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Prä-RNA-Spleißanalyse: Von der Grundlagenforschung zur angewandten Forschung

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DOI:

10.3791/64630

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12. September 2022

In diesem Artikel

Zusammenfassung

DISKUTIERTE ARTIKEL:

Voss, P. G., Haudek, K. C., Patterson, R. J., Wang, J. L. Komplementierung der Spleißaktivität durch einen Galectin-3-u1 snrnp-Komplex auf Kügelchen. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (166), e61990 (2020).

Wong, J., Martelly, W., Sharma, S. Ein reporterbasierter zellulärer Assay zur Überwachung der Spleißeffizienz. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (175), e63014 (2021).

van der Feltz, C. ACT1-CUP1-Assays bestimmen die substratspezifische Sensitivität von spleißosomalen Mutanten in knospenden Hefen. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (184), e63232 (2022).

Carvalho, F. A., Barros, M. R. A., Girotto, T. P. F., Perona, M. G., Oliveira, C. C. Verwendung von Grafix zum Nachweis transienter Interaktoren von Saccharomyces cerevisiae Spleißosomen-Subkomplexen. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (165), e61994 (2020).

Basei, F. L., Moura, L. A. R., Kobarg, J. Verwendung des E1a-Minigen-Werkzeugs zur Untersuchung von Veränderungen des mrna-Spleißens. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (170), e62181 (2021).

Gatti da Silva, G. H., Coltri, P. P. Ein Reporter-Assay zur Analyse der intronischen microRNA-Reifung in Säugetierzellen. Zeitschrift für visualisierte Experimente. (184), e63498 (2022).

Editorial

Einer der Haupttreiber von Zellphänotypen in Eukaryoten ist die Genexpression. Die Kontrolle der Genexpression ist essentiell und beruht auf mehreren Proteinen und RNAs, von der Transkription bis zu den Translationsprozessen1. Veränderungen entlang dieser Schritte können verschiedene Krankheiten auslösen. RNA-Prozessierung und -Spleißen stellen eine wichtige Gruppe von Reaktionen dar, die für die Erzeugung reifer RNA-Moleküle verantwortlich sind 2,3,4,5. Durch das Spleißen werden Introns entfernt und Exons verbunden, um ein reifes RNA-Molekül zu erzeugen, das in der Lage ist, funktionelle und strukturelle Aktivitäten auszuführen. Die Effizienz und die Spleißraten wirken sich stark auf die Phänotypen aus, die unter verschiedenen Bedingungen beobachtet wurden6.

Das Spleißen wird von einer komplexen makromolekularen Maschinerie namens Spleißosom durchgeführt, die aus fünf snRNAs und mehr als 100 Proteinen besteht 5,7. Zusätzlich zu den Kernproteinkomponenten weisen Spleißosomen trans-wirkende Proteine auf, die die Regulation dieses Prozesses direkt beeinflussen könnten 8,9. Die Bedeutung des Spleißens spiegelt sich in einem breiten Spektrum von Krankheiten wider, die durch Veränderungen in diesem Prozess verursacht werden, darunter neurodegenerative Erkrankungen, neuromuskuläre Erkrankungen und verschiedene Krebsarten 3,10,11. Die Untersuchung der Spleißdynamik und der Spleißosomenassemblierung kann das Verständnis der Biologie dieser Erkrankungen stark beeinflussen.

Die Assemblierung der Spleißosomen beginnt mit der Assoziation von U1 snRNP mit einer spezifischen Region der kürzlich transkribierten prä-mRNA, der 5'-Spleißstelle 5,8. Die effiziente Paarung und Erkennung von 5'-Spleißstellen durch U1-snRNA definiert nicht nur die Spleißstellen, die verwendet werden sollten, sondern steuert auch, welche Prä-RNAs zuerst oder effizienter gespleißt werden 6,12,13. Durch die Verwendung verschiedener Spleißstellen können mehrere alternative Isoformen reifer RNAs aus demselben Gen erzeugt werden. Alternatives Spleißen ist eine wichtige Quelle für proteomische Diversität und ermöglicht die Erzeugung von RNAs und Proteinen, die während der Entwicklung oder in verschiedenen Zellen und Geweben benötigt werden14,15. Alternative RNA-Transkripte können verkürzte oder nicht-funktionelle Proteinisoformen erzeugen, die Krankheiten verursachen können10,16. Daher spielen die Proteinkomponenten des U1 snRNP-Komplexes eine wichtige regulatorische Rolle beim Spleißenvon 1. Galectin-1 und Galectin-3 (Gal1 und Gal3) sind Bestandteile von U1 snRNP17,18. Voss et al.19 schlagen eine Methode zur Fraktionierung von Kernextrakten vor, um Gal3-U1 snRNP-angereicherte Komplexe zu erhalten, die in der Lage sind, die Spleißaktivität in Zellen zu retten, die von U1 abgereichert wurden. Diese Analyse trägt zum Verständnis des Mechanismus der Gal3-Assoziation mit den Spleißosomen bei, und ähnliche Ansätze können verwendet werden, um andere potenzielle regulatorische Spleißproteine zu erforschen.

Die Bindung von U1 snRNP an 5'-Spleißstellen ist ein wichtiger Vermittler der Spleißtreue20. Mutationen an den 5'-Spleißstellen sind kritisch und führen zum Verlust der U1 snRNP-Paarung, was zu Spleißdefektenführt 2. Mukoviszidose zum Beispiel wird durch eine mutierte 5'-Spleißstelle im CFTR-Gen21 verursacht. Wong et al.22 beschreiben eine Methode zur Kompensation von 5'-Mutationen an der Spleißstelle mit komplementären Mutationen in U1 snRNAs. Der Ansatz fördert erfolgreich den Exon-Einschluss, erzeugt reife RNAs und führt zu einer Rettung vor Spleißdefekten. Neben einer möglichen RNA-basierten Therapie für diese Erkrankungen kann dieser Ansatz auch für die Analyse einzelner regulatorischer Sequenzen in prä-mRNAs nützlich sein23.

Die Treue der Assoziation von U1-snRNA an Spleißstellen wird auch im Hefemodellsystem von van der Feltz24 untersucht. Die knospende Hefe Saccharomyces cerevisiae wurde häufig zur Erforschung der Spleißkinetik und des Spleißosomenassemblierens verwendet25. Die Spleißkinetik und die Spleißosomenzusammensetzung sind in Eukaryoten gut konserviert, und Hefe wurde ausgiebig verwendet, um die Bildung von Zwischenkomplexen während der Assemblierungzu überwachen 26. Der ACT1-CUP1-Reporter-Assay basiert auf der Expression eines Genpaares: ACT1, das ein Intron mit optimalen Spleißstellensequenzen enthält, und CUP1, das einen Kupferchelator exprimiert, der die Zelle vor den durch dieses Metallion verursachten Schäden schützt. CUP1 wird nur exprimiert, wenn ACT1 korrekt gespleißt wird, wodurch das Reportersystem27 erzeugt wird. Das Zellwachstum unter Bedingungen mit unterschiedlichen Kupferkonzentrationen kann überwacht werden, um die Spleißeffizienz verschiedener Intronsequenzen oder unter Verwendung verschiedener regulatorischer Proteine zu verbessern. van der Feltz24 stellt eine Methode vor, um die Auswirkungen eines spleißenden regulatorischen Proteins unter Verwendung dieses Reportersystems und Kupfer-Viabilitätsassays zu analysieren. Ein ähnlicher Ansatz kann verwendet werden, um Variationen in Intron-Sequenzen in Kombination mit verschiedenen Proteinen zu entwerfen, um den Spleißerfolg in Hefen zu verbessern.

Neben der snRNP-Assoziation ist die Bindung von Proteinen während der Spleißosomenassemblierung essentiell1. Die Kontrolle der Spleißosomenaktivität hängt direkt von seiner Proteinzusammensetzung und den Wechselwirkungen ab, die während seiner Bildung auftreten. Die strukturellen und funktionellen Eigenschaften der Proteinkomponenten sind wichtig, um den Komplexzu aktivieren 5,7. Carvalho et al.28 verwenden einen Ansatz, der auf der Grafix-Methode basiert, die auf nicht-reversibler Proteinvernetzung in der Glyceringradientenanalyse beruht. Diese Analyse befasst sich mit der Zusammensetzung von Proteinen und den transienten Wechselwirkungen während der Assemblierung, die für den Assemblierung des aktiven Komplexes und den Erfolg des Spleißens entscheidend sein können. Die Analyse anderer dynamischer makromolekularer Komplexe mit diesem Ansatz kann sehr nützlich sein und Einblicke in die Organisation und Wechselwirkungen von Proteinen geben.

Die Chemie und Geschwindigkeit des Spleißens wird auch durch die dynamische Assoziation der verschiedenen Spleißosomenkomponenten beeinflusst8. In jüngster Zeit hat die Verwendung von niedermolekularen Spleißinhibitoren gezeigt, dass bestimmte Schritte in vitro aufgrund der verringerten Geschwindigkeit der Spleißreaktionen verzögert werden können29,30. Basei et al.31 stellen eine Methode vor, um alternatives Spleißen auf den Einfluss des Spleiß-Regulationsfaktors Nek4 zu analysieren. Die Prävalenz von Transkript-Isoformen, die zu pro- oder antitumoralen Phänotypen in HEK293-Zellen führen, die ein Minigen verwenden, wird untersucht. Die Fehlregulation des Spleißens oder die unterschiedliche Verwendung von Spleißstellen kann zu einer alternativen Transkriptbildung führen, die verschiedene Krebsarten verursacht16. Die Verwendung von Spleißmodulatoren oder -inhibitoren während der Therapie kann die Wahl der Spleißstelle bestimmen und somit die erzeugten alternativen Isoformen definieren, unabhängig davon, ob sie pro- oder antitumoral sind. Paclitaxel und Cisplatin werden derzeit als Chemotherapeutika eingesetzt. Mit der Verwendung des E1A-Minigens werden die Auswirkungen dieser Medikamente beim alternativen Spleißen adressiert. Die alternative Spleißanalyse mit Minigenen ist eine wichtige Strategie, um die Auswirkungen von trans-wirkenden Proteinen und Spleißveränderungen auf die Therapie und den Einsatz spezifischer Medikamente zu überwachen.

In dieser Linie wurde berichtet, dass viele intronische microRNAs (miRNAs) mit tumoralen Phänotypen assoziiert sind32,33. Die Kontrolle und Regulation der intronischen miRNA-Synthese und -Biogenese kann mit der Kontrolle von Spleißreaktionen in Verbindung gebracht werden. miRNAs können die Stabilität und Prävalenz von mRNAs in Zellen modulieren, was sich auf die RNA-Stabilität und die Translationsrate auswirkt34 . Gatti da Silva und Coltri35 beschreiben ein Reportersystem zur Bewertung der intronischen miRNA-Biogenese und -Reifung, das direkt mit Veränderungen in den zellulären Phänotypen und der Bestimmung von pro- oder antitumoralen Eigenschaften in Verbindung gebracht werden kann. Mit der Modulation des spleißregulatorischen Proteins HuR ermöglicht das System die Analyse der Biogenese und funktionellen Aktivität einer intronischen onkogenen miRNA.

Die Analyse des Prä-RNA-Spleißens und die Reifung verschiedener RNAs in spezifischen Zellen wird für das Verständnis und die Interpretation genomischer Informationen unerlässlich sein. Hefe- und Säugetier-Spleißosomen bleiben konserviert, und die Grundlagenforschung kann den Einsatz der verschiedenen Methoden in der Therapeutik und Biomedizin verbessern. Trotz der großen Menge an genomischen Daten, die derzeit verfügbar sind, könnte die Expression dieser Information in den Phänotypen zellspezifisch sein und von der RNA-Prozessierung und dem Spleißen abhängen. Das Verständnis der komplexen Regulation dieses Prozesses wird für die zukünftige Forschung von entscheidender Bedeutung sein.

Offenlegungen

Der Autor hat nichts offenzulegen.

Danksagungen

Der Autor dankt der Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) Fördernummer 2019/21874-5 und der Universidade de São Paulo für die kontinuierliche Forschungsunterstützung.

Referenzen

  1. Wahl, M. C., Will, C. L., Lührmann, R. The spliceosome: design principles of a dynamic RNP machine. Cell. 136 (4), 701-718 (2009).
  2. Scotti, M. M., Swanson, M. S. RNA mis-splicing in disease. Nature Reviews Genetics. 17 (1), 19-32 (2016).
  3. Singh, R. K., Cooper, T. A. Pre-mRNA splicing in disease and therapeutics. Trends in Molecular Medicine. 18 (8), 472-482 (2012).
  4. Staley, J. P., Guthrie, C. Mechanical devices of the spliceosome: Motors, clocks, springs, and things. Cell. 92 (3), 315-326 (1998).
  5. Wilkinson, M. E., Charenton, C., Nagai, K. RNA splicing by the spliceosome. Annual Review of Biochemistry. 89, 291(2020).
  6. Fu, X. D., Ares, M. Context-dependent control of alternative splicing by RNA-binding proteins. Nature Reviews Genetics. 15 (10), 689-701 (2014).
  7. Zhang, X., et al. An atomic structure of the human spliceosome. Cell. 169 (5), 918-929 (2017).
  8. Will, C. L., Lührmann, R. Spliceosome structure and function. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (7), 003703(2011).
  9. Jurica, M. S., Moore, M. J. Pre-mRNA splicing: Awash in a sea of proteins. Molecular Cell. 12 (1), 5-14 (2003).
  10. Coltri, P. P., dos Santos, M. G. P., da Silva, G. H. G. Splicing and cancer: Challenges and opportunities. Wiley Interdisciplinary Reviews: RNA. 10 (3), 1527(2019).
  11. Havens, M. A., Duelli, D. M., Hastings, M. L. Targeting RNA splicing for disease therapy. Wiley Interdisciplinary Reviews: RNA. 4 (3), 247-266 (2013).
  12. Pandit, S., et al. Genome-wide analysis reveals SR protein cooperation and competition in regulated splicing. Molecular Cell. 50 (2), 223-235 (2013).
  13. Wang, Y., et al. A complex network of factors with overlapping affinities represses splicing through intronic elements. Nature Structural and Molecular Biology. 20 (1), 36-45 (2013).
  14. Kornblihtt, A. R., et al. Alternative splicing: A pivotal step between eukaryotic transcription and translation. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 14 (3), 153-165 (2013).
  15. Lee, Y., Rio, D. C. Mechanisms and regulation of alternative pre-mRNA splicing. Annual Review of Biochemistry. 84, 291(2015).
  16. Dvinge, H., Kim, E., Abdel-Wahab, O., Bradley, R. K. RNA splicing factors as oncoproteins and tumour suppressors. Nature Reviews Cancer. 16 (7), 413-430 (2016).
  17. Vyakarnam, A., Dagher, S. F., Wang, J. L., Patterson, R. J. Evidence for a role for galectin-1 in pre-mRNA splicing. Molecular and Cellular Biology. 17 (8), 4730-4737 (1997).
  18. Dagher, S. F., Wang, J. L., Patterson, R. J. Identification of galectin-3 as a factor in pre-mRNA splicing. Proceedings of the National Academy of Sciences. 92 (4), 1213-1217 (1995).
  19. Voss, P. G., Haudek, K. C., Patterson, R. J., Wang, J. L. Complementation of splicing activity by a galectin-3-u1 snrnp complex on beads. Journal of Visualized Experiments. (166), e61990(2020).
  20. Shao, W., Kim, H. -S., Cao, Y., Xu, Y. -Z., Query, C. C. A U1-U2 snRNP interaction network during intron definition. Molecular and Cellular Biology. 32 (2), 470-478 (2012).
  21. Michaels, W. E., Pena-Rasgado, C., Kotaria, R., Bridges, R. J., Hastings, M. L. Open reading frame correction using splice-switching antisense oligonucleotides for the treatment of cystic fibrosis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (3), 2114886119(2022).
  22. Wong, J., Martelly, W., Sharma, S. A reporter based cellular assay for monitoring splicing efficiency. Journal of Visualized Experiments. (175), e63014(2021).
  23. Hamid, F. M., Makeyev, E. v A mechanism underlying position-specific regulation of alternative splicing. Nucleic Acids Research. 45 (21), 12455-12468 (2017).
  24. vander Feltz, C. ACT1-CUP1 assays determine the substrate-specific sensitivities of spliceosomal mutants in budding yeast. Journal of Visualized Experiments. (184), e63232(2022).
  25. Plaschka, C., Newman, A. J., Nagai, K. Structural basis of nuclear pre-mRNA splicing: Lessons from Yeast. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 11 (5), 032391(2019).
  26. Stevens, S. W., Abelson, J. Yeast pre-mRNA splicing: methods, mechanisms, and machinery. Methods in Enzymology. 351, 200-220 (2002).
  27. Lesser, C. F., Guthrie, C. Mutational analysis of pre-mRNA splicing in Saccharomyces cerevisiae using a sensitive new reporter gene, CUP1. Genetics. 133 (4), 851-863 (1993).
  28. Carvalho, F. A., Barros, M. R. A., Girotto, T. P. F., Perona, M. G., Oliveira, C. C. Utilization of grafix for the detection of transient interactors of saccharomyces cerevisiae spliceosome subcomplexes. Journal of Visualized Experiments. (165), e61994(2020).
  29. Effenberger, K. A., Urabe, V. K., Jurica, M. S. Modulating splicing with small molecular inhibitors of the spliceosome. Wiley Interdisciplinary Reviews: RNA. 8 (2), 1381(2017).
  30. Corrionero, A., Miñana, B., Valcárcel, J. Reduced fidelity of branch point recognition and alternative splicing induced by the anti-tumor drug spliceostatin A. Genes and Development. 25 (5), 445-459 (2011).
  31. Basei, F. L., Moura, L. A. R., Kobarg, J. Using the e1a minigene tool to study mrna splicing changes. Journal of Visualized Experiments. (170), e62181(2021).
  32. Volinia, S., et al. A microRNA expression signature of human solid tumors defines cancer gene targets. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (7), 2257-2261 (2006).
  33. Lu, J., et al. MicroRNA expression profiles classify human cancers. Nature. 435 (7043), 834-838 (2005).
  34. Bartel, D. P. Metazoan microRNAs. Cell. 173 (1), 20-51 (2018).
  35. Gatti da Silva, G. H., Coltri, P. P. A reporter assay to analyze intronic microRNA maturation in mammalian cells. Journal of Visualized Experiments. (184), e63498(2022).

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