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Methodenartikel

Intubation, zentraler Venenkatheter und arterielle Zugänge bei Schweinen für die translationale Forschung in der abdominalen Transplantationschirurgie

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DOI:

10.3791/64780

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3. Februar 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ajmera Transplant Program, University Health Network, Toronto General Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Um die bestmöglichen Ergebnisse zu erzielen, sollten Chirurgen, die translationale Forschungsexperimente durchführen, in der Intubation und der Platzierung der Gefäßleitungen geübt sein. Dieser Artikel beschreibt die Techniken, die vom Toronto Organ Preservation Laboratory zur Durchführung dieser Verfahren verwendet werden.

Zusammenfassung

Translationale chirurgische Forschungsmodelle beim Schwein sind entscheidend für die Entwicklung sicherer präklinischer Protokolle. Der Erfolg der experimentellen Operationen hängt jedoch nicht nur von den chirurgischen Fähigkeiten des Forschungsteams ab. Perioperative Pflege- und Managementverfahren wie Intubation, zentraler Venenzugang und arterieller Zugang sind notwendig und für günstige Versuchsergebnisse von größter Bedeutung. Da es ungewöhnlich ist, dass Forschungsteams Anästhesisten oder anderes Personal als das Operationsteam haben, muss das Operationsteam, das an der translationalen Forschung beteiligt ist, die Fähigkeiten erwerben und/oder entwickeln, um die perioperative Versorgung durchzuführen. Der Zweck dieser Arbeit ist es, die Techniken der Intubation, des zentralen Venenkatheters und der arteriellen Zuleitung zu zeigen, die in den letzten 10 Jahren am Toronto Organ Preservation Laboratory verwendet und perfektioniert wurden, um als Referenz für zukünftige Forscher zu dienen, die entweder diesem Team oder einem anderen Labor beitreten, das translationale Forschungsprotokolle bei Schweine- und/oder Bauchtransplantationen durchführt.

Einleitung

Experimentelle Modelle von Schweinen werden aufgrund ihrer ähnlichen anatomischen und physiologischen Eigenschaften häufig bei der Untersuchung menschlicher Krankheiten verwendet. Diese Modelle sind entscheidend für die Entwicklung sicherer präklinischer Protokolle, unterliegen aber auch rechtlichen und ethischen Restriktionen1. Die Verwendung von Schweinen für Forschungszwecke muss unter den bestmöglichen Bedingungen erfolgen, um unnötige Verluste von Tieren und Leiden aufgrund von Anästhesiekomplikationen, die nichts mit dem Forschungsvorhaben zu tun haben, zu vermeiden.

Präoperative Techniken und Fähigkeiten wie Intubation, Platzierung des zentralen Venenzugangs und des arteriellen Zugangs sind unerlässlich, um erfolgreiche und reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen.

Jedes Tier, das sich für einen chirurgischen Eingriff einer Vollnarkose unterzieht, muss intubiert werden, um einen offenen Atemweg zu erhalten, der eine assistierte Beatmung ermöglicht und eine Bronchoaspiration vermeidet2. Die gebräuchlichsten Positionen für die Intubation bei Schweinen sind die dorsale, laterale und sternale Liege 3,4. Das Liegen des Brustums ist für Personal, das in der menschlichen Intubation3 geschult ist, tendenziell einfacher, was an dieser Forschungseinrichtung der Fall ist.

Ein guter Gefäßzugang ist für die Verabreichung von Flüssigkeiten, Medikamenten und Probenahmen während und nach der Operation unerlässlich. Die Verwendung von Vasopressoren ist bei Bauchtransplantationen aufgrund der hämodynamischen Instabilität, die sich aus der Ischämie-Reperfusionsverletzung ergibt, üblich. Die Infusion von Vasopressoren durch eine periphere Leitung kann aufgrund der vasokonstriktiven Wirkung zu einer lokalen Gewebeverletzung führen5. Eine zentrale Venenleitung ermöglicht die Infusion großer Mengen an Flüssigkeiten und Vasopresoren. Wir bevorzugen eine Führungsdraht-gestützte perkutane Technik für die Platzierung der zentralen Linie, da sie die Schädigung des Weichgewebes und der Gefäße minimiert6.

Die hämodynamische Stabilität des Tieres während der Operation ist erforderlich, und der Blutdruck ist der Parameter, der zu diesem Zweck am häufigsten überwacht wird7. Ein arterieller Zugang ermöglicht eine kontinuierliche Blutdruckmessung, die genauer ist als die herkömmliche nicht-invasive Messung8, da nicht-invasive Techniken die Werte bei Bluthochdruck unterschätzen und bei Hypotonie überschätzen 7,8. Eine genaue Messung des Blutdrucks während dieser Experimente ist von grundlegender Bedeutung, um die Menge an Flüssigkeiten und Vasopressoren kontrollieren zu können, die dem Schwein verabreicht werden müssen.

Das Toronto Organ Preservation Laboratory verwendet seit mehr als 10 Jahren Schweinemodelle und hat diese Verfahren im Laufe der Jahre mit hervorragenden Ergebnissen standardisiert. Obwohl in der Literatur andere Ansätze für die gleichen Verfahren zu finden sind, ist es das Ziel dieser Arbeit, die Techniken vorzustellen, die im Laufe der Jahre an unserer Einrichtung entwickelt und perfektioniert wurden.

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Protokoll

Alle Tiere, die für diese Studie verwendet wurden, erhielten eine humane Pflege in Übereinstimmung mit den "Principles of Laboratory Animal Care", die von der National Society for Medical Research formuliert wurden, und dem von den National Institutes of Health, Ontario, Kanada, veröffentlichten "Guide for the Care of Laboratory Animals". Alle Studien wurden vom Animal Care Committee des Toronto General Research Institute genehmigt. In dieser Studie wurden 11-12 Wochen alte männliche Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht von 30-40 kg verwendet.

1. Intubation

  1. Halten Sie die Schweine mindestens 5 Tage vor dem Eingriff unter, damit sie sich an die Umgebung anpassen und den allgemeinen Stress reduzieren können
  2. Fasten Sie das Schwein 6 Stunden vor der Anästhesie.
  3. Betäuben Sie das Schwein mit einer intramuskulären (IM) Injektion von Ketamin (20 mg/kg) als dissoziatives Anästhetikum, Midazolam (0,15 mg/kg) zur Sedierung und Atropin (0,04 mg/kg) zur Reduzierung von Speichelfluss und Bronchialsekretion in der Unterbringungseinrichtung.
  4. O2 und Isofluran in 5% % mit Hilfe einer Maske verabreichen, sobald das Schwein mindestens 5 Minuten eingeschlafen ist.
  5. Bewegen Sie den Molch in einen Transportwagen und bringen Sie ihn in den Operationssaal (OP).
  6. Legen Sie das Molch in Rückenlage auf den OP-Tisch.
  7. Platzieren Sie die Beatmungsmaske mit 2 L/minØ 2 und 5 % Isofluran.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Schwein inspiratorische Anstrengungen unternimmt.
  8. Positionieren Sie die Sauerstoffsättigungssonde am Ohr des Schweins.
    HINWEIS: Die Sonde kann auch auf der Zunge, dem Schwanz, der Afterkralle3, den Lippen oder der Leistenfalte platziert werden.
  9. Bitten Sie einen Assistenten, die Elektroden des Elektrokardiogramms und die Blutdruckmanschette zu platzieren.
    HINWEIS: Die Elektroden werden in der rechten Achselfalte, der linken Achselfalte und der linken Leistenfalte platziert. Die Blutdruckmanschette kann entweder im Vorderbein oder im Hinterbein platziert werden.
  10. Überprüfen Sie, ob sich der Kiefer nach 4-5 min Beatmung mit Isofluran bei 5% entspannt hat.
    HINWEIS: Wenn ein Widerstand festgestellt wird, setzen Sie die Beatmung mit Isofluran für weitere 3 Minuten fort oder bis der Kiefer entspannt ist.
  11. Bitten Sie den Assistenten, den Unterkiefer nach oben, den Oberkiefer nach unten und die Zunge aus dem Weg zu halten.
  12. Führen Sie ein Laryngoskop mit einer geraden Millerklinge an der Mittellinie ein und heben Sie die Epiglottis an.
    HINWEIS: Verwenden Sie einen Endotrachealtubus, um den weichen Gaumen nach unten zu drücken und die Epiglottis nach oben springen zu lassen (Abbildung 1).
  13. Visualisieren Sie die Stimmbänder und besprühen Sie sie zweimal mit Lidocain-Nicht-Aerosol-Spray (10 mg/dosierte Dosis), um Krämpfe während der Intubation zu vermeiden.
  14. Entfernen Sie das Laryngoskop und setzen Sie die Sauerstoffmaske für 30 s wieder auf.
  15. Entfernen Sie die Sauerstoffmaske, führen Sie die gerade Miller-Klinge in die Mittellinie ein und heben Sie die Epiglottis an. Führen Sie einen 7,0 mm Endotrachealtubus über die Stimmbänder ein.
    HINWEIS: Bei Widerstand oder Krampf der Stimmbänder wiederholen Sie die Schritte 1.13 und 1.14.
  16. Halten Sie den Endotrachealtubus an Ort und Stelle und schieben Sie das Laryngoskop und das Mandrin heraus.
  17. Pumpen Sie die Manschette des Endotrachealtubus mit 5-8 cm³ Luft auf und schließen Sie sie an einen Kapnometriesensor an, um die korrekte Platzierung des Schlauchs zu gewährleisten.
    HINWEIS: Andere Methoden, um die richtige Platzierung sicherzustellen, umfassen die Suche nach Brustantrieben, Kondenswasser im Endotrachealtubus und das Abhören von bilateralen Atemgeräuschen.
  18. Schalten Sie das Beatmungsgerät ein und stellen Sie es auf 15-20 Atemzüge pro Minute, Isofluran auf 2 % -2,5 %, das Atemzugvolumen auf 10-15 ml/kg Körpergewicht und einen maximalen Inspirationsdruck zwischen 18 und 20 cmH2O 9,10,11 ein.
  19. Befestigen Sie den Endotrachealtubus mit Klebeband.
  20. Tragen Sie Augenschmiermittel auf, um Trockenheit und Geschwüre während des Eingriffs zu vermeiden.
  21. Stellen Sie eine ordnungsgemäße Anästhesie sicher, indem Sie den Kiefertonus beurteilen und Isofluran entsprechend anpassen. Starre Unterkiefermuskulatur deutet auf eine leichte Anästhesiehin 3.

2. Platzierung eines zentralen Venenkatheters

HINWEIS: Die Wahl des Katheters hängt von der Art des verwendeten Modells ab. Für Überlebensmodelle wird ein Katheter verwendet, der am Ende des Eingriffs getunnelt werden kann. Für Anschlussmodelle wird ein einfacheres Modell (siehe Materialtabelle) verwendet.

  1. Nach der Intubation desinfizieren Sie das Schwein in Rückenlage beide Seiten des Halses mit Jod- oder Chlorhexidinlösung.
  2. Bereiten Sie den Katheter vor, indem Sie ihn mit 5 bis 10 ml Kochsalzlösung spülen und sicherstellen, dass sich keine Luft darin befindet. Platzieren Sie den Dilatator durch den Katheter.
  3. Überprüfen und testen Sie den Führungsdraht, um die richtigen Aspekte und Funktionen zu bestätigen.
    HINWEIS: Der Führungsdraht muss sich frei im Mantel bewegen und darf keine Defekte oder Knicke aufweisen. Wenn eine Änderung festgestellt wird, ersetzen Sie den Führungsdraht.
  4. Identifizieren Sie die folgenden drei Orientierungspunkte am Hals des Schweins: (1) den Schwanzast des Unterkiefers, (2) das kraniale Manubrium und (3) den Schädelpunkt der rechten Schulter, der durch den Tuberkel major des Humerusgebildet wird 6 (Abbildung 2).
  5. Führen Sie die Suchnadel, die an einer 5-ml-Spritze befestigt ist, in die Mitte des Dreiecks ein, das aus den drei Landmarken in einem Winkel von 45° zur Haut gebildet und auf die kaudale Seite gerichtet ist, während Sie die Spritzenembolie leicht zurückziehen.
  6. Sobald die Halsvene gefunden ist, entfernen Sie die Spritze von der Suchnadel und stabilisieren Sie die Nadel, während Sie den Daumen über die Nadelnabe legen. Stellen Sie sicher, dass die Suchernadel fest sitzt.
    HINWEIS: Wenn der Verdacht besteht, dass Blut aus der Nadel arteriell ist, entfernen Sie die Nadel sofort und üben Sie 5 Minuten lang Druck aus.
  7. Führen Sie den Führungsdraht in die Suchnadel ein und schieben Sie ihn in die Vena jugularis externa vor (Seldinger-Technik12). Es sollte nur ein minimaler bis kein Widerstand erreicht werden. Entfernen Sie die Suchernadel und halten Sie den Führungsdraht an Ort und Stelle.
    HINWEIS: Verwenden Sie eine EKG-Spur, um sicherzustellen, dass der Führungsdraht nicht zu tief eindringt. Wenn Veränderungen des Herzrhythmus festgestellt werden, entfernen Sie den Führungsdraht leicht.
  8. Führen Sie die Spitze einer 11-Klinge in die Einstichstelle ein und legen Sie einen Schnitt (ca. 0,5 cm) für den Dilatator und den Katheter an.
  9. Führen Sie den Dilatator und den Katheter über den Führungsdraht, um die Haut und das Unterhautgewebe zu erweitern. Sobald er eingesetzt ist, entfernen Sie den Dilatator aus dem Katheter.
  10. Aspirieren Sie aus dem Katheterlumen, um einen ordnungsgemäßen Fluss zu gewährleisten, und spülen Sie mit 5-10 ml Kochsalzlösung.
  11. Nähen Sie den Katheter mit einer 0-Seidennaht in die Haut und stellen Sie sicher, dass der Katheter festsitzt 13.

3. Platzierung des arteriellen Zugangs

HINWEIS: Die Platzierung der Halsschlagader wird bevorzugt, da sie einen direkteren Weg zum Herzen bietet und die Gefäße des Halses größer sind als die Femurgefäße11. Vorzugsweise sollte der arterielle Zugang auf der kontralateralen Seite des zentralen Venenkatheters und unter direkter Sicht platziert werden; Ist dies nicht möglich, kann er auf der gleichen Seite wie der Venenkatheter gelegt werden.

  1. Machen Sie mit einem Kauterstift einen vertikalen Schnitt von 5-7 cm medial zur Luftröhre (Abbildung 3).
  2. Das Unterhautgewebe und die Ebene zwischen den Muskeln hautfacii und colliwerden präpariert 11.
  3. Präparieren Sie die Gesichtsebene zwischen der Luftröhre und dem Musculus sternomastoideus, um die Halsschlagaderscheide zu lokalisieren und zu öffnen11 (Abbildung 4).
  4. Verwenden Sie eine stumpfe Dissektion, um die Arteria carotis communis zu isolieren (Abbildung 5).
  5. Legen Sie zwei 2-0-Seidenbinder um die Halsschlagader, um die Gefäßkontrolle zu gewährleisten, und binden Sie das distale Band (Abbildung 6).
  6. Platzieren Sie die rechtwinklige Pinzette unter der Arterie.
  7. Bitten Sie die Assistentin, das proximale Band zu halten und die Angiokathnadelspitze in einem Winkel von 45° in die Halsschlagader einzuführen. Sobald ein Blutblitz zu sehen ist, schieben Sie die Nadel in einem flachen Winkel leicht vor und schieben Sie dann den Katheter nur in die Arterie vor.
  8. Entfernen Sie die Nadel, während Sie den Katheter an Ort und Stelle halten.
  9. Befestigen Sie den Katheter an der arteriellen Leitung, aspirieren Sie ihn und spülen Sie ihn mit 5-10 ml Kochsalzlösung, um sicherzustellen, dass kein Widerstand entsteht.
  10. Legen Sie einen Kabelbinder um den Katheter und die Arterie, um den Katheter zu sichern.

4. Nachsorge (Überlebensmodell)

  1. Tunneln Sie den Venenkatheter und befestigen Sie ihn am Hals des Schweins.
  2. Sobald das Tier hämodynamisch stabil ist und von den Vasopressoren entwöhnt werden kann, entfernen Sie den arteriellen Zugangskatheter, binden Sie die distale Seite der Halsschlagader ab und überprüfen Sie die Blutstillung. Verschließen Sie die Wunde mit einer ununterbrochenen Naht.
  3. Bewegen Sie den Molch auf den Transportwagen und positionieren Sie ihn in sternaler Position.
  4. Schalten Sie Isofluran aus und überwachen Sie das Schwein, bis Anzeichen einer Wiederherstellung der Anästhesie vorhanden sind (Bewegungen und Atmung gegen das Beatmungsgerät).
  5. Schalten Sie das Beatmungsgerät aus, sobald eine effektive Selbstbeatmung festgestellt wird, aber halten Sie die O2 -Zufuhr bei 2 l/min.
  6. Schalten Sie die Ø2-Versorgung nach 10-15 min aus. Das Schwein sollte in der Lage sein, eine Sättigung von mindestens 94 % aus eigener Kraft aufrechtzuerhalten. Ist dies nicht der Fall, schalten Sie den O2 wieder ein und bewerten Sie ihn in weiteren 5-10 min erneut.
  7. Bringen Sie das Molch zurück in seinen Buchte, sobald es die O2-Sättigung beibehalten hat.
    HINWEIS: Das Molch sollte mit dem Endotrachealtubus zurück in seinen Stall gebracht werden.
  8. Entfernen Sie den Endotrachealtubus, sobald Anzeichen von Schlucken und/oder Kauen erkennbar sind (zwischen 2-4 Stunden nach Beendigung der Operation).
  9. Überwachen Sie das Schwein in seinem Stall und lassen Sie es niemals allein. Sobald das Schwein extubiert ist und eine sternale Position einnehmen kann, kann es unbeaufsichtigt bleiben.

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Ergebnisse

Die Überwachung von Schweinen während der Operation ist unerlässlich, und die normalen Parameter, die während der Operation zu erwarten sind, sind in Tabelle 1 3,14 aufgeführt. Die ungefähre Dauer, die für die Durchführung der einzelnen Eingriffe erforderlich ist, ist in Tabelle 2 aufgeführt.

Wie bereits erwähnt, führt dieses Labor diese Verfahren seit 10 Jahren durch. In diesem Zeitraum wurden 595 Leb...

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Diskussion

Jedes Forschungszentrum muss seine eigenen Protokolle und Richtlinien für translationale Forschungsmodelle erstellen; Es sind jedoch einige Grundregeln zu beachten, um erfolgreiche Ergebnisse zu garantieren.

Zunächst muss das Schwein einer körperlichen Untersuchung unterzogen werden, sobald es in der Haltungseinrichtung ankommt. Vor dem Eingriff sind insgesamt 5-7 Tage Konditionierung erforderlich, um den Stresspegel zu reduzieren und dem Schwein zu ermögliche...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9 % Natriumchlorid-Spülung, USPBaxterJF7124Kochsalzlösung
Angiocath 16 GA 1,88 , 1,7 x 48 mmBD381157
Atropinsulfat (8 mg/20 mL - 0,4 mg/ml)West-Ward1773320 mL Fläschchen
Cook TPN Single Lumen Kathether SetCook medicalG08132mit 10 Fr Peel Away Einführset
Hickman 9.6 F Single-Lumen CV KathetherBard600560
Laryngoskop Heine
Midazolam (5 mg/ml)Sandoz4623796810 mL Fläschchen
Miller-Klinge 4Heine185 mm Klingenlänge
Narketan (Ketamin - 100 mg/ml)Vetoquinal8-0022350 mL Fläschchen
Nasentrachealtubus mit Manschette  7,0 mm I.D. Covidien86450
Optixcare Augenschmiermittel für Hunde und KatzenAventix591430420 g
Perkutane Scheide Einführset mit integriertem Blutstillungsventil/seitlichem Anschluss für den Gebrauch -7,5 Fr. KatheterPfeilSI-098808,5 Fr, 10 cm, 0,035 Zoll Ø Federdrahtführung
Universal Elektrochirurgisches Pad: Geteilt mit Schnur3M9165
Valleylab Rocker Switch Bleistift HolsterCovidienE2515H
Xylocain 10% Spray AstraZeneca73050036Lidocain (10 mg/dosierte Dosis)

Referenzen

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SchweinechirurgieIntubationstechnikperioperative Versorgungchirurgische Modellepräklinische ProtokolleOrgankonservierung

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