Methodenartikel

Partielle Ischiasnervligatur: Ein Mausmodell für chronische neuropathische Schmerzen zur Untersuchung der antinozizeptiven Wirkung neuartiger Therapien

DOI:

10.3791/64555

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6. Oktober 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Neuroscience Graduate Interdisciplinary Program, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 4Comprehensive Pain and Addiction Center, The University of Arizona, Tucson, 5Department of Anesthesiology and Pain Management, University of Texas Southwestern Medical Center

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die partielle Ligatur des Ischiasnervs induziert lang anhaltende chronische neuropathische Schmerzen, die durch übertriebene Reaktionen auf thermische und mechanische Reize gekennzeichnet sind. Dieses Mausmodell für neuropathische Schmerzen wird häufig verwendet, um innovative Therapien zur Schmerzbehandlung zu untersuchen. Dieser Artikel beschreibt detailliert das chirurgische Verfahren zur Verbesserung der Standardisierung und Reproduzierbarkeit.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Behandlung chronischer Schmerzen ist bis heute eine Herausforderung, und die derzeitigen Behandlungen sind mit Nebenwirkungen wie Toleranz und Sucht verbunden. Chronische neuropathische Schmerzen resultieren aus Läsionen oder Erkrankungen des somatosensorischen Systems. Um mögliche Therapien mit reduzierten Nebenwirkungen zu untersuchen, sind Tierschmerzmodelle der Goldstandard in präklinischen Studien. Daher sind gut charakterisierte und gut beschriebene Modelle entscheidend für die Entwicklung und Validierung innovativer Therapien.

Die partielle Ligatur des Ischiasnervs (pSNL) ist ein Verfahren, das chronische neuropathische Schmerzen bei Mäusen induziert, die durch mechanische und thermische Überempfindlichkeit, anhaltende Schmerzen und Veränderungen der Extremitätentemperatur gekennzeichnet sind. pSNL ist ein vorteilhaftes Modell zur Untersuchung neuropathischer Schmerzen, da es viele Symptome reproduziert, die bei Menschen mit neuropathischen Schmerzen beobachtet werden. Darüber hinaus ist der chirurgische Eingriff relativ schnell und unkompliziert durchzuführen. Die einseitige pSNL einer Extremität ermöglicht den Vergleich zwischen den ipsilateralen und kontralateralen Pfoten sowie die Bewertung der zentralen Sensibilisierung.

Um eine chronische neuropathische Überempfindlichkeit zu induzieren, wird ein nicht resorbierbarer 9-0-Nylonfaden verwendet, um das dorsale Drittel des Ischiasnervs zu ligieren. Dieser Artikel beschreibt den chirurgischen Eingriff und charakterisiert die Entwicklung chronischer neuropathischer Schmerzen durch mehrere häufig verwendete Verhaltenstests. Da derzeit eine Vielzahl innovativer Therapien zur Behandlung chronischer Schmerzen untersucht wird, bietet dieser Artikel entscheidende Konzepte für die Standardisierung und eine genaue Beschreibung von Operationen, die erforderlich sind, um neuropathische Schmerzen zu induzieren.

Einleitung

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Chronische Schmerzen sind ein bedeutendes Gesundheitsproblem auf der ganzen Welt und eines der teuersten Gesundheitsprobleme in den Vereinigten Staaten. Chronische Schmerzen werden besser behandelt, wenn sowohl pharmakologische als auch nicht-pharmakologische Modalitäten multidisziplinär eingesetzt werden1. Die Behandlung chronischer Schmerzen ist eine Herausforderung und behandelt die Schmerzen in einigen Fällen nicht angemessen2. Daher sind neue und komplementäre Methoden erforderlich, um die Behandlung chronischer Schmerzen zu verbessern, und Tiermodelle sind für die Erforschung innovativer Therapien von entscheidender Bedeutung.

Chronische neuropathische Schmerzen resultieren aus Läsionen oder Erkrankungen des somatosensorischen Systems, einschließlich Diabetes, Infektionen, Nervenkompressionen oder Autoimmunerkrankungen3. Neuropathische Schmerzen beruhen sowohl auf peripheren als auch auf zentralen Sensibilisierungsmechanismen und entstehen durch eine Läsion der Nerven. Dieser Schmerz kann sowohl durch Berührung als auch durch thermisch hervorgerufene Hyperalgesie und Allodynie, anhaltende Schmerzen und Temperaturänderungen der betroffenen Extremitätgekennzeichnet sein 4. Um die Mechanismen besser zu verstehen und neue Behandlungen voranzutreiben, wurden mehrere Modelle an Nagetieren entwickelt, um die Symptome und Ursachen neuropathischer Schmerzen nachzuahmen5. Zum Beispiel können neuropathische Schmerzen mit Chemotherapeutika-Injektionen, Spinalnervenligatur (SNL), chronischer Verengungsverletzung (CCI) des Ischiasnervs, pSNL, verschonten Nervenverletzungen, Ischiasnervendurchtrennung und Ischiasnerv-Trisektion6 induziert werden. Bemerkenswert ist, dass die Ligatur des Ischiasnervs mehrere Merkmale neuropathischer Schmerzen reproduziert, die beim Menschen beobachtet werden, wie z. B. mechanische und thermische Überempfindlichkeit oder Temperaturänderungen der betroffenen Extremität, die für das komplexe regionale Schmerzsyndrom (CRPS) charakteristisch sind7. Daher eignet sich dieses Modell gut für die Untersuchung von CRPS oder anderen Nervenverletzungen, die chronische neuropathische Schmerzen hervorrufen. Das Modell wurde erstmals 1990 von Seltzer entwickelt8 und wird häufig in Schmerzstudien verwendet, um neuartige analgetische Verbindungen zu untersuchen oder die kognitiven Auswirkungen chronischer Schmerzen zu bewerten 9,10,11,12,13. Das Modell weist eine hohe Reproduzierbarkeit auf, und die partielle Ligatur bewahrt Verhaltensreaktionen auf periphere Reize6.

Viele der derzeit verwendeten Modelle weisen Mängel auf, die bei pSNL nicht beobachtet wurden. Das CCI-Modell weist eine viel höhere Variabilität der Verletzungen zwischen den einzelnen Tieren auf, abhängig von der Enge des Konstriktors, und die Autotomie verändert die Hinterpfotenziffern, wodurch das Modell für die Verhaltensanalyse ungeeignet wird6. Das SNL-Modell ist eine weitaus kompliziertere und längere Operation, die nicht nur fortgeschrittene technische Fähigkeiten erfordert, sondern auch ein hohes Risiko für schwere motorische Defizite birgt3. Diese Unzulänglichkeiten sind im pSNL-Modell nicht zu sehen. Die einfache Reproduzierbarkeit, die kurze Dauer der Operation und das reduzierte Risiko für motorische Defizite postoperativ machen dieses Modell wertvoll für die Untersuchung peripherer neuropathischer Schmerzen 8,14. Nichtsdestotrotz kann das partielle Ligationsverfahren selbst zwischen den Experimentatoren variabel sein, was zu einer geringeren Konsistenz in der Anzahl der ligierten Nervenfasern führt. Daher ist die Darstellung der Details der Operation entscheidend, um die Reproduzierbarkeit zwischen den Studien zu erhöhen.

Um eine chronische Neuropathie zu induzieren, wird eine nicht resorbierbare 9-0-Nylonnaht verwendet, um ein Drittel der Breite des Ischiasnervs zu ligieren. Nach der Operation sind die Reaktionen auf thermische und mechanische Reize übertrieben, beginnend am Tag 1 postoperativ und dauern mehr als 50 Tage8. Hier wurden sowohl thermische als auch mechanische Empfindlichkeiten über 28 Tage mit Hargreaves-, Heizplatten- und von Frey-Filamenttests bewertet. Alle Verhaltenstests zeigten die Konsistenz der lang anhaltenden Überempfindlichkeit. Es wurde gezeigt, dass dieses Modell dosisabhängige Wirkungen sowohl von Morphin als auch von Ibuprofen hat, was bestätigt, dass es für präklinische Schmerzstudien gut geeignet ist. In diesem Artikel werden insbesondere die Anweisungen für ein einzigartiges handgefertigtes Glaswerkzeug beschrieben, das als "Nervenglashaken" bezeichnet wird. Dieses Werkzeug wird anstelle einer Pinzette verwendet, um den Nerv zu manipulieren und unbeabsichtigte zusätzliche Nervenverletzungen während der Operation zu verhindern.

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Protokoll

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Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Arizona genehmigt und entsprechen den Richtlinien für die Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health (NIH-Veröffentlichung Nr. 80-23, 1966). Erregerfreie, erwachsene C57Bl6/J-Mäuse (Testgewicht: 22-28 g) wurden in Standard-Vivarium-Mauskäfigen (fünf Mäuse pro Käfig) in klimatisierten Räumen in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht und erhielten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser. Alle Verhaltensexperimente wurden von Experimentatoren durchgeführt, die für die Behandlungsbedingungen blind waren.

1. Baseline: das Maß für die mechanische Empfindlichkeit

  1. Lassen Sie die Mäuse nach ihrer Ankunft 1 Woche lang in der Tiereinrichtung leben. Gewöhnen Sie die Tiere dann ≥7 Tage lang an den Umgang mit dem Experimentator.
  2. Gewöhnen Sie die Mäuse vor dem Test 1 Stunde lang an die von Frey-Testvorrichtung, indem Sie sie in durchsichtige Plexiglasboxen auf einem Drahtgeflecht im selben Raum wie den Testraum platzieren - vorzugsweise mit dem Experimentator, der während der Gewöhnung im Raum anwesend ist.
  3. Legen Sie die Basisschwelle für den Pfotenentzug über die "Up-and-Down"-Methode unter Verwendung von Frey-Filamenten fest, die in der ergänzenden Tabelle S1 beschrieben sind, beginnend mit dem 3,61 (3,9 mN) Filament.
    1. Messen Sie die Rückzugsreaktion auf das Sondieren der mittelplantaren Hinterpfote mit einer Reihe von kalibrierten feinen (von Frey) Monofilamenten. Tragen Sie jedes Filament einmal senkrecht auf die Plantarfläche der ipsilateralen pSNL-Hinterpfote der Tiere auf, die in hängenden Maschendrahtkäfigen gehalten werden. Bewerten Sie die mechanische Empfindlichkeit mit der "Up-and-Down"-Methode15: Bestimmen Sie die Entzugsschwelle, indem Sie die Reizstärke entsprechend der Größe des Filaments sequentiell erhöhen oder verringern. Tragen Sie jedes Filament nacheinander einmal auf.
      ANMERKUNG: Der Versuchsleiter darf keine Fußballen stimulieren, um konsistente Ergebnisse zwischen den Tieren zu erzielen.
    2. Wenn das Tier beispielsweise nicht auf das 3,61-Filament reagiert, verwenden Sie das dickere 4,08-Filament (9,8 mN) (eine Reaktion wird visuell als Rückzug, Schütteln oder Lecken der betroffenen Pfote vermerkt); Wenn das Tier zum ersten Mal reagiert hat, verwenden Sie das dünnere 3,22 (1,6 mN) Filament. Verwenden Sie weiterhin entweder abnehmende oder zunehmend dicke Filamente, je nachdem, ob das Tier positive bzw. negative Folgereaktionen hatte. Geben Sie negative und positive Antworten in dem Datenblatt an, das in der ergänzenden Tabelle S1 enthalten ist. Testen Sie die gleiche Pfote 4x mit verschiedenen Filamenten nach der ersten positiven Reaktion.

2. Baseline: das Maß der thermischen Empfindlichkeit unter Verwendung des Hargreaves-Tests

  1. Lassen Sie die Mäuse nach ihrer Ankunft 1 Woche lang in der Tiereinrichtung leben. Gewöhnen Sie die Tiere dann ≥7 Tage lang an den Umgang mit dem Experimentator.
  2. Gewöhnen Sie die Mäuse vor dem Test 1 Stunde lang an das Hargreaves-Testgerät, indem Sie sie in durchsichtige Plexiglasboxen im selben Raum wie den Testraum legen - vorzugsweise mit dem Experimentator, der während der Gewöhnung im Raum anwesend ist.
    HINWEIS: Der Hargreaves-Test erfordert, dass das Tier einige Sekunden lang still steht. Bei Mäusen ist die Gewöhnung der Schlüssel zu einem erfolgreichen Experiment. Wenn die Mäuse also nach 1 Stunde Gewöhnung sehr aktiv bleiben, lassen Sie sie bei Bedarf länger akklimatisieren.
    1. Bestimmen Sie die Pfotenentzugslatenzen, wie von Hargreaves et al.16 beschrieben. Akklimatisieren Sie die Mäuse in Plexiglasgehäusen auf einer durchsichtigen Plexiglasplatte.
    2. Fokussieren Sie eine Strahlungswärmequelle (hochintensive Projektorlampe) auf die Plantarfläche der Hinterpfote ipsilateral zum pSNL. Passen Sie die Intensität der Wärmequelle an, um eine Basislinie der Pfotenentnahmelatenz von ca. 10 s zu erhalten. Halten Sie dann die Intensität für den Rest des Experiments konstant.
    3. Warten Sie, bis ein Bewegungsmelder den Reiz und den Timer automatisch stoppt, wenn die Pfote zurückgezogen wird. Verwenden Sie einen maximalen Cutoff von 33,5 s, um Gewebeschäden zu vermeiden.
      HINWEIS: Der Cut-off wurde auf der Grundlage früherer Experimente und Artikel bestimmt, um zusätzliche Hautschäden zu vermeiden11,17,18. Bei der in dieser Studie verwendeten Intensität ist 33,5 der Cut-off, was einer Reizintensität von 30 (50 W) unter Verwendung des Hargreaves-Apparats entspricht. Das beobachtete Verhalten ist ein Reflexverhalten, kein freiwilliges.
    4. Legen Sie die Basislatenzen für den Pfotenentzug fest, indem Sie den Hargreaves-Apparat verwenden und auf die Plantaroberfläche der ipsilateralen pSNL-Hinterpfote zielen. Starten Sie die thermische Stimulation und zeichnen Sie die Auszahlungslatenz auf. Um die Temperatur des Hitzereizes nicht zu beeinflussen, reinigen Sie den Urin während der Versuche.

3. Baseline: das Maß der thermischen Empfindlichkeit unter Verwendung des Heizplattentests

  1. Gewöhnen Sie die Tiere vor dem Test für 1 Stunde an den Versuchsraum.
    HINWEIS: Da die Raumtemperatur wichtig ist und das Ansprechen auf den Heizplattentest beeinflussen kann, stellen Sie sicher, dass die Temperatur des Raums während der Gewöhnungszeit und während des Testzeitraums konstant bei etwa 22 °C liegt.
  2. Stellen Sie die Kochplatte auf 52 °C ein, da diese Temperatur nachweislich im Idealfall eine aversive thermische Reaktion hervorruft19.
  3. Legen Sie das Tier in die Testkammer und starten Sie einen Chronometer.
  4. Achten Sie auf nozifensive Verhaltensweisen (z. B. Pfotenentzug, Lecken, Zittern). Da die pSNL-Operation die Hinterbeine betrifft, ignorieren Sie alle Verhaltensweisen, die in den Vorderbeinen beobachtet werden (insbesondere das Lecken der Vorderbeine).
  5. Stoppen Sie den Chronometer, sobald ein nozifensives Verhalten beobachtet wird.
  6. Entfernen Sie das Tier aus der Kammer und notieren Sie die Latenz für dieses Verhalten.
    HINWEIS: Entfernen Sie die Tiere nach maximal 30 s aus der Kammer, um Gewebeschäden zu vermeiden. Darüber hinaus ist es wichtig zu beachten, dass es sich bei dem beobachteten Verhalten um ein Reflexverhalten handelt, nicht um ein freiwilliges.
  7. Reinigen Sie die Testkammer mit 70% Ethanol zwischen den Tieren, um die Auswirkungen von Gerüchen auf das Verhalten zu reduzieren. Um eine Beeinflussung der Temperatur des Hitzereizes zu vermeiden, reinigen Sie den Apparat von jeglichem Urin zwischen jedem getesteten Tier.
  8. Um die Ergebnisse zu bestätigen, nehmen Sie während des Tests Videos der Tiere in der Heizplattenkammer auf, um sie nach dem Testen der Tiere zu überprüfen.
    HINWEIS: Durch die Verwendung von Videoüberprüfungen zur Quantifizierung von Latenzen kann der Experimentator den Test wiederholt beobachten und nozifensive Verhaltensweisen, die während der Echtzeitbeobachtung möglicherweise übersehen wurden, genau analysieren.

4. Präoperative Vorbereitung

HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass saubere Käfige zur Verfügung stehen, um die Mäuse nach der Operation zu bergen. Reinigen Sie den Operationsbereich mit 70 % Ethanol, desinfizieren Sie die Hände mit 70 % Ethanol, verwenden Sie sterile Handschuhe, tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) (Laborkittel, Haarnetz, Überschuhe) und üben Sie während der gesamten Operation sterile Techniken.

  1. Bereiten Sie die Werkzeuge (Ergänzende Abbildung S1) und zusätzliche Ressourcen (Gaze) für die Chirurgie vor, indem Sie sie vorher autoklavieren.
  2. Induzieren Sie eine Anästhesie mit flüchtigem Isofluran und passen Sie sie nach Bedarf an, um eine chirurgische Ebene zu erhalten. Stellen Sie sicher, dass der Sauerstoff eine angemessene Durchflussrate hat.
  3. Um sicherzustellen, dass das Tier betäubt ist, kneifen Sie die Zehen einer Hinterpfote mit einer Pinzette zusammen, um sicherzustellen, dass kein Pfotenreflex vorhanden ist, und überprüfen Sie den Hornhautblinzelreflex, bevor Sie eine befeuchtende Augensalbe auftragen.
    HINWEIS: Analgetika können in dieser Studie nicht angeboten werden, da sie den zu analysierenden Schmerzpfad verändern oder sogar das gemessene Verhalten gemäß den Schmerzforschungszielen20,21,22 neutralisieren und ungültig machen können.
  4. Wenn Sie sich entschieden haben, auf welcher Seite die Operation durchgeführt werden soll (links ist hier gezeigt), rasieren Sie das Hinterbein des Tieres um die Oberschenkelregion, nach unten zur Patella, nach oben zur Hüfte und über den Femur. 3x mit Chlorhexidin in eine Richtung mit drei separaten Gazen abwischen, abwechselnd mit warmer steriler Kochsalzlösung.
    HINWEIS: Stellen Sie in Zukunft sicher, dass die Operation bei jedem Tier auf derselben Seite durchgeführt wird, um die Konsistenz zu erhalten.
  5. Schieben Sie das Bein durch einen Schlitz aus einem 10 cm x 10 cm großen sterilen Tuch, um ein steriles Feld um das Bein Ihrer Wahl zu schaffen.

5. Chirurgischer Eingriff

  1. Machen Sie mit einer feinen chirurgischen Schere (Ergänzende Abbildung S1F) einen kleinen 2-mm-Schnitt der Haut in der Mittellinie der seitlichen Seite des Oberschenkels. Schieben Sie die Schere in kreisenden Bewegungen unter die Haut, um die Faszie zu durchbrechen und einen Freiraum zu schaffen, der den Schnittraum vergrößert.
  2. Mit einer Bindezange (Ergänzende Abbildung S1H) einen scharfen Schnitt senkrecht in einem 90°-Winkel in die Oberschenkelmuskulatur mit einer Tiefe von 1 cm machen.
  3. Führen Sie die feine kleine Schere (Ergänzungsfigur S1G) ebenfalls im 90°-Winkel in denselben Schnitt ein und spreizen Sie sie sanft auf, um die Muskeln zu trennen. Tun Sie dies so lange, bis der Ischiasnerv sichtbar ist.
  4. Lokalisieren Sie den Ischiasnerv, der glänzend und dünn erscheinen kann und parallel zum vertikalen Oberschenkel in Richtung Hüfte bis Knie verläuft. Entfernen Sie die Schere und die Bindezange vom Körper, bevor Sie fortfahren.
  5. Verwenden Sie die extra feine Pinzette (Ergänzungsfigur S1D) und den Nervenglashaken (Ergänzungsfigur S1E), um den Nerv von unten zu isolieren. Befreien Sie den Nerv vorsichtig vom umgebenden Bindegewebe an einer Stelle in der Nähe des Trochanters des Femurs, der der Hüfte am nächsten und am weitesten vom Knie entfernt ist.
  6. Lassen Sie den Nerv auf dem Glasstab ruhen und achten Sie darauf, dass das Ende des Stabes verhindert, dass der Nerv abrollt.
  7. Platzieren Sie einen chirurgischen Knoten, um 1/3 der Breite des Ischiasnervs mit einer 9-0-Nylonnaht zu binden, bevor er sich in die gemeinsamen Peroneal-, Tibia- und Suralnervenästeteilt 3.
    HINWEIS: Die Verzweigung tritt auf, wenn der Ischiasnerv das Knie hinunter verläuft, weg von der Hüfte. Da diese drei Äste des Nervs drei verschiedene Innervationen haben, ist es unbedingt erforderlich, den chirurgischen Knoten vor der Verzweigung zu platzieren, um bei allen Tieroperationen die gleichen Nervendefizite zu gewährleisten.
  8. Achten Sie darauf, die Fäden beim Festziehen der Fäden nahe am Knoten zu halten, um nicht mit übermäßiger Kraft am Nerv zu ziehen, um ein Abrutschen des Nervs vom Glasstab zu vermeiden und weitere Dehnungsverletzungen zu vermeiden.
  9. Ziehen Sie den Nerv vorsichtig vom Glasstab ab, sobald der Knoten vollständig ist, und stecken Sie ihn wieder an die ursprüngliche Stelle auf Höhe unter den getrennten Muskeln.
  10. Nähen Sie den Muskelschnitt mit einer resorbierbaren polyglykolischen 5-0-Naht. Nähen Sie die Haut separat mit einer nicht resorbierbaren Polypropylen 6-0-Naht.
  11. Notieren Sie die Operations- und Anästhesiestoppzeit. Lassen Sie die Maus allein in einem Bergungskäfig aufwachen, bevor Sie sie in einen neuen, sauberen Käfig zurückbringen.
    HINWEIS: Kneifen Sie während der gesamten Operation die Zehen des Tieres, um eine ausreichende Aufrechterhaltung der Anästhesie zu bestätigen und seine Atmung und körperliche Durchblutung (rot, rosa, blass) zu überwachen. Wenn die Atmung erheblich reduziert ist oder das Tier blass erscheint, sollten Sie den Anästhesiefluss reduzieren oder den Sauerstofffluss erhöhen und eine mit Kochsalzlösung gefüllte Spritze bereithalten, um sie subkutan zu injizieren, um das Tier zu rehydrieren. Zu jeder Zeit sollte das Tier eine Wärmequelle darunter haben, um die Körperwärme aufrechtzuerhalten.

6. Scheinoperationen bei Kontrolltieren

  1. Befolgen Sie die Schritte 5.1-5.11 des chirurgischen Eingriffs. Schließen Sie die Schritte 5.4 bis 5.9 aus.

7. Postoperative Verhaltenstests

HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Experimentator für jede Behandlung blind ist. Chronische neuropathische Schmerzen entwickeln sich über 2 Wochen nach der Operation, danach können Verhaltenstests nach Verabreichung von Verbindungen von Interesse durchgeführt werden.

  1. Verwenden Sie den von Frey-, Hargreaves- oder Heizplattentest, um sowohl die thermische als auch die mechanische Überempfindlichkeit und ihre mögliche Umkehrung zu bewerten.
  2. Entfernen Sie jedes Tier aus der Studie, wenn es die vom Institutional Animal Care and Use Committee beschriebenen Endpunktkriterien erfüllt.
  3. Euthanasieren Sie die Tiere nach den Verfahren, die vom institutionellen Tierpflege- und Verwendungsausschuss am Ende der Verhaltenstests beschrieben werden.

8. Datenanalyse

  1. von Frey:
    1. Analysieren Sie die Daten mit der nichtparametrischen Methode von Dixon, wie von Chaplan und Kollegen23 beschrieben, und drücken Sie die Daten als mittlere Auszahlungsschwelle aus.
      1. Wählen Sie auf der Hauptseite der referenzierten Software (siehe Materialtabelle) alle Filamente aus, die für die Studie verwendet wurden (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 und 4.56). Wählen Sie im Gruppenfenster das Filament aus, das der letzten Simulation entspricht. Geben Sie im leeren Feld die positiven (X ) und negativen ( o) Antworten an. Notieren Sie sich die gemeldeten Schwellenwerte im Feld links neben dem beobachteten Antwortmuster.
        ANMERKUNG: Ein Beispiel für Muster und Quantifizierung ist in der ergänzenden Abbildung S2 dargestellt.
  2. Hargreaves und Kochplatte:
    1. Melden Sie die Latenzen in einer Tabelle für weitere statistische Analysen.
    2. Zeichnen Sie die Ergebnisse als Mittelwert der Sensitivitäten (Schwellenwerte oder Latenzen) als Funktion der Zeit auf.

9. Anleitung zur Herstellung des Nervenglashakens

HINWEIS: Üben Sie während dieses Prozesses den Brandschutz. Tragen Sie bei Bedarf einen geeigneten Schutz, z. B. hitzebeständige Handschuhe oder Brillen.

  1. Schalten Sie den Bunsenbrenner ein.
  2. Halten Sie ein Ende des Glasstabs (A) mit einer Hand an das Feuer. Wenn dieser Glasstab schmilzt, verwenden Sie einen anderen Glasstab (B) in der anderen Hand, um das schmelzende Glas an Stab A zu führen und zu ziehen. Nehmen Sie den Glasstab A vom Feuer und lassen Sie das Ende des geschmolzenen Teils auf natürliche Weise nach innen rollen, um eine kleine Kugelform zu bilden. Verwenden Sie den Glasstab B, um diese Form zu führen.

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Ergebnisse

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Chronische neuropathische Schmerzen wurden durch partielle Ligatur des Ischiasnervs von männlichen C57Bl6/J-Mäusen induziert (Abbildung 1A). Die mechanische Empfindlichkeit wurde mit Hilfe von Frey-Filamenten und der "Up-and-Down"-Methode bewertet. Die thermische Empfindlichkeit gegenüber Hitze wurde mit Hilfe der Hargreaves- und Heizplattentests bewertet. Alle Daten wurden mit einer Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen mit Geisser-Greenhouse-Korrektur analysiert, um die Wirkung einer ...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Behandlung chronischer Schmerzen erfordert oft eine langfristige Medikation, was die Schmerzbehandlung zu einer Herausforderung macht. Daher sind präklinische Modelle ein wesentliches Instrument, um den potenziellen Nutzen innovativer Therapien zu bewerten, die auf pharmakologischen oder nicht-pharmakologischen Ansätzen beruhen. Die zahlreichen Modelle chronischer neuropathischer Schmerzen bringen Herausforderungen mit sich, da die Variabilität der Operationstechniken zwischen verschiedenen Forschern zunimmt, was zu ...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt zu melden. Keiner der Autoren des Manuskripts erhielt eine Vergütung, eine Erstattung oder ein Honorar in irgendeiner anderen Weise. Die Autoren sind nicht mit einem Anbieter oder Pharmaunternehmen verbunden, das mit dieser Studie in Verbindung steht.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Forschung wurde vom National Center for Complementary and Integrative Health [R01AT009716, 2017] (M.M.I.), dem Comprehensive Chronic Pain and Addiction Center-University of Arizona (M.M.I.) und dem Medical Scientist Training Program (MSTP) an der University of Arizona, College of Medicine, Tucson, unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
5/0, FS-2, 30" Ungefärbtes PGA Geflochtenes Polyglykolsäure Synthetisches resorbierbares NahtmaterialCP Medical421Ahttps://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0, P-1, 18" Blau Polypropylen Monofil Nicht resorbierbares NahtmaterialCP Medical8697Phttps://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/
9/0 (0,3 metrisch) Nylon Schwarz Monofil NahtCrestpoint OphthalmicsMANI 1407https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software National Instruments, LabView 2015Quantifizierung der mittleren Entnahmeschwellen (Von-Frey-Daten)
C57Bl6/J Mäuse The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME000664https://www.jax.org/strain/000664
Castroviejo NadelhalterFine Science Tools12565-14https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14
Kaltheizplatte TestBiosebBIO-CHPhttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
Erhöhter Metallgitterständer für Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
Extra feine Graefe PinzetteFine Science Tools11152-10https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
Feine Castroviejo NadelhalterSimovision/Geuder17565https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
Feine Schere (11,5 cm)Feine Wissenschaftswerkzeuge14558-11https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
Feine Schere (9 cm)Fine Science Tools14558-09https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09
Iris-PinzetteFine Science Tools11064-07https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Micro Adson-PinzetteFine Science Tools392487https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
Modulare Halterkäfige für Ratten und MäuseBiosebBIO-PVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
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BindezangeDuckworth & Kent2-504ER8https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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