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Methodenartikel

Isolierung und Kultivierung von drei Arten von mesenchymalen Stammzellen der Nabelschnur

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DOI:

10.3791/64065

⸱

23. August 2022

 ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, the Third Affiliated Hospital, Soochow University, 2Department of Obstetrics and Gynecology, Nanjing First Hospital, Nanjing Medical University, 3Center for Reproductive Medicine and Obstetrics and Gynecology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing University Medical School

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Isolierung und Kultivierung von mesenchymalen Stammzellen aus den Nabelschnurarterien, der Vene und dem Wharton-Gelee.

Zusammenfassung

Mesenchymale Stammzellen (UC-MSCs) der Nabelschnur sind eine wichtige Zellquelle für die regenerative Medizin. UC-MSCs können sowohl aus der Nabelschnur, dem Wharton-Gelee, als auch aus den Nabelarterien und der Nabelvene isoliert werden. Sie sind als perivaskuläre Stammzellen bekannt, die aus Nabelarterien (UCA-PSCs), perivaskuläre Stammzellen aus der Nabelvene (UCV-PSCs) gewonnen werden, und mesenchymale Stammzellen, die aus Wharton-Gelee gewonnen werden (WJ-MSCs). UCA-PSCs und UCV-PSCs sind Perizyten, die aus perivaskulären Regionen stammen, die Vorläufer von MSCs sind. Die Isolierung und Kultivierung der drei Zellarten ist eine wichtige Quelle für die Untersuchung der Stammzelltransplantation und -reparatur. Das vorliegende Protokoll konzentriert sich auf die Isolierung und Kultivierung von Zellen durch mechanische Trennung, adhärente Kultur und Zellauskriechen. Durch diese Technik können die drei verschiedenen Arten von Stammzellen gewonnen werden. Zelloberflächenmarker wurden mittels Durchflusszytometrie nachgewiesen. Die Stammzellen wurden durch adiogene, osteogene und neuronale Differenzierung auf ein Multilinien-Differenzierungspotenzial nachgewiesen, was mit dem Phänotyp der MSCs übereinstimmt. Dieses experimentelle Protokoll erweitert die Quelle von UC-MSCs. Darüber hinaus bietet die Zellisolierungsmethode eine Grundlage für weitere Studien der regenerativen Medizin und anderer Anwendungen.

Einleitung

Mesenchymale Stammzellen (UC-MSCs) der menschlichen Nabelschnur werden in der regenerativen Medizin aufgrund ihrer nicht-invasiven Wirkung, ihrer geringen Immunogenität und ihres Mangels an ethischen Streitigkeiten häufig eingesetzt1. In vielen Studien können sich UC-MSCs, die aus Wharton-Gelee (WJ) isoliert wurden, an die Wand anheften, eine Mehrfachdifferenzierung durchlaufen und Marker von mesenchymalen Stammzellen (MSCs) exprimieren2. Fast alle MSCs stammen jedoch aus der perivaskulären Region3. Perizyten, als Untergruppe der perivaskulären Zellen, sind Vorläuferzellen von MSCs4. Daher können UC-MSCs aus der Nabelschnur WJ, den Nabelarterien (UCAs) und der Nabelvene (UCV) isoliert werden, die als UCA-PSCs, UCV-PSCs bzw. WJ-MSCs bekannt sind5. Diese Methode zielte darauf ab, die drei verschiedenen Arten von Stammzellen zu isolieren und zu kultivieren. Die Isolierung und Kultur von UCA-PSCs, UCV-PSCs und WJ-MSCs sind sehr wichtig, um mehr Quellen für MSCs bereitzustellen.

Die vorliegende Studie beschreibt die Isolierung, Kultur und zukünftige Anwendung von UCA-PSCs, UCV-PSCs und WJ-MSCs, die zelluläre Adhäsion aufweisen, die Marker von MSCs exprimieren und eine multidirektionale Differenzierung aufweisen. Die isolierten Stammzellen wurden mikroskopisch beobachtet und Zellkultur, Zellpassage, Kryokonservierung und Zellrückgewinnung unterzogen. Der Grund für die Anwendung dieser Technik waren Zellen, die aus dem Gewebe herauskriechen. Im Vergleich zu den bisherigen Methoden, wie z.B. der Durchflusszytometrie oder immunmagnetischen Bead-Techniken, die aufwendig und teuer waren6, können die US-MSCs durch die adhärente Trenn- und Zellkriechenmethode massiv isoliert werden; Diese wurden in der vorangegangenen Studieverwendet 5. Die abgeleiteten Stammzellen wurden durchflusszytometrisch analysiert, um festzustellen, ob diese Zellen MSC-Marker exprimieren. Es wurde eine multidirektionale Differenzierung der Stammzellen eingeführt, um festzustellen, ob die drei Zellarten das Potenzial haben, sich in Adipozyten, Osteoblasten und Neuroblasten zu differenzieren. Die Isolierung und Kultivierung von drei Arten von Stammzellen aus der Nabelschnur waren wichtig für den klinischen Einsatz und hilfreich für Forscher für vielfältige zukünftige Anwendungen.

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Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden von der Ethikkommission für klinische Forschung, Third Affiliated Hospital, Soochow University, genehmigt. Die schriftliche Einwilligung der Probanden nach Aufklärung wurde eingeholt. Personen mit einer vaginalen Entbindung oder einem Kaiserschnitt wurden in die vorliegende Studie eingeschlossen, um die Nabelschnur zu erhalten. Die Nabelschnur stammt von gesunden Neugeborenen ohne geschlechtsspezifische Vorurteile. Das Neugeborene hatte einen Apgar-Score von 8-10. Der Apgar-Score ist ein Schnelltest für Neugeborene, die kurz nach der Geburt verabreicht werden. Bei diesem Test werden der Muskeltonus, die Herzfrequenz und andere Anzeichen eines Babys überprüft, um festzustellen, ob eine zusätzliche medizinische Versorgung oder eine Notfallversorgung erforderlich ist7. Auf der anderen Seite wurden Patienten mit schweren Erkrankungen wie Herz-, Leber-, Nieren- oder anderen Infektionskrankheiten von der vorliegenden Studie ausgeschlossen.

1. Entnahme der menschlichen Nabelschnur

  1. Legen Sie die Nabelschnur des Neugeborenen in phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) und transportieren Sie sie bei 4 °C.
    HINWEIS: In der vorliegenden Studie wurden drei Nabelschnüre von drei Spendern verwendet.
  2. Entnehmen Sie das Nabelschnurblut sofort unter sterilen Bedingungen und schneiden Sie entlang der Längsachse der Blutgefäße in 20 cm Entfernung der Nabelschnur. Trennen Sie die entsprechenden 20 cm der Nabelarterien und der Vene und entfernen Sie vorsichtig das Wharton-Gelee auf der Oberfläche.
    HINWEIS: Aus jeder Region wurden Explantatkulturen gewonnen, die in kleine Stücke (1-2 mm3) gehackt wurden, um eine Kreuzkontamination zwischen den drei Arten von Stammzellen zu vermeiden.
  3. Schneiden Sie die Nabelarterien, die Vene und das Wharton-Gelee auf eine Größe von 1-2 mm3 und impfen Sie sie in 100 mm Zellkulturschalen. Führen Sie die Inokulation der Nabelarterien, der Vene und des Wharton-Gelees mit einer Pinzette nach einem zuvor veröffentlichten Berichtdurch 5. Die 100 mm Kulturplatten nicht vorbeschichten.
    HINWEIS: Das Intervall zwischen den Nabelarterien, der Vene oder dem Wharton-Gelee betrug etwa 1 cm. Eine zu lange Entnahmezeit vor der Zelltrennung kann die Lebensfähigkeit und Menge der Zellen beeinträchtigen. Es wird empfohlen, die Arterien und die Vene sofort von der Nabelschnur zu trennen. Die Abholzeit betrug bis zu 4 h.

2. Isolierung und Kultivierung von UCA-PSCs, UCV-PSCs und WJ-MSCs

  1. Stellen Sie die Zellkulturschalen 3 Stunden lang kopfüber in einen 5 %CO 2 -Inkubator bei 37 °C, um sicherzustellen, dass die Nabelarterien, die Vene und das Wharton-Geleegewebe fest an den Zellkulturschalen haften, bevor das Kulturmedium hinzugefügt wird.
    1. Nach 3 Stunden stellen Sie die Zellkulturschalen wieder in den normalen Platz. Geben Sie 5 ml Zellkulturmedium (LG-DMEM, 10 % FBS, 100 IE/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin, siehe Materialtabelle) in die Zellkulturschale.
  2. Geben Sie 3 ml bzw. 2 ml des Kulturmediums am 3. bzw. 7. Tag der ersten Woche in die Zellkulturschale. Achten Sie darauf, die Gewebeblöcke der Nabelschnurarterien, der Venen und des Wharton-Gelees nicht zu berühren.
  3. Wechseln Sie in der zweiten Woche zweimal die Hälfte des flüssigen Mediums und in der dritten Woche zweimal das gesamte flüssige Medium.
  4. Beobachten Sie, wie die Zellen etwa 7 Tage nach der Kultur aus den Gewebeblöcken kriechen, und verwerfen Sie die Gewebeblöcke, wenn die Zellen nach ~2 Wochen zu 80 % verschmolzen sind.
    1. Wenn die Zellen zu 100 % verschmolzen sind, passieren Sie sie in einem Verhältnis von 1:3 mit 2 ml 0,05 % Trypsin nach Zentrifugation bei 600 x g für 4 min bei Raumtemperatur.
      HINWEIS: Die primären Zellen, die aus einer Nabelschnur isoliert wurden, waren etwa 2 x 106 UCA-PSCs, 1 x 106 UCV-PSCs und 2 x 106 WJ-MSCs. Die 2 x 106 UCA-PSCs, 1 x 106 UCV-PSCs und 2 x 106 WJ-MSCs wurden aus 20 cm Nabelschnur isoliert. Die Zellen krochen in allen drei Nabelschnüren heraus, was darauf hindeutete, dass die Ergebnisse zwischen den Isolierungen wiederholbar waren.
    2. Die Zellen unter Beibehaltung einer Konzentration von 5 x 105/100cm2 in der Kulturschale aussäen. Bewahren Sie die 5 x 105 Zellen in 1 mL Kryokonservierungslösung (90% FBS, 10% DMSO) auf. In der vorliegenden Studie wurden Zellen der dritten bis fünften Passage verwendet.

3. Nachweis von MSC-Oberflächenmarkern mittels Durchflusszytometrie

  1. Verdauen Sie die Zellen der dritten Generation mit 0,05 % Trypsin, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. Die Zellen werden bei 600 x g für 4 min bei Raumtemperatur zentrifugiert und der Zellüberstand mit einer Pasteurpipette entsorgt. Dann resuspendieren Sie 1 x 105 Zellen in 100 μl PBS (1% FBS). Bestimmt die Zellzahl, indem die Zellen mit einem Hämozytometer nach einem zuvor veröffentlichten Bericht gezähltwerden 8.
  2. Inkubieren Sie die 1 x 105 Zellen mit verschiedenen Phycoerythrin-Antikörpern gegen CD13 (FITC, 0,1 mg/mL), CD34 (FITC, 0,1 mg/mL), CD45 (FITC, 0,1 mg/mL), CD73 (FITC, 0,1 mg/mL) und HLA-DR (FITC, 0,1 mg/mL) im Dunkeln für 30 min. Für Kontrollen werden 1 x 105 Zellen mit FITC-IgG (FITC Mouse Anti-Human IgG, 0,1 mg/ml) inkubiert (siehe Materialtabelle).
  3. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 600 x g für 4 min bei Raumtemperatur und entsorgen Sie dann den Zellüberstand mit einer Pasteurpipette. 1 x 105 Zellen in 500 μl PBS (1 % FBS) resuspendieren, mittels Durchflusszytometrie nachweisen und mit FlowJo2 analysieren (siehe Materialtabelle).

4. Differenzierung von UCA-PSCs, UCV-PSCs und WJ-MSCs in Adipozyten

  1. Die Zellen der dritten Generation werden in 24-Well-Platten mit einer Dichte von 6 x 104 Zellen/cm2 mit 500 μl Zellmedium (LG-DMEM, 10 % FBS, 100 IE/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin, siehe Materialtabelle) pro Vertiefung in einem 5 % CO2 - Inkubator bei 37 °C inokuliert.
  2. Wechseln Sie das Zellmedium nach 24 h und wechseln Sie die Kontrollgruppe auf Zellmedium (LG-DMEM, 10 % FBS, 100 IE/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin). Führen Sie die Experimente durch, nachdem die Zellen zu 80 % in 24-Well-Platten verschmolzen sind.
    HINWEIS: Die Zellen in den Gruppen, die die Adipogenese induzierten, wurden auf ein adipogenes Induktionsmedium umgestellt (adipogenes Differenzierungskit, siehe Materialtabelle). Das Medium der Zellen wurde in beiden Gruppen alle 3 Tage gewechselt.
  3. Beobachten Sie Lipidtröpfchen in Zellen etwa 21 Tage nach der Induktion in der adipogenen Induktionsgruppe und beenden Sie dann die adipogene Induktion.
    HINWEIS: Das adipogene Medium wurde durch Zellkulturmedium ersetzt, um die adipogene Induktionzu beenden 2,5. Darüber hinaus zeigten die Zellen in der Kontrollgruppe keine signifikante Veränderung.
  4. Waschen Sie die Zellen dreimal 5 min lang mit PBS und fixieren Sie sie dann 15 min lang mit 4% Paraformaldehyd bei Raumtemperatur. Waschen Sie dann die Zellen dreimal mit PBS für jeweils 5 Minuten.
  5. Entsorgen Sie das PBS und trocknen Sie die Zellen ca. 20 Minuten lang bei Raumtemperatur. Geben Sie dann 500 μl ölrote O-Lösung (0,5 %) (siehe Materialtabelle) für 10 Minuten in die Vertiefung.
  6. Entfernen Sie die ölrote O-Lösung und waschen Sie die Zellen dreimal für jeweils 5 Minuten mit PBS. Beobachten Sie die Zellen unter dem Mikroskop.

5. Differenzierung der Stammzellen in Osteoblasten

  1. Geben Sie 500 μl 0,1 % Gelatine (siehe Materialtabelle) pro Well in 24-Well-Kulturplatten und entsorgen Sie sie nach 30 Minuten.
  2. Imimpieren Sie 6 x 104/cm2 Zellen der dritten Generation in 24-Well-Kulturplatten und geben Sie 500 μl Zellkulturmedium oder osteogenes Induktionsmedium (Osteogenic Differentiation Kit, siehe Table of Materials) in jede Vertiefung in einem 5 % CO2 -Inkubator bei 37 °C. In der Kontrollgruppe ist das Zellkulturmedium alle 3 Tage zu wechseln, während in der osteogenen Differenzierungsgruppe alle 3 Tage das osteogene Induktionsmedium ausgetauscht wird.
  3. Überprüfen Sie nach 3-4 Wochen auf schwarze Kalziumablagerungen in den Zellen. Waschen Sie die Mulde dreimal für jeweils 5 Minuten mit PBS.
  4. Fixieren Sie die Zellen 15 min lang bei Raumtemperatur mit 4% Paraformaldehyd und waschen Sie sie dreimal für jeweils 5 min mit PBS. Geben Sie die Alizarinrot-Färbelösung (1%) für 20 Minuten bei Raumtemperatur in die Vertiefung und entsorgen Sie sie dann.
  5. Nach 30 min Trocknung bei Raumtemperatur die Zellen unter dem Mikroskop beobachten.

6. Differenzierung der Stammzellen in Neuronen

  1. Die 6 x 104/cm2 Zellen der dritten Generation wurden in 24-Well-Kulturplatten geimpft, wobei die mit L-Polylysin behandelten sterilen Deckfolien ersetzt wurden. Legen Sie die Zellkletterblätter (siehe Materialtabelle) in die 24-Well-Platten, um die Zellen in Neuronen zu differenzieren. Kultivieren Sie die Zellen auf den Zellkletterblättern.
  2. Geben Sie dann 500 μl Zellkulturmedium in die Vertiefung und ersetzen Sie das Zellkulturmedium nach 24 h durch 500 μl neurogenes Induktionsmedium9 (siehe Materialtabelle).
  3. Nach 24-stündiger Induktion werden der Lösung 10-7 mol/l ATRA und 10 ng/ml bFGF (siehe Materialtabelle) zugesetzt, um die induzierte Differenzierung der Neuronen aufrechtzuerhalten.
  4. Beenden Sie die Induktion, wenn offensichtliche zelluläre Synapsen gebildet werden. Überprüfen Sie die offensichtlichen zellulären Synapsen mit Hilfe der Mikroskopietechnik (siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: Die Immunfluoreszenzfärbung wurde verwendet, um neuronenspezifische Marker der neuronenspezifischen Enolase (NSE, siehe Materialtabelle) zu identifizieren, die ein Marker für Neuronenist 2.
  5. Führen Sie eine konfokale Bildgebung an den Zellkletterblättern durch.

7. Immunfluoreszenz-Färbung

  1. Nach dem Verwerfen der Zellkulturlösung waschen Sie die Zellen dreimal für jeweils 5 min mit 500 μl PBS.
  2. Geben Sie dann 500 μl 4% Paraformaldehyd in die Vertiefung und fixieren Sie die Zellen 45 Minuten lang bei Raumtemperatur.
  3. Waschen Sie die Zellen dreimal für jeweils 5 Minuten mit PBS.
  4. Permeabilisieren Sie die Zellen mit 100 μL 0,5% Triton-X bei Raumtemperatur für 5 min.
  5. Waschen Sie die Zellen mit 500 μL PBS mit 1% BSA dreimal für jeweils 5 min.
  6. Inkubieren Sie die Zellen mit 500 μl PBS mit 3 % BSA und 0,1 % Triton X-100 pro Vertiefung bei 37 °C für 45 Minuten, um die unspezifische Bindungsstelle zu blockieren.
  7. Der Primärantikörper gegen NSE (1:100, siehe Materialtabelle) wird mit PBS (1:100) verdünnt, das 1 % BSA und 0,1 % Triton X-100 enthält, und die Zellen werden über Nacht bei 4 °C mit dem Primärantikörper inkubiert.
  8. Nach dem Verwerfen des Primärantikörpers werden die Zellen dreimal für jeweils 5 Minuten mit 500 μl PBS mit 1 % BSA gewaschen.
  9. Verdünnen Sie den fluoreszierenden Sekundärantikörper (goat Anti-Mouse IgG H&L, Alexa Fluor 488, siehe Materialtabelle) mit PBS (1:200) mit 1 % BSA und 0,1 % Triton X-100 bei 1:200 und inkubieren Sie die Zellen mit dem Sekundärantikörper bei 37 °C im Dunkeln für 60 min.
  10. Waschen Sie die Zellen mit 500 μL PBST (PBS enthält 0,1 % Tween-20) pro Vertiefung dreimal im Dunkeln für jeweils 5 Minuten.
  11. Geben Sie dann 200 μl DAPI-Färbung (PBST verdünnt, 0,1 μg/ml) in die Vertiefung, um den Zellkern bei Raumtemperatur ohne Licht 5 Minuten lang zu färben.
  12. Waschen Sie die Zellen mit 500 μL PBST dreimal im Dunkeln für jeweils 5 min.
  13. Geben Sie das Antifluoreszenzlöschmittel auf den Objektträger und decken Sie den Objektträger dann vorsichtig mit einem Deckglas ab. Gib Nagellacktropfen um das Deckglas, um es zu fixieren.
  14. Betrachten Sie das Glas mit einem konfokalen Lasermikroskop. Verwenden Sie die folgenden Mikroskopieeinstellungen: grüner Kanal mit 488 nm Laser und DAPI-Kanal mit 405 nm.

8. Proliferations-Assay

  1. 2 x 103 Zellen pro Well in 96-Well-Platten aussäen. Geben Sie 100 μl Zellkulturmedium in jede Vertiefung.
  2. Geben Sie 10 μl Zellzählkit-8 (CCK-8, siehe Materialtabelle) in jede Vertiefung.
  3. Messen Sie nach 2 Tagen Inkubation den OD-Wert bei 450 nm auf einem Mikroplatten-Reader an den Tagen 1-7.
  4. Analysieren Sie die OD-Werte der verschiedenen Stammzelltypen mit Hilfe einer statistischen Software (siehe Materialtabelle) und stellen Sie sie als Mittelwert ± SD dar. Führen Sie eine unidirektionale Varianzanalyse (ANOVA) durch. Betrachten Sie den P-Wert < 0,05 als statistisch signifikant.

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Ergebnisse

Isolierung und Kultur von UCA-PSCs, UCV-PSCs und WJ-MSCs aus der Nabelschnur
Die Nabelarterien, die Nabelvene und das Wharton-Gelee wurden mechanisch von der Nabelschnur getrennt und in 2-3 cm3 Stücke geschnitten. Der Abstand zwischen Arterien, Venen oder Wharton-Gelee-Gewebeblöcken betrug etwa 1 cm und war in einer Quincunx-Form angeordnet (Abbildung 1A-C). Die drei Arten von Stammzellen wurden durch eine gewebegebundene Kultu...

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Diskussion

In dieser Studie wurden drei verschiedene Arten von Zellen aus den Nabelschnurarterien, der Vene und dem Wharton-Gelee isoliert. Die Nabelschnur war Lieferabfall, und ihre Verwendung war einfach, sicher und ohne ethische Streitigkeiten5. UC-MSCs sind originell und haben eine starke Differenzierungsfähigkeit1. Frühere Studien haben gezeigt, dass die Menge an UC-MSCs, die durch die Kollagenase-, Trypsin- und Hyaluronidase-Verdauungsmethode au...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken der Unterstützung durch das Grundlagenforschungsprojekt des Changzhou Science and Technology Bureau unter der Fördernummer CJ20200110 (an YJY), der National Nature Science Foundation of China (82001629, XQS), dem Youth Program of Natural Science Foundation der Provinz Jiangsu (BK20200116, XQS) und der Postdoctoral Research Funding der Provinz Jiangsu (2021K277B, XQS).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Adipogenes DifferenzierungskitGibcoA1007001Multidirektionale Differenzierung
Alizarinrot-FärbelösungSigmaA5533Multidirektionale Differenzierung
Antikörper gegen CD13Thermo Fisher ScientificMA1-12034
Durchflussanalyse Antikörper gegen CD34BD Biosciences560942Durchflussanalyse
Antikörper gegen CD45BD Biosciences561865Durchflussanalyse
Antikörper gegen CD73BD Biosciences940294Durchflussanalyse
Antikörper gegen HLA-DRBD Biosciences555560Durchflussanalyse
Anti-Fluoreszenz-QuenchmittelAbcamAB103748Immunfluoreszenz
Anti-Maus IgG H& L (Alexa Fluor 488)abcamab150113Multidirektionale Differenzierung
ATRASTEMCELL Technologies302-79-4Zellkultur
bFGFGibco13256029Multidirektionale Differenzierung
BSASigmaV900933Immunfluoreszenz
ZellinkubatorThermo Fisher ScientificHERAcell 240iZellkultur
Zellzähl-Kit-8DojindoCK04Zellproliferation
ZentrifugeThermo Fisher ScientificSorvall™ MTX-150Zellkultur
DAPISigma10236276001Immunfluoreszenz
DMSOSigmaD1435Zellkultur
FBSGibco10099141Zellkultur
FITC Maus Anti-Human IgGBD Biosciences560952Durchflussanalyse
DurchflusszytometerThermo Fisher ScientificA24864Durchflussanalyse
FluoreszenzmikroskopThermo Fisher ScientificIM-5Durchflussanalyse
GelatinSigma48722Multidirektionale Differenzierung
Leica MikroskopLeicaDM500Multidirektionale Differenzierung
LG-DMEM MediumGibco11-885-084Zellkultur
Mikroplatten-ReaderThermo Fisher ScientificA51119500CZellproliferation
Neurogene InduktionGibcoA1647801Multidirektionale Differenzierung
Öl rot O-LösungSigmaO1516Multidirektionale Differenzierung
Osteogene InduktionCyagenHUXXC-90021Multidirektionale Differenzierung
ParaformaldehydSangon Biotech30525-89-4
Immunfluoreszenz-Pasteur-PipetteBiosharpBS-XG-03LZellkultur
PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung)
Penicillin-Streptomycin-Hyclone-SV30010-Zellkultur
Primärer Antikörper gegen NSESanta Cruz Biotechnologiesc-292097Multidirektionale Differenzierung
SPSS 22.0IBMSPSS 22.0Statistische Analyse
Die ZellkletterblätterCITOTEST Scientific80346-0910Multidirektionale Differenzierung
TritonX-100Sangon Biotech9002-93-1Immunfluoreszenz
TrypsinGibco25300120Zellkultur
Hyclone-SH30256.LS-Zellkultur

Referenzen

  1. Zhang, Y., et al. Comparison of the biological characteristics of umbilical cord mesenchymal stem cells derived from the human heterosexual twins. Differentiation. 114, 1-12 (2020).
  2. Yang, Y., et al. Transplantation of umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on a collagen scaffold improves ovarian function in a premature ovarian failure model of mice. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Animal. 55 (4), 302-311 (2019).
  3. Sepulveda, R. V., et al. Canine umbilical cord perivascular tissue: A source of stem cells for therapy and research. Research in Veterinary Science. 129, 193-202 (2020).
  4. Ahmed, T. A., Shousha, W. G., Abdo, S. M., Mohamed, I. K., El-Badri, N. Human adipose-derived pericytes: biological characterization and reprogramming into induced pluripotent stem cells. Cellular Physiology and Biochemistry. 54 (2), 271-286 (2020).
  5. Xu, L., et al. Different angiogenic potentials of mesenchymal stem cells derived from umbilical artery, umbilical vein, and Wharton's jelly. Stem Cells International. 2017, 3175748(2017).
  6. Garikipati, V. N. S., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from human fetus heart. PLoS ONE. 13 (2), -192244(2018).
  7. Simon, L. V., Hashmi, M. F., Bragg, B. N. APGAR Score. StatPearls. , Treasure Island, FL. (2022).
  8. Adler, E. M., Gough, N. R., Blundon, J. A. Differentiation of PC12 cells. Science's STKE. 2006 (351), (2006).
  9. Liang, X., et al. Bisphenol A and several derivatives exert neural toxicity in human neuron-like cells by decreasing neurite length. Food and Chemical Toxicology. 135, 111015(2020).
  10. Salehinejad, P., et al. Comparison of different methods for the isolation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton's jelly. In Vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 48 (2), 75-83 (2012).
  11. Ding, D. C., Chang, Y. H., Shyu, W. C., Lin, S. Z. Human umbilical cord mesenchymal stem cells: a new era for stem cell therapy. Cell Transplant. 24 (3), 339-347 (2015).
  12. Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
  13. Esteves, C. L., et al. Equine mesenchymal stromal cells retain a pericyte-like phenotype. Stem Cells and Development. 26 (13), 964-972 (2017).
  14. Nagamura-Inoue, T., He, H. Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World Journal of Stem Cells. 6 (2), 195-202 (2014).
  15. Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 2013, 916136(2013).
  16. Carvalho, M. M., Teixeira, F. G., Reis, R. L., Sousa, N., Salgado, A. J. Mesenchymal stem cells in the umbilical cord: phenotypic characterization, secretome and applications in central nervous system regenerative medicine. Current Stem Cell Research & Therapy. 6 (3), 221-228 (2011).
  17. Harichandan, A., Sivasubramaniyan, K., Buhring, H. J. Prospective isolation and characterization of human bone marrow-derived MSCs. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 129, 1-17 (2013).
  18. Zhang, H., et al. Acceleration of fracture healing by overexpression of basic fibroblast growth factor in the mesenchymal stromal cells. STEM CELLS Translational Medicine. 6 (10), 1880-1893 (2017).
  19. Caplan, A. I. New MSC: MSCs as pericytes are Sentinels and gatekeepers. Journal of Orthopaedic Research. 35 (6), 1151-1159 (2017).
  20. Caplan, A. I. MSCs: the sentinel and safe-guards of injury. Journal of Cellular Physiology. 231 (7), 1413-1416 (2016).
  21. Tigges, U., Komatsu, M., Stallcup, W. B. Adventitial pericyte progenitor/mesenchymal stem cells participate in the restenotic response to arterial injury. Journal of Vascular Research. 50 (2), 134-144 (2013).
  22. Herrmann, M., et al. Pericyte plasticity-comparative investigation of the angiogenic and multilineage potential of pericytes from different human tissues. European Cells and Materials. 31, 236-249 (2016).
  23. Ahmed, T. A., El-Badri, N. Pericytes: The role of multipotent stem cells in vascular maintenance and regenerative medicine. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1079, 69-86 (2018).
  24. Greenberg, J. I., et al. A role for VEGF as a negative regulator of pericyte function and vessel maturation. Nature. 456 (7223), 809-813 (2008).
  25. Lin, S. L., et al. Targeting endothelium-pericyte cross talk by inhibiting VEGF receptor signaling attenuates kidney microvascular rarefaction and fibrosis. American Journal of Pathology. 178 (2), 911-923 (2011).
  26. Failla, C. M., Carbo, M., Morea, V. Positive and negative regulation of angiogenesis by soluble vascular endothelial growth factor receptor-1. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1306(2018).
  27. Kim, J. M., et al. Perivascular progenitor cells derived from human embryonic stem cells exhibit functional characteristics of pericytes and improve the retinal vasculature in a rodent model of diabetic retinopathy. STEM CELLS Translational Medicine. 5 (9), 1268-1276 (2016).
  28. Mills, S. J., Cowin, A. J., Kaur, P. Pericytes, mesenchymal stem cells and the wound healing process. Cells. 2 (3), 621-634 (2013).
  29. Dar, A., et al. Multipotent vasculogenic pericytes from human pluripotent stem cells promote recovery of murine ischemic limb. Circulation. 125 (1), 87-99 (2012).

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Nabelschnur StammzellenWharton Jellyperivaskul re StammzellenZellisolationadh rente Kulturmechanische TrennungDurchflusszytometriemultilineage Differenzierungregenerative Medizin

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