zuckerrohr beschrieben, jeder mit seinen eigenen Vor- und Nachteilen, was bedeutet, dass eine konzertierte Anstrengung erforderlich ist, um zu umfassenden und ganzheitlichen Ergebnissen zu gelangen.

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Protokoll

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1. Feldaushub durch Probenahme von Gräben

  1. Züchten Sie kommerzielle Zuckerrohrhybriden (im Folgenden "Sorten" genannt) auf dem Feld aus zweiknospenartigen Beständen, die in einem Reihenabstand von 120 cm und 90 cm innerhalb der Reihen gepflanzt werden, wobei das empfohlene Maßnahmenpaket (POP) befolgt wird, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.
  2. Am Ende der Reifephase der Ernte heben Sie mit einem Bagger einen Graben (1,5 m tief und 1,0 m breit) auf dem Feld aus. Durch kontinuierliches Wasserstrahlen ist darauf zu achten, dass die Wurzelzonen von den Böden befreit werden, ohne die Wurzeln zu beschädigen (Abbildung 1).
  3. Wenn sich die anhaftende Erde lockert, entwurzeln Sie das Rohr zusammen mit dem Wurzelsystem und bringen Sie es ins Labor, um die Anzahl der Wurzeln, die Wurzellänge, das Volumen und das Gewicht manuell zu messen.

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Abbildung 1: Methode zur Probenahme von Gräben für den Feldaushub von Wurzeln. (A) Seitlicher Graben, der entlang des Feldes ausgehoben wurde, (B) Wasserstrahlen und (C) Innenansicht, die die Tiefe des Grabens zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Wurzelkernprobenehmer zur Reduzierung von Probenahmefehlern

  1. Verwenden Sie einen zylindrischen Wurzelkernprobenehmer von 61 cm Höhe und 16 cm Durchmesser und einem Gewicht von 8 kg, der aus Baustahl (MS) hergestellt wurde, für die Probenahme von Zuckerrohrwurzeln im Feld. Versehen Sie den Probenehmer mit einer scharfen Kante, um ein leichtes Eindringen beim Einführen in den Boden zu ermöglichen. Versehen Sie die Oberseite mit Manschetten von 3 cm Durchmesser, um den Probenehmer anzuheben (Abbildung 2).
  2. Züchten Sie Zuckerrohrsorten auf dem Feld aus zweiknospenförmigen Beständen, die in einem Reihenabstand von 120 cm und 90 cm innerhalb der Reihen gepflanzt werden, wobei der empfohlene POP eingehalten wird, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.
  3. In der Reifephase der Pflanze die Oberkante des Probenehmers am Haupttrieb/Stock befestigen und kontinuierlich hämmern, um die gewünschte Bodentiefe (45 cm) zu erreichen. Heben Sie die gesamte Erdmasse in den Probenehmer und waschen Sie sie vorsichtig unter fließendem Wasser, um die anhaftenden Wurzeln zu trennen.
  4. Nach gründlichem Waschen der Wurzeln erfassen Sie Volumen, Oberfläche, Länge und Gewicht durch manuelle Messung sowie durch Ausbreiten der Wurzeln auf durchsichtigen Schalen, um die entsprechenden digitalisierten Bilder mit der referenzierten Software zu scannen und zu analysieren (siehe Materialtabelle).

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Abbildung 2: Wurzelkern-Sampler. (A) Abmessungen, (B) Draufsicht und (C) Ort der Probenahme. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

3. Struktur der Wurzelphänotypisierung, um die Probenahme in verschiedenen Phänophasen zu erleichtern

  1. Konstruktion einer Wurzelphänotypisierungsstruktur, die aus drei benachbarten Kompartimenten mit den Maßen 4,5 m x 10,1 m für die Probenahme der Zuckerrohrwurzeln besteht, mit Vorkehrungen für die manuelle Demontage der Seitenwände, um das unterirdische Wurzelsystem (bis zu einer Tiefe von 80-100 cm) freizulegen (Abbildung 3). Konstruieren Sie die Seitenwände mit Fertigteilplatten mit den Abmessungen 1,8 m Länge, 30 cm Breite und 4 cm Dicke.
  2. Füllen und verdichten Sie die Struktur mit Felderde, wobei Sie einen Kopfraum von ~20 cm mit ausreichenden Drainagelöchern lassen, um die Bodenbelüftung zu erleichtern.
  3. Säen Sie die Knospenspäne von Keimplasma-Klonen aus, die aus Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb. und Saccharum robustum Brandes und Jeswiet ex Grassl bestehen. (im Folgenden "Saccharum spp.-Klone" genannt) und lassen sie 30 Tage lang in Protrays keimen, die aus Bewurzelungsmedien bestehen (rote Erde: Hofdünger: Sand = 2:2:1). Verpflanzen Sie gleichmäßige und gesunde Setzungen in der Struktur mit einem Reihenabstand von 90 cm, mit 60 cm innerhalb der Reihen, unter Beachtung des empfohlenen POP, um eine gute Etablierung und ein gutes Wachstum der Pflanzen zu gewährleisten.
  4. Während der Formphase (60-120 Tage nach der Pflanzung [DAP]) und der großen Wachstumsphase (120-150 DAP) entfernen Sie die Seitenwände aus den Fertigteilplatten manuell, gefolgt von einem kontinuierlichen Sprühen des Wasserstrahls, um die Wurzeln freizulegen.
  5. Entwurzeln Sie das gesamte Wurzelsystem und bringen Sie es ins Labor, um die Länge, das Volumen und das Gewicht manuell zu messen, und verteilen Sie die Wurzeln auf durchsichtige Schalen, um die entsprechenden digitalisierten Bilder in der referenzierten Software zu scannen und zu analysieren (siehe Materialtabelle).
  6. Erzeugen Sie Trockenstress, indem Sie die Bewässerung in einem der Fächer zurückhalten, und verstopfen Sie die Abflusslöcher im zweiten Fach, um die Bodensättigung aufrechtzuerhalten und Staunässe zu simulieren. Bewässern Sie das dritte Kompartiment gemäß dem empfohlenen POP, um die Feldkapazität zu erhalten und als Kontrolle zu dienen.

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Abbildung 3: Struktur der Phänotypisierung der Wurzel. (A) Abmessungen, (B) Überblick über die drei Kompartimente und (C) Ansicht eines Kompartiments. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Hydroponische Kultur von Pflanzen zur Erforschung der Rhizosphärenbiologie

  1. Stellen Sie ein hauseigenes Hydrokultursystem in einem umweltkontrollierten Gewächshaus her, das für den Anbau von Zuckerrohr geeignet ist, um die feineren Details der Wurzelbiologie zu untersuchen. ~15 l modifizierte Hoagland-Nährlösung (Tabelle 1) in Glasbecken mit den Maßen 20 cm x 20 cm x 50 cm geben, wobei die Belüftung durch Aquarienpumpen gewährleistet ist (Abbildung 4).
  2. Säen Sie die Knospenchips von Zuckerrohrsorten und Saccharum spp.-Klonen aus und lassen Sie sie 30 Tage lang in Protrays aus kompostiertem Kokosmark keimen. Verpflanzen Sie gleichmäßige und gesunde Setzungen in hydroponische Tanks mit der Häufigkeit von drei Setzungen pro Tank und achten Sie darauf, die gesamte Wurzel in die Nährlösung zu legen. Decken Sie die Tanks mit einem schwarzen Tuch ab, um sicherzustellen, dass die Wurzeln nicht dem Licht ausgesetzt werden. Verwenden Sie ein Kunststoffnetz (20 cm x 20 cm) am Rand der Glastanks, um die Pflanzen aufrecht zu stützen.
  3. Am Ende der Keimphase (60 Tage) sammeln Sie die Wurzelausscheidungen, indem Sie die Wurzeln intakter Pflanzen während der Zeit der maximalen Photosyntheseaktivität 4 h lang (0800 h bis 1200 h) in 50 ml Fallenlösung (steriles doppelt destilliertes Wasser) tauchen. Filtrieren Sie die gesammelte Lösung durch Whatman-Filterpapier und leiten Sie sie dann durch Glassäulen, die mit Anionenaustauscher, gefolgt von Kationenaustauscherharzen, gefüllt sind12. Die eluierten Fraktionen bis zur Trockenheit eindampfen und bis zur Weiterverarbeitung bei -20 °C lagern.
  4. Analysieren Sie die aufbereiteten Wurzelexsudatproben mittels HPLC zur Bestimmung organischer Säuren12 und mittels Spektrophotometrie zur Abschätzung der Gesamtphenole13, Proteine14, Zucker15 und Aminosäuren16 gemäß dem Standardprotokoll.
  5. Überwachen Sie das Wurzelwachstum in wöchentlichen Abständen, um die Pigmentierung der Wurzelspitzen und die Dichte des Wurzelhaars aufzuzeichnen. Beurteilen Sie die Aktivität der Enzyme, der Peroxidase17 und der Superoxiddismutase18 sowie des Gesamtphenolgehalts19 im 3. Monat gemäß dem Standardprotokoll.
  6. Beurteilen Sie die Reaktion auf eine Wurzelverletzung, indem Sie mit einer sterilen chirurgischen Klinge einen Längsschnitt in die Primärwurzel bis zur Wurzelspitze schneiden, und überwachen Sie die Veränderungen regelmäßig.
ChemischEndkonzentration
Kaliumnitrat0,608 g· L-1
Calciumnitratca. 1.415 g· L-1
Kaliumdihydrogenphosphat0,164 g· L-1
Magnesiumsulfat0,560 g· L-1
EDTA-Eisen(III)-Mononatriumsalz6,00 g·250L-1
Borsäure1,43 g·250L-1
Manganchlorid-Tetrahydrat0,91 g·250L-1
Zinksulfat0,11 g·250L-1
Cupric suphate0,04 g·250L-1
Molybdische Säure0,01 g250L-1

Tabelle 1: Zusammensetzung der modifizierten Nährlösung für die Hydrokultur von Zuckerrohr.

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Abbildung 4: Hydroponik-Setup. Das Setup (A) ist auf den Anbau von Zuckerrohr zugeschnitten und (B) die 5 Monate alte Ernte (schwarzes Tuch wird nur zu Fotozwecken entfernt). Diese Abbildung wurde von Hari et al.9 modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Ergebnisse

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Variation in den morphologischen Merkmalen der Wurzeln von Zuckerrohrsorten
Repräsentative Bilder des Wurzelsystems in Co 62175, das durch Grabenproben vom Feld aus ausgegraben und in einer Hydrokultur gezüchtet wurde, sind in Abbildung 5A,B dargestellt. Lange Wurzeln (~100 cm) wurden bei den Sorten Co 62175 und Co 99006 beobachtet, während Co 99006 das höchste Wurzelgewicht (127 g·klump−1) aufwies. Die Wurzelmerkmale wurden mit Hilfe eines Wur...

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Diskussion

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Das Wurzelsystem definiert die oberirdische Produktivität des Zuckerrohrs, so dass für die Entwicklung klimaresistenter Sorten alle seine Facetten erforscht und gründlich verstanden werden müssen. Ein Team von Wissenschaftlern am ICAR-SBI, bestehend aus Pflanzenphysiologen, einem Mikrobiologen, einem Agraringenieur, einem Biochemiker und Pflanzenzüchtern, wandte mehrgleisige Ansätze für die Phänotypisierung von Zuckerrohrwurzeln an, einschließlich Feldaushub durch Grabenprobenahme, die V...

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Offenlegungen

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Alle Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

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Die Autoren würdigen die Infrastruktur und die Unterstützung, die der Direktor des ICAR-Sugarcane Breeding Institute in Coimbatore für die Einrichtung von Wurzelphänotypisierungseinrichtungen für Zuckerrohr geleistet hat. Die vom Science and Engineering Research Board, Department of Science and Technology, Government of India, bereitgestellte Finanzierung in Form des Early Career Research Award an KV (ECR/2017/000738) wird gebührend gewürdigt. Die Autoren danken Brindha, Karpagam, Rajesh, Sivaraj und Amburose für ihre Unterstützung bei der akribischen Generierung von Daten.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Belüftungspumpe mit RohrleitungszubehörVon lokalen Quellen bezogenNAWird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet
BorsäureSisco Research Laboratories, Indien80266Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
CalciumnitratCentral Drug House, Indien27606Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
Kompostiertes KokosmarkVon lokalen Quellen bezogenNAWird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet
KupfersulfatSisco Research Laboratories, Indien38869Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
DEAE-ZelluloseSisco Research Laboratories, Indien10529Anionenaustauscherharz zur Verarbeitung von Wurzelexsudaten
EDTA-Eisen(III)-MononatriumsalzSisco Research Laboratories, Indien59389Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
HofdüngerVon lokalen Quellen bezogenNAWird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet
GlasbehälterIm eigenen Haus gefertigtNAWird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet
HPLCAgilent Technologien1200 UnendlichkeitQuantifizierung organischer Säuren in Wurzelexsudaten
MagnesiumsulfatSisco Research Laboratories, Indien29117Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
ManganchloridSisco Research Laboratories, Indien75113Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
Molybdische SäureSisco Research Laboratories, Indien49664Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
KaliumdihydrogenphosphatCentral Drug House, Indien29608Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
KaliumnitratCentral Drug House, Indien29638Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung
ProtraysIm eigenen Haus gefertigtNAWird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet
Rote ErdeVon lokalen Quellen bezogenNAWird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet
Wurzelkern-ProbenehmerIm eigenen Haus gefertigtNAWird für die In-situ-Wurzelprobenahme verwendet
SandVon lokalen Quellen bezogenNAWird zum Keimen von Zuckerrohrstäben verwendet
Seralit-120Sisco Research Laboratories, Indien14891Kationenaustauscherharz zur Aufbereitung von Wurzelexsudaten
StützrahmenVon lokalen Quellen bezogenNAWird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet
WassermotorpumpeVon lokalen Quellen bezogenNAWird für den hydroponischen Anbau von Zuckerrohr verwendet
Whatman Filterpapier Güteklasse 1Universell wissenschaftlich1001090Aufbereitung von Wurzelexsudaten
WinRhizo PRO (Software)Regent Instruments Inc., KanadaSTD4800Zweidimensionaler Wurzelscanner mit Software zur Analyse von Wurzeln
ZinksulfatSisco Research Laboratories, Indien76455Herstellung der modifizierten Hoagland-Lösung

Referenzen

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