Ein chronisches hochintensives Intervalltraining und ein ernährungsbedingtes Adipositas-Modell zur Maximierung der Trainingsanstrengung und zur Induktion physiologischer Veränderungen bei Ratten

Zusammenfassung

In dieser Arbeit werden die morphometrischen Reaktionen und Trainingsleistungsergebnisse eines HIIT-Protokolls (High-Intensity Interval Training) in einem Sprague-Dawley-Rattenmodell für ernährungsinduzierte Adipositas vorgestellt. Der Zweck dieses Protokolls war es, die Trainingsintensität zu maximieren und die physiologischen Reaktionen auf HIIT bei schlanken und fettleibigen Ratten zu bestimmen.

Zusammenfassung

Im Vergleich zu kontinuierlichem, moderatem oder niedrigintensivem Training ist das hochintensive Intervalltraining (HIIT) eine zeiteffizientere alternative Methode, die zu ähnlichen physiologischen Vorteilen führt. In dieser Arbeit wird ein HIIT-Protokoll vorgestellt, das zur Bewertung verschiedener Gesundheitsmarker in einem Sprague-Dawley-Rattenmodell für ernährungsinduzierte Fettleibigkeit verwendet werden kann. Weibliche Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 21 Tagen wurden nach dem Zufallsprinzip in die folgenden Gruppen eingeteilt: Kontrolle (CON, n = 10), Trainingstraining (TRN, n = 10), fettreiche Diät (HFD, n = 10) und fettreiche Diät/Bewegungstraining (HFD/TRN, n = 10). Die Kontrolldiäten bestanden aus kommerziellem Laborfutter mit 10 % Kilokalorien (kcal) aus Fett (3,82 kcal/g), und die fettreichen Diäten (HFD) bestanden aus 45 % kcal aus Fett (4,7 kcal/g). Die Tiere hatten während der gesamten Studie ad libitum Zugang zu ihrer zugewiesenen Nahrung. Nach einer 8-wöchigen Einführungsphase absolvierten die Trainingskohorten 8 Wochen lang vier HIIT-Einheiten pro Woche. Jede HIIT-Einheit bestand aus 10 Intervallen von 1 Minute Sprints/2 Minuten Pause auf einem Nagetierlaufband mit einem motorbetriebenen Riemen. Nach dem 8-wöchigen Training wurden die Tiere für die Gewebeentnahme geopfert. Die Ergebnisse zeigten keine Unterschiede in der Distanz zwischen der TRN- und der HFD/TRN-Gruppe, und die Trainingsgeschwindigkeit stieg über die Dauer der Studie stetig an, mit einer Endlaufgeschwindigkeit von 115 cm/s bzw. 111 cm/s für die TRN- bzw. HFD/TRN-Gruppe. Die wöchentliche Kalorienzufuhr war in der TRN-Gruppe verringert (p < 0,05) im Vergleich zur CON-Gruppe, aber erhöht (p < 0,05) in der HFD/TRN-Gruppe im Vergleich zur HFD-Gruppe. Schließlich wiesen die Tiere auf dem HFD eine größere (p < 0,05) Adipositas auf, und die trainierten Tiere hatten eine reduzierte (p < 0,05) Adipositas im Vergleich zu den Kontrollen. Dieses Protokoll demonstriert eine effiziente Methode, um die Auswirkungen von HIIT auf verschiedene physiologische Ergebnisse in einem ernährungsinduzierten Adipositas-Modell zu bewerten.

Einleitung

Fettleibigkeit und Begleiterkrankungen wie Herz-Kreislauf-Erkrankungen, Stoffwechselerkrankungen und Krebs gehören nach wie vor zu den schwerwiegendsten, kostspieligsten und vermeidbarsten aller Gesundheitsfolgen. Derzeit werden mehr als ein Drittel der Erwachsenen in den Vereinigten Staaten und mehr als 1,6 Milliarden Erwachsene weltweit aufgrund ihres Body-Mass-Index (BMI; definiert als Gewicht in Kilogramm geteilt durch das Quadrat der Körpergröße in Metern^{) als} fettleibig eingestuft1. Adipositas als Krankheit resultiert aus einer genetischen Veranlagung, Umwelteinflüssen und einem Zusammenbruch der normalen Mechanismen, die die Energieaufnahme und den Energieverbrauch regulieren²_. Da die menschlichen und finanziellen Kosten der Adipositas-Epidemie weiter steigen, liegt der Schwerpunkt verstärkt auf dem Versuch, die Mechanismen des Energiehaushalts und die Auswirkungen von Ernährung und Bewegung auf die Bekämpfung von Stoffwechselerkrankungen zu verstehen.

Frühere Studien haben gezeigt, dass die Exposition gegenüber sehr schmackhaften, energiereichen Diäten übermäßiges Essen in Rattenmodellen stimuliert³. Der ad libitum Zugang zu sehr schmackhaften Diäten führt zu einer übermäßigen Gewichtszunahme als Folge einer erhöhten Kalorienzufuhr⁴. Studien haben auch gezeigt, dass Bewegung den Appetit modulieren und die Empfindlichkeit der Sättigungssignalisierung bei übergewichtigen Personen verbessern kann⁵. Es wird vermutet, dass diese Wiederherstellung der Empfindlichkeit der Sättigungssignalisierung durch körperliche Betätigung teilweise durch den Einfluss des Trainings auf die Reaktivität des zentralen und peripheren Gewebes auf Leptin vermittelt wird, ein wichtiges Adipozyten-abgeleitetes regulatorisches Hormon, das den Appetit unterdrückt und den Energieverbrauch stimuliert⁵. Während diese Studien eine Vielzahl von Trainingsprotokollen untersucht haben, gibt es keinen klaren Konsens darüber, welche Intervention überlegen ist ^6,7. Es gibt einige Hinweise darauf, dass hochintensives Intervalltraining (HIIT), bei dem wiederholte anstrengende Trainingseinheiten mit Erholungsintervallen verwoben sind, die Appetitregulierung stärker verbessern kann als andere Formen des Trainings, wie z. B. kontinuierliches Training mit moderater Intensität (MICT), kontinuierliches Training mit hoher Intensität oder freiwillige körperliche Aktivität⁸. Es gibt jedoch Wissenslücken in Bezug auf die Intersektionalität von hochintensivem Intervalltraining, Ernährung und Appetitregulierung.

Frühere Studien haben auch gezeigt, dass Bewegung ein starker Vermittler von inaktivitätsbedingten Komorbiditäten ist, insbesondere aus der Perspektive von Veränderungen im Muskel- und Fettgewebe 9,10,11_. Es wird die Hypothese aufgestellt, dass diese Veränderungen der Zusammensetzung zur Förderung eines entzündungshemmenden Zustands führen, der für die Verbesserung des Krankheitsrisikos verantwortlich sein könnte, die bei Übung¹² beobachtet wurde. Myokine, bei denen es sich um Zytokine, andere kleine Proteine und Proteoglykanpeptide handelt, die während der Muskelkontraktionen aus der Skelettmuskulatur freigesetzt werden, wurden als mildernd für die entzündungshemmenden Ergebnisse im Zusammenhang mit körperlicher Aktivität angesehen. Im Gegensatz dazu hat sich gezeigt, dass Adipokine, Zellsignalmoleküle, die vom Fettgewebe produziert werden, in erster Linie eine schädlichere Rolle spielen und zur Förderung eines Entzündungszustands beitragen^13,14,15,16. Obwohl es signifikante Beweise dafür gibt, dass die bei MICT beobachteten Veränderungen der Zusammensetzung positive gesundheitliche Ergebnisse fördern, wurde weniger Arbeit geleistet, um die potenziellen Vorteile von HIIT^{zu bewerten 1 7,18}.

Schließlich sind Herz-Kreislauf-Erkrankungen als Hauptursache für Morbidität beim Menschen bekannt und korrelieren stark mit Fettleibigkeit, Ernährung und körperlicher Aktivität¹. Dieses Protokoll bietet eine effiziente Möglichkeit, Nagetiere für die Bewertung der Auswirkungen von Herz-Kreislauf-Training auf zahlreiche Systeme zu trainieren. Insbesondere die Herzhypertrophie ist eine ausgeprägte Anpassung, die bei kardiovaskulärem Training auftritt. Diese Hypertrophie ermöglicht robustere Herzkontraktionen und die Zufuhr von Blut und Sauerstoff zum trainierenden Gewebe. Frühere Forschungen deuten darauf hin, dass hochintensives Training eher eine Herzhypertrophie auslöst als Training mit moderater Intensität¹⁹.

Dieses Protokoll trägt dazu bei, die Lücken in der Literatur zu schließen, indem es einen Ansatz zur Untersuchung der Auswirkungen von HIIT auf die Appetitregulierung, Veränderungen der Zusammensetzung (also Myokin- und Adipokinveränderungen) und kardiovaskuläre Anpassungen in einem Mausmodell für ernährungsinduzierte Fettleibigkeit bietet. Darüber hinaus maximieren die leistungsabhängigen Intensitätssteigerungen die Trainingsergebnisse und stellen sicher, dass sich die Tiere nicht an das Trainingstraining anpassen und sich später im Trainingsprotokoll einer moderaten Intensität nähern.

Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, den Trainingsaufwand zu maximieren und phänotypische Veränderungen bei Sprague-Dawley-Ratten als Reaktion auf HIIT, ernährungsbedingte Fettleibigkeit und die Interaktion dieser Reize zu identifizieren. Dieses Protokoll ist im Vergleich zu anderen Techniken einzigartig, da es in der Lage ist, die Anstrengung während des gesamten Trainingszeitraums zu maximieren, selbst wenn die Fähigkeiten und das Fitnessniveau der Ratten steigen. Es ermöglicht auch die gleichzeitige Analyse von Bewegung und Fettleibigkeit, anstatt sich nur auf das eine oder das andere zu konzentrieren. Konkret ging es in dieser Studie darum, die folgenden Hypothesen zu testen. (1) Die Trainingsgeschwindigkeit kann während des Trainings zunehmen, und die von Ratten in der TRN-Gruppe zurückgelegte Distanz kann größer sein als in der HFD/TRN-Gruppe²⁰. (2) Die durchschnittliche wöchentliche Kalorienaufnahme der trainierten Ratten kann größer sein als die der Kontrollen, und dies kann innerhalb jeder Diätkohorte²¹ offensichtlich sein. (3) Die durchschnittliche tägliche Massezunahme kann bei Kontrollratten größer sein als bei trainierten Ratten, und Kontrollratten können bei der Opferung eine höhere Fettmasse aufweisen²¹. (4) Die Masse des Herzens und der Leber kann bei den HFD/TRN-Ratten größer sein als bei den TRN-Ratten¹⁹.

Protokoll

Alle in der vorliegenden Studie beschriebenen Verfahren folgten dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, 8. Auflage. Das Versuchsdesign wurde vom Office of Research and Sponsored Programs (ORSP) unter dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) 2019-5 an der West Virginia School of Osteopathic Medicine genehmigt. Weitere Informationen zu allen in diesem Protokoll verwendeten Materialien finden Sie in der Materialtabelle und in Tabelle 1 . Ein allgemeiner Überblick über die Protokollzeitachse ist in Abbildung 1 dargestellt.

1. Versuchsplanung

1. Verwenden Sie 40 weibliche, 21 Tage alte Sprague-Dawley-Ratten aus einer kommerziellen Quelle (siehe Materialtabelle).
2. Verwenden Sie beim Umgang mit den Tieren eine geeignete Schutzausrüstung gemäß den IACUC-Richtlinien. Zu diesen Sicherheitsmaßnahmen gehören unter anderem das Tragen von sterilen Einweghandschuhen, einem Laborkittel, Schuhüberziehern usw.
3. Wiegen Sie jedes Tier und berechnen Sie den Mittelwert und den Standardfehler des Mittelwerts, um sicherzustellen, dass sich das Gewicht der Gruppen nicht unterscheidet. Wenn sich die Gruppen unterscheiden, passen Sie die Gruppen nach Körpergewicht an, indem Sie die schwereren Personen in die leichteren Gruppen und die leichteren Personen in die schwereren Gruppen umverteilen.
4. Die Tiere werden nach dem Zufallsprinzip in vier Gruppen eingeteilt: Kontrolle (CON, n = 10), Kontrolldiät/Bewegungstraining (TRN, n = 10), fettreiche Ernährung/Kontrolle (HFD, n = 10) und fettreiche Ernährung/Bewegungstraining (HFD/TRN, n = 10).
5. Unterbringung der Ratten in Einzelkäfigen (ein Tier pro Käfig) in einer kontrollierten Umgebung (12 h Hell-Dunkel-Zyklen, 21 °C ± 2 °C, 60 % ± 10 % Luftfeuchtigkeit) und Entwöhnung aller Ratten mit einer Kontrolldiät aus kommerziell gekauftem Laborfutter (siehe Materialtabelle) für eine einwöchige Akklimatisierungszeit. Versorgen Sie jeden Käfig mit Anreicherungsgeräten (Unterschlupf, Nagetiere und Nistmaterial).
   HINWEIS: Die CON-Diät besteht aus kommerziell gekauftem Laborfutter (siehe Materialtabelle und Tabelle 1 für weitere Details) mit 10 % kcal aus Fett (3,82 kcal/g).
6. Gewähren Sie während des gesamten Experiments einen ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser.
7. Beginnen Sie nach der 1-wöchigen Eingewöhnungsphase die 8-wöchige Diätperiode, indem Sie die HFD- und HFD/TRN-Gruppen mit HFD-Futter versorgen. Das HFD-Futter (siehe Materialtabelle und Tabelle 1 für weitere Details) besteht zu 45 % aus Fett (4,7 kcal/g), was dem Makronährstoffabbau in einer typischen westlichen Ernährung entspricht. Stellen Sie sicher, dass alle Tiere weiterhin ad libitum Zugang zu Futter und Wasser haben.
   1. Zu Beginn jeder Woche wird die Menge des Futters, das jedem Tier verabreicht wird, gewogen und notiert. Verwenden Sie 140 g Futter, um jedes Tier eine ganze Woche lang zu füttern.
   2. Um das Futter zu wiegen, stellen Sie ein Wägeschiffchen auf eine elektronische Präzisionswaage (siehe Materialtabelle) und tarieren Sie die Waage durch Drücken der "Tara"-Taste. Geben Sie 140 g Futter in das Wägeschiffchen und notieren Sie das Gewicht (g) von der Waage. Dies ist das "Vorher"-Gewicht.
   3. Legen Sie das Futter in den Futtertrog im Stallkäfig jedes einzelnen Tieres.
   4. Wenn einem Tier der Futter ausgeht, wiegen Sie eine zusätzliche Zuteilung (20 g für jeden verbleibenden Tag) und legen Sie diese Menge in die Futterschale. Notieren Sie, wie viel zusätzliches Futter jedem Tier gegeben wird. Möglicherweise muss das Gewicht auf das Futter im Trichter aufgeschlagen werden, um den Verzehr zu erleichtern, wenn die Tiere Schwierigkeiten haben, die Pellets zu verzehren (was durch abgerundete Pellets im Trichter belegt wird).
8. Am Ende jeder Woche wiegen Sie das verbleibende Futter für jedes Tier. Jedes Tier sollte Futterreste haben, um sicherzustellen, dass es ad libitum fressen kann. Notieren Sie mit der gleichen Skala die verbleibenden Lebensmittel. Dies ist das "Nachgewicht".
9. Subtrahieren Sie das "Nachgewicht" vom "Vorgewicht" für jedes einzelne Tier, um die Nahrungsaufnahme (g) pro Woche zu erfassen.
10. Beginnen Sie nach der 8-wöchigen Einführungsphase mit dem HIIT-Trainingsprotokoll für Ratten in TRN und HFD/TRN. Dies besteht aus einem 8-wöchigen HIIT-Programm mit wöchentlichen Trainingseinheiten am Montag, Dienstag, Donnerstag und Freitag (siehe "HIIT-Trainingsprotokoll" unten) zwischen 08:00 und 10:00 Uhr. Stellen Sie sicher, dass alle Tiere während des gesamten Protokolls ad libitum Zugang zu den ihnen zugewiesenen experimentellen Diäten haben.
    HINWEIS: Es gibt keine Standardisierung des Protokolls zwischen den Gruppen, da dieses Protokoll darauf ausgelegt ist, die Leistung jeder Kohorte zu maximieren, und jede Kohorte kann sich unterscheiden (aufgrund von Phänotypen, die durch die Ernährung induziert werden).
11. Euthanasie der Ratten 48 h nach ihrer letzten Trainingseinheit durch Entnahme von vitalem Gewebe nach Narkoseeinleitung mit inhalativem Isofluran (5%).
    1. Stellen Sie zunächst sicher, dass ausreichend Sauerstoff und Isofluran im System vorhanden sind, um eine Anästhesie einzuleiten. Öffnen Sie den Sauerstofftank, indem Sie das Hauptventil (normalerweise oben auf dem Tank) gegen den Uhrzeigersinn drehen. Je nach Größe des Sauerstofftanks kann es auch ein Reglerventil geben, das geöffnet werden muss, abhängig von der Größe des Sauerstofftanks. Überprüfen Sie außerdem, ob der Auspuffschlauch ordnungsgemäß befestigt ist und dass der Auffangbehälter nicht übergewichtig ist.
    2. Wiegen Sie den Kanister vor dem Gebrauch und notieren Sie das Datum und das Gewicht auf der Seite des Kanisters. Vergewissern Sie sich, dass der Absperrhahn zur Induktionskammer hin geöffnet und der Absperrhahn zum Nasenkonus geschlossen ist.
    3. Um eine Anästhesie einzuleiten, legen Sie das Tier in die Induktionskammer und verschließen Sie die Kammer, indem Sie die Verriegelungsvorrichtungen sichern. Stellen Sie das Isofluran auf 5 % ein, indem Sie die Sicherheitsverriegelung drücken und das Einstellrad gegen den Uhrzeigersinn drehen.
    4. Drehen Sie dann den Regler an der Basis des Sauerstoffdurchflussmessers gegen den Uhrzeigersinn, bis der Zähler zwischen 1,5 und 2 l/min anzeigt.
    5. Nach 1-2 Minuten, wenn das Tier nicht mehr bei Bewusstsein ist, schalten Sie das Isofluran aus, indem Sie den Regler im Uhrzeigersinn drehen, während Sie die Sicherheitsverriegelung drücken. Spülen Sie die Induktionskammer mit Sauerstoff, indem Sie das Sauerstoffablassventil 3-5 s lang drücken. Entriegele die Induktionskammer und entferne das bewusstlose Tier.
    6. Legen Sie das bewusstlose Tier auf den Rücken und befestigen Sie einen Nasenkegel, um eine weitere Betäubung durchzuführen. Öffnen Sie den Absperrhahn für die Abgabe der Gesichtsmaske und schließen Sie den Absperrhahn für die Induktionskammer. Verabreichen Sie 5 % Isofluran mit 100 % Sauerstoff zur Anästhesie über die Gesichtsmaske, bis keine Pedalreflexe mehr vorhanden sind.
       1. Überprüfe die Pedalreflexe, indem du einen kneifenden Druck auf die Zehen des betäubten Tieres ausübst und nach einer Reflexreaktion suchst.
12. Töten Sie das Tier gemäß den von der IACUC zugelassenen Methoden (die je nach Studie variieren können) und präzieren Sie sorgfältig das Zielgewebe für die Messung und weitere Analyse (subkutanes Fettgewebe, perirenales Fettgewebe, Skelettmuskel, Leber, Keimdrüsen und Herz). Abhängig von den IACUC-Protokollen kann die Euthanasie durch Enthauptung mit einer Guillotine oder durch Entnahme von vitalem Gewebe (Herz) abgeschlossen werden.
    1. Um das Herz zu sammeln, machen Sie einen Schnitt unterhalb der Rippen und durch das Zwerchfell.
       1. Lokalisieren Sie das Herz und schneiden Sie das Gefäßsystem (Aorta, Hohlvene, Lungenarterie, Lungenvene) mit einer chirurgischen Schere. Greife das Herz mit einer Zange und schneide das Bindegewebe durch, um das Herz zu befreien. Arbeiten Sie schnell, spülen Sie das Herz mit Kochsalzlösung, tupfen Sie die überschüssige Flüssigkeit mit Gaze ab und notieren Sie das Gewicht. Trennen Sie bei Bedarf die linke Herzkammer, die rechte Herzkammer und die Nasenscheidewand mit einer chirurgischen Schere und wiegen Sie sie einzeln.
       2. Legen Sie die Herzgewebeproben in ein Kryoröhrchen und frieren Sie sie in flüssigem Stickstoff ein.
    2. Als nächstes machen Sie mit einem Skalpell einen Längsschnitt entlang des Bauches und zwei seitliche Schnitte von der Nabelregion bis zur seitlichen Seite des Tieres, um den Zugang zu den Bauchorganen zu ermöglichen.
       1. Entferne mit einer Pinzette und einer chirurgischen Schere alle Organe, die dich interessieren.
          HINWEIS: Für diese Studie wurden die Leber, das viszerale (abdominale) Fettgewebe, die Bauchspeicheldrüse und der Gastrocnemius gesammelt. Das abdominale Fettgewebe wurde in ein bis zwei großen Abschnitten entfernt, indem das Bindegewebe um die Organe und die Körperhöhlenwand herum sanft gekürzt wurde. Das subkutane Fett wurde nicht gesammelt, ähnlich wie bei früheren Methoden²²_.
       2. Die Organe werden nach der Entnahme in ein sauberes Wägeschiffchen auf einer tarierten Waage gelegt. Das Gewicht (g) wird notiert und die Proben zum Schockfrosten in Kryoröhrchen gegeben.
    3. Für den Gastrocnemius machen Sie zwei Schnitte an den seitlichen Seiten des Unterschenkels und einen horizontal über die Achillessehne.
       1. Schneiden oder reißen Sie das Bindegewebe, das die Haut mit der Muskulatur verbindet, um den Gastrocnemius freizulegen. Schneiden Sie die Achillessehne mit einer chirurgischen Schere so nah wie möglich am Muskel ab und greifen Sie den Gastrocnemius mit einer Pinzette.
       2. Folgen Sie dem Gastrocnemius bis zum oberen Verbindungspunkt und machen Sie einen ähnlichen Schnitt, um den Muskel zu befreien.
       3. Die Probe wird auf einem sauberen, tarierten Wägeschiffchen gewogen, in ein Kryoröhrchen gegeben und in flüssigem Stickstoff schockgefrostet.
13. Alle anderen entnommenen Gewebeproben werden sofort in Kryoröhrchen gegeben, in flüssigem Stickstoff schockgefroren und bei −80 °C gelagert. Diese Gewebe können je nach Forschungsziel für zukünftige Laboranalysen wie PCR, Western Blot oder andere Methoden aufbewahrt werden.

2. HIIT-Trainingsprotokoll

1. Um eine Trainingseinheit zu beginnen, schalten Sie das Laufband ein (siehe Materialtabelle), indem Sie den Netzschalter auf der Rückseite des Steuergeräts umlegen.
2. Stellen Sie den Schock des Laufbandes auf 0,00 mA ein, indem Sie den Drehregler an der Steuereinheit gegen den Uhrzeigersinn drehen, bis der Monitor 0,00 mA anzeigt.
3. Stellen Sie die Neigung des Laufbandes auf 5,0 % ein, indem Sie die Kontermutter an der Unterseite des Laufbandes lösen und die Neigung auf die erste Kerbe einstellen. Ziehen Sie die Sicherungsmutter wieder fest, um die Neigung des Laufbandes in dieser Position zu sichern.
4. Stützen Sie den Körper des Tieres mit einer Hand, fassen Sie mit der anderen Hand sanft den Schwanzansatz und platzieren Sie das Tier in einer individuellen Spur auf dem Laufband.
5. Wiederholen Sie den Vorgang, bis alle fünf einzelnen Bahnen auf dem Laufband von einer Ratte aus derselben Kohorte besetzt sind.
6. Stellen Sie die Geschwindigkeit des Laufbandes auf 45 cm/s ein, indem Sie den Kurzwahlschalter im Uhrzeigersinn drehen, bis der Monitor 45 cm/s anzeigt. Drücken Sie die Stop/Run-Taste , um das Laufband zu starten, und lassen Sie es 5 Minuten lang laufen. Drücken Sie die Stop/Run-Taste erneut, um das Laufband nach 5 Minuten zu stoppen. Während dieser Zeit wird kein elektrischer Schlag verwendet.
   HINWEIS: Die Tiere müssen möglicherweise mit Bürsten mit steifen Borsten ermutigt werden, um sich in den frühen Phasen des Protokolls vom Schockgitter fernzuhalten, um ihnen das Erlernen der Verwendung des Laufbandes zu erleichtern.
7. Gönnen Sie sich am Ende der 5 Minuten eine 2-minütige Pause, bevor Sie mit der Trainingsphase beginnen. Drehen Sie den Drehknopf am Steuergerät im Uhrzeigersinn, bis der Monitor die entsprechende Startgeschwindigkeit des Trainings anzeigt. Verwenden Sie für die erste Sitzung eine anfängliche Laufgeschwindigkeit von 55 cm/s. Verwenden Sie für den ersten Sprint eines jeden neuen Trainingstages eine Startgeschwindigkeit, die 4 cm/s langsamer ist als die höchste Geschwindigkeit des Vortages.
   1. Starten Sie das Laufband, indem Sie die Start-Taste drücken, lassen Sie die Tiere laufen, bis der Monitor 1:00 (1 Minute) anzeigt, und stoppen Sie dann das Laufband, indem Sie die Stop/Run-Taste erneut drücken.
   2. Bewegen Sie die Tiere mit Bürsten, um die Vorwärtsbewegung zu fördern, wenn das Tier das Schockgitter (an der Rückseite des Laufbandes) erreicht. Wenn ein Tier pro Trainingsgruppe mehr als zweimal pro Trainingseinheit nicht auf die Bürsten reagiert, schalten Sie das Schockgitter für den Rest der Sitzung auf 2,0 mA ein.
8. Lassen Sie die Tiere nach dem Sprint 2 Minuten ruhen. Am Ende der 2-minütigen Pause beginnen Sie den nächsten Sprint, indem Sie das Laufband starten, indem Sie die Stop/Run-Taste an der Steuereinheit drücken. Die Details zur Laufbandgeschwindigkeit sind unten definiert.
   1. Erhöhen Sie die Geschwindigkeit für das folgende Sprintintervall um 4 cm/s gegenüber der vorherigen Geschwindigkeit, wenn alle fünf Tiere innerhalb einer Kohorte das Sprintintervall ohne Motivation (Ermutigung mit einer steifen Borstenbürste oder mehr als fünfmaliges Berühren des Schockgitters) für ein volles Sprintintervall von 1 Minute absolvieren. Die Drehzahl wird durch Drehen des Drehzahlreglers am Steuergerät im Uhrzeigersinn erhöht.
   2. Verwenden Sie die gleiche Intervallgeschwindigkeit wie beim vorherigen Sprintintervall, wenn die Bürsten verwendet werden, um das Laufen zu fördern, oder wenn ein Tier das Schockgitter mehr als fünfmal in einem einzigen 1-Minuten-Sprint berührt.
   3. Reduzieren Sie die Geschwindigkeit für das folgende Intervall um 4 cm/s, wenn sich ein Tier während eines Sprintintervalls übermäßig wehrt (mehr als 20 s kumulierte Zeit auf dem Schockgitter).
      HINWEIS: Unserer Erfahrung nach konnten 100% der Tiere den geforderten Lauf absolvieren. Nichtsdestotrotz müssen Tiere nach Ermessen des Prüfarztes aus der Studie entfernt werden, wenn sie keine Bereitschaft zum Laufen zeigen oder übermäßige Schocks erleiden.
   4. Zeichne die Geschwindigkeit und die gelaufene Distanz für jeden Kampf auf.
9. Wiederhole den Vorgang für insgesamt 10 HIIT-Trainingseinheiten pro Trainingstag. Jede Trainingseinheit besteht aus 1 Minute hochintensivem Laufen, gefolgt von 2 Minuten Pause.
10. Nehmen Sie am Ende der Trainingseinheit jedes Tier vom Laufband und setzen Sie es in seinen individuellen Käfig.
11. Für jeden neuen Trainingstag beginnt die anfängliche Laufgeschwindigkeit für den ersten Kampf bei 4 cm/s langsamer als die schnellste Geschwindigkeit des Trainings am Vortag, mit einer Mindestgeschwindigkeit von 55 cm/s.

3. Statistische Analyse

1. Geben Sie die Morphometrie und andere Ergebnismaße als Mittelwerte und Standardfehler an.
2. Ermitteln Sie die Unterschiede zwischen den Gruppen in einer Analysesoftware (siehe Materialtabelle) mit einem Mixed-Effects-Modell, das Mehrfachvergleiche ermöglicht.
   HINWEIS: Die Šidák-Korrektur wurde implementiert, um Mehrfachvergleiche zu berücksichtigen. Gegebenenfalls wurde ein Modell mit wiederholten Maßnahmen eingeführt. Signifikante Unterschiede wurden mit p < 0,05 ermittelt.

Ergebnisse

Abbildung 2 zeigt, dass die Trainingsleistung über die Dauer des Protokolls zunahm. Die Endfahrgeschwindigkeiten der TRN- und HFD/TRN-Gruppen betrugen 115 cm/s bzw. 111 cm/s. Die Gesamtlaufstrecke unterschied sich nicht zwischen den TRN- und HFD/TRN-Gruppen (Abbildung 3).

Die durchschnittliche wöchentliche Futteraufnahme war bei den Tieren mit der Kontrolldiät höher (p < 0,0001) als bei den Tieren mit fettreicher Diät (103 g/Woche ± 1,0 g/Woche vs. 91 g/Woche ± 1,0 g/Woche). Auch die durchschnittliche wöchentliche Futteraufnahme war in den trainierten Gruppen höher (p < 0,001) als in den nicht trainierten Gruppen (98 g/Woche ± 1,3 g/Woche vs. 92,2 g/Woche ± 1,0 g/Woche). Bei der Betrachtung der Wechselwirkungen unterschieden sich die CON- und TRN-Gruppen nicht voneinander, hatten aber eine höhere (p < 0,05) wöchentliche Aufnahme als die HFD/TRN-Gruppe, die mehr (p < 0,05) als die HFD-Gruppe aß (Abbildung 4). Bei der Umrechnung der Futteraufnahme in die kcal-Aufnahme hatten die Tiere mit der fettreichen Diät eine höhere (p < 0,0001) Kalorienaufnahme als die Tiere mit der Kontrolldiät (430 kcal/Woche ± 4,6 kcal/Woche vs. 396 kcal/Woche ± 3,7 kcal/Woche). Dies führte zu Unterschieden (p < 0,05) in der wöchentlichen Kalorienzufuhr zwischen allen vier Gruppen, wobei die HFD/TRN-Gruppe die größte wöchentliche Kalorienaufnahme aufwies, gefolgt von den HFD-, CON- und TRN-Gruppen (Abbildung 5).

Das Körpergewicht unterschied sich erst in Woche 8 der Fütterungsperiode zwischen den Gruppen, als die HFD- und HFD/TRN-Gruppen eine größere Masse (p < 0,05) erreichten als die CON- und TRN-Gruppen (293 g ± 10,1 g und 298 g ± 13,1 g vs. 270 g ± 8,6 g bzw. 264 g ± 6,8 g). Die HFD- und HFD/TRN-Gruppen blieben für den Rest der Studie schwerer (p < 0,05) als die CON- und TRN-Gruppen (332 g ± 14,4 g, 347 g ± 16,3 g, 304 g ± 10,3 g bzw. 304 g ± 10,1 g für die HFD-, HFD/TRN-, CON- und TRN-Gruppen). Die durchschnittliche Tageszunahme (ADG) war bei den trainierten im Vergleich zu den nicht trainierten Tieren im Trainingsteil der Studie größer (p < 0,05) (0,8 g/Tag ± 0,11 g/Tag vs. 0,5 g/Tag ± 0,09 g/Tag), und es gab in diesem Zeitraum keine Unterschiede in der ADG zwischen der CON- und der HFD-Gruppe. Zusammengenommen führte dies zu einem höheren (p < 0,05) ADG in der HFD/TRN-Gruppe als in der HFD-Gruppe und zu keinen Unterschieden zwischen der CON- und der TRN-Gruppe (Abbildung 6) über den Trainingszeitraum. Die 8-wöchige Trainingsphase führte jedoch nicht zu einem Gewichtsunterschied zwischen der HFD/TRN- und der HFD-Gruppe (347 g ± 16,3 g vs. 331,5 g ± 14,4 g).

Nach Abschluss des Trainingsprotokolls ergab die Gewebeentnahme, dass die Tiere auf der HFD eine größere (p < 0,05) viszerale Adipositas aufwiesen als die CON-Gruppe (25 g ± 2,1 g vs. 19 g ± 1,5 g) und die trainierten Tiere eine reduzierte (p < 0,05) viszerale Adipositas im Vergleich zu den Kontrolltieren aufwiesen (21 g ± 2,4 g vs. 25 g ± 2,1 g, bzw. ). Die HFD-Gruppe hatte eine größere (p < 0,05) viszerale Adipositas als die TRN- und HFD/TRN-Gruppen (Abbildung 7). Die Herzmasse war in der HFD/TRN-Gruppe größer als in der CON-, TRN- und HFD-Gruppe (p < 0,05; 1,3 g ± 0,2 g vs. 1,1 g ± 0,1 g, 1,1 g ± 0,1 g bzw. 1,0 g ± 0,1 g). Es wurden keine Unterschiede in der Lebermasse zwischen den Gruppen beobachtet. Es wurden keine Unterschiede in der Masse anderer Organe oder Gewebe festgestellt.

Abbildung 1: Zeitleiste des Studienprotokolls nach Alter der Tiere in Tagen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: HIIT-Geschwindigkeit während des gesamten Trainingsprotokolls für die TRN- und HFD/TRN-Tiere nach Sitzung. HIIT wurde 8 Wochen lang an vier verschiedenen Tagen pro Woche durchgeführt, was zu 32 Trainingseinheiten führte. Die Durchschnittswerte pro Training werden dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Durchschnittliche zurückgelegte Distanz pro Sprint in den Gruppen TRN und HFD/TRN während des gesamten Trainingsprotokolls. HIIT wurde 8 Wochen lang an vier verschiedenen Tagen pro Woche durchgeführt, was zu 32 Trainingseinheiten führte. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Durchschnittliche wöchentliche Futteraufnahme der CON-, TRN-, HFD- und HFD/TRN-Kohorten. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) dargestellt. ^a,b,cMittelwerte mit unterschiedlichen Buchstaben unterscheiden sich (p < 0,05). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Wöchentliche Kalorienaufnahme der CON-, TRN-, HFD- und HFD/TRN-Kohorten. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. ^a,b,c,dMittelwerte mit unterschiedlichen Buchstaben unterscheiden sich (p < 0,05). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6: Durchschnittliche tägliche Gewichtszunahme in den Kohorten CON, TRN, HFD und HFD/TRN. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. ^a,bGruppen mit unterschiedlichen Buchstaben unterscheiden sich (p < 0,05). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 7: Durchschnittliche viszerale Fettmasse bei der Nekropsie. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM dargestellt. ^a,bGruppen mit unterschiedlichen Buchstaben unterscheiden sich (p < 0,05). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Tabelle 1: Zusammensetzung der im Protokoll verwendeten Diäten. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Diskussion

Dieses Protokoll bietet eine effektive Methode, um die Auswirkungen von HIIT auf mehrere Gesundheitsmarker in einem ernährungsinduzierten Adipositas-Modell zu untersuchen. Das Verfahren stützt sich auf frühere Studien, um eine zeiteffizientere Methode zur Untersuchung mehrerer Ergebnisvariablen zu ermöglichen, wie z_. B. Trainingsvariablen, Marker für die Appetitregulation und invasive Analysen der Körperzusammensetzung 3,7,8,18,23,24. Der Inhalt der Ernährung, die Dauer und das Trainingsinterventionsprotokoll stimmten mit früheren Veröffentlichungen^{überein 23,24}_. In dieser Studie wurde kommerziell erhältliches Laborfutter gekauft (siehe Materialtabelle). Das Laborfutter für die fettreiche und die Kontrolldiät enthielt die gleiche Menge an Eiweiß und Mikronährstoffen. Der Kohlenhydrat- und Fettgehalt der Diäten wurde modifiziert, um eine sichere Methode zur Induktion von Fettleibigkeit in der Versuchsgruppe bereitzustellen (siehe Tabelle 1).

Die 8-wöchige Induktionsphase für Adipositas, die in der vorliegenden Studie verwendet wurde, wurde auf der Grundlage früherer Untersuchungen modelliert, die signifikante Gewichtsveränderungen nach der Bereitstellung von kommerziellem Laborfutter zeigten, das aus 45 % kcal aus Fett (4,7 kcal/g) bestand, was den Makronährstoffabbau in der typischen westlichen Ernährung darstellt²³. Darüber hinaus haben frühere Studien die Wirksamkeit eines 8-wöchigen HIIT-Protokolls bei der Beeinflussung der Nahrungsaufnahme ^7,8, des Fettprofils ^18,23 und des Muskelaufbaus ¹⁸ gezeigt. Die Ergebnisse des in dieser Studie beschriebenen Protokolls stimmten mit früheren Studien überein, die berichteten, dass HIIT die Appetitregulierung sowie die Zusammensetzung von Adipositas und Muskelmasse beeinflusst.

Ein Vorteil dieses Protokolls besteht darin, dass es die Intensität des Trainings bei den Tieren maximiert und die maximale Anstrengung während des gesamten Protokolls aufrechterhält. Da die Tiere kontinuierlich lernen, das Laufband kompetent zu nutzen und Fitnessgewinne zu erzielen, wird die Geschwindigkeit des Laufbandes im Verhältnis zu ihrer Leistung entsprechend erhöht. Darüber hinaus ermöglicht die Verwendung der 5,0%igen Inklination den Tieren, die maximale Intensität in jeder Sitzung und während des gesamten Protokolls schneller zu erreichen, als dies ohne die Verwendung der Inklination möglich wäre. Dadurch wird die Trainingsleistung für jedes Training und für die Dauer des Protokolls maximiert.

Während der Studie war ein Tier krankheitsbedingt nicht in der Lage, das Versuchsprotokoll abzuschließen, was dazu führte, dass n = 39 Tiere die Studie abschlossen, wobei nur n = 9 Ratten in der HFD-Kohorte waren. Dieses Protokoll wurde ursprünglich entwickelt, um Veränderungen der Zytokinprofile als Reaktion auf Bewegung und Ernährung zu bewerten, und die Leistungsanalyse ergab eine Trennschärfe von mehr als 90 %, um einen Unterschied (p < 0,05) im primären Zielzytokin (Irisin) zu identifizieren. Zukünftige Studien, die dieses Modell verwenden, sollten sich auf einzigartige Power-Analysen stützen, um geeignete Stichprobengrößen zu bestimmen.

Diese Studie wurde in erster Linie entwickelt, um die physiologischen Ergebnisse von HIIT in einem Nagetiermodell für ernährungsbedingte Fettleibigkeit zu untersuchen und die Intensität des Trainings zu maximieren. Dieses Protokoll war in der Lage, Variationen von ADG und Adipositas als Reaktion auf Ernährung und HIIT zu zeigen (Abbildung 6 und Abbildung 7). Zukünftige Studien könnten spezifisch endokrine, myokine und adipokine Reaktionen auf HIIT identifizieren. Die Aufklärung dieser Mechanismen kann sich bei der Behandlung und Vorbeugung von Adipositas und ihren Begleiterkrankungen als nützlich erweisen.

Diese Studie zeigte auch den Einfluss von Ernährung und HIIT auf die Futteraufnahme. Die Ergebnisse zeigten, dass die trainierten Tiere mehr Kalorien zu sich nahmen, wenn die Tiere eine fettreiche Diät zu sich nahmen, als die nicht trainierten Tiere. Im Gegensatz dazu, wenn die Tiere die Kontrolldiät fraßen, nahmen die trainierten Tiere weniger Kalorien zu sich als die nicht trainierten Tiere, was je nach Zusammensetzung der Nahrung unterschiedliche Reaktionen auf die Appetitregulation zeigte. Daher können Strategien zur Gewichtsabnahme, die HIIT verwenden, für diejenigen, die gleichzeitig eine fettreiche Diät zu sich nehmen, weniger effektiv sein, da sie mit größerer Wahrscheinlichkeit überschüssige Kalorien zu sich nehmen. Im Gegensatz dazu kann eine ausgewogene Makronährstoffzufuhr während HIIT eine geringe Kalorienzufuhr fördern und somit die Gewichtsabnahme erleichtern. Dieses Modell kann Forschungsbemühungen erleichtern, um ein tieferes Verständnis der Mechanismen hinter dem Energiehaushalt zu entwickeln und effektive Strategien zur Gewichtsabnahme zu entwickeln.

Schließlich zeigte dieses Protokoll Variationen im Herzgewebe zwischen den Kohorten, die Anpassungsveränderungen in der Körperzusammensetzung als Reaktion auf Ernährung und Bewegungstraining widerspiegeln. Diese Daten deuten darauf hin, dass die Induktion von Adipositas, gefolgt von HIIT, Personen für Myokardhypertrophie prädisponieren kann, ohne dass es zu Veränderungen der Lebergröße kommt. Zukünftige Analysen, um die Mechanismen hinter diesen Ergebnissen zu bestimmen, könnten für die Untersuchung der Myokardhypertrophie und der metabolischen Zusammenhänge zwischen Fettleibigkeit, HIIT und Herz-Kreislauf-Erkrankungen nützlich sein.

Das in dieser Studie beschriebene Protokoll weist mehrere Einschränkungen auf. Erstens hatte das in dieser Studie verwendete Laufband fünf Bahnen, so dass fünf Ratten gleichzeitig laufen konnten. Obwohl diese Art der Ausführung des Protokolls effizient war, war es für einen einzelnen Forscher schwierig, sich um jedes der Tiere gleichzeitig zu kümmern. Es gab Situationen, in denen es für den Laufbandbetreuer schwierig war, seine Aufmerksamkeit auf die vielen Tiere aufzuteilen, die mit Borstenbürsten stimuliert werden mussten. In Zukunft wird es eine Priorität sein, dafür zu sorgen, dass mehr Forschungspersonal zur Verfügung steht, um die Trainingsprotokolle zu unterstützen. Darüber hinaus ist das fünfspurige Laufbandmodell nicht in der Lage, den Gasaustausch zu messen, und daher konnte der aerobe/anaerobe Stoffwechsel der Tiere während des Protokolls nicht bewertet werden. Das Unternehmen, das das Laufband für Nagetiere zur Verfügung gestellt hat (siehe Materialtabelle), bietet zwar ein Laufband an, das den Gasaustausch messen kann, aber es handelt sich um ein einbahniges Laufband, das daher deutlich mehr Zeit und Mühe erfordern würde. Dieser Aufwand kann sich jedoch für Forscher lohnen, die bestimmte Ergebnisse der indirekten Kalorimetrie messen oder kontrollieren müssen. Darüber hinaus gibt es nur sehr wenige Hinweise darauf, wie sich das Schockraster auf die Trainingsleistung auswirken kann, was bei der Interpretation der Ergebnisse dieses Modells berücksichtigt werden sollte. Schließlich wurde das in dieser Studie beschriebene Trainingsprotokoll mit jungen weiblichen Sprague-Dawley-Ratten entwickelt. Frühere Studien haben sexuell dimorphe Effekte gezeigt, insbesondere in Bezug auf HIIT und Appetitregulation ^3,7. Obwohl ähnliche Ergebnisse erwartet werden, wurden in diesem Protokoll keine Tiere unterschiedlicher Spezies, Altersgruppen, Geschlechter oder gesundheitlicher Ergebnisse getestet.

Im Vergleich zu früheren Modellen zeigt dieses Protokoll eine zeiteffizientere Methode zur Bewertung einer Reihe von Ergebnisvariablen. Zum Beispiel war dieses Protokoll in der Lage, Wechselwirkungen zwischen HIIT und Appetitregulierung in einem Protokoll zu identifizieren, das vier Trainingseinheiten pro Woche für 8 Wochen umfasste, im Vergleich zu früheren Studien, die fünf Trainingseinheiten pro Woche für 8 Wochen,²⁴ oder sogar 12 Wochen Training^{umfassten 8}. Darüber hinaus ermöglichte dieses Studiendesign die Analyse einer Vielzahl von Gesundheitsmarkern, wie z. B. Trainingsdaten, Marker der Appetitregulierung und Körperzusammensetzung. Diese Marker sowie die Herzanpassungen an das Bewegungstraining stellen vielversprechende Mittel dar, um auch die Trainingsanpassungen des Herz-Kreislauf-Systems zu bewerten. Messungen der Endothelfunktion, der Zusammensetzung des Muskelfasertyps und der kardialen Myozytenhypertrophie könnten leicht hinzugefügt werden, um das Verständnis dieser trainingsinduzierten Anpassungen zu verbessern. Darüber hinaus enthielt dieses Protokoll leistungsbasierte Intensitätssteigerungen. Dieses Design ermöglichte die Maximierung der Trainingsergebnisse und stellte sicher, dass sich die Ratten nicht an die Trainingsumgebung anpassten und sich gegen Ende der Intervention einem kontinuierlichen Trainingsmodell mit moderater Intensität näherten. Dies ist in Abbildung 2 dargestellt. Insbesondere waren die Sprintgeschwindigkeiten dieser Tiere mehr als doppelt so hoch wie in früheren Publikationen, die viele kardiovaskuläre, skelettmuskuläre und thermoregulatorische Anpassungen zeigten, die mit HIIT-Interventionen übereinstimmen²⁵.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Kommerzielles Laborfutter für Kontrolldiät	Research Diets Inc., New Brunswick, NJ	D12450H
Kommerzielles Laborfutter für fettreiche Ernährung	Research Diets Inc., New Brunswick, NJ	D12451
GraphPad Prism Software	GraphPad Software Inc., San Diego, CA
Precision Electronic Digital Scale	Ohaus Corporation, Pine Brook, NJ	V11P30
Nagetier-Laufband	Panlab, Barcelona, Spanien
Sprague Dawley Ratten	Charles River, Durham, NC
Tisch-Anästhesiegerät	VetEquip Inc., Livermore, CA	V0557