Methodenartikel

Sammlung und Langzeitpflege von Blattschneiderameisen (Atta) unter Laborbedingungen

DOI:

10.3791/64154

30. August 2022

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Hier wird ein Protokoll beschrieben, um gesunde Atta-Ameisenkolonien (Hymenoptera: Formicidae) unter Laborbedingungen erfolgreich zu sammeln und zu erhalten. Darüber hinaus werden verschiedene Nesttypen und -konfigurationen sowie mögliche experimentelle Verfahren beschrieben.

Zusammenfassung

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Ameisen sind eine der artenreichsten Tiergruppen auf dem Planeten und bewohnen verschiedene Umgebungen. Die Erhaltung von Ameisenkolonien in kontrollierten Umgebungen ermöglicht ein erweitertes Verständnis ihrer Biologie, das zur angewandten Forschung beitragen kann. Diese Praxis wird in der Regel in Populationskontrollstudien von Arten angewendet, die wirtschaftliche Verluste verursachen, wie z. B. Atta-Ameisen. Um ihren mutualistischen Pilz zu kultivieren, sammeln diese Blattschneiderameisen Blätter und gelten daher als landwirtschaftliche Schädlinge, die auf dem gesamten amerikanischen Kontinent weit verbreitet sind. Sie sind sozial hoch organisiert und bewohnen ausgeklügelte unterirdische Nester, die aus einer Vielzahl von Kammern bestehen. Ihre Aufrechterhaltung in einer kontrollierten Umgebung hängt von einer täglichen Routine mit mehreren Verfahren und häufiger Pflege ab, die hier beschrieben werden. Es beginnt mit dem Sammeln von Königinnen während der Fortpflanzungszeit (d.h. Hochzeitsflug), die dann einzeln in Plastikbehälter umgefüllt werden. Aufgrund der hohen Sterblichkeitsrate von Königinnen kann eine zweite Sammlung etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug durchgeführt werden, wenn beginnende Nester mit entwickeltem Pilz ausgehoben, von Hand gepflückt und in Plastikbehälter gelegt werden. Im Labor werden täglich Blätter an etablierte Kolonien geliefert, und ameisenproduzierte Abfälle werden wöchentlich zusammen mit restlichem trockenem Pflanzenmaterial entfernt. Da der Pilzgarten weiter wächst, werden die Kolonien je nach Versuchszweck in verschiedene Arten von Behältern überführt. Blattschneiderameisenkolonien werden in miteinander verbundenen Behältern platziert, die das Organisationssystem mit funktionalen Kammern darstellen, die von diesen Insekten in der Natur gebaut wurden. Dieses Setup ist ideal, um Faktoren wie Abfallmenge, Pilzgartengesundheit und das Verhalten von Arbeitern und Königinnen zu überwachen. Eine erleichterte Datenerfassung und detailliertere Beobachtungen gelten als der größte Vorteil der Haltung von Ameisenkolonien unter kontrollierten Bedingungen.

Einleitung

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Ameisen bilden eine vielfältige Gruppe von Individuen, die einen Einfluss auf die meisten terrestrischen Umgebungen ausüben1. Sie fungieren als effiziente Ausbreiter 2,3,4, Räuber5 und Ökosystemingenieure 6,7,8,9,10, was ihre Bedeutung und ihren ökologischen Erfolg für natürliche Ökosysteme unterstreicht. Alle Ameisenarten werden als eusoziale Insekten klassifiziert; Ihre soziale Organisation variiert jedoch stark zwischen verschiedenen Artengruppen, d.h. Arbeitsteilungssysteme, funktionelle Gruppen, Kommunikation zwischen Individuen, Futterorganisation, Koloniegründung und Fortpflanzungsprozess11. Als stark diversifizierte Gruppe greifen sie auf verschiedene Nahrungsressourcen und spezialisiertes Fressverhalten zurück. In der Tat war die Landwirtschaft nicht nur ein großer Schritt für die menschliche Zivilisation, sondern auch für Ameisenarten. Vor etwa 55 bis 65Millionen Jahren begannen Ameisen, Pilze zu kultivieren und in eine fast ausschließliche Ernährung einzubauen. Sie spezialisierten sich so sehr, dass sie strenge, abhängige und obligatorische Interaktionen entwickelten, die als Symbiose klassifiziert wurden, bei denen ein Individuum ohne das andere nicht überlebt.

Ameisen mit niedrigerem Pilzwachstum sammeln und verarbeiten totes organisches Material, wie z. B. Fragmente von verrottenden Blättern, um ihren mutualistischen Pilz zu züchten. während höhere pilzwachsende Ameisen frisches Pflanzenmaterial ernten und damit eines der erfolgreichsten symbiotischen natürlichen Systeme bilden13. Diese hochspezialisierte Landwirtschaftstechnik ermöglichte es ihnen, eine neue Nische zu erobern. Die höheren Attinenameisen umfassen die Blattschneiderameisen, eine monophyletische Gruppe, die zwischen 19 Ma (15-24 Ma) und 18 Ma (14-22 Ma)14,15,16 erwächst und aus vier gültigen Gattungen besteht: Atta Fabricius, Acromyrmex Mayr, Amoimyrmex Cristiano und Pseudoatta Gallardo. Das Blattschneider-Landwirtschaftssystem, das von den Blattschneiderameisen durchgeführt wurde, entwickelte sich aus abgeleiteten landwirtschaftlichen Systemen17. Die meisten dieser Arten nutzen ausschließlich die mutualistische Pilzart Leucoagaricus gongylophorus Singer 18 (auch Leucocoprinus gongylophorus Heim 19 genannt), was einen signifikanten evolutionären Übergang markiert 11. Die Pilzsorten werden vertikal übertragen, von den ursprünglichen Nestern auf die Nachkommen, was darauf hindeutet, dass sie klonal vermehrt werden20.

Bemerkenswert ist, dass die Atta-Gesellschaften eine komplexe Organisationsstruktur entwickelten, die in ihrer Umgebung von enormer Bedeutung war und für Myrmekologen von großem Interesse war. Ihre Population kann sich aus Millionen von Individuen zusammensetzen, von denen die meisten sterile Arbeiterinnen sind, die einen akzentuierten Polymorphismus aufweisen, d.h. eine ausgeprägte Größe und anatomische Morphologie. Die Bevölkerung unterscheidet sich nach Alter, physiologischem Zustand, morphologischem Typ, Verhaltensweisen und spezialisierten Aktivitäten in der Kolonie21. Arbeiter können in Gärtner und Krankenschwestern, Nestgeneralisten, Sammler und Bagger sowie Verteidiger oder Soldaten unterschieden werden21. Diese Organisation ermöglicht die Durchführung von Aufgaben in Kooperation und ein selbstorganisierendes System, das hochgradig strukturierte kollektive Verhaltensweisen erzeugen kann, die es ihnen ermöglichen, effizient auf Umweltstörungen zu reagieren22.

Die Rolle der Bevölkerungserneuerung wird von einer einzigen Königin (d.h. monogyn) gespielt, solange sie lebt, die die permanente reproduktive Kaste22 bildet. Es ist bekannt, dass Atta-Königinnen mehr als 20 Jahre alt werden und während ihrer gesamten Lebensdauer Eier legen23. Da die Königin unersetzlich ist, ist ihre Ausdauer entscheidend für das Überleben der Kolonie 13,20,23,24. Dennoch können Tausende von geflügelten reproduktiven Weibchen und Männchen während der Brutzeit im Nest gefunden werden, aber keines bleibt im ursprünglichen Nest und bildet eine temporäre Kaste22. In Atta sexdens Kolonien werden fast 3.000 reproduktive Weibchen und 14.000 reproduktive Männchen produziert25. Es tritt auf, wenn eine Kolonie die Geschlechtsreife erreicht, etwa 38 Monate nach ihrer Implementierung, und wird seitdem jährlich wiederholt, bis sieausgelöscht ist 23,25. Neue Atta-Kolonien werden durch Haplometrosis gegründet, bei der eine Königin ein neues Nest beginnt.

Wenn die Umweltbedingungen günstig sind, verlassen die Fortpflanzer das unterirdische Nest, um den Hochzeitsflug zu beginnen. Der Zeitraum seines Auftretens unterscheidet sich je nach Region und variiert je nach Art im Laufe des Jahres im gesamten brasilianischen Hoheitsgebiet. Dem Ereignis scheinen jedoch Regenfälle und eine Erhöhung der Luftfeuchtigkeit26 vorausgegangen zu sein, was mit der Erleichterung der Ausgrabung aufgrund der Bodenfeuchtigkeit22 zusammenhängen kann. Häufig werden 1-5 Wochen vor dem Hochzeitsflug die Nesteingänge und -kanäle verbreitert, um den fortpflanzungsfähigen Individuen die Abreise zu erleichtern. Bevor sie ihre Mutterkolonien verlassen, sammeln und lagern die geflügelten Weibchen in einer infrabukkalen Höhle einen Teil des mutualistischen Pilzes20,27. Während des Fluges werden mehrere Kopulation durchgeführt, und es wird berechnet, dass eine Königin bei einigen Arten von drei bis acht Männchen befruchtet werden kann (d. h. Polyandrie)28, wodurch die genetische Variabilität29 sichergestellt wird. Danach begeben sich die Königinnen auf den Boden und bevorzugen Standorte mit keiner oder nur geringer Vegetation25, wo sie ihre Flügel entfernen und ihre erste Nistkammer ausheben. Dies ist die einzige Zeit, in der Königinnen außerhalb des Nestes zu sehen sind. Obwohl Individuen der temporären Kaste in künstlichen Nestern gesehen wurden, ist nicht bekannt, ob eine erfolgreiche Kopulation (d.h. Hochzeitsflug) unter Laborbedingungen durchgeführt wurde24.

Der anfängliche Nestbau entspricht der wichtigsten Periode der Kolonie, die von 6 h bis 8 h23,25 dauern kann. In diesem Moment zieht sich die Königin in die erste Kammer zurück, und in wenigen Tagen beginnt die Eiablage. Die ersten Eier werden an das Myzel verfüttert, das die Königin würgt, was den Beginn des Pilzgartens der Kolonie markiert. Die ersten Larven erscheinen in etwa 25 Tagen22, und fast am Ende des ersten Monats besteht die Kolonie aus einer Matte aus wucherndem Pilz, in der Unreife (Eier, Larven und Puppen) nistet sind, und der Königin, die ihre ersten Nachkommen in Isolation aufzieht23. Eier sind auch die Nahrungsquelle der ersten Larven und werden von der Königin13 stark konsumiert. Zusätzlich versorgt sich die Königin mit Fettreserven und katabolisierenden Flügelmuskeln, die nicht mehr von Nutzen sind13. Die anfängliche Pilzkultur wird nicht konsumiert, da das Überleben der Kolonie von ihrer Entwicklung abhängt, und während dieser Zeit befruchtet die Königin sie mit Fäkalflüssigkeit13. Tage nach dem Schlüpfen öffnen die ersten Arbeiterinnen den Nesteingang und beginnen mit der Nahrungssuche im unmittelbaren Bereich des Nestes13. Sie enthalten das gesammelte Material als Substrat des Pilzgartens, der nun als Nahrung für die Arbeiter dient13,22. Vor der Zugabe in die Pilzkultur wird das von den Arbeiterinnen mitgeführte Pflanzenmaterial in winzige Stücke geschnitten und mit Fäkalflüssigkeitbefeuchtet 13. Die Ameisen manipulieren Pilzinokulum, um sein Wachstum zu erhöhen und zu kontrollieren, was zur Partitionierung großer Bodengrubenkammern dient, die auf die Konditionierung des Gartens spezialisiert sind 13,22,25.

Etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug enthalten A. sexdens Nester eine Pilzkammer und einige Kanäle. Die große Spezialisierung auf den Bau von Blattschneiderameisennestern wirkt als Abwehrmechanismus gegen natürliche Feinde und ungünstige Umweltfaktoren22. Es ist bekannt, dass Blattschneiderameisen den Pilzgarten fragmentieren und in Kammern mit hoher Luftfeuchtigkeit überführen, wenn die Kammern auszutrocknenbeginnen 13. Obwohl der Aushub des Nestes erhebliche Energiekosten verursacht, kehrt sich die investierte Energie in Vorteile für die Kolonie selbstum 22. Mit wenigen Ausnahmen stellen die Atta-Arten auch spezielle Kammern für die Abfälle der Kolonie her, die hauptsächlich aus abgereichertem Pilzsubstrat und Körpern toter Ameisen bestehen, sie vom Rest des Nestes isolieren und eine wichtige Strategie der sozialen Immunität etablieren30. Darüber hinaus manipuliert eine bestimmte Gruppe von Arbeitern den Müll direkt, um eine Kontamination anderer Personen zu vermeiden. Arbeiter suchen ständig nach Futter, um den Pilz zu nähren, der die Hauptnahrungsquelle der Kolonie ist. Sie können sich jedoch auch von Pflanzensaft ernähren, während sie Fragmente schneiden. Das Pflanzenmaterial wird sorgfältig für die Pflege des Pilzgartens ausgewählt und von vielen Faktoren wie Blattmerkmalen und Eigenschaften des Ökosystems beeinflusst13.

Die Futtersuchstrategie der Blattschneiderameisen zur Gewinnung von frischem Material ist sehr komplex und führt in Verbindung mit dem hohen Erntebedarf der etablierten Völker zu erheblichen wirtschaftlichen Verlusten für die landwirtschaftlichen Erzeuger und gefährdet die Wiederaufforstungsgebiete22,31. Daher können diese Ameisen in den meisten Gebieten, in denen sie anzutreffen sind, als Schädlinge eingestuft werden, von den südlichen Vereinigten Staaten bis zum Nordosten Argentiniens 11,13,22,32. Das Auslöschen problematischer Kolonien ist aufgrund der Reihe von Anpassungen, die der Biologie dieser Insekten innewohnen (d.h. soziale Organisation, Nahrungssuche, Pilzzucht, Hygiene und komplexe Neststrukturen), eine Herausforderung.33. Daher unterscheiden sich die Populationskontrollstrategien von denen, die im Allgemeinen auf andere Schadinsekten angewendet werden, und greifen hauptsächlich auf attraktive kontaminierte Köderangebotezurück 33,34. Da diese Ameisen jedoch sowohl für den Pilz als auch für die Kolonieindividuen schädliche Substanzen abstoßen und bewirtschaftete Felder gefährden können 33, werden ständig neue natürliche Verbindungen und Alternativen der Bekämpfung getestet33,35,36. Da die Versuchsergebnisse an felderprobten Kolonien kaum überwacht werden können, werden vorläufige Aufsätze in einer kontrollierten Umgebung durchgeführt.

Daher müssen experimentelle Protokolle an Interessengruppen angepasst werden, die den heterogenen Lebensstil von Ameisen berücksichtigen, Studien auf Artebene unterstützen und Kolonien als operative Einheiten berücksichtigen, bei denen eine Ameise ein Element eines komplexen Superorganismus ist11. Die bisher gesammelten Berichte über die Atta-Gattung machten es möglich, Kolonien unter Laborbedingungen erfolgreich zu sammeln und zu pflegen und ihre Grundbedürfnisse und ihre allgemeine Funktionsfähigkeit zu berücksichtigen. Basierend auf ihren natürlichen Prozessen wie Fortpflanzung, Koloniegründung und Fressverhalten wurde eine Routine von Praktiken entwickelt, die die langfristige Etablierung von Kolonien in verschiedenen Nesttypen ermöglicht. Hier wird ein Verfahrensprotokoll zur Haltung von Blattschneiderameisen im Labor beschrieben und beleuchtet mögliche allgemeine Forschung mit unterschiedlichen Experimentierzwecken und wissenschaftlicher Reichweite.

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Protokoll

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1. Sammlung von Königinnen

  1. Suchen Sie in der Literatur nach dem Zeitraum der Atta-Fortpflanzungssaison in der interessierenden Region. Das Auftreten der Fortpflanzungszeit, die Häufigkeit und die Tageszeit der Hochzeitsflüge variieren je nach regionalen Klimabedingungen (Tabelle 1). Obwohl sie in der Regel im Frühjahr stattfindet, müssen diese Informationen für den Ort gesammelt werden, an dem die Sammlung stattfinden soll 37,38,39,40,41,42,43,44,45,46.
  2. Identifizieren und markieren Sie Orte mit Atta-Nestern , die als mögliche Gebiete für das Sammeln von Königinnen und jungen Kolonien in Betracht kommen. Während der Hochzeitsflüge sind die Königinnen um die Nistplätze verstreut; Daher haben Gebiete mit einer größeren Anzahl von Kolonien höhere Chancen, Königinnenlandeplätze zu haben, an denen sie neue Nestausgrabungen initiieren.
  3. Überprüfen Sie die zuvor ausgewählten Bereiche auf Anzeichen eines Hochzeitsfluges während der Fortpflanzungszeit von Atta-Ameisen . Behalten Sie den Überblick über die Umweltbedingungen von Hochzeitsflugtagen, z. B. Hitze- und Regenwetter.
  4. Identifizieren Sie Blattschneiderameisennester in den zuvor ausgewählten Bereichen und suchen Sie nach äußeren Merkmalen, die auf die bevorstehende Abreise von geflügelten Fortpflanzungsameisen hinweisen. Zu den Nistmerkmalen gehören verbreiterte Tunneleingänge (Abbildung 1), ein erhöhter Fluss von Arbeitern, die aggressiveres Verhalten gegenüber möglichen Raubtieren zeigen, und geflügelte Fortpflanzungsameisen, die an Tunneleingängen auftreten (Abbildung 1). Hüten Sie sich vor Tagen mit hoher Luftfeuchtigkeit, die auf Regenfälle folgen, da sie in der Regel Hochzeitsflügen vorausgehen.
  5. Bereiten Sie Behälter mit Kunststoffdeckel mit einer unteren Gipsschicht vor, um die Königinnen einzeln zu halten. Stellen Sie sicher, dass das Behältervolumen ca. 200 ml beträgt und die Putzschicht an der Unterseite etwa 1 cm hoch ist und zur Feuchtigkeitskontrolle sehr saugfähig ist.
    HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten.
  6. Bereiten Sie eine Umgebung mit einer konstanten Temperatur von 23 ± 1 °C und ca. 70 % ± 10 % relativer Luftfeuchtigkeit vor. Wählen Sie einen Ort ohne intensive Aktivitäten und einen hohen Personenfluss, um Vibrationen und Störungen zu vermeiden. Verwenden Sie Reinigungsmittel mit neutralem Duft, um Störungen des Ameisenverhaltens zu vermeiden.
    HINWEIS: Schwankungen bestimmter Umgebungsbedingungen können zu Wasserkondensation oder Feuchtigkeitsverlust führen und den Pilzgarten beeinträchtigen.
  7. Sammeln Sie nach dem Hochzeitsflug flügellose Königinnen, die mit dem Nestaushub begonnen haben, und legen Sie sie einzeln vorsichtig in die mit einer Gipsschicht vorbereiteten Kunststoffbehälter. Vermeiden Sie es, die Königinnen mit bloßen Händen zu berühren und verwenden Sie Latexhandschuhe oder eine entomologischen Pinzette.
    HINWEIS: Flügelentfernung und Bodenaushub deuten auf reproduktive Weibchen hin, die bereits kopuliert haben und daher in der Lage sind, eine neue Kolonie zu gründen. Queens Collection wird auch als die erste Sammlung in diesem Werk behandelt.
  8. Bewegen Sie die Behälter mit den Königinnen an den Ort, an dem zuvor eine kontrollierte Umgebung ausgewählt wurde. Führen Sie den Transport von Königinnen mit äußerster Vorsicht durch, vermeiden Sie zu große Störungen und halten Sie eine minimale Temperaturkonstanz aufrecht.
  9. Manipulieren oder bewegen Sie die Königinnen ca. 3 Tage nach der Entnahme nicht, um Stress zu vermeiden.

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Abbildung 1. Der Nesteingang wurde mit geflügelten Ameisen und Arbeitern verbreitert. Verbreiterte Tunneleingänge sind eines der Nestmerkmale, die auf das Auftreten von Atta-Hochzeitsflügen hinweisen.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

2. Instandhaltung der Königinnen

  1. Geben Sie zunächst alle 2 Tage mit Hilfe einer Nadelspritze 2,5 ml Wasser in die Pflasterschicht des Empfängers.
    1. Anstatt den Behälterdeckel zu öffnen, stechen Sie die Behälterdeckel vorsichtig mit der Nadel durch, um Störungen durch Manipulation zu vermeiden. Das gleiche Loch kann während dieser Zeit verwendet werden. Achten Sie darauf, dass das zugeführte Wasser die Putzschicht nicht durchnässt. Vermeiden Sie es, die Königin, den anfänglichen Pilzschwamm und unreife Tiere direkt zu gießen. Solange der Pilzgarten ein trockenes Aussehen mit Wassermangel aufweist, bewässern Sie die Putzschicht.
  2. Prüfen Sie zwei Wochen nach der Entnahme, ob der Pilz von den Königinnen ausgewürgt wurde. Wenn kein Pilz vorhanden ist, übertragen Sie etwa 2 g Pilz, der aus einer etablierten Kolonie stammt. Führen Sie diesen Schritt auch durch, wenn sich der Pilz nicht entwickelt.
    HINWEIS: Für die Pilzübertragung ist es notwendig, gesunden Pilz aus einer etablierten Kolonie zu sammeln und alle Ameisen zu entfernen, die sich darauf befinden könnten. Verwenden Sie einen Esslöffel, eine entomologische Pinzette und Latexhandschuhe, um den Pilz zu manipulieren.
  3. Nach dem Auftreten der ersten Arbeiterinnen beginnen Sie, regelmäßig Fragmente von jungen und dünnen Blättern anzubieten, je nach Schnittaktivität der Kolonie. Stellen Sie sicher, dass die angebotenen Blätter gesund sind und die Pflanzen nicht mit Insektiziden oder anderen chemischen Substanzen behandelt wurden. Stellen Sie in frühen Stadien sicher, dass die Blattfragmente nicht größer als 4 cm sind.
    HINWEIS: Wenn die ersten Arbeiterinnen mit der Blattsuche beginnen, muss Pflanzenmaterial nach ihrem Auftreten angeboten werden. Die Opferhäufigkeit hängt von der Beweglichkeit ab, mit der die Arbeiter das Pflanzenmaterial in den Pilz einarbeiten, kann aber bis zu 2-3 Tage pro Woche reichen. Haferflocken und Cornflakes können ebenfalls angeboten werden, sollten aber mit Blättern abgewechselt werden, um Pilztrockenheit zu vermeiden.
  4. Wenn Sie neue Blätter anbieten, entfernen Sie Kolonieabfälle und trockene Blattfragmente. Vermeiden Sie die Verwendung von Parfums, Feuchtigkeitscremes, Cremes oder anderen Substanzen mit starkem Geruch, wenn Sie die Königinnen manipulieren. Verwenden Sie außerdem Latexhandschuhe während aller Prozesse.
  5. Verfolgen Sie die Entwicklung der Kolonie, und wenn der Pilzgarten mindestens die Hälfte des Behältervolumens erreicht, übertragen Sie die Kolonie in ein künstliches, dauerhaftes Nest.
    HINWEIS: Da die Entwicklungsrate für jede Kolonie inhärent ist, gibt es keine geschätzte Zeit für den Kolonietransfer. In der Regel werden Kolonien aus der ersten Sammlung aufgrund des kleinen Pilzgartens in Nester mit Pilzgartenkammer von maximal 1 Liter Volumen überführt.

3. Sammlung junger Kolonien

  1. Erwerben Sie Kunststoffbehälter mit einem Volumen von ca. 500 ml.
  2. Etwa 6 Monate nach dem Hochzeitsflug werden indikative turmförmige Hügel mit granulierten Bodenpartikeln (Abbildung 1) von beginnenden Atta-Nestern (Abbildung 2) an den zuvor markierten Stellen mit Blattschneiderameisen identifiziert.
    HINWEIS: Sechs Monate nach dem Hochzeitsflug werden die Nester junger Völker auf bis zu 1 m Tiefe im Boden geschätzt. Eine neue Sammlung ist in dieser Zeit angezeigt, um höhere Chancen auf erfolgreiche und dauerhafte Kolonien in großen Mengen zu erreichen.
  3. Graben Sie mit einer Gartenhacke den Nesteingang aus, bis Sie die Kammer erreichen, in der sich die junge Kolonie befindet. Sammeln Sie die Königin, den Pilzgarten, die Jungtiere und die jungen Arbeiter und legen Sie sie in den Plastikbehälter. Führen Sie den Abholvorgang so schonend wie möglich durch.
    HINWEIS: Natürlich wird auch eine große Menge an Erde gesammelt und sollte bei zukünftigen Wartungsverfahren im Labor schrittweise entfernt werden.
  4. Bringen Sie die Behälter mit Kunststoffdeckel, in denen sich die Kolonien befinden, in die dafür vorgesehene kontrollierte Umgebung. Führen Sie den Transport junger Kolonien mit äußerster Vorsicht durch, vermeiden Sie zu viel Störung und halten Sie eine minimale Temperaturkonstanz aufrecht. Verzichten Sie darauf, die Kolonien für ca. 3 Tage zu manipulieren oder zu bewegen, um Stress zu vermeiden. Wenn der Raum eine aktive Routine hat, kann ein dunkles Tuch über die Kolonien gelegt werden.

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Abbildung 2. Turmförmiger Erdhügel. Der charakteristische turmförmige Hügel weist auf beginnende Kolonien von Atta sexdens und Atta laevigata hin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

4. Erhaltung junger Kolonien

  1. Stellen Sie dünne junge Blätter 3 mal pro Woche zur Verfügung.
    1. Stellen Sie sicher, dass die angebotenen Blätter gesund sind und die Pflanzen nicht mit Insektiziden oder anderen chemischen Substanzen behandelt wurden. Stellen Sie in diesem Stadium sicher, dass die Blattfragmente mindestens 7 cm lang sind.
      HINWEIS: Haferflocken und Cornflakes können ebenfalls angeboten werden, sollten aber mit Blättern abgewechselt werden, um Pilztrockenheit zu vermeiden.
    2. Die Opferhäufigkeit hängt von der Beweglichkeit ab, mit der die Arbeiterinnen das Pflanzenmaterial auf den Pilz einarbeiten. Wenn die Schnittaktivität intensiv ist, erhöhen Sie das Angebot zweimal täglich, dreimal pro Woche oder 5 Tage pro Woche.
  2. Wenn Sie neue Blätter anbieten, entfernen Sie Kolonieabfälle, einschließlich Bodenreste, mit Hilfe eines Löffels. Verwenden Sie bei allen Prozessen Latexhandschuhe. Vermeiden Sie bei der Manipulation der jungen Kolonien die Verwendung von Parfums, Feuchtigkeitscremes, Cremes oder anderen Substanzen mit starkem Geruch.
    HINWEIS: Die Arbeiter selbst trennen den Boden und den Abfall vom Pilz.
  3. Verfolgen Sie die Entwicklung der Kolonie, und wenn der Pilzgarten mindestens die Hälfte des Behältervolumens erreicht, übertragen Sie die Kolonie in ein künstliches, dauerhaftes Nest.
    HINWEIS: Da die Entwicklungsrate für jede Kolonie inhärent ist, gibt es keine geschätzte Zeit für den Kolonietransfer.

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Abbildung 3: Arten von künstlichen Nestern für Atta sexdens und Atta laevigata Kolonien. Illustration von dauerhaften künstlichen Nestern von Blattschneiderameisen: Klausur-Vertikal-Nest-Setup, Klausur-Horizontal-Nest-Setup und Open-Arena-Nest-Setup. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

5. Dauerhafte künstliche Nester

  1. Bereiten Sie eine vertikale Verschachtelung vor, wie unten beschrieben (Abbildung 3 und Abbildung 4).
    HINWEIS: Klausur-Nest-Konfigurationen sollten immer verschiedene Empfänger haben, um sich separat als (1) Pilzgartenkammer, (2) Abfallentsorgungskammer und (3) Nahrungskammer auszugeben. Zunächst sollte es mit drei Behältern beginnen, aber es können weitere Empfänger hinzugefügt werden, um den Pilzgarten zu vergrößern. Die Nester können je nach Versuchszweck in Größe und Material variieren, obwohl hier die Verwendung von durchsichtigen Materialien beschrieben und empfohlen wird. Die Behälter müssen ohne Öffnungen sein, sonst entkommen die Ameisen. Die Art des Nestes, wie unten beschrieben, kann für die allgemeine Forschung verwendet werden, aber es wird nicht gut für die durchsetzungsfähige Ameisensammlung empfohlen, da die Störung beim Entfernen des Deckels verursacht wird, was zu großer Unruhe unter den Individuen führt. Nichtsdestotrotz ist es aufgrund der Materialtransparenz möglich, die Königin und verschiedene Ameisenkasten zu lokalisieren, auch wenn der Pilzgarten den gesamten Behälter gefüllt hat. Da es sich um eine Tendenz handelt, wird immer angenommen, dass sich die Jungtiere in der Mitte des Pilzgartens befinden, wenn sie den größten Teil des verfügbaren Platzes in vertikalen Behältern eingenommen haben.
    1. Wählen Sie einen transparenten Deckelbehälter von ca. 1 l und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochsaugfähiger Pflastermasse hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein. Wählen Sie zwei durchsichtige Behälter mit Deckel von jeweils ca. 500 ml als Abfallentsorgungs- und Futterkammern aus. Die Ameisen wählen aus, welche Kammer jeweils sein wird, und stellen danach sicher, dass sie nicht vertauscht werden.
      HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten.
    2. Perforieren und verbinden Sie die drei Behälter mit einem transparenten Schlauch oder einem Schlauch. Bringen Sie ggf. Klebeband am Rand der Röhrchen an, um eine Oberschenkelverbindung mit den Behältern zu gewährleisten und ein Entweichen von Ameisen zu verhindern. Stellen Sie den Gipsbodenbehälter in die Mitte und die anderen Behälter auf gegenüberliegende Seiten.
    3. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.
  2. Bereiten Sie eine horizontale Verschachtelung vor, wie unten beschrieben (Abbildung 3 und Abbildung 4).
    HINWEIS: Nester mit horizontaler Anordnung ermöglichen eine genaue Beobachtung des Pilzgartens und der Aktivitäten der Arbeiter in diesem Bereich. Da sich jüngere Teile des Pilzgartens an der Spitze befinden, ist es möglich, zu beobachten, wie kürzlich angebotene Substrate von den Arbeitern eingearbeitet werden. Neue Teile des Pilzes können an seiner Farbe erkannt werden, die der Farbe der letzten angebotenen Ressource ähnelt, während die älteren Teile normalerweise eine beige Farbe tragen. Nachkommen und die Königin können auch leicht lokalisiert werden, da sie sich in horizontalen Behältern normalerweise an der Spitze des Pilzgartens befinden, auch wenn sie den größten Teil des Raumes eingenommen haben. Diese Konfiguration kann für verhaltensorientierte Forschung, fokale Stichproben und wissenschaftliche Öffentlichkeitsarbeit verwendet werden, da sie die Wahrnehmung der Organisation innerhalb des Nestes ermöglicht.
    1. Erwerben Sie einen transparenten Deckelbehälter mit den Abmessungen ca. 31 cm x 21 cm x 4,5 cm und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochsaugfähiger Gipsbasis hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein. Wählen Sie zwei durchsichtige Behälter mit Deckel von jeweils ca. 500 ml als Abfallentsorgungs- und Futterkammern aus. Die Ameisen wählen aus, welche Kammer jeweils sein wird, und stellen danach sicher, dass sie nicht vertauscht werden.
      HINWEIS: Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Pflasterbasis vorzubereiten. Schließen Sie bei Bedarf den kleinen Zwischenraum zwischen dem Deckel und dem Behälter mit Klebeband, um ein Entweichen der Ameisen zu verhindern.
    2. Perforieren und verbinden Sie die Behälter mit einem transparenten Schlauch oder einem Schlauch. Bringen Sie ggf. Klebeband am Rand der Röhrchen an, um eine Oberschenkelverbindung mit den Behältern zu gewährleisten und ein Entweichen von Ameisen zu verhindern. Stellen Sie den Gipsbodenbehälter in die Mitte und die anderen Behälter auf gegenüberliegende Seiten.
    3. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.
  3. Bereiten Sie ein offenes Arena-Nest-Setup wie unten beschrieben vor (Abbildung 3 und Abbildung 5).
    HINWEIS: Offene Arenanester ermöglichen das Sammeln von Ameisen ohne große Störungen und die Analyse des Futtersuchverhaltens. Sie können auch eine zuverlässige Darstellung einer in der Natur gefundenen Kolonie für wissenschaftliche Zwecke liefern.
    1. Wählen Sie einen transparenten Deckelbehälter von ca. 1 l und fügen Sie eine 1 cm dicke Schicht hochabsorbierende Pflasterschicht hinzu. Dies wird die Pilzgartenkammer sein.
      HINWEIS: Es wird empfohlen, mit 1-Liter-Behältern zu beginnen und nach und nach zu Behältern mit höherem Volumen überzugehen, um einen größeren Pilzgarten zu erhalten. Allerdings sollten die Behälter ein 5 L Volumen nicht überschreiten. Fügen Sie so viele Container wie nötig hinzu.
    2. Wählen Sie eine offene Arena aus. Die Größe der Arena kann je nach Studienzweck variieren. Wenn eine große Arena ausgewählt wird, stellen Sie die Behälter mit dem Pilzgarten in dessen Inneres (Abbildung 5). Im Falle einer kleinen Arena verbinden Sie sie mit einem transparenten Schlauch oder Schlauch mit dem Pilzgartenbehälter (Abbildung 3). Die Arena wird als Futter- und Entsorgungskammer dienen, also stellen Sie sicher, dass sie nicht zu klein ist.
    3. Tragen Sie eine Schicht Polytetrafluorethylenflüssigkeit in einer einzigen Bewegung auf den Arenarand auf, um die Ameisen einzudämmen. Verwenden Sie eine mit der Flüssigkeit getränkte Baumwolle und einen Nitrilhandschuh.
      VORSICHT: Vermeiden Sie das Einatmen und Berühren der Haut bei der Verwendung von Polytetrafluorethylen-Flüssigkeit.
    4. Den Pilzschwamm ausgewählter Völker (siehe Schritt 2.5 und Schritt 4.3) zusammen mit der Königin, den Arbeiterinnen und den Jungtieren vorsichtig in den Gipsbodenbehälter überführen. Stellen Sie vor der Übertragung sicher, dass der Gipsboden bewässert wird. Verwenden Sie Latexhandschuhe.

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Abbildung 4: Künstliche Klausurnester der Blattschneiderameisen Atta sexdens und Atta laevigata. Vertikale Verschachtelung oben (A) und Seitenansicht (B); Horizontales Nest oben (C) und Seitenansicht (D). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

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Abbildung 5: Künstliches offenes Arenanest der Blattschneiderameisen Atta sexdens und Atta laevigata. Offenes Arena-Nest-Setup von Atta sexdens Oberseite (A) und Seitenansicht (B). 1) Pilzgartenkammern; 2) Abfall; 3) Orangenscheiben; 4) Glas mit Polytetrafluorethylen (PTFE) Schicht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

6. Erhaltung entwickelter Kolonien

  1. Täglich mindestens ein großes Blatt in die Futterkammer pro Kolonie mit 1 L Pilzgarten geben. Wenn die Schnittaktivität der Ameisen intensiv ist, erhöhen Sie die Anzahl der Blätter. Wenn der Pilz trocken ist, befeuchten Sie die Blätter vor, um zusätzliche Feuchtigkeit zu spenden. Führen Sie in abgeschiedenen Nestern das Opfer schnell aus, um zu verhindern, dass die Ameisen aus der Nahrungskammer entkommen.
    HINWEIS: Hier werden Blätter von Pflanzenarten wie Maulbeere (Morus nigra), Mango (Mangifera indica), Eukalyptus (Eucalyptus sp.), Jambolan (Syzygium cumini), Hibiskus (Hibiscus sp.), Acalypha (Acalypha wilkesiana) und Ligustrum (Ligustrum lucidum) gesammelt.
    1. Bieten Sie Früchte wie Orange und Apfel sowie Hafer und Cornflakes an, um die Ernährung zu diversifizieren und zu ergänzen. Bieten Sie großen Kolonien mit intensiver Nahrungssuche täglich Haferflocken und Cornflakes und einmal pro Woche Früchte an. Wenn dies nicht der Fall ist, bieten Sie abwechselnd Flocken mit Blättern an, jedoch nicht mehr als dreimal pro Woche und Früchte ein- oder zweimal im Monat. Passen Sie die Menge und Häufigkeit jedes Futters entsprechend der Nahrungssuche der Ameisen an.
    2. Wenn die oben beschriebenen Optionen nicht verfügbar sind, identifizieren Sie die Präferenz der Ameisen für die Nahrungssuche zwischen Blättern, Blüten und Früchten regionaler Bäume und Sträucher oder sogar kommerzialisiertem Gemüse, Getreide und anderen Flocken. Vermeiden Sie es, Ressourcen mit defensiven chemischen Verbindungen und Pestiziden anzubieten.
  2. Entfernen Sie den gesamten Inhalt der Abfallkammer alle 2 Wochen aus allen Kolonien. Entfernen Sie auch Arbeiter zum Zwecke der Bevölkerungskontrolle. Wenn die Arbeiterinnen gesunden Pilz in die Abfallkammer übertragen, stellen Sie sicher, dass sich die Königin nicht darauf befindet, und entfernen Sie sie. Wenn die Menge des entsorgten Abfalls hoch oder zu feucht ist, entfernen Sie ihn einmal pro Woche.
  3. Entfernen Sie das Material, das nicht von den Ameisen aus der Futterkammer genommen wurde, wenn Sie neue anbieten, und stellen Sie sicher, dass es immer sauber ist.
    1. Wenn die Arbeiter gesunden Pilz in die Futterkammer übertragen, stören Sie ihn, lassen Sie den Behälterdeckel offen und tragen Sie neutrales Talkumpuder auf die Oberfläche des Kammerrandes auf. Führen Sie diesen Vorgang nur durch, wenn noch etwas Platz in der Pilzkammer vorhanden ist, so dass die Arbeiter den Pilz zurück in den Behälter bringen, ohne ihn zu verlieren oder unreif zu werden.
  4. Wenn mehr Pilzgarten gewünscht wird, fügen Sie einen weiteren verputzten Behälter hinzu und bewegen Sie einen Teil des Pilzschwamms hinein. Bis der Pilz die Hälfte des Behälters erreicht, fügen Sie Blätter in die Pilzkammer hinzu. Das Wachstum des Pilzgartens sollte allmählich erfolgen, um das Gleichgewicht der Kolonie nicht zu beeinträchtigen. Wenn ein größerer Behälter gewünscht wird, stellen Sie sicher, dass der Pilz den gesamten Raum der kleinsten Behälter einnimmt, bevor Sie ihn transportieren. Kolonieabfälle und trockene Blätter sollten sich nicht in der Pilzgartenkammer ansammeln.
  5. Überprüfen Sie die Gipsbasis von den Behältern, da sie mit der Zeit eine dunkelbraune Farbe annehmen und aufgrund von Ameisenausscheidung, Abfalltransport und hoher Feuchtigkeitskonzentration unwirksam werden kann. Außerdem können einige Kolonien die Schicht schneiden und entsorgen. In diesen Fällen den Pilzgarten in einen neuen verputzten Behälter überführen.

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Ergebnisse

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Ein Flussdiagramm, das den Prozess der Ameisensammlung darstellt, ist in Abbildung 6 dargestellt. Hier werden einige Ergebnisse gezeigt, die unter Verwendung des oben beschriebenen Protokolls der Sammlung, Wartung und Verschachtelung erzielt wurden.

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Abbildung 6: Flussdiagramm für die Sammlung der Kol...

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Diskussion

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Das hier beschriebene Protokoll zur Erhaltung von Blattschneiderameisenkolonien wird seit über drei Jahrzehnten entwickelt und auf durchsetzungsfähige und reproduzierbare Weise angewendet. Es ermöglichte die Entwicklung von Forschungen, die durch die Feldbedingungen begrenzt waren. Dadurch wurden gesunde Ameisen und Kolonien für die Forschung in verschiedenen Bereichen wie vergleichende Morphologie, Toxikologie 51,52, Histologie53 und Mikrobiologie54,55,56

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

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Gewidmet Mario Autuori (in memoriam) und Walter Hugo de Andrade Cunha, die einen großen Beitrag zu den Studien der Blattschneiderameisen geleistet haben. Wir danken für die Unterstützung der São Paulo State University und des Institute of Biosciences. Diese Studie wurde teilweise von der Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior-Brasil (CAPES) - Finance Code 001, dem Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), der Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) und der Fundação para o Desenvolvimento da UNESP (Fundunesp) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Entomologische PinzetteN/AN/AN/A
GlastankN/AN/A GehärtetesGlas, Sonderanfertigung
SchlauchN/AN/ATransparent, PVC 1/2 Zoll x 2,0 mm
LatexhandschuheDescarpack550301N/A
NitrilhandschuheDescarpack433301N/A
Open ArenaN/AN/APolypropylen-Kiste
GipskartonN/AN/AGipskarton, der im Baugewerbe verwendet wird, muss saugfähig sein
Kunststoffbehälter zum SammelnPrafestaNatural Cód.: 8231/Natural Cód.: 8262Deckel, transparent, Polypropylen
Kunststoffbehälter für NesterPrafestaAuslaufartikelPolystyrol, hermetisches
TeflonDupontN/APolytetrafluorethylen-Flüssigkeit (PTFE Dispertion 30)

Referenzen

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  1. Wilson, E. O. The Insect Societies. , Harvard University Press. Cambridge, Massachusetts, USA. (1971).
  2. Ortiz, D. P., Elizalde, L., Pirk, G. I. Role of ants as dispersers of native and exotic seeds in an understudied dryland. Ecological Entomology. 46 (3), 626-636 (2021).
  3. Christianini, A. V., Oliveira, P. S. Birds and ants provide complementary seed dispersal in a neotropical savanna. Journal of Ecology. 98 (3), 573-582 (2010).
  4. Camargo, P. H. S. A., Martins, M. M., Feitosa, R. M., Christianini, A. V. Bird and ant synergy increases the seed dispersal effectiveness of an ornithochoric shrub. Oecologia. 181 (2), 507-518 (2016).
  5. Sanders, D., van Veen, F. J. F. Ecosystem engineering and predation: the multi-trophic impact of two ant species. Journal of Animal Ecology. 80 (3), 569-576 (2011).
  6. Swanson, A. C., et al. Welcome to the Atta world: A framework for understanding the effects of leaf-cutter ants on ecosystem functions. Functional Ecology. 33 (8), 1386-1399 (2019).
  7. Meyer, S. T., et al. Leaf-cutting ants as ecosystem engineers: topsoil and perturbations around Atta cephalotes nests reduce nutrient availability. Ecological Entomology. 38 (5), 497-504 (2013).
  8. Sosa, B., Brazeiro, A. Positive ecosystem engineering effects of the ant Atta vollenweideri on the shrub Grabowskia duplicata. Journal of Vegetation Science. 21 (3), 597-605 (2010).
  9. De Almeida, T., et al. Above- and below-ground effects of an ecosystem engineer ant in Mediterranean dry grasslands. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 287 (1935), 20201840(2020).
  10. Folgarait, P. J. Ant biodiversity and its relationship to ecosystem functioning: a review. Biodiversity & Conservation. 7 (9), 1221-1244 (1998).
  11. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The Ants. , Harvard University Press. (1990).
  12. Barrera, C. A., Sosa-Calvo, J., Schultz, T. R., Rabeling, C., Bacci, M. Phylogenomic reconstruction reveals new insights into the evolution and biogeography of Atta leaf-cutting ants (Hymenoptera: Formicidae). Systematic Entomology. 47 (1), 13-35 (2021).
  13. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The Leafcutter Ants: Civilization By Instinct. , WW Norton & Company. (2011).
  14. Branstetter, M. G., et al. Dry habitats were crucibles of domestication in the evolution of agriculture in ants. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 284 (1852), 20170095(2017).
  15. Solomon, S. E., et al. The molecular phylogenetics of Trachymyrmex Forel ants and their fungal cultivars provide insights into the origin and coevolutionary history of ‘higher-attine’ ant agriculture. Systematic Entomology. 44 (4), 939-956 (2019).
  16. Cristiano, M. P., Cardoso, D. C., Sandoval-Gómez, V. E., Simões-Gomes, F. C. Amoimyrmex Cristiano, Cardoso & Sandoval, gen. nov. (Hymenoptera: Formicidae): a new genus of leaf-cutting ants revealed by multilocus molecular phylogenetic and morphological analyses. Austral Entomology. 59 (4), 643-676 (2020).
  17. Schultz, T. R., Brady, S. G. Major evolutionary transitions in ant agriculture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (14), 5435-5440 (2008).
  18. Mueller, U. G., et al. Phylogenetic patterns of ant–fungus associations indicate that farming strategies, not only a superior fungal cultivar, explain the ecological success of leafcutter ants. Molecular Ecology. 27 (10), 2414-2434 (2018).
  19. Mueller, U. G., et al. Biogeography of mutualistic fungi cultivated by leafcutter ants. Molecular Ecology. 26 (24), 6921-6937 (2017).
  20. Weber, N. A. The fungus-culturing behavior of ants. American Zoologist. 12 (3), 577-587 (1972).
  21. Wilson, E. O. Caste and division of labor in leaf-cutter ants (Hymenoptera: Formicidae: Atta). Behavioral Ecology and Sociobiology. 7 (2), 157-165 (1980).
  22. Della Lucia, T. M. C. Formigas cortadeiras: da bioecologia ao manejo. Viçosa Editora UFV. 421, University of Viçosa Press. Viçosa, Minas Gerais, Brazil. (2011).
  23. Autuori, M. Contribuição para o conhecimento da saúva (Atta spp). I. Evolução do sauveiro (Atta sex dens rubolpilosa Forel, 1908). Arquivos do Instituto Biologico Saul Paulo. 12, 197-228 (1941).
  24. Bueno, O. C., Hebling, M. J. A., Schneider, M. O., Pagnocca, F. C. Ocorrência de formas aladas de Atta sexdens rubropilosa Forel (Hymenoptera: Formicidae) em colônias de laboratório. Neotropical Entomology. 31 (3), 469-473 (2002).
  25. Mariconi, F. A. M. Biologo. As Saúvas. , Ceres Press. Piracicaba, São Paulo, Agronômica. (2021).
  26. Bento, J. M. S. Condições climáticas para o vôo nupcial e reconhecimento dos indivíduos em Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae). , Viçosa. Minas Gerais, Brazil. Master's dissertation (1993).
  27. Little, A. E. F., Murakami, T., Mueller, U. G., Currie, C. R. The infrabuccal pellet piles of fungus-growing ants. Naturwissenschaften. 90 (12), 558-562 (2003).
  28. Kerr, W. E. Acasalamento de rainhas com vários machos em duas espécies da tribo Attini. Revista Brasileira de Biologia. 21, 45-48 (1961).
  29. Kerr, W. E. Tendências evolutivas na reprodução dos himenópteros sociais. Arquivos do Museu Nacional. 52, (1962).
  30. Cremer, S., Armitage, S. A. O., Schmid-Hempel, P. Social immunity. Current Biology. 17 (16), 693-702 (2007).
  31. Hernández, J. V., Jaffé, K. Dano econômico causado por populações de formigas Atta laevigata (F. Smith) em plantações de Pinus caribaea (Mor.) e elementos para o manejo da praga. Anais da Sociedade Entomológica do Brasil. 24 (2), 287-298 (1995).
  32. Kempf, W. W. Catálogo abreviado das formigas da Região Neotropical Studia Entomologica. antbase.org. 15, 3(1972).
  33. Della Lucia, T. M. C., Gandra, L. C., Guedes, R. N. C. Managing leaf-cutting ants: peculiarities, trends and challenges. Pest Management Science. 70 (1), 14-23 (2013).
  34. Boaretto, M. A. C., Forti, L. C. Perspectivas no controle de formigas-cortadeiras. Série Técnica IPEF. 11 (30), 31-46 (1997).
  35. Folgarait, P. J., Goffré, D. Conidiobolus lunulus, a newly discovered entomophthoralean species, pathogenic and specific to leaf-cutter ants. Journal of Invertebrate Pathology. 186, 107685(2021).
  36. Cardoso, S. R. S., Rodrigues, A., Forti, L. C., Nagamoto, N. S. Pathogenicity of filamentous fungi towards Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae). International Journal of Tropical Insect Science. 42 (2), 1215-1223 (2022).
  37. Ichinose, K., Rinaldi, I., Forti, L. C. Winged leaf-cutting ants on nuptial flights used as transport by Attacobius spiders for dispersal. Ecological Entomology. 29 (5), 628-631 (2004).
  38. Pagnocca, F. C., Rodrigues, A., Nagamoto, N. S., Bacci, M. Yeasts and filamentous fungi carried by the gynes of leaf-cutting ants. Antonie Van Leeuwenhoek. 94 (4), 517-526 (2008).
  39. Attili-Angelis, D., et al. Novel Phialophora species from leaf-cutting ants (tribe Attini). Fungal Diversity. 65 (1), 65-75 (2014).
  40. Delabie, J. H. C., do Nascimento, I. C., Mariano, C. S. F. Estratégias de reprodução e dispersão em formigas attines, com exemplos do sul da Bahia. XIX Congresso Brasileiro de Entomologia. , 16-21 (2002).
  41. Fjerdingstad, E. J., Boomsma, J. J. Variation in size and sperm content of sexuals in the leafcutter ant Atta colombica. Insectes Sociaux. 44 (3), 209-218 (1997).
  42. Currie, C. R., Mueller, U. G., Malloch, D. The agricultural pathology of ant fungus gardens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (14), 7998-8002 (1999).
  43. Moser, J. C., et al. Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates. Journal of Zoology. 264 (1), 69-75 (2004).
  44. Moreira, S. M., Rodrigues, A., Forti, L. C., Nagamoto, N. S. Absence of the parasite Escovopsis in fungus garden pellets carried by gynes of Atta sexdens. Sociobiology. 62 (1), 34-38 (2015).
  45. Arcuri, S. L., et al. Yeasts found on an ephemeral reproductive caste of the leaf-cutting ant Atta sexdens rubropilosa. Antonie Van Leeuwenhoek. 106 (3), 475-487 (2014).
  46. Staab, M., Kleineidam, C. J. Initiation of swarming behavior and synchronization of mating flights in the leaf-cutting ant Atta vollenweideri FOREL, 1893 (Hymenoptera: Formicidae). Myrmecol. News. 19, 93-102 (2014).
  47. Gálvez, D., Chapuisat, M. Immune priming and pathogen resistance in ant queens. Ecology and Evolution. 4 (10), 1761-1767 (2014).
  48. Baer, B., Armitage, S. A. O., Boomsma, J. J. Sperm storage induces an immunity cost in ants. Nature. 441 (7095), 872-875 (2006).
  49. Carlos, A. A. Semioquímicos e comunicação sonora em formigas cortadeiras (Hymenoptera: Formicidae). , Rio Claro, São Paulo, Brazil. Doctoral's thesis (2013).
  50. do Mundo, M. Veja um FORMIGUEIRO por DENTRO. Boravê. , Available from: https://youtu.be/sN99x_Rjf90 (2021).
  51. Ortiz, G., Vieira, A. S., Bueno, O. C. Toxicological and morphological comparative studies of insecticides action in leaf-cutting ants. International Journal of Agriculture Innovations and Research. 6 (3), 516-522 (2017).
  52. Decio, P., Silva-Zacarin, E. C. M., Bueno, F. C., Bueno, O. C. Toxicological and histopathological effects of hydramethylnon on Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae) workers. Micron. 45, 22-31 (2013).
  53. Vieira, A. S., Morgan, E. D., Drijfhout, F. P., Camargo-Mathias, M. I. Chemical composition of metapleural gland secretions of fungus-growing and non-fungus-growing ants. Journal of Chemical Ecology. 38 (10), 1289-1297 (2012).
  54. Vieira, A. S., Ramalho, M. O., Martins, C., Martins, V. G., Bueno, O. C. Microbial communities in different tissues of Atta sexdens rubropilosa leaf-cutting ants. Current Microbiology. 74 (10), 1216-1225 (2017).
  55. Ramalho, M. deO., Martins, C., Morini, M. S. C., Bueno, O. C. What can the bacterial community of Atta sexdens (Linnaeus, 1758) tell us about the habitats in which this ant species evolves. Insects. 11 (6), 332(2020).
  56. Machado, L. M., et al. Attractivity or repellence: relation between the endophytic fungi of Acalypha, Colocasia and the leaf-cutting ants—Atta sexdens. Advances in Entomology. 9 (2), 85-99 (2021).
  57. Moreira, A., Forti, L. C., Andrade, A. P., Boaretto, M. A., Lopes, J. Nest architecture of Atta laevigata (F. Smith, 1858) (Hymenoptera: Formicidae). Studies on Neotropical Fauna and Environment. 39 (2), 109-116 (2004).
  58. Della Lucia, T. M. C., Moreira, D. D. O., Oliveira, M. A., Araújo, M. S. Perda de peso de rainhas de Atta durante a fundação e o estabelecimento das colônias. Revista Brasileira de Biologia. 55 (4), 533-536 (1995).
  59. Fujihara, R. T., Camargo, R. daS., Forti, L. C. Lipid and energy contents in the bodies of queens of Atta sexdens rubropilosa Forel (Hymenoptera, Formicidae): pre-and post-nuptial flight. Revista Brasileira de Entomologia. 56 (1), 73-75 (2012).
  60. da Silva Camargo, R., Forti, L. C. Queen lipid content and nest growth in the leaf cutting ant (Atta sexdens rubropilosa) (Hymenoptera: Formicidae). Journal of Natural History. 47, 65-73 (2013).
  61. Camargo, R. S., Forti, L. C., Fujihara, R. T., Roces, F. Digging effort in leaf-cutting ant queens (Atta sexdens rubropilosa) and its effects on survival and colony growth during the claustral phase. Insectes Sociaux. 58 (1), 17-22 (2011).
  62. Mota Filho, T. M. M., Garcia, R. D. M., Camargo, R. S., Stefanelli, L. E. P., Forti, L. C. Observations about founding queens (Atta sexdens) and their unusual behavior. International Journal of Agriculture Innovations and Research. 9, 352-357 (2021).
  63. Barcoto, M. O., Pedrosa, F., Bueno, O. C., Rodrigues, A. Pathogenic nature of Syncephalastrum in Atta sexdens rubropilosa fungus gardens. Pest Management Science. 73 (5), 999-1009 (2017).
  64. Silva, A., Bacci, M., Pagnocca, F. C., Bueno, O. C., Hebling, M. J. A. Production of polysaccharidases in different carbon sources by Leucoagaricus gongylophorus Möller (Singer), the symbiotic fungus of the leaf-cutting ant Atta sexdens Linnaeus. Curr. Microbiology. 53 (1), 68-71 (2006).
  65. Majoe, M., Libbrecht, R., Foitzik, S., Nehring, V. Queen loss increases worker survival in leaf-cutting ants under paraquat-induced oxidative stress. Philosophical Transactions of the Royal Society B. 376 (1823), 20190735(2021).
  66. Della Lucia, T. M. C., Peternelli, E. F. O., Lacerda, F. G., Peternelli, L. A., Moreira, D. D. O. Colony behavior of Atta sexdens rubropilosa (Hymenoptera: Formicidae) in the absence of the queen under laboratory conditions. Behavioural Processes. 64 (1), 49-55 (2003).
  67. Sales, T. A., Toledo, A. M. O., Zimerer, A., Lopes, J. F. S. Foraging for the fungus: why do Acromyrmex subterraneus (Formicidae) queens need to forage during the nest foundation phase. Ecological Entomology. 46 (6), 1364-1372 (2021).
  68. Forti, L. C., et al. Do workers from subspecies Acromyrmex subterraneus prepare leaves and toxic baits in similar ways for their fungus garden. Neotropical Entomology. 49 (1), 12-23 (2020).
  69. Dorigo, A. S., et al. Projeto Primeiros Passos na Ciência: rompendo barreiras sociais e estreitando laços entre a comunidade acadêmica e o ensino médio público. Revista Brasileira de Extensão Universitária. 11 (1), 47-59 (2020).

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