Die kontinuierliche arterielle Blutdruckmessung ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen verschiedener hämodynamischer Parameter. Dieser Bericht demonstriert die Anwendung der kontinuierlichen arteriellen Blutdrucküberwachung in einem Großtiermodell des ischämischen Schlaganfalls zur Bestimmung der Pathophysiologie des Schlaganfalls, des Einflusses verschiedener hämodynamischer Faktoren und der Bewertung neuer Behandlungsansätze.
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Methodenartikel
Echtzeitüberwachung und Modulation des Blutdrucks in einem Kaninchenmodell des ischämischen Schlaganfalls
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Kontrolle des Blutdrucks, sowohl in Bezug auf die absoluten Werte als auch auf seine Variabilität, beeinflusst die Ergebnisse bei ischämischen Schlaganfallpatienten. Es bleibt jedoch schwierig, die Mechanismen zu identifizieren, die zu schlechten Ergebnissen führen, oder Maßnahmen zu bewerten, durch die diese Auswirkungen gemildert werden können, da menschliche Daten unerschwingliche Einschränkungen haben. In solchen Fällen können Tiermodelle verwendet werden, um strenge und reproduzierbare Bewertungen von Krankheiten durchzuführen. Hier berichten wir über die Verfeinerung eines zuvor beschriebenen Modells des ischämischen Schlaganfalls bei Kaninchen, das durch kontinuierliche Blutdruckaufzeichnung ergänzt wird, um die Auswirkungen der Modulation auf den Blutdruck zu bewerten. Unter Vollnarkose werden die Oberschenkelarterien durch chirurgische Schnitte freigelegt, um arterielle Schleusen beidseitig zu platzieren. Unter fluoroskopischer Visualisierung und Roadmap-Anleitung wird ein Mikrokatheter in eine Arterie des hinteren Kreislaufs des Gehirns vorgeschoben. Ein Angiogramm wird durch Injektion der kontralateralen Wirbelarterie durchgeführt, um den Verschluss der Zielarterie zu bestätigen. Wenn der okklusive Katheter für eine bestimmte Zeit in Position bleibt, wird der Blutdruck kontinuierlich aufgezeichnet, um eine enge Titration von Blutdruckmanipulationen zu ermöglichen, sei es mit mechanischen oder pharmakologischen Mitteln. Nach Ablauf des Okklusionsintervalls wird der Mikrokatheter entfernt und das Tier für eine vorgeschriebene Dauer der Reperfusion unter Vollnarkose gehalten. Für akute Untersuchungen wird das Tier dann eingeschläfert und enthauptet. Das Gehirn wird entnommen und aufbereitet, um das Infarktvolumen unter Lichtmikroskopie zu messen und mit verschiedenen histopathologischen Färbungen oder räumlichen transkriptomischen Analysen weiter zu beurteilen. Dieses Protokoll stellt ein reproduzierbares Modell dar, das für gründlichere präklinische Studien zu den Auswirkungen von Blutdruckparametern während eines ischämischen Schlaganfalls verwendet werden kann. Es ermöglicht auch eine effektive präklinische Evaluierung neuartiger neuroprotektiver Interventionen, die die Versorgung von Patienten mit ischämischem Schlaganfall verbessern könnten.
Einleitung
Der ischämische Schlaganfall (IS) ist weltweit eine der Hauptursachen für Tod und langfristige Behinderungen, und es wird prognostiziert, dass seine Prävalenz mit zunehmendem Alter der Gesellschaft zunehmenwird 1. Während bei Akutinterventionen und Sekundärpräventionsstrategien erhebliche Fortschritte erzielt wurden, folgten ergänzende neuroprotektive Behandlungen nicht schnell 2,3,4,5,6,7. Weitere Forschung zur Pathobiologie des Schlaganfalls ist erforderlich, da die Mechanismen, durch die sich Therapien als wirksam erweisen können oder nicht, nur unzureichend verstanden sind. Dies ist vor allem auf die heterogene Natur der Schlaganfallpatientenpopulation zurückzuführen, von denen viele zahlreiche Komorbiditäten aufweisen, die die Analyse1 verwirren. Ein Grund für die Einschränkungen in der Forschung ist das Fehlen von Daten auf Gewebeebene - dem Goldstandard in der biomedizinischen Forschung - aufgrund der unerschwinglichen Morbidität der Entnahme von Gewebeproben aus dem menschlichen Zentralnervensystem. Insbesondere die Entnahme von Gefäßgewebe bei einem lebenden Menschen würde einen Schlaganfall verursachen, so dass Gefäßgewebe in der Regel nur bei der Autopsie gewonnen wird, was für die Allgemeinbevölkerung nicht repräsentativ ist und bei älteren Patienten mit Begleitdiagnosen zu einer fortgeschritteneren Erkrankung neigt.
In solchen Fällen, in denen nicht genügend menschliche Daten genutzt werden können, können Tiermodelle die Datenlücken schließen. Große Tiermodelle für Schlaganfälle sind begrenzt, da die meisten großen Tiere, die in der Forschung verwendet werden, Huftiere sind, die eine Rete mirabile haben, die einen direkten endovaskulären Zugang zu den Hirnarterien verhindert 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Kaninchen haben eine lange Geschichte der Verwendung für die Untersuchung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen, einschließlich intrakranieller Pathologien 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Kaninchen stellen ein ideales Modell für zerebrovaskuläre Erkrankungen dar, da sie groß genug für eine endovaskuläre Katheterisierung sind und die rete mirabile fehlt, die bei anderen großen Säugetieren einen intrakraniellen Zugang ausschließt 9,15,16,17. Sie wurden bisher speziell für die Untersuchung des IS durch präzisen und gut kontrollierten Verschluss einer intrakraniellen Arterie mit einem Mikrokathetereingesetzt 18.
Die Kontrolle des Blutdrucks (BP), sowohl durch Modulation des absoluten Blutdrucks als auch der BP-Variabilität (BPV), des Grades, in dem der arterielle Blutdruck um einen mittleren Blutdruck schwankt, ist ein aufstrebendes potenzielles therapeutisches Ziel für IS-Patienten, nachdem Berichte über schlechtere Ergebnisse bei Patienten mit schlecht eingestelltem Blutdruck oder BPV 19,20,21,22 . Mechanistische Untersuchungen darüber, wie Veränderungen zu schlechten Ergebnissen bei IS-Patienten führen, fehlen. Dies ist zum Teil auf die Schwierigkeit zurückzuführen, Daten auf Gewebeebene zu erhalten und gut kontrollierte Analysen am Menschen durchzuführen. Um Interventionen zu testen, die den Blutdruck oder den Blutdruck modulieren, müssen Tiermodelle verwendet werden, um diese Einschränkungen zu überwinden. Dieser Bericht beschreibt die erfolgreiche Paarung eines zuvor validierten Kaninchenmodells der IS unter Verwendung eines kontrollierten Verschlusses der hinteren Hirnarterie in Verbindung mit einer kontinuierlichen intraarteriellen Messung von BP18. Die hier vorgestellte Methode verbessert die bisherigen Ansätze der Schlaganfall-Pathophysiologie, indem sie ein validiertes und reproduzierbares Schlaganfallmodell auf ein System anwendet, in dem eine präzise Messung und Kontrolle des Blutdrucks erreicht werden kann. In diesem verfeinerten Modell kann die Infarktlast mit einer postprozeduralen histopathologischen Färbung des entnommenen Gehirns beurteilt werden, die auch für verschiedene Färbungen und fortgeschrittenere Analysen wie die räumliche Transkriptomik zugänglich ist. Darüber hinaus kann auch die verschlossene Arteria posterior für die Morbiditätsanalyse nach Überlebensverfahren ausgewählt werden.
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Protokoll
Dieses Protokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokollnummer 21-09021 der University of Utah) genehmigt. Ausgewachsene neuseeländische weiße Kaninchen werden von kommerziellen Anbietern bezogen.
1. Tiererwerb
- Akklimatisieren Sie die Tiere nach der Ankunft für die erforderliche Dauer gemäß dem institutionellen Protokoll und halten Sie die Tiere sozial in einem Vivarium mit Standardfutter unter. Die Eingewöhnungszeit in unserer Einrichtung beträgt 2 Wochen.
2. Anästhesie und Überwachung
- Einleitung einer endotrachealen Vollnarkose mit intramuskulärer Injektion von Buprenorphin (0,03 mg/kg), gefolgt von ca. 30 min später mit einer intramuskulären Injektion von Ketamin (25-35 mg/kg) und Xylazin (3 mg/kg). Halten Sie die Anästhesie mit 1%-5% Isofluran in Sauerstoff aufrecht, das über einen Endotrachealtubus verabreicht wird. Verwenden Sie während der Induktion 100 %FiO 2 und titrieren Sie dann auf den niedrigsten FiO 2, der einen SpO2 von 100 % beibehält.
HINWEIS: Eine ununterbrochene Anästhesie ist notwendig, um Bewegungen des Tieres zu verhindern, so dass der Schlaganfall die einzige Störung des Schlaganduktionsprozesses ist. Dies verhindert auch Blutdruckspitzen, die durch Unruhe entstehen würden, die durch eine unzureichende Anästhesie entstehen könnte. Eine gleichmäßige Sauerstoffversorgung ist ebenfalls wichtig zu kontrollieren, um vergleichbare Schläge zu erzielen. Diese Maßnahmen sind alle in den nachfolgend beschriebenen repräsentativen Ergebnissen berücksichtigt. - Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie schädliche Reize auf den Zeh anwenden. Tragen Sie tierärztliche Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit vorzubeugen.
- Überwachen Sie die Sauerstoffsättigung mit einem Pulsoximeter, das am Ohr angebracht wird. Erhalten Sie einen intravenösen Zugang mit einem Angiokatheter in einer Ohrvene. Stellen Sie sicher, dass es mit einer Naht oder einem selbstklebenden transparenten Folienverband gesichert ist. Um den Vasospasmus zu mildern, geben Sie nach der Einleitung der Anästhesie 0,25 Zoll transdermales Nitroglycerin auf die Innenseite des Ohrs.
- Versorgen Sie die Wartungsflüssigkeiten mit normaler Kochsalzlösung in einer Geschwindigkeit von 1 cm³/kg/h. Platzieren Sie eine Ösophagustemperatursonde, um die Körpertemperatur zu überwachen. Halten Sie die Normothermie (33-37 °C) nach Bedarf mit wärmenden Decken aufrecht, die unter das Tier gelegt werden.
3. Chirurgische Vorbereitung
- Legen Sie das Kaninchen in Rückenlage auf einen fluoroskopietauglichen Operationstisch. Verlängern Sie den Kopf, um die Positionierung für nachfolgende angiographische Ansichten zu optimieren. Kaninchen haben außerordentlich empfindliche Arterien, die nach der Instrumentierung zu Vasospasmen neigen.
- Entfernen Sie das Fell aus beiden Leistenregionen mit einer elektrischen Haarschneidemaschine. Als nächstes tasten Sie die beidseitigen femoralarteriellen Impulse ab, um eine ausreichende Clearance durch beidseitiges Trimmen zu bestätigen. Bereiten Sie die Haut mit Chlorhexidin- und Alkoholpeelings vor und drapieren Sie die Haut dann auf die übliche sterile Weise.
- Verabreichung einer Lokalanästhesie durch subkutane Injektion von 2 ml 1%igem Lidocain in die beidseitigen Leistenregionen. Machen Sie einen 5 cm langen chirurgischen Schnitt mit einer Klinge mit der Nummer 10 an der Stelle, an der Lidocain injiziert wurde. Verwenden Sie eine stumpfe Dissektion, um das neurovaskuläre Bündel freizulegen (Abbildung 1A). Verlängern Sie bei Bedarf den Schnitt, um ein Arteriensegment freizulegen, das groß genug für den Zugang ist.
- Nach der Isolierung des neurovaskulären Bündels träufeln Sie einige Tropfen 1%iges Lidocain auf die Arterie, um einen Vasospasmus zu verhindern. Trennen Sie die Arterie vorsichtig mit einer Pinzette von der Vene und dem angrenzenden Nerv. Identifizieren Sie die Arterie anhand des charakteristischen Aussehens ihrer Muskelwand im Vergleich zu den dünnen Wänden der Vene. Die Arterie hat helleres Blut, während die Vene dunkleres Blut enthält.
4. Arterieller Zugang
- Nachdem die Arterie isoliert wurde, führen Sie die rechtwinklige Pinzette unter das Gefäß. Fassen Sie mit dem Instrument zwei Gefäßschlaufen und führen Sie sie vorsichtig unter der Arterie hindurch. Platzieren Sie jeweils einen am stromaufwärts und stromabwärts gelegenen Ende des freiliegenden Gefäßes.
- Setzen Sie die Arterie einem sanften Zug aus, indem Sie an den Gefäßschlaufen ziehen. Untersuchen Sie zu diesem Zeitpunkt das Gefäß auf Restgewebe und entfernen Sie es mit einer sanften Dissektion (Abbildung 1B). Dies erhöht die Chancen auf einen erfolgreichen Zugriff.
- Verwenden Sie für den Zugang einen 22-G-Angiokatheter. Schieben Sie den Katheter selbst leicht über die innere Nadel, da diese oft im vollständigen Sitzen kleben bleibt und das Gerät bei Zugangsversuchen verschieben kann.
- Nachdem Sie das Gefäß präpariert und den Angiokatheter vorbereitet haben, träufeln Sie Lidocain erneut auf das Gefäß. Die Arterie weitet sich sichtbar, was die Chancen auf einen erfolgreichen Zugang und die Platzierung einer Schleuse mit der Seldinger-Technik erhöht.
- Üben Sie einen sanften Zug auf die stromabwärts gelegene Gefäßschlaufe aus, um die Arterie zu stauen, indem Sie den Abfluss reduzieren. Dadurch wird das Schiff auch für den Zugangsversuch stabilisiert. Schieben Sie die Nadel des Angiokatheters langsam in die Mitte des freiliegenden arteriellen Segments (Abbildung 1C). Wenn ein Blutblitz im Angiokatheter und in der Kammer an seinem Zentrum zu sehen ist, schieben Sie den Katheter über die Nadel in das arterielle Lumen.
- Wenn der Zugriffsversuch nicht erfolgreich ist, erreichen Sie die Hämostase, indem Sie die stromaufwärts gelegene Schiffsschleife anziehen. Spülen Sie den Angiokatheter mit Kochsalzlösung und setzen Sie ihn für weitere Versuche wieder auf die Einführnadel.
- Wenn der Angiokatheter erfolgreich im Gefäß bis zu seinem Hub platziert wurde, schieben Sie einen Cope-Mikrodraht durch das Angiokatheterlumen in die Aorta (Abbildung 1D). Entfernen Sie den Angiokatheter über dem Draht und ersetzen Sie ihn durch eine 5-French-Slim-Hydrophil-Hülle (Abbildung 1E).
- Bestätigen Sie den Rückfluss des arteriellen Blutes durch den Seitenarmschlauch, indem Sie das Dreiwegeventil öffnen. Spülen Sie den Mantel mit 0,9%iger Kochsalzlösung und verriegeln Sie das Ventil während des Spülvorgangs.
- Befestigen Sie die Scheidennabe mit einer zusätzlichen 3-0-Seidennaht an der angrenzenden Haut. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die kontralaterale Oberschenkelarterie. Um eine höhere Effizienz zu erzielen, können zwei Bediener gleichzeitig arbeiten, während sie sich auf jeweils eine Arterie konzentrieren.
5. Zervikocerebrale Angiographie und intrakranieller Zugang
- Führen Sie unter fluoroskopischer Visualisierung einen 4-French-Glide-Katheter über einen 0,035-Zoll-Gleitdraht vor, der durch die linke Femurhülle eingeführt wird. Positionieren Sie die Spitze des Gleitkatheters in der proximalen linken Wirbelarterie. Entfernen Sie den Draht und spülen Sie den Katheter mit heparinisierter 0,9%iger Kochsalzlösung.
- Führen Sie eine Angiographie von Hand durch, indem Sie die linke Wirbelarterie mit jodhaltigem Kontrastmittel unter geringer Vergrößerung injizieren, um den gesamten Kopf und Hals darzustellen (Abbildung 2A). Modulieren Sie die Injektion der Kontrastmittellösung, indem Sie mit einer Niederdruckinjektion beginnen, die sich steigert, um das gesamte Gefäßsystem sichtbar zu machen.
HINWEIS: Eine ausreichende Injektion zur Visualisierung des Rückflusses in der rechten Wirbelarterie ist erforderlich, da dieses angiographische Bild als Roadmap-Anleitung zur effizienten Auswahl der richtigen Wirbelarterie verwendet wird. Eine sanfte Injektion ist erforderlich, um Vasospasmus oder tiefere Verletzungen zu minimieren. Darüber hinaus kann eine übermäßige Kraft oder ein übermäßiges Volumen auch unter tiefer Betäubung vorübergehende Bewegungen des Tieres hervorrufen. - Für die Injektion des linken Wirbels injizieren Sie 50% Kontrastmittel, verdünnt in normaler Kochsalzlösung mit einem sanften Crescendo aus einer 3-cm³-Spritze. Die Injektion von 1-2 ml des verdünnten Kontrastmittels ist in der Regel ausreichend. Bestimmen Sie die angemessene Menge der Injektion, indem Sie den Rückfluss in der rechten Wirbelarterie in die rechte Schlüsselbeinarterie überprüfen. Beachten Sie bei dieser Injektion auch die hinteren zerebralen und oberen Kleinhirnarterien, von denen eine das Ziel für den Verschluss mit dem Mikrokatheter sein wird.
- Bereiten Sie einen 2,4-French-Flow-gerichteten Mikrokatheter mit einem 0,010-Zoll-Mikrodraht vor. Machen Sie eine C-Form an der Spitze des Mikrodrahtes. Schieben Sie den Mikrokatheter unter Anleitung der Roadmap in einem 4-French-Glide-Katheter durch die rechte Femurscheide und über den Draht in die rechte Wirbelarterie. Aufgrund der Neigung zu katheterinduzierten Vasospasmen sollten die Manipulationszeit des Geräts und die Anzahl der durchgeführten Katheterversuche minimiert werden.
- Schieben Sie den Mikrokatheter durch das zervikale Segment der rechten Wirbelarterie. Um die scharfe Kurve vom V2- zum V3-Segment am besten zu überstehen, schieben Sie den Mikrokatheter allein vor, während sich der Mikrodraht wieder proximal an seiner Spitze befindet. Das Führen mit dem Mikrodraht an dieser Stelle führt oft zu einer Selektion kleiner Seitenäste der Arteria vertebralis und kann die Ursache für einen erheblichen Vasospasmus sein.
- Nach der scharfen Kurve von V2 nach V3 gelangt der Mikrokatheter oft leicht in die proximale Arteria basilaris. Schieben Sie an dieser Stelle den Mikrodraht vor und wählen Sie die gewünschten hinteren zerebralen oder oberen Kleinhirnarterien aus. Mikrokatheterinjektionen werden aufgrund der fragilen Natur der intrakraniellen Arterien nicht empfohlen.
- Schieben Sie den Mikrokatheter über den Mikrodraht in die Zielarterie. Wählen Sie eine proximale Position, da sie aufgrund ihrer Winkelung am Ursprung in der Regel am sichersten im Seitenzahnbereich kommuniziert werden kann. Eine tiefere Position ist in der Arteria cerebellaris superior möglich (Abbildung 2B).
- Wiederholen Sie das Angiogramm, indem Sie den Katheter der linken Wirbelarterie mit hoher Vergrößerung über den Kopf injizieren, um den Verschluss der Zielarterie zu bestätigen (Abbildung 2B-C). Für eine optimale Bildgebung injizieren Sie den Kontrast mit voller Stärke in die 3-cm³-Spritze. In der Regel ist nicht mehr als 1 ml für eine ausreichende Trübung aller intrakraniellen Arterien erforderlich.
- Entfernen Sie den Mikrodraht vorsichtig aus dem Mikrokatheter unter fluoroskopischer Visualisierung, um eine stabile Position zu bestätigen. Setzen Sie einen Absperrhahn auf die Nabe des Mikrokatheters und schließen Sie den Absperrhahn, um Blutverlust durch retrograden Blutfluss zu verhindern. Entfernen Sie den linken Wirbelkatheter, um die linke Femurzugangsschleuse freizugeben.
- Während der anschließenden Okklusionsphase werden intermittierende Durchleuchtungsbilder aufgenommen, um eine stabile Position des okklusiven Mikrokatheters zu bestätigen. Ergebnisse von Verschlussperioden der Arteria cerebri posterior im Bereich von 60-240 min wurden bereits veröffentlicht18.
6. Blutdruckmessung und -modulation
- Während für den okklusiven intrakraniellen Mikrokatheter eine femorale Zugangsstelle verwendet wird, wird die kontralaterale Hülle für die Blutdruckmessung verwendet.
- Zeichnen Sie kontinuierliche arterielle Blutdruckwerte mit einem piezoresistiven 3-French-Gauge-Sensor auf, der durch eine Femurhülle geführt und vorgeschoben wird, bis sich die Sensorspitze in der unteren thorakalen Aorta befindet. Schließen Sie diesen Sensor an die Datenerfassungshardware an und visualisieren Sie die gemessenen Drücke mit der zugehörigen Software. Beobachten Sie den Blutdruck im Druckvisualisierungsfenster. Blutdruckaufzeichnungen können zur Visualisierung in der Statistiksoftware in eine Tabellenkalkulation exportiert werden.
- Wenn eine mechanische Manipulation des Blutdrucks mit einem Ballonkatheter gewünscht wird, schieben Sie alternativ einen 4 französischen 5-mm-Fogarty-Ballonkatheter durch die vorhandene Femurhülle. Positionieren Sie den Ballon in der Nebennierenaorta. Verwenden Sie das 0,025-Zoll-Innenlumen für die Druckverfolgung, um den Blutdruck stromaufwärts des Ballons kontinuierlich zu überwachen, und den 4-Zoll-Durchmesser des Ballons für eine zweite BP-Verfolgungsleitung, die an die Hülle angeschlossen wird, um den Blutdruck stromabwärts des Ballons kontinuierlich zu überwachen.
7. Euthanasie und Gewebeentnahme
- Entfernen Sie den okklusiven Mikrokatheter nach 3 h und setzen Sie dann die arterielle Blutdruckmessung und -modulation für den weiteren gewünschten Zeitraum fort. Eine Standard-Erholungszeit von 3 h wird zur Visualisierung eines abgeschlossenen Infarkts in der anschließenden Histologie verwendet.
- Stellen Sie nach Abschluss der vorgeschriebenen Okklusions- und Erholungszeiten sicher, dass sich das Tier in einer chirurgischen Anästhesieebene befindet, und führen Sie Euthanasie durch (Perfusionsfixierung mit phosphatgepufferter Lösung, gefolgt von Enthauptung nach Bestätigung des Fehlens von Herzaktivität). Alternativ können Sie eine Perfusionsfixierung durchführen, indem Sie Perfusat durch eine Femurscheide infundieren und dann eine Halsvene, die untere Hohlvene oder den rechten Vorhof durchschneiden.
HINWEIS: Für einige Post-Mortem-Analysen kann eine Perfusion vorzuziehen sein, da die Genexpression oder die Biomarkerwerte durch die Lösung beeinflusst werden können. Beide Techniken wurden von unserer Gruppe erfolgreich durchgeführt. - Bestätigen Sie bei akuten Eingriffen mit sofortiger Entnahme des Gehirns die Euthanasie und enthaupten Sie das Tier. Entfernen Sie das Schädeldach stückweise mit Rongeuren, beginnend am Hinterhauptkamm und anterior, bis das Gehirn intakt entnommen werden kann. Legen Sie das Gehirn in Formalin oder eine Lösung mit optimaler Schnitttemperatur und frieren Sie es je nach gewünschter Art der Gewebeanalyse schock ein.
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Ergebnisse
In den ersten Experimenten mit diesem Modell gelang es unserer Gruppe, bei 12 von 14 Tieren (85,7%) das gewünschte Ergebnis eines posterioren zerebralen oder oberen Kleinhirnarterienverschlusses zu erzielen. Für das Experiment wurden sieben Männchen und sieben Weibchen untersucht. Das durchschnittliche Gewicht der Tiere betrug 3,6 kg (± 0,46 kg). Bei den beiden Tieren, bei denen kein Erfolg eintrat, verhinderte ein tiefgreifender katheterinduzierter Vasospasmus einen sicheren Zugang zum intrakraniellen Kreislauf. Bei ein...
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Diskussion
Bei der Behandlung von IS wurden erhebliche Fortschritte erzielt, insbesondere angesichts der Fortschritte bei den Strategien für die Akutintervention und die Sekundärprävention. Es kann jedoch noch mehr getan werden, um die Versorgung von IS-Patienten zu verbessern. Begrenzte Fortschritte in anderen Aspekten der IS-Behandlung, insbesondere im Bereich der Neuroprotektion, resultieren wahrscheinlich aus den Einschränkungen des pathophysiologischen Verständnisses mechanistischer Prozesse auf Gewebe- und molekularer Ebene. ...
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Offenlegungen
MDA, GH und MAJ sind Berater für Certus Critical Care, Inc. MDA ist Berater für Johnson &; Johnson.
Danksagungen
Die in dieser Publikation berichtete Forschung wurde vom National Center for Advancing Translational Sciences der National Institutes of Health unter den Award-Nummern UL1TR002538 und KL2TR002539 sowie durch den Transformational Grant 19TPA34910194 der American Heart Association unterstützt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 3-0 Seidennaht | Ethicon | A184H | |
| Buprenorphin | Sigma-Aldrich | B9275 | |
| Katheter | Terumo | CG415 | 4F Gleitkatheter |
| Endovaskulärer Drucksensor | Millar | SPR-524 | |
| Euthasol | Virbac | PVS111 | |
| Führungsdraht | Terumo | GR1804 | |
| Iohexol | ThermoFisher | 466651000 | Jodkontrastmittel |
| Ketamin | Biorbyt | orb61131 | |
| LabChart Software | ADInstruments | ||
| Lidocain | Spectrum | LI102 | |
| Mikrokatheter | Medtronic | EV3 105-5056 | Marathon Mikrokatheter |
| Microwire | Medtronic | EV3 103-0608 | Mirage Microwire |
| PowerLab | ADInstruments | ||
| Kaninchengehirn 2mm Koronale Schnittmatrize | Ted Pella | 15026 | |
| Kochsalzlösung | FisherScientific | 23-535435 | |
| Scheide | Merit Medical | PSI-5F-11 | |
| Xylazin | ThermoFisher | J61430.14 |
Referenzen
- the American Heart Association. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), 153(2022).
- Jadhav, A. P., Campbell, B. C. V. Ongoing advances in medical and interventional treatments of large vessel occlusion stroke. Stroke. 52 (3), 1115-1117 (2021).
- Caprio, F. Z., Sorond, F. A. Cerebrovascular disease: Primary and secondary stroke prevention. The Medical Clinics of North America. 103 (2), 295-308 (2019).
- Kleindorfer, D. O., et al. Guideline for the prevention of stroke in patients with stroke and transient ischemic attack: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 52 (7), 364(2021).
- Kitagawa, K. Blood pressure management for secondary stroke prevention. Hypertension Research: Official Journal of the Japanese Society of Hypertension. 45 (6), 936-943 (2022).
- Buchan, A. M., Pelz, D. M. Neuroprotection in acute ischemic stroke: A brief review. The Canadian Journal of Neurological Sciences. 49 (6), 741-745 (2021).
- Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Experimental Neurology. 335, 113518(2021).
- Zabriskie, M., et al. New Zealand White rabbits fed high cholesterol diets develop morbid systemic diseases before intracranial atherosclerosis is detected. Journal of Veterinary Science & Medical Diagnosis. 8 (3), (2019).
- McNally, J. S., et al. Rabbit models of intracranial atherosclerotic disease for pathological validation of vessel wall MRI. The Neuroradiology Journal. 34 (3), 193-199 (2020).
- Brousseau, M. E., Hoeg, J. M. Transgenic rabbits as models for atherosclerosis research. Journal of Lipid Research. 40 (3), 365-375 (1999).
- Ji, D., Zhao, G., Songstad, A., Cui, X., Weinstein, E. J. Efficient creation of an APOE knockout rabbit. Transgenic Research. 24 (2), 227-235 (2015).
- Abela, G. S., et al. Triggering of plaque disruption and arterial thrombosis in an atherosclerotic rabbit model. Circulation. 91 (3), 776-784 (1995).
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: a model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in pre-clinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Zabriskie, M. S., Wang, C., Wang, S., Alexander, M. D. Apolipoprotein E knockout rabbit model of intracranial atherosclerotic disease. Animal Models and Experimental Medicine. 3 (2), 208-213 (2020).
- Zabriskie, M. S., Cooke, D. L., Wang, C., Alexander, M. D. Spatially resolved transcriptomics for evaluation of intracranial vessels in a rabbit model: Proof of concept. bioRxiv. , (2022).
- Alexander, M. D., Darflinger, R. D., Sun, Z., Cooke, D. L. Assessment of cell yield among different devices for endovascular biopsy to harvest endothelial cells. Biotechniques. 66 (1), 34-36 (2017).
- English, J. D., et al. A novel model of large vessel ischemic stroke in rabbits: microcatheter occlusion of the posterior cerebral artery. Journal of Neurointerventional Surgery. 7 (5), 363-366 (2015).
- Peng, T. J., Ortega-Gutiérrez, S., de Havenon, A., Petersen, N. H. Blood pressure management after endovascular thrombectomy. Frontiers in Neurology. 12, 723461(2021).
- Nepal, G., Shrestha, G. S., Shing, Y. K., Muha, A., Bhagat, R. Systolic blood pressure variability following endovascular thrombectomy and clinical outcome in acute ischemic stroke: A meta-analysis. Acta Neurologica Scandinavica. 144 (4), 343-354 (2021).
- Bennett, A. E., et al. Increased blood pressure variability after endovascular thrombectomy for acute stroke is associated with worse clinical outcome. Journal of Neurointerventional Surgery. 10 (9), 823-827 (2018).
- de Havenon, A., et al. Increased blood pressure variability contributes to worse outcome after intracerebral hemorrhage. Stroke. 49 (8), 1981-1984 (2018).
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Nachdrucke und Genehmigungen
