Methodenartikel

Entwicklung eines Kaninchen-Verletzungsmodells für chronisch ähnliche Rotatorenmanschetten zur Untersuchung von Fibrose und muskulärer Fettdegeneration

DOI:

10.3791/64828

⸱

31. März 2023

 ,  ,  , 
1School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 2Institute for Tissue Engineering and Regenerative Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 3Center for Neuromusculoskeletal Restorative Medicine, The Chinese University of Hong Kong, 4Key Laboratory for Regenerative Medicine, Ministry of Education, School of Biomedical Sciences, The Chinese University of Hong Kong, 5Department of Orthopaedics and Traumatology, Faculty of Medicine, The Chinese University of Hong Kong

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dieser Studie werden Verfahren zur Feststellung einer chronisch ähnlichen Verletzung der Kaninchenrotatorenmanschette (RC) beschrieben. Konkret entsteht die Verletzung in der Muskel-Sehnen-/Myotendinus-Einheit des Subscapularis (SSC), um die menschliche RC-Anatomie und Pathophysiologie nachzuahmen, einschließlich schwerer Muskelfettdegeneration (FD). Dieses Protokoll kann angewendet werden, um RC-Verletzungen zu untersuchen und regenerative Therapien zu bewerten.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Pathophysiologie der Kaninchenrotatorenmanschette (RC) kann zu fortschreitenden und stark degenerativen Veränderungen der zugehörigen Muskulatur und Sehnen führen, was klinisch relevante Parameter wie Kraft und Retraktion der Muskel-Sehne/myotendinösen Einheit negativ beeinflusst, was letztendlich zu einem Verlust der Schulterfunktion führt und sich negativ auf die Ergebnisse der RC-Reparatur auswirkt. Tiermodelle, die Aspekte der menschlichen RC-Anatomie und Pathophysiologie nachahmen, sind entscheidend für die Verbesserung des konzeptionellen Verständnisses des Verletzungsverlaufs und die Entwicklung wirksamer Therapeutika auf Basis von Tissue Engineering und regenerativer Medizin.

In diesem Zusammenhang eignet sich ein Kaninchen-Subscapularis-Modell (SSC) aufgrund (i) seiner anatomischen Ähnlichkeit mit der Knochen-Sehnen-Muskel-Einheit des menschlichen Supraspinatus (SSP), die die am häufigsten verletzte RC-Stelle ist; (ii) seine pathophysiologische Ähnlichkeit mit dem Menschen in Bezug auf Fibrose und Muskelfettdegeneration (FD); und (iii) seine Eignung für chirurgische Eingriffe. Daher ist es das Ziel dieser Studie, die Operationstechniken zur Induktion von SSC-RC-Verletzungen zu beschreiben. Kurz gesagt beinhaltet das Verfahren die Isolierung des SSC durch Identifizierung des Musculus coracobrachialis, gefolgt von einer vollständigen Durchtrennung an der Muskel-Sehnen-Verbindung und der Umhüllung des freien Endes der Muskel-Sehnen-Verbindung mit einem Penrose-Schlauch auf Silikonbasis, um eine spontane Wiederanhaftung zu verhindern. Histologische Auswertungen werden durchgeführt, um das Fortschreiten der Muskel-FD 4 Wochen nach der Operation unter Verwendung von Hämatoxylin und Eosin (H&E) sowie Masson-Trichrom-Färbung zu überwachen.

Der Verlust von Muskel und FD war 4 Wochen nach Durchtrennung der SSC-Muskel-Sehnen-Verbindung offensichtlich, ähnlich wie bei der menschlichen RC pathophysiologische Bedingungen. Dieses Protokoll demonstriert die Schritte zur erfolgreichen Etablierung eines chronisch-ähnlichen SSC-RC-Verletzungsmodells für Kaninchen, das als leistungsfähiges Werkzeug zur Untersuchung von Skelettmuskelveränderungen im Zusammenhang mit der RC-Pathophysiologie dienen und die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien für chronisch-ähnliche RC-Risse unterstützen kann.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische Risse der Rotatorenmanschette (RC) sind gekennzeichnet durch degenerative Veränderungen der Muskulatur und der Sehnen, einschließlich Muskelatrophie, Ansammlung von Fettgewebe und Fibrose, die das Ergebnis der RC-Reparatur beeinträchtigen und letztendlich Schulterschmerzen und Funktionsstörungen verursachen können 1,2,3,4,5 . Um die Pathogenese des RC-Risses besser zu verstehen und die chirurgischen Ergebnisse zu verbessern, ist es entscheidend, geeignete Tiermodelle zu entwickeln, die Aspekte der menschlichen RC-Anatomie und Pathophysiologie nachahmen können. Insbesondere sollten RC-Verletzungsmodelle die folgenden Kriterien erfüllen: (i) keine spontane Heilung nach einer Verletzung; (ii) ein signifikantes Vorhandensein von Fibrose, Muskelatrophie und Ansammlung von Fettgewebe aufweisen; und (iii) von ausreichender Größe sein, um die Annäherung an die beim Menschen angewandten chirurgischen Techniken zu ermöglichen6.

In diesem Zusammenhang kann der Musculus subscapularis (SSC) des Kaninchens aufgrund seiner einzigartigen Anatomie, pathophysiologischen Reaktion und biomechanischen Eigenschaften als genaues und zuverlässiges Tiermodell für die Untersuchung der RC-Pathophysiologie verwendet werden7. In der Tat ähnelt die Anatomie der SSC-RC bei Kaninchen der menschlichen Supraspinatus (SSP) RC, der Muskel-Sehnen-Einheit, die am häufigsten mit Verletzungen aufgrund von Überlastung in Verbindung gebracht wird 8,9. Konkret verläuft der SSC-Sehnenkomplex des Kaninchens durch einen knöchernen Tunnel und unter dem Musculus coracobrachialis, was analog zur Situation beim Menschen ist, in der der SSP-Sehnenkomplex durch den subacromialen knöchernen Tunnel und unter dem Ligamentum coracoacromialis verläuft7. Diese anatomische Ähnlichkeit führt dazu, dass die SSC des Kaninchens ähnliche muskuloskelettale Bewegungen durchläuft wie die menschliche SSP, bei der die Sehne während der Hebung und Abduktion des Oberarmknochens unter das Schulterdach wandert 7,10.

Darüber hinaus wurden beim Kaninchen nach SSC-Rissen pathohistologische Veränderungen beobachtet, ähnlich wie bei humanen RC-Rissen11. Insbesondere der Muskelbauch erfährt eine schwere FD mit einem signifikanten Verlust an Muskelmasse, einer verringerten Querschnittsfläche der Muskelfasern und einer erhöhten Adipositas. Darüber hinaus bewerteten Otarodifard et al. die biomechanischen Eigenschaften des SSC des Kaninchens nach (1) einreihigen, (2) zweireihigen und (3) transossär-äquivalenten RC-Reparaturtechniken und stellten fest, dass die anfänglichen biomechanischen Eigenschaften dieser Reparaturen denen menschlicher SSP-RC-Reparaturen ähnelten, die an Leichenproben durchgeführt wurden12. Die anatomische, physiologische und biomechanische Ähnlichkeit der SSC von Kaninchen mit der menschlichen SSP macht sie daher nützlich für die Modellierung von RC-Verletzungen.

Obwohl viele Tierarten, darunter Ratten, Mäuse, Hunde und Schafe, bei der Untersuchung von RC-Erkrankungen und -Reparaturen verwendet wurden 6,13,14,15, ist der Grad der Verletzungschronizität ein wichtiger Aspekt. Dies liegt daran, dass RC-Risse asymptomatisch sein können und oft viel später diagnostiziert werden, wenn sich der Riss vergrößert hat und chronischer Natur ist, wobei sowohl die Sehne als auch der Muskel eine schwere Degeneration aufweisen16,17,18. Die meisten RC-Reparaturmodelle verwenden jedoch akute Verletzungsmodelle, bei denen die gesunde Sehne durchtrennt und dann sofort repariert wird 19,20,21,22. Dies geschieht vor allem aus Gründen der logistischen Zweckmäßigkeit und der technischen Einfachheit, was dazu führt, dass es nur wenige Studien gibt, die die Pathophysiologie der RC in einem chronisch ähnlichen Setting untersuchen. Darüber hinaus können mehrere Tiermodelle Eigenschaften aufweisen, die ihre Verwendung für chronische RC-Studien erschweren.

Obwohl beispielsweise die Ratte ausgiebig zur Modellierung von RC-Rissen und Eingriffen verwendet wurde, steht das Fehlen einer signifikanten Fettansammlung nach einer Verletzung im Gegensatz zum menschlichen Zustand, und ihre geringe Größe macht wiederholte chirurgische Eingriffe zu einer Herausforderung23. Obwohl Gerber et al. den Infraspinatus von Schafen verwendeten, um Muskelatrophie und FD nach chronischem RC-Riss zu untersuchen24, gibt es einige anatomische Unterschiede zwischen dem Infraspinatus von Schafen und dem menschlichen SSP sowie zahlreiche logistische Herausforderungen für die Untersuchung und Unterbringung eines so großen Tiermodells. Darüber hinaus entwickelten Gerber et al. ein verzögertes RC-Verletzungsmodell bei Schafen, indem sie den oberflächlichen Kopf des Musculus infraspinatus und der Sehne freisetzten, um die Merkmale eines chronischen RC-Risses nachzuahmen, und dann die Wirksamkeit verschiedener Reparaturtechniken an der Sehne nach 4 bis 6 Wochen bewerteten. Leider besaß dieses chronisch ähnliche Schafmodell eine Einschränkung, da das Ende der gelösten Sehne während des zweiten chirurgischen Eingriffs nicht mehr von Narbengewebe zu unterscheidenwar 25.

Coleman et al. entwickelten auch ein chronisches RC-Rissmodell bei Schafen, indem sie das durchtrennte Sehnenende zum Zeitpunkt der ersten Operation mit einer synthetischen Membran bedeckten, was eine Nährstoffdiffusion ermöglichte und die Bildung von Narbengewebe um das verletzte Gewebe herum effizient minimierte, während gleichzeitig die Unterscheidung zwischen Sehne und Narbengewebe verbessertwurde 26. In der Zwischenzeit schlugen Turner et al. vor, dass eine verzögerte Reparatur innerhalb von 4 Wochen durchgeführt werden sollte, da eine direkte Wiederbefestigung bei einer massiven Sehnenretraktion selten vorkommt27. Zusammen haben diese Studien zu reproduzierbaren und zuverlässigen Protokollen für die erfolgreiche Etablierung eines chronisch-ähnlichen SSC-RC-Verletzungsmodells für Kaninchen beigetragen.

In diesem Protokoll wird nach 4 Wochen ein chronisch ähnliches Kaninchen-RC-Verletzungsmodell etabliert, in dem pathologische Veränderungen im Zusammenhang mit Fibrose und FD-vermittelter Muskelatrophie durch histologische Untersuchungen untersucht werden können. Insbesondere das Umwickeln des freien Endes des Muskel-Sehnen-Übergangs mit einem silikonbasierten Penrose-Schlauch zum Zeitpunkt der ersten Operation ermöglicht eine eindeutige Identifizierung des RC-Gewebes während des zweiten chirurgischen Eingriffs und erleichtert somit eine sichere Reparatur, um die RC-Heilung mit und ohne Gerüstaugmentation zu untersuchen. Insgesamt kann ein chronisch ähnliches Kaninchen-SSC-Modell die Pathophysiologie der RC besser nachahmen und minimale technische und logistische Anforderungen stellen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Eingriffe müssen in steriler Operationstechnik in einem entsprechend ausgestatteten Raum durchgeführt werden, der für Tieroperationen gemäß einem von der Ethikkommission des Instituts genehmigten Protokoll vorgesehen ist. In der vorliegenden Studie wurden Kaninchenoperationen in Übereinstimmung mit einem Protokoll durchgeführt, das von der Ethikkommission für Tierversuche der Chinesischen Universität Hongkong genehmigt wurde.

1. Chirurgischer Eingriff

  1. Um den Operationsbereich vorzubereiten, wärmen Sie ein Heizkissen vor und überziehen Sie es mit sterilen OP-Abdecktüchern, um die Körpertemperatur des Kaninchens aufrechtzuerhalten. Legen Sie anschließend sterilisierte chirurgische Instrumente und Verbrauchsmaterialien (wie in der Materialtabelle angegeben) bereit und ordnen Sie sie nach den Wünschen des Chirurgen an.
  2. Induktion einer Anästhesie durch intramuskuläre Verabreichung von 35 mg/kg Ketamin und 5 mg/kg Xylazin bei neuseeländischen Weißkaninchen (mit einem Gewicht zwischen 3,5 und 4,5 kg, etwa 5-6,5 Monate alt; in dieser Studie wurden zwei männliche und ein weibliches Kaninchen verwendet). Bestätigen Sie anschließend die Anästhesie mit einem Pfoten- und/oder Schwanzklemmtest.
  3. Wenn eine zusätzliche Anästhesie erforderlich ist, um die Operationsebene aufrechtzuerhalten, verabreichen Sie 10 mg/kg Ketamin und 3 mg/kg Xylazin intravenös über die marginale Ohrvene28 und überwachen Sie die Atemfrequenz des Tieres in regelmäßigen Abständen von 5-10 Minuten.
  4. Um das Operationsfenster vorzubereiten, rasieren Sie die vorgesehene Schnittstelle (die Hautregion oberflächlich zur SSC-Muskel-Sehnen-Einheit) und reinigen Sie sie mit drei abwechselnden Anwendungen von Betadin und 70%igem Alkohol. Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um Betadin und 70%igen Alkohol in kreisenden Bewegungen (von innen nach außen) aufzutragen. Verwenden Sie Augensalbe, um die Augen des Kaninchens feucht und befeuchtet zu halten. Verabreichen Sie 20 mg/kg Cephalexin intramuskulär als Antiinfektivum.
  5. Machen Sie einen 3-4 cm langen Hautschnitt unterhalb des Schlüsselbeins, teilen Sie das deltopektorale Intervall mit einem chirurgischen Skalpell Nr. 11 und ziehen Sie es zurück, um Zugang zur Schulter zu erhalten (Abbildung 1A,B).
  6. Um die SSC-Muskel-Sehnen-Einheit zu lokalisieren, wird zunächst der Musculus coracobrachialis (als Gewebe, das den SSC-Sehnenansatz bedeckt) identifiziert und gespalten. Identifizieren Sie anschließend die SSC-Sehne und setzen Sie eine rechtwinklige Klemme ein, um die gesamte SSC-Sehne an ihrem Ansatz an der kleinen Tuberositas des Oberarmknochens freizulegen (Abbildung 1C).
  7. Vor dem Einführen der Verletzung ist die SSC-Muskelsehne zu isolieren (Abbildung 1D) und ein intraoperatives Anästhetikum (0,2 mg/kg 0,5 % Bupivacain) lokal in der Nähe der Durchtrennungsstelle zu verabreichen. Wickeln Sie die SSC-Muskel-Sehnen-Einheit in einen Penrose-Schlauch auf Silikonbasis (Abbildung 1E), um eine unerwünschte Anhaftung an das umgebende Gewebe zu verhindern und die anschließende Gewebeentnahme zu unterstützen.
  8. Um eine Verletzung herbeizuführen, wird mit einem chirurgischen Skalpell Nr. 11 eine Durchtrennung in voller Dicke an der Muskel-Sehnen-Verbindung durchgeführt (Abbildung 1F). Wenn nötig, stoppen Sie die Blutung, indem Sie Druck mit einem Stück Gaze ausüben und die Wunde bei Bedarf mit Kochsalzlösung spülen.
  9. Um die Wunde zu verschließen, verwenden Sie eine 4-0-Polyglykolsäure (PGA)-Naht, um das Deltamuskelgewebe wieder anzunähern (Abbildung 1G), und eine 4-0-Nylonnaht, um die Hautwunde zu verschließen (Abbildung 1H).
  10. Nachsorge durch subkutane Verabreichung von 0,03 mg/kg Buprenorphin als Analgetikum (einmal unmittelbar nach der Operation und zweimal täglich für die nächsten 48 h29).
  11. Lassen Sie die Kaninchen sich auf einem abgedeckten Heizkissen erholen und legen Sie ein weiches Halsband an, um unerwünschtes Verhalten wie Selbstverstümmelung, Lecken von Operationsstellen und Entfernen von Nähten zu verhindern (Abbildung 1I).
  12. Überwachen Sie die Tiere auf Gewichts- und Verhaltensänderungen. Melden Sie dem Tierarzt jede Abnahme von mehr als 10 % des Körpergewichts und starke Schmerzen, die nicht kontrolliert werden können (bewertet anhand von fünf Verhaltenshandlungen: Augenhöhlenstraffung, Wangenabflachung, Veränderungen der Nasenlochform, Änderungen der Schnurrhaarposition sowie Änderungen der Ohrform und -position), um festzustellen, ob eine Intervention wie eine frühzeitige Euthanasie erforderlich ist.

2. Probenentnahme

  1. Euthanasieren Sie die Kaninchen 4 Wochen nach dem Zeitpunkt der Verletzung. Betäuben Sie die Kaninchen und verabreichen Sie eine tödliche Dosis Natrium-Pentobarbital (mehr als 60 mg/kg). Bestätigen Sie den Tod durch Thorakotomie.
  2. Identifizieren Sie den Oberarmkopf und entfernen Sie ihn chirurgisch, wobei die großen und kleinen Tuberkel und alle Weichteilansätze erhalten bleiben. Mit 4%igem Paraformaldehyd (PFA) für 72 h bei 4 °C fixieren, bevor 1 Monat lang bei Raumtemperatur (mit Medienwechsel alle 72 h) in eine Lösung von 10%iger Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) überführt wird, um den Knochen zu entkalken.
  3. Nach der Entkalkung werden die Proben einer standardmäßigen histologischen Verarbeitung unterzogen, bei der abgestufte Ethanoldehydratisierung, Paraffineinbettung, histologische Schnitte (8-μm-Schnitte) und Färbung mit Hämatoxylin und Eosin (H&E) und Masson-Trichromlösungen30,31,32 verwendet werden.
  4. Nehmen Sie Bilder mit einem aufrechten Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung auf.
  5. Führen Sie eine Semi-Quantifizierung der Trichrombilder von H&E und Masson durch, indem Sie die Fläche und den Prozentsatz von Muskeln, Fasergewebe und Fett innerhalb des Muskels messen, wie zuvor beschrieben33,34 mit einer Grafikdesign-Software Ihrer Wahl. In diesem Beispiel wird Adobe Photoshop-Software (https://www.adobe.com) verwendet.
    1. Wählen Sie mit dem Zauberstab eine Region einer bestimmten Farbe aus, die einen bestimmten Gewebetyp darstellt (Rot steht für Muskelgewebe, Blau für Fibrose und Weiß für Fett).
    2. Klicken Sie auf die Menüpunkte Auswählen | Umgekehrt | Auswahl speichern | Benennen Sie den Abschnitt.
    3. Zählen Sie die Anzahl der Pixel innerhalb des markierten Bereichs, indem Sie auf die Menüpunkte Fenster | Messprotokoll | Messung aufzeichnen, um diese Pixelwerte aufzuzeichnen und den Prozentsatz der ausgewählten Gewebetypen manuell zu berechnen.

3. Statistische Analyse

  1. Für histologische Daten führen Sie die statistische Analyse mit der Analysesoftware Ihrer Wahl durch. Führen Sie einen Student's t-Test durch, um zwei unabhängige Stichproben zwischen der Kontroll- und der Verletztengruppe zu vergleichen.
  2. Geben Sie die Daten als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts an. Betrachten Sie einen p-Wert von <0,05 als statistisch signifikant.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um die Chronizität der RC-Pathologie nach der Durchtrennung von SSC-Muskel-Sehnen-Einheiten zu beurteilen, wurden die allgemeine Gewebemorphologie und die zellulären Veränderungen 4 Wochen nach der Verletzung mittels grober Auswertung und histologischer Analyse (H&E- bzw. Masson-Trichrom-Färbung) charakterisiert (Abbildung 2, Abbildung 3 und Abbildung 4 ). Repräsentative Bilder der groben Gewebemorphologie zeigten das Auftreten von weißem Fettgewebe in verletzten SSC-Muskeln, das in der Kontrollgruppe fehlte (Abbildung 2). Die H&E-Färbung bestätigte den Verlust der Muskelzellularität und -organisation, der durch eine große Anzahl von Adipozyten (leere Räume, die von dünnen Rändern des Zytoplasmas umgeben sind, die komprimierte Kerne enthielten) in verletzten SSC-Muskeln im Vergleich zur Kontrollgruppe ersetzt wurde (Abbildung 3A).

Die semiquantitative Auswertung der H&E-Bilder zeigte einen hohen Anteil an intramuskulären Adipozyten in den verletzten SSC-Muskeln (36,5 % ± 8,5 %) im Vergleich zur Kontrollgruppe (0,69 % ± 0,18 %) (Abbildung 3B). Die Trichrom-Färbung von Masson bestätigte auch Muskelatrophie und desorganisierte Kollagenfaseranordnungen in verletzten SSC-Muskeln im Vergleich zur Kontrollgruppe (Abbildung 4A). Die semiquantitative Auswertung von Massons Trichrombildern zeigte eine Verringerung der Muskelzellularität bei verletzten SSC-Muskeln (41,3 % ± 2,6 %) im Vergleich zur Kontrollgruppe (99,2 % ± 0,16 %) (Abbildung 4B). Obwohl eine weitere semiquantitative Untersuchung keinen signifikanten Unterschied für die fibrotische Gewebebildung zwischen den verletzten SSC-Muskeln (22,3 % ± 13,1 %) und der Kontrollgruppe (0,07 % ± 0,05 %) zeigte, wurde ein hoher Grad an Fibrose in den verletzten SSC-Muskeln beobachtet (Abbildung 4C). Die grobe Gewebemorphologie und die histologische Analyse zeigten, dass die verletzte SSC-Muskelsehne des Kaninchens eine schwere Muskelatrophie, Fettansammlung und Fibrose aufwies, die bekannte Kennzeichen der chronischen RC-Pathophysiologie sind.

figure-results-1
Abbildung 1: Chirurgisches Vorgehen bei chronisch ähnlichem SSC-Muskel-Sehnen-Verletzungsmodell. (A) Es wurde ein chirurgisches Fenster geschaffen und anatomische Orientierungspunkte wie Oberarmknochen, Oberarmkopf und Schlüsselbein wurden durch Abtasten identifiziert. (B) Ein 3,0 cm langer Hautschnitt wurde unterhalb des Schlüsselbeins vorgenommen. (C) Der Musculus coracobrachialis wurde gespalten, um den SSC-Muskel freizulegen. (D) Die SSC-Muskel-Sehnen-Einheit wurde isoliert. (E) Eine Penrose-Drainage auf Silikonbasis wurde verwendet, um das SSC-Muskel-Sehnen-Gewebe zu umwickeln. (F) Die SSC-Muskelsehne wurde durchtrennt. (G) Der Musculus coracobrachialis wurde mit PGA-Nähten reapproximiert. (H) Der Hautschnitt wurde mit Nylonnähten verschlossen. (I) Nach der Operation erhielten die Kaninchen ein weiches Halsband zum Tragen. Abkürzungen: SSC = subscapularis; PGA = Polyglykolsäure. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: Grobe Morphologie repräsentativer SSC-Muskeln. Schwarze Pfeile stellen weißes Fettgewebe dar. Abkürzung: SSC = subscapularis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-3
Abbildung 3: Histologische Analyse des chronisch-ähnlichen RC-Verletzungsmodells nach 4 Wochen. (A) Repräsentative H&E-gefärbte Histologiebilder zeigten atrophische Muskelfasern und eine Akkumulation von Adipozyten. (B) Quantifizierung des Prozentsatzes der Ansammlung von verletztem Muskelfett. n = 3 Kaninchen. Fehlerbalken zeigen REM an. *, statistisch signifikant (p≤ 0,05). Maßstabsbalken = 5.000 μm (A, linke Spalte), 600 μm (A, rechte Spalte). Abkürzungen: SSC = subscapularis; RC = Rotatorenmanschette; H&E = Hämatoxylin und Eosin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-4
Abbildung 4: Histologische Analyse des chronisch-ähnlichen RC-Verletzungsmodells nach 4 Wochen. (A) Massons trichromgefärbte Bilder zeigten eine erhebliche Fibrose. Fibröses Bindegewebe ist blau gefärbt. (B) Quantifizierung des Anteils von Muskel- und (C) fibrotischem Gewebe. n = 3 Kaninchen. Fehlerbalken zeigen REM an. *, statistisch signifikant (p≤ 0,05). Maßstabsbalken = 5.000 μm (A, linke Spalte), 200 μm (A, rechte Spalte). Abkürzungen: SSC = subscapularis; RC = Rotatorenmanschette. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ein reproduzierbares und physiologisch relevantes Tiermodell bietet die Möglichkeit, das Verständnis der Krankheitspathogenese zu verbessern, die Ergebnisse klinischer Therapien zu bewerten und chirurgische Behandlungen zu verbessern und weiterzuentwickeln35. In dieser Studie wurde ein zuverlässiges und genaues SSC-Modell für Kaninchen entwickelt, das Aspekte der menschlichen RC-Anatomie und Pathophysiologie nachahmt. RC-Risse stehen im Zusammenhang mit fortschreitenden und wahrscheinlich irreversiblen muskulären degenerativen Veränderungen, die zu einem verminderten Heilungspotenzial führen. Ko et al. zeigten beispielsweise, dass das Wiederanheften von Kaninchen-SSP nach 6 Wochen die Muskelatrophie oder FD in den folgenden 6 Wochen nicht rückgängig machte. Eine solche FD-vermittelte Muskelatrophie beeinflusst mehrere wichtige klinische Parameter, einschließlich der Sehnenmuskelkraft und des Bewegungsumfangs der Gelenke, was die chirurgischen Ergebnisse beeinflussen kann36,37.

Das hier etablierte Protokoll zeigte signifikante chronisch ähnliche Merkmale nach der Durchtrennung von SSC-Muskel-Sehnen-Einheiten. Zu diesen Veränderungen gehören insbesondere eine sichtbar verringerte Muskelmasse und ein erhöhter Fettgehalt und fibrotisches Gewebe (Abbildung 2, Abbildung 3 und Abbildung 4). Diese Befunde stehen im Einklang mit degenerativen Veränderungen, die in menschlichen RC-Rissen berichtet wurden38. In den letzten Jahren hat sich die Ratte aufgrund ihrer hohen anatomischen Ähnlichkeiten mit menschlichen und Ratten-SSPs, die unter dem Schulterdach reisen, zu einem der am intensivsten untersuchten Tiermodelle für RC-Erkrankungen und -Verletzungen entwickelt38,39,40. Es sollte jedoch beachtet werden, dass der Teil der SSP der Ratte, der unter dem Schulterdachbogen verläuft, muskulär ist, im Gegensatz zu tendinös, was beim Menschen der Fall ist41. Am wichtigsten ist, dass Barton et al. einen Mangel an signifikanter Fettansammlung nach SSP-Sehnenablösung bei Ratten feststellten23, was im Gegensatz zum menschlichen Zustand steht42. Daher wird angenommen, dass der SSC-Komplex des Kaninchens ein geeignetes Modell darstellen könnte, um den chronischen RC-Riss des Menschen nachzuahmen.

Um die Reproduzierbarkeit dieses Modells zu gewährleisten, sind bei der Durchführung dieses Protokolls zwei Punkte zu beachten. Erstens kann nach der Durchtrennung von Muskel-Sehnen-Einheiten das freie Ende der durchtrennten Sehne Gefahr laufen, Verwachsungen zu bilden, was die Sehnenentnahme für nachfolgende Manipulationen erschweren kann. Um dieses Problem zu vermeiden, wurde ein nicht resorbierbarer Silikonschlauch verwendet, um das freie Ende der Muskel-Sehnen-Verbindung nach der Durchtrennung zu umwickeln, um eine spontane Adhäsion an das umgebende Gewebe sowie eine spontane Heilung zu vermeiden (Abbildung 1E). Ferner kann die durchtrennte Muskel-Sehnen-Einheit während eines zweiten Eingriffs (d. h. zur Durchführung einer sicheren Reparatur; Daten nicht gezeigt) eindeutig identifiziert werden, indem das Ende des verletzten Gewebes zum Zeitpunkt der ersten Operation eingewickelt wird. Diese Technik ist wirtschaftlich, effektiv und kann leicht in der Chirurgie implementiertwerden 43. Zweitens sind Kaninchen eine hochempfindliche Spezies, die nach einer Operation schädliches Verhalten zeigen kann. Um solche Probleme zu vermeiden, wird dringend empfohlen, auch ein weiches Halsband anzulegen, um unerwünschtes Verhalten zu verhindern, einschließlich Selbstverstümmelung, Lecken von Operationsstellen und Entfernen von Nähten (Abbildung 1I). Im Vergleich zu handelsüblichen E-Halsbändern, die aus starrem Kunststoff bestehen, verursachte das selbst hergestellte weiche Halsband keine Hautverletzungen oder andere Nebenwirkungen, die das Tierwohl oder die Qualität der wissenschaftlichen Forschung beeinträchtigten. Zusammen sind solche Schritte entscheidend, um ein genau reproduzierbares RC-Verletzungsmodell für Kaninchen zu erstellen und die Möglichkeit zu bieten, die regenerativen Reparaturstrategien zu untersuchen.

Um die Pathophysiologie und Heilung von Sehnen in einem Tiermodell zu untersuchen, muss eine eindeutige und reproduzierbare Verletzung erstellt und die Untersuchungszeitpunkte sorgfältig ausgewählt werden. Die überwiegende Mehrheit der Studien zur Sehnenverletzung und -heilung wurde an vollständig durchtrennten tierischen Sehnen durchgeführt44, da die Durchtrennung ein einfaches Verfahren ist, das hochgradig reproduzierbar ist und das klinische Szenario adäquat simulieren kann45,46. Huegel et al. zeigten, dass die Verletzung einer teilweise durchtrennten Sehne weniger schwerwiegend war als die einer vollständig durchtrennten Sehne, und die Ruhigstellung wirkte sich nachteilig auf die Sehnenmechanik aus, einschließlich einer erhöhten Gelenksteifigkeit47. Um die Atrophie und FD zu bewerten, die im Rahmen eines massiven RC-Risses beobachtet wird, ist es wichtig, die experimentell beobachteten charakteristischen Zeitpunkte zu definieren. Gupta et al. haben ein RC-Verletzungsmodell beim männlichen Kaninchen validiert und eine Muskelatrophie nach 2 und 6 Wochen beobachtet, mit erhöhtem Fettgehalt zu späteren Zeitpunkten (weniger als 5 % Fettgehalt nach 2 Wochen vs. mehr als 10 % Fettgehalt nach 6 Wochen), was mit dem pathologischen Prozess übereinstimmt, der bei menschlichen RC-Rissen beobachtet wurde11. In dieser Studie wurde durch Durchtrennung der SSC-Muskel-Sehnen-Einheit bei männlichen und weiblichen Kaninchen über 4 Wochen ein massiver RC-Riss erzeugt, der zu einer SSC-Muskel-FD (36,5 % Fettgehalt) führte. Daher ist ein 4-wöchiger Zeitpunkt für die Generierung von SSC-Muskel-FD bei männlichen und weiblichen neuseeländischen weißen Kaninchen angemessen.

Es gibt mehrere Einschränkungen für diese Studie. Dazu gehören: (i) Schritte, die mit der Generierung von Tiermodellen verbunden sind, wie z. B. ein relativ kurzer Zeitpunkt und potenziell entzündliche Materialien (Penrose-Schläuche auf Silikonbasis) für die Erzeugung chronisch ähnlicher Verletzungen; (ii) Charakterisierung und Analyse von Tiermodellen, wie z. B. fehlende Ganganalyse und Elektromyographie zur Beurteilung der Gelenkkinematik und der Erzeugung von Muskelkontraktionskraft; und (iii) Vergleich von Tiermodellen, wie z. B. fehlender Vergleich mit anderen RC-Verletzungsstellen.

In Bezug auf die Modellgenerierung beinhalten menschliche RC-Verletzungen typischerweise eine progressive Atrophie und FD, die über einen Zeitraum von mehreren Jahren auftreten können, was relativ länger ist als der hier beschriebene 4-Wochen-Zeitpunkt. Dies wird als akzeptabel erachtet, da ein Tiermodell, das in relativ kurzer Zeit etwa 36,5 % intramuskuläres Fett erzeugt, logistisch bequem ist und bei Bedarf verlängert werden kann. Darüber hinaus ist die Biokompatibilität von Implantaten auf Silikonbasis, wie z. B. Penrose-Schläuchen, aufgrund von Berichten über zelluläre Immunantworten und Entzündungen seit langem umstritten47; Daher kann ein alternatives inertes Material, wie z. B. Polyethylenglykol (PEG), für die Umhüllung der resezierten Sehne ersetzt werden, wenn entzündungsassoziierte RC-Studien durchgeführt werden.

In Bezug auf die Charakterisierung und Analyse von Tiermodellen kann das Fehlen von Ganganalysen49 und elektromyographischen Studien50 die Ergebnisse der Studie auf qualitative histologische Daten beschränken. Diese Aspekte können in zukünftigen Studien unter Verwendung der Videobewegungsanalyse51 und der Oberflächenelektromyographie50 behandelt werden, um quantitative Daten über die Schulterkinematik und die RC-Muskelleistung zu erzeugen.

Da die SSP- und Infraspinatussehnen bei den Kaninchen auch häufig für RC-Studien verwendet wurden, wird der Vergleich der Verletzungsschwere, einschließlich FD zwischen diesen verschiedenen Verletzungsstellen in der Zukunft, zusätzliche Stellen für die Modelloptimierung identifizieren.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass in dieser Studie ein Protokoll zur Modellierung chronisch-ähnlicher RC-Verletzungen bei männlichen und weiblichen Kaninchen entwickelt wurde. Dieses Modell ist für Untersucher aufgrund seiner Einfachheit (Durchtrennung) und des relativ kurzen Zeitraums zur Induktion der Chronizität (4 Wochen) bei gleichzeitiger Erzeugung eines hohen Grades (36,5 %) intramuskulärer FD geeignet. Daher wird erwartet, dass dieses Protokoll den Forschern bei der Untersuchung der RC-Pathophysiologie hilft und die Entwicklung neuartiger Therapeutika für die Reparatur und Regeneration von Muskelsehnen erleichtert.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine konkurrierenden Interessen zu deklarieren.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Forschung von Dai Fei Elmer Ker wird durch Mittel des Food and Health Bureau, Hong Kong SAR (Health Medical and Research Fund: 08190466), der Innovation and Technology Commission, Hong Kong SAR (Tier 3 Award: ITS/090/18; Health@InnoHK Programm), Research Grants Council of Hong Kong, Hong Kong SAR (Early Career Scheme Award: 24201720 und General Research Fund: 14213922) und The Chinese University of Hong Kong (Faculty Innovation Award: FIA2018/A/01). Dan Wangs Forschung wird durch Mittel des Food and Health Bureau, Hong Kong SAR (Health Medical and Research Fund, 07180686), der Innovation and Technology Commission, Hong Kong SAR (Tier 3 Award: ITS/333/18; Health@InnoHK-Programm) und dem Research Grants Council of Hong Kong, Hong Kong SAR (General Research Fund: 14118620 and 14121121).

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Chirurgische Instrumente
4-0 Polyglykolsäure (PGA)e-NähteGBK884
Zahnzange Adson-ZangeTaobao, China
Feine Schere Taobao, China
Hämostatische ZangeTaobao, China
NadelhalterTaobao, China
Chirurgisches Skalpell mit GriffTaobao, ChinaNr. 11
Klinge Naht (4-0 Nylon)Taobao, China19054Für den Hautverschluss sind entweder Nylon- oder Seidennähte akzeptabel. Jede Naht hat ihre eigenen Vor- und Nachteile, und es wird empfohlen, eine nach ihren Vorlieben auszuwählen.
Chirurgisches Zubehör
WattebäuscheTaobao, China
GauzeTaobao, China
RazorTaobao, China
Chirurgisches HeizkissenTaobao, China
Chirurgische Lampe
Spritze mit NadelnTaobao, China1 ml, 5 ml, 10 ml<
strong>Drugs
BuprenorphinLASEC, CUHK0,12 mg/kg
BupivacainSigma-Aldrichb5274-5g1-2 mg/kg
CephalexinSanta Cruz Biotechnologysc-48755620 mg/kg
KetaminLASEC, CUHK35 mg/kg
Natrium-PentobarbitalLASEC, CUHKmehr als 60 mg/kg
XylazinLASEC, CUHK5 mg/kg
Ausrüstung
Nikon Ni-U Eclipse Upright MikroskopNikon Instruments Inc, USA
strong>Software
Adobe Photoshop 20.01Adobe Inc, USA
strong>Andere Reagenzien 
BetadineTaobao, China5%
EthanolTaobao, China70%
Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)Sigma-AldrichEDS-1KG10%
Paraformaldehyd (PFA)Elektronenmikroskopie Sciences157134%
SilikonschlauchEasy Thru, China
SalineTaobao, China
Histologische Färbereagenzien
Eosin FärbelösungSigma-AldrichR030405% wässrige
HämatoxylinlösungSigma-AldrichHHS32
Trichrom-Färbung ( Masson)  BausatzSigma-AldrichHT15
<<ISO13485

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goutallier, D., Postel, J. -M., Bernageau, J., Lavau, L., Voisin, M. -C. Fatty muscle degeneration in cuff ruptures. Pre-and postoperative evaluation by CT scan. Clinical Orthopaedics and Related Research. 304 (304), 78-83 (1994).
  2. Itoigawa, Y., Kishimoto, K. N., Sano, H., Kaneko, K., Itoi, E. Molecular mechanism of fatty degeneration in rotator cuff muscle with tendon rupture. Journal of Orthopaedic Research. 29 (6), 861-866 (2011).
  3. Mal Kim, H., et al. Relationship of tear size and location to fatty degeneration of the rotator cuff. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 92 (4), 829-839 (2010).
  4. Melis, B., DeFranco, M. J., Chuinard, C., Walch, G. Natural history of fatty infiltration and atrophy of the supraspinatus muscle in rotator cuff tears. Clinical Orthopaedics and Related Research. 468 (6), 1498-1505 (2010).
  5. Li, K., Zhang, X., Wang, D., Tuan, R. S., Ker, D. F. E. Synergistic effects of growth factor-based serum-free medium and tendon-like substrate topography on tenogenesis of mesenchymal stem cells. Biomaterials Advances. , 146(2023).
  6. Derwin, K. A., Baker, A. R., Codsi, M. J., Iannotti, J. P. Assessment of the canine model of rotator cuff injury and repair. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S140-S148 (2007).
  7. Grumet, R. C., Hadley, S., Diltz, M. V., Lee, T. Q., Gupta, R. Development of a new model for rotator cuff pathology: The rabbit subscapularis muscle. Acta Orthopaedica. 80 (1), 97-103 (2009).
  8. Renström, P., Johnson, R. J. Overuse injuries in sports. Sports Medicine. 2 (5), 316-333 (1985).
  9. Hertel, R., Lambert, S. M. Supraspinatus rupture at the musculotendinous junction. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (4), 432-435 (1998).
  10. Oh, J. H., Chung, S. W., Kim, S. H., Chung, J. Y., Kim, J. Y. Neer Award: Effect of the adipose-derived stem cell for the improvement of fatty degeneration and rotator cuff healing in rabbit model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 23 (4), 445-455 (2013).
  11. Gupta, R., Lee, T. Q. Contributions of the different rabbit models to our understanding of rotator cuff pathology. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S149-S157 (2007).
  12. Otarodifard, K., Wong, J., Preston, C. F., Tibone, J. E., Lee, T. Q. Relative fixation strength of rabbit subscapularis repair is comparable to human supraspinatus repair at time 0. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (8), 2440-2447 (2014).
  13. Liu, X., Manzano, G., Kim, H. T., Feeley, B. T. A rat model of massive rotator cuff tears. Journal of Orthopaedic Research. 29 (4), 588-595 (2011).
  14. Liu, X., et al. A mouse model of massive rotator cuff tears. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 94 (7), 41(2012).
  15. Neer,, et al. Award 2007: Reversion of structural muscle changes caused by chronic rotator cuff tears using continuous musculotendinous traction. An experimental study in sheep. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 18 (2), 163-171 (2009).
  16. Warner, J. J., Parsons, I. M. Latissimus dorsi tendon transfer: A comparative analysis of primary and salvage reconstruction of massive, irreparable rotator cuff tears. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 10 (6), 514-521 (2001).
  17. Galatz, L. M., Ball, C. M., Teefey, S. A., Middleton, W. D., Yamaguchi, K. The outcome and repair integrity of completely arthroscopically repaired large and massive rotator cuff tears. The Journal of Bone and Joint Surgery. American. 86 (2), 219-224 (2004).
  18. Kim, H. M., Galatz, L. M., Lim, C., Havlioglu, N., Thomopoulos, S. The effect of tear size and nerve injury on rotator cuff muscle fatty degeneration in a rodent animal model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 21 (7), 847-858 (2012).
  19. Carpenter, J. E., Thomopoulos, S., Flanagan, C. L., DeBano, C. M., Soslowsky, L. J. Rotator cuff defect healing: A biomechanical and histologic analysis in an animal model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (6), 599-605 (1998).
  20. Jal Soslowsky, L., et al. Rotator cuff tendinosis in an animal model: Role of extrinsic and overuse factors. Annals of Biomedical Engineering. 30 (8), 1057-1063 (2002).
  21. Thomopoulos, S., et al. The localized expression of extracellular matrix components in healing tendon insertion sites: An in situ hybridization study. Journal of Orthopaedic Research. 20 (3), 454-463 (2002).
  22. Su, W., et al. Effect of suture absorbability on rotator cuff healing in a rabbit rotator cuff repair model. The American Journal of Sports Medicine. 46 (11), 2743-2754 (2018).
  23. Barton, E. R., Gimbel, J. A., Williams, G. R., Soslowsky, L. J. Rat supraspinatus muscle atrophy after tendon detachment. Journal of Orthopaedic Research. 23 (2), 259-265 (2005).
  24. Gerber, C., Meyer, D. C., Schneeberger, A. G., Hoppeler, H., von Rechenberg, B. Effect of tendon release and delayed repair on the structure of the muscles of the rotator cuff: An experimental study in sheep. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 86 (9), 1973-1982 (2004).
  25. Gerber, C., Schneeberger, A. G., Perren, S. M., Nyffeler, R. W. Experimental rotator cuff repair. A preliminary study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 81 (9), 1281-1290 (1999).
  26. Hal Coleman, S., et al. Chronic rotator cuff injury and repair model in sheep. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 85 (12), 2391-2402 (2003).
  27. Turner, A. S. Experiences with sheep as an animal model for shoulder surgery: strengths and shortcomings. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 16, S158-S163 (2007).
  28. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder MA, Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  29. Cooper, C. S., Metcalf-Pate, K. A., Barat, C. E., Cook, J. A., Scorpio, D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48 (3), 279-285 (2009).
  30. Eal Ker, D. F., et al. Functionally graded, bone-and tendon-like polyurethane for rotator cuff repair. Advanced Functional Materials. 28 (20), 1707107(2018).
  31. Toumi, H., et al. Regional variations in human patellar trabecular architecture and the structure of the proximal patellar tendon enthesis. Journal of Anatomy. 208 (1), 47-57 (2006).
  32. Noor, R. A. M., Shah, N. S. M., Zin, A. A. M., Sulaiman, W. A. W., Halim, A. S. Disoriented collagen fibers and disorganized, fibrotic orbicularis oris muscle fiber with mitochondrial myopathy in non-syndromic cleft lip. Archives of Oral Biology. 140, 105448(2022).
  33. Wang, D., et al. Growth and differentiation factor-7 immobilized, mechanically strong quadrol-hexamethylene diisocyanate-methacrylic anhydride polyurethane polymer for tendon repair and regeneration. Acta Biomaterialia. 154, 108-122 (2022).
  34. Wang, D., et al. Combinatorial mechanical gradation and growth factor biopatterning strategy for spatially controlled bone-tendon-like cell differentiation and tissue formation. NPG Asia Materials. 13 (1), (2021).
  35. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: Classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, (2016).
  36. Safran, O., Derwin, K. A., Powell, K., Iannotti, J. P. Changes in rotator cuff muscle volume, fat content, and passive mechanics after chronic detachment in a canine model. The Journal of Bone and Joint Surgery. American. 87 (12), 2662-2670 (2005).
  37. Gerber, C., Fuchs, B., Hodler, J. The results of repair of massive tears of the rotator cuff. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 82 (4), 505-515 (2000).
  38. Longo, U. G., Berton, A., Khan, W. S., Maffulli, N., Denaro, V. Histopathology of rotator cuff tears. Sports Medicine and Arthroscopy Review. 19 (3), 227-236 (2011).
  39. Schneeberger, A. G., Nyffeler, R. W., Gerber, C. Structural changes of the rotator cuff caused by experimental subacromial impingement in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 7 (4), 375-380 (1998).
  40. Soslowsky, L. J., Carpenter, J. E., DeBano, C. M., Banerji, I., Moalli, M. R. Development and use of an animal model for investigations on rotator cuff disease. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 5 (5), 383-392 (1996).
  41. Rowshan, K., et al. Development of fatty atrophy after neurologic and rotator cuff injuries in an animal model of rotator cuff pathology. The Journal of Bone and Joint Surgery. 92 (13), 2270-2778 (2010).
  42. Gladstone, J. N., Bishop, J. Y., Lo, I. K., Flatow, E. L. Fatty infiltration and atrophy of the rotator cuff do not improve after rotator cuff repair and correlate with poor functional outcome. The American Journal of Sports Medicine. 35 (5), 719-728 (2007).
  43. Chen, W. F., Kim, B. -S., Lin, Y. -T. Penrose drain interposition-A novel approach to preventing adhesion formation after tenolysis. The Journal of Hand Surgery. Asian-Pacific Volume. 27 (1), 174-177 (2022).
  44. Lui, P. P. Y. Stem cell technology for tendon regeneration: Current status, challenges, and future research directions. Stem Cells and Cloning: Advances and Applications. 8, 163-174 (2015).
  45. Howell, K., et al. Novel model of tendon regeneration reveals distinct cell mechanisms underlying regenerative and fibrotic tendon healing. Scientific Reports. 7, 45238(2017).
  46. Sharma, P., Maffulli, N. Tendinopathy and tendon injury: The future. Disability and Rehabilitation. 30 (20-22), 1733-1745 Forthcoming.
  47. Huegel, J., et al. Quantitative comparison of three rat models of Achilles tendon injury: A multidisciplinary approach. Journal of Biomechanics. 88, 194-200 (2019).
  48. Pal Heggers, J., et al. Biocompatibility of silicone implants. Annals of Plastic Surgery. 11 (1), 38-45 (1983).
  49. Liu, Y., et al. Evaluation of animal models and methods for assessing shoulder function after rotator cuff tear: A systematic review. Journal of Orthopaedic Translation. 26, 31-38 (2020).
  50. Disselhorst-Klug, C., Schmitz-Rode, T., Rau, G. Surface electromyography and muscle force: Limits in sEMG-force relationship and new approaches for applications. Clinical Biomechanics. 24 (3), 225-235 (2009).
  51. Kwon, D. R., Park, G. -Y., Moon, Y. S., Lee, S. C. Therapeutic effects of umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells combined with polydeoxyribonucleotides on full-thickness rotator cuff tendon tear in a rabbit model. Cell Transplantation. 27 (11), 1613-1622 (2018).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Rabbit Injury ModelMuscle Fatty DegenerationFibrosis ProgressionSubscapularis MuscleTendon TransectionHistologic EvaluationMasson s TrichromeMuscle AtrophyTissue Engineering

Verwandte Artikel