Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie

3.8K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/64383

⸱

9. September 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco and San Francisco General Hospital, 2Department of Physiology, School of Medicine, Tehran University of Medical Sciences, 3Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein chirurgisches Mausmodell zur Erzeugung einer Reperfusionsverletzung der linken Lunge (IR) bei gleichzeitiger Aufrechterhaltung der Beatmung und Vermeidung von Hypoxie.

Zusammenfassung

Ischämie-Reperfusion (IR) -Verletzung resultiert häufig aus Prozessen, die eine vorübergehende Periode unterbrochenen Blutflusses beinhalten. In der Lunge ermöglicht die isolierte IR die experimentelle Untersuchung dieses spezifischen Prozesses mit fortgesetzter alveolärer Beatmung, wodurch die sich verstärkenden schädigenden Prozesse von Hypoxie und Atelektase vermieden werden. Im klinischen Kontext wird die Lungenischämie-Reperfusionsverletzung (auch bekannt als Lungen-IRI oder LIRI) durch zahlreiche Prozesse verursacht, einschließlich, aber nicht beschränkt auf Lungenembolie, wiederbelebtes hämorrhagisches Trauma und Lungentransplantation. Derzeit gibt es nur begrenzte wirksame Behandlungsmöglichkeiten für LIRI. Hier präsentieren wir ein reversibles chirurgisches Modell der Lungen-IR mit erster orotrachealer Intubation, gefolgt von einseitiger linker Lungenischämie und Reperfusion mit konservierter Alveolarventilation oder Gasaustausch. Mäuse durchlaufen eine linke Thorakotomie, durch die die linke Lungenarterie freigelegt, visualisiert, isoliert und mit einem reversiblen Slipknot komprimiert wird. Der chirurgische Schnitt wird dann während der ischämischen Periode geschlossen und das Tier wird geweckt und extubiert. Wenn die Maus spontan atmet, wird die Reperfusion hergestellt, indem der Slipknot um die Lungenarterie gelöst wird. Dieses klinisch relevante Überlebensmodell erlaubt die Bewertung von Lungen-IR-Verletzungen, der Auflösungsphase, nachgeschalteten Effekten auf die Lungenfunktion sowie Zwei-Treffer-Modellen mit experimenteller Pneumonie. Obwohl dieses Modell technisch anspruchsvoll ist, kann es im Laufe von einigen Wochen bis Monaten mit einer Überlebens- oder Erfolgsrate von 80% -90% gemeistert werden.

Einleitung

Ischämie-Reperfusion (IR) -Verletzung kann auftreten, wenn der Blutfluss zu einem Organ- oder Gewebebett nach einer gewissen Zeit der Unterbrechung wiederhergestellt wird. In der Lunge kann IR isoliert oder in Verbindung mit anderen schädlichen Prozessen wie Infektion, Hypoxie, Atelektase, Volutrauma (durch hohe Tidalvolumina während der mechanischen Beatmung), Barotrauma (hoher Spitzendruck oder anhaltender Druck während der mechanischen Beatmung) oder stumpfe (nicht penetrierende) Lungenprellung auftreten 1,2,3 . Es gibt noch einige Lücken in unserem Wissen über die Mechanismen von LIRI und die Auswirkungen gleichzeitiger Prozesse (z. B. Infektion) auf LIRI-Ergebnisse, und auch die Behandlungsmöglichkeiten für LIRI sind begrenzt. Ein In-vivo-Modell der reinen LIRI ist erforderlich, um die Pathophysiologie der Lungen-IR-Verletzung isoliert zu identifizieren und ihren Beitrag zu jedem Multi-Hit-Prozess zu untersuchen, bei dem eine Lungenverletzung eine Komponente ist.

Murine Lungen-IR-Modelle können verwendet werden, um die lungenspezifische Pathophysiologie mehrerer Prozesse zu untersuchen, einschließlich Lungentransplantation3, Lungenembolie4 und Lungenverletzung nach hämorrhagischem Trauma mit Reanimation5. Zu den derzeit verwendeten Modellen gehören chirurgische Lungentransplantation6, Hilarklemmung7, Ex-vivo-Lungenperfusion 8 und beatmete Lunge IR9. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für ein murinventiliertes Lungen-IR-Modell einer sterilen Lungenverletzung zur Verfügung. Es gibt mehrere Vorteile dieses Ansatzes (Abbildung 2), einschließlich der Tatsache, dass er minimale Hypoxie und minimale Atelektase induziert, und es ist ein Überlebenschirurgiemodell, das Langzeitstudien ermöglicht.

Gründe, dieses Modell von LIRI gegenüber anderen Modellen wie dem Hilar-Klemm- und Ex-vivo-Perfusionsmodell zu wählen, sind die folgenden: Dieses Modell minimiert die entzündlichen Beiträge von Atelektase, mechanischer Beatmung und Hypoxie; es bewahrt die zyklische Belüftung; es erhält ein intaktes in vivo zirkulatorisches Immunsystem, das auf die IR-Verletzung reagieren kann; Und schließlich erlaubt es als Überlebensverfahren die längerfristige Analyse der Mechanismen der sekundären Verletzungsentstehung (2-Treffer-Modelle) und der Verletzungsauflösung. Insgesamt glauben wir, dass dieses beatmete Lungen-IR-Modell die "reinste" Form der IR-Verletzung bietet, die experimentell untersucht werden kann.

Andere Publikationen haben die Verwendung der orotrachealen Intubation von Mäusen zur Durchführung von IT-Injektionen oder -Installationenbeschrieben 10,11, aber nicht als Ausgangspunkt für eine Überlebensoperation wie in diesem Modell. Die Platzierung eines Orotrachealtubus ermöglicht die Durchführung einer Lungenoperation, indem der Kollaps der operativen Lunge ermöglicht wird. Es ermöglicht auch die erneute Inflation der Lunge am Ende des Eingriffs, was für den Pneumothorax und für die Fähigkeit der Maus, am Ende der Eingriffe zur Selbstbeatmung zurückzukehren, entscheidend ist. Schließlich ist die Entfernung des gesicherten Orotrachealtubus ein einfaches Verfahren, das im Gegensatz zu einer invasiven Tracheotomie mit einer Überlebensoperation kompatibel ist. Dies ermöglicht längerfristige Forschungsstudien, die sich auf das Verständnis des Verlaufs und der Auflösung von LIRI und damit verbundenen Erkrankungen sowie auf die Erstellung von Modellen für chronische Verletzungen konzentrieren.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle unten beschriebenen Verfahren und Schritte wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of California San Francisco genehmigt. Jeder Mausstamm kann verwendet werden, obwohl einige Stämme im Vergleich zu anderen eine robustere Lungen-IR-Entzündungsreaktion haben12. Mäuse, die etwa 12-15 Wochen alt sind (30-40 g) oder älter, vertragen und überleben die Lungen-IR-Operation besser als jüngere Mäuse. Sowohl männliche als auch weibliche Mäuse können für diese Operationen verwendet werden.

1. Maus-Intubationsprotokoll

  1. Anästhesie und Vorbereitung auf die Intubation
    1. Wischen Sie den Bauch der Maus mit einem Ethanoltupfer ab. Betäuben Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von Tribromethanol (250-400 mg / kg). Beurteilen Sie die angemessene Tiefe der Anästhesie durch das Fehlen eines Pedalentzugsreflexes. Legen Sie die Augenschmiersalbe jetzt oder später (Schritt 2.1.4).
      HINWEIS: Für dieses Verfahren bietet Tribromethanol (und Etomidate als alternative Option) eine stabile Anästhesieebene, ohne die für diese Operation erforderlichen hämodynamischen Bedingungen zu beeinflussen. Dieses Anästhetikum wird nur einmal verwendet, um das Risiko von Peritonealadhäsionen zu vermeiden. Isofluran könnte auch verwendet werden, aber wir verwenden es hier nicht. Dem Praktiker steht es frei, jedes Anästhesierezept zu verwenden, das er für richtig hält.
    2. Legen Sie die betäubte Maus auf einen Intubationsständer oder eine Kunststoffstütze in Rückenlage, aufgehängt an ihren oberen Schneidezähnen an geschlungenen 4-0-Nähten (Seide oder andere) über zwei Stützanker.
    3. Um die Maus während des Intubationsvorgangs immobilisiert zu halten, kleben Sie den unteren Teil der Brust (oder beide oberen Extremitäten) locker auf die Plattform.
    4. Platzieren Sie das faseroptische flexible Licht sanft auf der Luftröhre der Maus, etwas unterhalb der Stimmbänder. Stellen Sie die Beleuchtungsstärke so ein, dass beim Blick in den Oropharynx der Maus nur ein dunkles Feld sichtbar ist, mit Ausnahme von rotem Licht, das von unterhalb der Stimmbänder ausgeht und das Ziel für die eventuelle Platzierung des Endotrachealtubus demonstriert. Beachten Sie, dass Stimmbandbewegungen mit bloßem Auge oder, falls erforderlich, unter Vergrößerung sichtbar sein sollten.
  2. Intubationsverfahren
    1. Halten Sie die Pinzette mit der dominanten Hand und verwenden Sie sie, um die Zunge vorsichtig zu greifen und aus der Mundhöhle zu ziehen.
    2. Öffnen Sie den Unterkiefer mit einer Pinzette, die von der nicht dominanten Hand gehalten wird, und drücken Sie dann die Pinzette in den Kehlkopf, um die Epiglottis sanft anzuheben. Lösen Sie zu diesem Zeitpunkt die Zunge von der Pinzette.
    3. Suchen Sie nach den Stimmbändern. Sie sollten sich entsprechend jedem Atemzug öffnen und schließen. Halten Sie die Kanüle mit vorgespanntem Führungsdraht und führen Sie die Spitze des Drahtes durch die Stimmbänder ein.
    4. Achten Sie sehr darauf, den Draht nicht zu bewegen, indem Sie einen Teil davon halten, der sich außerhalb der Kanüle, aber knapp über den Stimmbändern befindet, ziehen Sie die Kanüle zurück und lassen Sie nur den Draht mit seinem distalen Ende in der Luftröhre.
    5. Führen Sie an dieser Stelle eine zweite Visualisierung der Stimmbänder durch, um zu bestätigen, dass die distale Spitze des Drahtes durch die beleuchteten Stimmbänder und in die Luftröhre geführt wird und sich nicht in der unbeleuchteten Speiseröhre befindet.
    6. Halten Sie den Draht außerhalb des Mundes mit der gebogenen Pinzette in der linken Hand, stabilisiert gegen eine harte Oberfläche, und schieben Sie den 20G-Katheter vorsichtig mit Bandflügeln über den Draht.
    7. Sobald das distale Ende des Drahtes aus dem hinteren Ende des 20G-Katheters oder Endotrachealtubus austritt, halten Sie dieses Ende mit der gekrümmten Pinzette und schieben Sie den 20G-Katheter sanft in die Luftröhre.
    8. Entfernen Sie den Draht vorsichtig vom distalen Ende des 20G-Katheters mit der gebogenen Pinzette, ohne die Platzierung des Katheters zu entfernen.
    9. Verbinden Sie den Katheter kurz mit dem Beatmungsgerät, bevor Sie ihn sichern, um die ordnungsgemäße Platzierung in der Luftröhre und nicht in der Speiseröhre zu bestätigen. Bestätigen Sie die Trachealplatzierung durch Beobachtung von mechanisch ventilationsabhängigen bilateralen Brustwandbewegungen und dem Fehlen einer Inflation des Magens.
  3. Post-Intubation
    1. Trennen Sie den Katheter vom Beatmungsgerät. Befestigen Sie die Bandflügel (am Katheter befestigt) durch die Unterlippe der Maus mit einer 4-0-Vicrylnaht, um den Endotrachealtubus (ETT) während aller nachfolgenden Eingriffe / Manipulationen fest an der Maus zu befestigen.
      HINWEIS: Alternativ kann Seidenband oder anderes Klebeband verwendet werden, um das ETT zu sichern, es sollte jedoch darauf geachtet werden, dass sich das ETT während der Bewegung des Tieres vom Intubationsschlitten auf die chirurgische Oberfläche nicht löst.
    2. Nehmen Sie die Maus vorsichtig aus dem Intubationsschlitten. Verbinden Sie den Katheter kurz mit dem Beatmungsgerät, das auf ein Tidalvolumen von 0,2-0,225 ml und eine Atemfrequenz von 120-150 Atemzügen pro Minute eingestellt ist, um die korrekte Trachealplatzierung des Orotrachealtubus zu bestätigen, und trennen Sie dann die Verbindung mit der Mausatmung spontan durch den Orotrachealtubus.
    3. Lassen Sie das Tier von diesem Zeitpunkt an nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder ausreichend zu Bewusstsein gekommen ist, um am Ende des Eingriffs das sternale Liegen aufrechtzuerhalten.

2. Lungenischämie und Reperfusion (IR) Operationsprotokoll

  1. Analgesie und Vorbereitung der Operationsstelle
    1. Wischen Sie den Bauch der Maus mit einem Ethanoltupfer ab und injizieren Sie Buprenorphin (0,05-0,1 mg/kg) intraperitoneal.
    2. Rasieren Sie die Haare über den linken Thoraxbereich bis zum linken Schulterblatt. Entfernen Sie überschüssiges rasiertes Haar mit Alkoholtupfern.
      HINWEIS: Die Schritte 2.1.1 und 2.1.2 können auch vor der Intubation durchgeführt werden, wenn Bedenken hinsichtlich der Entfernung des ETT bestehen, wenn es mit Seidenband gesichert ist.
    3. Legen Sie die Maus auf ein Wärmekissen in einer linken seitlichen oder 3/4 gedrehten Position und verbinden Sie den Trachealschlauch am Beatmungsgerät mit einem Tidalvolumen von 0,2-0,225 ml (~ 8 mg / kg) und einer Atemfrequenz von 120-150 Atemzügen pro Minute. Verwenden Sie für dieses Verfahren keinen zusätzlichen Sauerstoff.
    4. Tragen Sie Augengleitmittel mit einem sterilen Wattestäbchen auf. Drehen Sie die Maus auf 3/4 linke Seite nach oben und immobilisieren Sie alle vier Gliedmaßen und den Schwanz mit Laborband.
    5. Desinfizieren Sie den rasierten Hautbereich und das umgebende Fell mit Povidon-Jod und warten Sie, bis die Lösung getrocknet ist. Decken Sie dann das Operationsfeld mit einem sterilen Vorhang oder einer durchsichtigen Kunststofffolie ab und erzeugen Sie eine rechteckige Öffnung im Vorhang oder der Kunststofffolie für das Operationsfeld.
  2. Chirurgischer Eingriff
    1. Bestätigen Sie das angemessene Maß an Anästhesie (bereitgestellt durch die Verabreichung von Tribromethanol und Buprenorphin, wie zuvor beschrieben), indem Sie das Ansprechen auf das Zehenklemmen testen.
    2. Machen Sie mit einer scharfen Schere und einer größeren Pinzette (Schmalmusterzange oder ähnliches) einen 2 cm langen Querschnitt der Haut unterhalb des unteren Winkels des Schulterblatts im linken lateralen Thorax. Verwenden Sie die Schere und eine feinere Pinzette (extra feine Graefe-Pinzette oder ähnliches), um in die Muskelschicht zu schneiden und bis zu den Rippen zu sezieren.
    3. Identifizieren Sie den zweiten Interkostalraum und halten Sie die zweite Rippe mit der extra feinen Pinzette. Ziehen Sie die Rippe nach oben, verwenden Sie eine sterile # 11 oder # 12 (gebogene) Skalpellklinge (kein Griff erforderlich), um in den Pleuraraum einzudringen, indem Sie die Interkostalmuskeln des 2. bis 3. Raums trennen und schneiden. Erwägen Sie, die Beatmung zu unterbrechen, um Verletzungen an der linken Lungenspitze zu reduzieren.
    4. Setzen Sie drei sterilisierte Retraktoren ein. Verwenden Sie den kleinsten / schmalsten Retraktorkopf entlang der Ausrichtung der Rippen, den mittelgroßen Retraktor links entlang der 2. Rippe und den größten Retraktor rechts entlang der Oberfläche der 3. Rippe.
    5. Öffnen Sie die Brust mit langsamem und fortschreitendem Retrakt mit den elastischen Retraktorschnüren. Belichten und identifizieren Sie die linke Lungenarterie (PA), indem Sie die linke Lungenspitze mit einem sterilen Wattestupfer wegbewegen.
    6. Verwenden Sie die Mikrozange, die ultrafeine Pinzette in der rechten Hand und die PA- oder gefäßerweiternde Pinzette in der linken Hand, um das Feld, in dem die linke PA und der Bronchus sichtbar sind, sanft freizulegen und zu erzeugen.
    7. Nehmen Sie mit der PA-Pinzette die linke PA auf und ziehen Sie sanft, aber fest nach oben und den Kopfschmerz, um den transparenten Bronchus darunter zu visualisieren. Erhöhen Sie die Vergrößerung am Dissektionsmikroskop (siehe Geräteliste für weitere Details) an dieser Stelle auf maximal (2x).
      HINWEIS: Sterilisieren Sie alle Geräte vor Gebrauch. Um die Sterilität zu erhalten, sollten außerdem nur die Spitzen chirurgischer Instrumente in das sterile chirurgische Feld gelangen.
    8. Während Sie die PA vom Bronchus wegziehen, führen Sie die geschlossene ultrafeine Pinzette vorsichtig durch den Raum zwischen der linken PA und dem Bronchus. Verwenden Sie dann diese Pinzette, um ein 7-0 oder 8-0 zu halten und zu ziehen Prolennaht durch den Raum zwischen der linken Lungenarterie (oben) und dem Bronchus (unten).
    9. Umkreisen Sie die linke PA, indem Sie einen Slipknot binden, um eine Okklusion in der PA zu erzeugen. Die Unterbrechung des Blutflusses wird leicht unter dem Mikroskop visualisiert. Dies markiert den Beginn der ischämischen Periode.
    10. Externalisieren Sie das freie Ende des Knotens durch einen anderen Eintrittspunkt im vorderen linken Thorax mit einer 24G-28G-Nadel und sichern Sie das Ende der Naht mit einem kleinen Stück Klebeband zur späteren leichteren Identifizierung.
    11. Blasen Sie die Lunge wieder auf, um so viel Luft wie möglich aus der Brusthöhle auszustoßen, indem Sie ein PEEP-Ventil / einen Schlauch am Nagetierbeatmungsgerät verwenden. Schließen Sie dann den Brustkorb mit zwei unterbrochenen 4-0-Nylonnähten.
    12. Schließen Sie den Muskel und die Unterhautschicht mit einer laufenden 4-0-Nylonnaht. Dann tragen Sie zwei oder drei Tropfen topisches Bupivacain (0,5%) auf den Einschnitt auf. Verwenden Sie eine 4-0-Nylonnaht, um die Hautschicht mit einer laufenden Naht zu schließen.
  3. Nachsorge
    1. Wenn die spontane Beatmung wieder aufgenommen wurde, trennen Sie den Endotrachealtubus vom Beatmungsgerät und extubieren Sie die Maus.
    2. Legen Sie die Maus auf das Wärmekissen, um die Körpertemperatur während der frühen Erholung nach der Anästhesie aufrechtzuerhalten.
    3. Überwachen Sie die Maus sorgfältig, während Sie sich von der Vollnarkose erholen. Ziehen Sie den externalisierten Slipknot vorsichtig am Ende der ischämischen Periode (30 min oder 1 h).
    4. Bewegen Sie die Maus vom Wärmekissen in einen Käfig, sobald sie Anzeichen einer Genesung gezeigt hat: Selbstaufrichten und / oder Bewegung.
    5. Nach der Reperfusionsperiode (1 h oder 3 h) das Tier einschläfern und Blut durch Herzpunktion und Lungengewebe zur weiteren Analyse sammeln. Für 1 h Reperfusion sammeln Sie Plasma für ELISA, Gewebe für RNA und Proteinanalyse; Für 3 h Reperfusion zusätzlich Gewebe für die Histologie sammeln.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Entzündung, die durch einseitig beatmete sterile Lungenischämie-Reperfusionsverletzung (IR) verursacht wurde: Nach 1 h Ischämie beobachteten wir erhöhte Zytokinspiegel im Serum und im Lungengewebe sowohl durch ELISA als auch durch qRT-PCR, die nach 1 h nach der Reperfusion ihren Höhepunkt erreichten und innerhalb von 12-24 h nach der Reperfusion schnell zum Ausgangswert zurückkehrten13. Für Proben, die 3 h nach der Reperfusion entnommen wurden, beobachteten wir eine intensive neutrophile Infiltrat...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Dieses Manuskript beschreibt die Schritte zur Durchführung des von Dodd-o et al.9 entwickelten belüfteten Lungen-IR-Modells. Dieses Modell hat dazu beigetragen, molekulare Signalwege zu identifizieren, die an der Entstehung und Auflösung von Entzündungen aus Lungen-IR in Isolation 14,15,16,17, Lungen-IR in Kombination mit kobestehender Infektion 18 und Lungen-IR in Bezug auf die Darm-Lungen-Achse und den Beitrag des Darmmikrobioms beteiligt sind13,18,19

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch die Unterstützung der Abteilung für Anästhesie und perioperative Versorgung, der University of California San Francisco und des San Francisco General Hospital sowie durch einen NIH R01-Preis (an AP): 1R01HL146753 finanziert.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Equipment
Faseroptischer LichtleiterCole-ParmerUX-41720-65Faseroptischer Lichtleiter
Faseroptische LichtquelleAmScopeArtikelnummer: CL-HL250-BLichtquelle für faseroptische Leuchten
Germinator 500Cell Point Scientific, Inc.Nr.5-1450Bead Sterilizer
HeizkissenAIMS14-370-223Alternative Option
Lithium.Ion Grooming Kits (Haarschneider)WAHL home productsSKU 09854-600BZur Entfernung von Maushaaren an der Operationsstelle
MikroskopNikonSMZ-10Weitere neuere Optionen auf der Website des Unternehmens erhältlich
MiniVent VentilatorHavard ApparatModell 845Mäusebeatmungsgerät
UltraschallreinigerCole-ParmerUX-08895-05Reinigen Sie Werkzeuge, die während des Betriebs verwendet wurden
WarmhaltekissenKent ScientificRT-0501Um die Maus während der Genesung von einer Operation warm zu halten
WaageCole-ParmerUX-11003-41Waage
Chirurgische Werkzeuge
4-0 SeidennahtEthicon683GZum Schließen der Muskelschicht
7-0 Prolene NahtEthicon IndustrieEP8734HVerwendung zum Herstellen eines Gleitknotens in der linken Lungenarterie
Bard-Parker (11) Skalpell (Rib-Back Chirurgische Klinge aus Kohlenstoffstahl, steril, zum Einmalgebrauch)Aspen Surgical372611Zum Eintritt in die Brusthöhle (Option 1)
Bard-Parker (12) SkalpellAspen Surgical372612Für den Eintritt in die Brusthöhle (Option 2)
Extra feine Graefe PinzetteFST11150-10-/Rippenhaltezange
Magnetfixator Retraction SystemFST1. Grundplatte (Nr. 18200-03)
2. Fixateure (Nr. 18200-01)
3. Aufrolleinrichtungen (Nr. 18200-05 bis 18200-12)
4. Elastomer (Nr. 18200-07) 5. Retraktor (Nr. 18200-08)		Kleintier-Retraktionssystem
Monoject Standard InjektionsnadelCOVIDIEN05-561-20Für die Medikamentenabgabe IP
SchmalmusterzangeFST11002-12Pinzette auf Hauthöhe
Nadelhalter/NadeltreiberFST12565-14zum Halten
NadelnNadeln BD30511026-Gauge-Nadel zum Externalisieren des Slipknotens (24- oder 26-Gauge-Nadel auch in Ordnung)
PA/GefäßdilatationszangeFST00125-11Zum Halten von PA; unschädliche
GreiferschereFST14060-09Wird zum Inzision und Schneiden in die Muskelschicht während der Operation verwendet
Ultra Fine Dumont MikropinzetteFST11295-10 (Dumont #5 Pinzette, Biologiespitze, Spitzenmaß: 0,05 * 0,02 mm, 11 cm)Für den Durchgang durch den Raum zwischen der linken Lungenarterie und bronchus
Reagenzien
BupivacainHospira, Inc.0409-1159-02Topisches Analgetikum zur Verwendung beim chirurgischen Wundverschluss
Avertin (2,2,2-Tribromethanol)Sigma-AldrichT48402-25GAnästhetikum, das zur Anästhesie der Maus für die IR-Chirurgie verwendet wird, die in der IR-Chirurgie verwendete Konzentration beträgt 250-400 mg/kg.
BuprenorphinCovetrus Nordamerika59122Analgetikum: Die für die Operation verwendete Konzentration beträgt 0,05-0,1 mg/kg
AugenschmiermittelBAUSCH+LOMBBeruhigendes Gleitmittel AugensalbeLindert die Trockenheit des Auges
Povidon-Jod 10% LösungMEDLINE INDUSTRIES INCSKU MDS093944H (2 FL OZ, topisches Antiseptikum)Topische Flüssigkeit, die zu Beginn der Operation für ein wirksames Erste-Hilfe-Antiseptikum aufgetragen
Materials
Alcohol SwabBD Marke  BD 326895für die Sterilisation von Injektions- und Operationsbereichen
KunststofffolieKIRKLANDStretch-Tite PremiumAlternative zur Abdeckung des sterilisierten Operationsfeldes (kostengünstiger)
Nagetier-OP-AbdecktücherStoelting50981Steriles Feld oder Abdecktuch für den Operationsbereich
Sterile Baumwollspitze AnwendungPwi-Wnaps703033zum Auftragen von Augenschmiermittel verwendet
Top SchwämmeDukal CorporatonNachbestellung # 5360Stoppen von Blutungen aus Haut/Muskeln
Muskel von 0,25% wird

Referenzen

  1. Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
  2. Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
  4. Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
  5. Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
  6. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  7. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
  8. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  9. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
  10. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
  11. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
  12. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
  13. Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
  14. Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
  15. Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
  16. Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
  17. Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
  18. Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
  19. Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
  20. Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Maus ChirurgiemodellLungenarterienokklusionventilatorisch induzierte Lungensch digungThorakotomietechnikNeutrophileninfiltrationintratracheale Instillationsterile Lungenentz ndungmechanische Beatmung
Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.