Methodenartikel

Ex Vivo Schweineexperimentelles Modell zum Studium und zur Lehre der Lungenmechanik

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DOI:

10.3791/64850

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19. April 2024

 ,  , 
1Faculdade de Medicina da, Universidade de São Paulo

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir präsentieren ein ex vivo Schweinelungenmodell zur Demonstration der Lungenmechanik und alveolärer Rekrutierungsmanöver für Lehrzwecke. Die Lunge kann mehr als einen Tag (bis zu fünf Tage) mit minimalen Veränderungen der pulmonalmechanischen Variablen verwendet werden.

Zusammenfassung

Die mechanische Beatmung ist weit verbreitet und erfordert spezifisches Wissen für das Verständnis und die Behandlung. Angehörige der Gesundheitsberufe in diesem Bereich können sich aufgrund unzureichender Schulungs- und Lehrmethoden unsicher fühlen und es ihnen an Wissen mangeln. Daher ist es das Ziel dieses Artikels, die Schritte zu skizzieren, die zur Generierung eines ex vivo Schweinelungenmodells erforderlich sind, das in Zukunft verwendet werden soll, um die Lungenmechanik zu studieren und zu lehren. Um das Modell zu erstellen, wurden fünf Schweinelungen nach den Richtlinien der Ethikkommission für Tierversuche vorsichtig und mit angemessener Sorgfalt aus dem Thorax entfernt und über eine Trachealkanüle an das mechanische Beatmungsgerät angeschlossen. Diese Lungen wurden dann dem alveolären Rekrutierungsmanöver unterzogen. Atemmechanische Parameter wurden aufgezeichnet und Videokameras wurden verwendet, um während dieses Prozesses Videos von der Lunge zu erhalten. Dieser Vorgang wiederholte sich an fünf aufeinanderfolgenden Tagen. Bei Nichtgebrauch wurde die Lunge gekühlt aufbewahrt. Das Modell zeigte nach dem alveolären Rekrutierungsmanöver jeden Tag eine andere Lungenmechanik; nicht von den Tagen beeinflusst zu werden, sondern nur vom Manöver. Daher kommen wir zu dem Schluss, dass das ex vivo Lungenmodell ein besseres Verständnis der Lungenmechanik und ihrer Auswirkungen sowie des alveolären Rekrutierungsmanövers durch visuelles Feedback in allen Phasen des Prozesses liefern kann.

Einleitung

Die mechanische Beatmung (MV) ist auf Intensivstationen (ICUs) und chirurgischen Zentren weit verbreitet. Die Überwachung ist wichtig, um Asynchronitäten zu erkennen und Verletzungen für alle Patienten zu vermeiden, insbesondere wenn der Patient schwere Lungenverletzungen hat 1,2,3,4,5,6. Die Überwachung der Atemmechanik kann auch zum klinischen Verständnis des Krankheitsverlaufs und therapeutischer Anwendungen beitragen, wie z. B. der Einsatz von positivem endexspiratorischem Druck (PEEP) oder dem alveolären Rekrutierungsmanöver (ARM). Die Anwendung dieser Techniken erfordert jedoch ein gutes Verständnis der Kurven und der grundlegenden Lungenmechanik 3,4.

Studierende, Assistenzärzte und medizinisches Fachpersonal fühlen sich unsicher in Bezug auf das MV-Management, vom Einschalten des Beatmungsgeräts und den ersten Anpassungen bis hin zur Überwachung des Plateaus und des Fahrdrucks, und diese Unsicherheit ist mit einem Mangel an Wissen und angemessener Vorschulung verbunden 7,8,9,10. Wir beobachteten, dass Fachleute, die an Simulationen teilnahmen und ein Lungenmodell verwendeten, über ein größeres Vertrauen, ein besseres Verständnis der Parameter und ein besseres Verständnis der Komponenten der Lungenmechanik berichteten 8,11,12.

Modelle zur Untersuchung und zum Training von MV mit Testlungen, Blasebälgen und Kolben können unterschiedliche Drücke und Volumina sowie unterschiedliche lungenmechanische Bedingungen simulieren 13,14,15. Computer- und Softwaremodelle tragen auch zur Untersuchung der kardiopulmonalen Interaktion bei, indem sie Simulationen erstellen, die verwendet werden können, um den Angehörigen der Gesundheitsberufe die Prinzipien von MV11 beizubringen 16,17.

Während Computermodelle Schwierigkeiten bei der Darstellung der Lungenhysterese16 darstellen können, können Modelle mit Testlunge und Blasebalg13, 14, 15Druck-Volumen-Kurven erzeugen, die der physiologischen Kurve ähneln, und die Lungendynamik demonstrieren. Ein Vorteil ist, dass die ex vivo Schweinelunge eine ähnliche Anatomie wie der Mensch aufweist18 und auch MV-Kurven und Lungenhysterese erzeugt und während der lungenmechanischen Analyse ein visuelles Feedback der Lunge in der Acrylbox liefert. Visuelle Modelle sind wichtig und können helfen, schwer vorstellbare Komponenten und Konzepte zu verstehen. Somit stellen ex vivo Lungenmodelle eine praktische Art des Unterrichts dar.

Studien mit ex vivo Schweinelungen, z. B. mit MV mit Über- und Unterdruck 19,20,21, Analyse der Aerosolverteilung22,23, pädiatrischen Simulationen 24 und Lungenperfusion25, können das Wissen über MV verbessern. Neuere Studien, die Modelle in Über- und Unterdruck analysierten, haben gezeigt, dass die Überdruckbeatmung im Vergleich zu Unterdruckdruck zu einer abrupten Rekrutierung mit größerer lokaler Verformung, größerer Dehnung, Unterschieden in der Hysteresekurve und möglichen Gewebeläsionen führen kann 19,20,21. Nichtsdestotrotz sind Überdruckmodelle notwendig, da die Patienten während des MV-Drucks 19,20,21 unter Überdruck stehen. Die Entwicklung eines Lungenmodells für präklinische Studien eröffnet Möglichkeiten für neue Forschung und Anwendungen, einschließlich der MV-Lehre und -Ausbildung.

Hier stellen wir ein ex vivo Schweinelungenmodell für Studien- und Trainingszwecke vor. Unser primäres Ziel ist es, die Schritte zur Generierung dieses ex vivo Schweinelungenmodells unter Überdruck-MV zu beschreiben. Es kann in Zukunft verwendet werden, um Lungenmechanik zu studieren und zu lehren.

Protokoll

Das Protokoll wurde von der Ethikkommission für Tierversuche unserer Institution genehmigt (Protokoll Nr. 1610/2021).

1. Anästhesie und Tierpräparation

  1. Legen Sie das Tier zunächst auf eine Waage und überprüfen Sie das Gewicht, um die für den Eingriff erforderlichen Medikamente und Sedierungen anzupassen.
  2. Ketamin 5 mg/kg und Midazolam 0,25 mg/kg intramuskulär verabreichen.
  3. Punktion der marginalen Ohrvene mit einem 20-G-Venenkatheter und intravenöses Propofol (5 mg/kg) zur Anästhesieeinleitung.
  4. Verabreichen Sie 3 ml Heparin intravenös in den Zugang zur marginalen Ohrvene, um die kardiopulmonale Extraktion und Perfusion zu unterstützen.
  5. Führen Sie nach der Anästhesie eine orotracheale Intubation mit einer 6,5-mm-Ortrachealkanüle (OTC) durch und fixieren Sie das OTC mit Klebeband, wobei es fest fixiert bleibt, um eine Verschiebung während des Eingriffs zu vermeiden.
    HINWEIS: Die Tiefe der Sedierung wird durch die Überwachung hämodynamischer Parameter und die Verwendung eines Gasanalysators überprüft, z. B. des mittleren arteriellen Drucks, der Herzfrequenz und der inspirierten/abgelaufenen Isoflurankonzentration.

2. Intraoperative maschinelle Beatmung

  1. Verbinden Sie das Tier über das OTC mit MV und halten Sie die Sedierung mit 1,5 % Isofluran bei 50 % der eingeatmeten Sauerstofffraktion (FiO2) und Fentanyl 10 μg/kg Bolus + 10 μg/kg/h kontinuierliche Infusion aufrecht.
    1. Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie den volumengesteuerten Beatmungsmodus (VCV), wählen Sie die Taste für das Tidalvolumen (TV) und drehen Sie das Scrollrad, bis der Tidalvolumenwert 8 ml/kg entspricht.
    2. Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts. Wählen Sie den FiO2 aus und drehen Sie das Scrollrad, bis der Wert von 50% erreicht ist.
    3. Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie die Atemfrequenz (RR) aus. Drehen Sie das Rad, bis es den idealen Wert erreicht hat, um ein Ende abgelaufenes CO2 von 35-45 mmHg aufrechtzuerhalten, gemessen durch Kapnographie in Verbindung mit dem mechanischen Beatmungsgerät.
      HINWEIS: Die Tiefe der Sedierung wird durch Überwachung hämodynamischer Parameter und Verwendung eines Gasanalysators wie mittlerer arterieller Druck, Herzfrequenz und inspirierter/abgelaufener Isoflurankonzentration überprüft.

3. Gewebedissektion und OTC-Austausch

  1. Machen Sie einen medialen Sternumschnitt von 2 cm oberhalb des Manubriums bis 2 cm unterhalb des Processus xiphoideus des Brustbeins, um Zugang zur Brusthöhle zu erhalten. Positionieren Sie die Rippenretraktoren, um das Sichtfeld während des Eingriffs zu erweitern.
  2. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen horizontalen Trachealschnitt auf Höhe des Knorpels (direkt an den ersten Trachealringen) zu machen, der breit genug ist, um eine neue Trachealkanüle einzuführen.
  3. Lassen Sie die Luft aus der OTC-Manschette, die sich innerhalb der Atemwege befindet, und ziehen Sie langsam daran, um sie zu entfernen. In der Zwischenzeit führen Sie das neue OTC in den Einschnitt in der Luftröhre ein, nachdem Sie das alte OTC entfernt haben. Aufgrund der entleerten Manschette kann es zu Leckagen kommen, die beim erneuten Positionieren des neuen OTC aufhören.
  4. Pumpen Sie die neu eingesetzte Trachealtubusmanschette auf, indem Sie eine 20-ml-Spritze an den Pilotballon anschließen. Die Spritze gibt Luft unter Druck ab und bläst den Pilotballon und die Manschette auf. Sobald sich die Manschette aufgeblasen hat, entfernen Sie die Spritze.
  5. Binden Sie die neue Trachealkanüle mit 2-0 Polyester direkt an die Luftröhre, um ein Auslaufen und eine Bewegung zu verhindern, während Sie die Lunge in die Plexiglas-Beatmungsbox legen.
  6. Sezieren Sie mit dem Skalpell das Gewebe, um die kardiopulmonalen Organe aus dem Brustkorb zu entfernen.

4. Euthanasie von Tieren

  1. Erhöhen Sie die Isoflurankonzentration auf 5 % und verabreichen Sie 10 ml 19,1 % Kaliumchlorid. Überprüfen Sie anschließend das Fehlen von Vitalparametern.
    HINWEIS: Dieses Verfahren wurde gemäß dem Leitfaden der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt.

5. Herz-Lungen-Extraktion

  1. Nach der Euthanasie wird das Atemband präpariert, um die Lunge zu entfernen.
  2. Nach der Gewebedissektion klemmen Sie den OTC am Ende der Inspiration mit der entsprechenden Kelly-Pinzette ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen.
  3. Trennen Sie das OTC vom mechanischen Beatmungsgerät, aber lassen Sie es festgeklemmt.
  4. Durchtrennen Sie die Aortenarterie, positionieren Sie den Aspirator in der Brusthöhle, um das extravasierte Blut zu entfernen, halten Sie die Visualisierung der Kavität aufrecht, während Sie die Dissektionen abschließen, und befreien Sie die Organe, die aus der Brusthöhle entfernt werden sollen.
    HINWEIS: Das untere Lungenband sollte vorsichtig gelöst werden, um eine Lungenverletzung zu vermeiden.
  5. Entfernen Sie das Herz und die Lunge aus dem Brustkorb mit eingespanntem OTC, ohne sie zu trennen, und legen Sie sie auf ein Tablett.

6. Kardiopulmonale Vorbereitung

  1. Mit der Lunge auf einem Tablett wird die Lungenarterie mit einem einlumigen Katheter mit großem Durchmesser kanüliert und an das Infusionsset angeschlossen, um kontinuierlich 2.000 ml kalte 0,9%ige Kochsalzlösung (SS) zu verabreichen oder bis klare Flüssigkeit aus der Aorta fließt.
    HINWEIS: SS sollte in normaler Geschwindigkeit verabreicht werden, vermeiden Sie es, den intravenösen (IV) Beutel zusammenzudrücken.
  2. Nachdem Sie den Fluss gereinigt haben, vernähen Sie die Aortenarterie mit 2-0 Polyester und verabreichen Sie weitere 100 ml 0,9 % SS. Schließen Sie den einlumigen Katheterausgang, da die Flüssigkeit bis zum Ende des Experiments im Inneren verbleibt.
  3. Lösen Sie das OTC, beachten Sie, dass sich die Lunge entleert und geschlossen bleibt, bereit für die Aufnahme von MV und ARM.

7. MV in einer Acrylbox

  1. Öffnen Sie nach der Vorbereitung die Acrylbox und positionieren Sie die Lunge senkrecht in der Box. Führen Sie das OTC durch das Loch im Deckel und schließen Sie die Trachealkanüle an das mechanische Beatmungsgerät an.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Trachealkanüle fest in der Luftröhre sitzt.
  2. Wählen Sie die Schaltfläche Lüftung starten aus.
    1. Tippen Sie auf den Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts und wählen Sie das mechanische Beatmungsgerät für VCV aus.
    2. Tippen Sie auf den Einstellungsbildschirm für den VCV-Modus, wählen Sie die TV-Taste und drehen Sie das Rad, bis der Wert von 6 ml/kg erreicht ist. Wiederholen Sie den gleichen Vorgang, um den PEEP auf 5 cm H2O, den FiO2 auf 21 %, den RR auf 15 Atemzüge pro Minute und die inspiratorische Pausenzeit auf 10 % einzustellen.

8. ARM

  1. Um mit der Rekrutierung zu beginnen, erhöhen Sie den PEEP von 5 cm H2O auf 6 cm H2O und erhöhen Sie ihn dann in Schritt-für-Schritt-Schritten von 2 cm H2O bis 14 cm H2O. PEEP wird mit der Schaltfläche auf dem Bildschirm unter dem auf dem Bildschirm angezeigten PEEP-Wert erhöht. Drehen Sie das Rad, um den Wert zu erhöhen.
    1. Notieren Sie sich für jeden PEEP die Werte für Spitzendruck, Plateaudruck, dynamische Nachgiebigkeit und Atemwegswiderstand, die auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts angezeigt werden. Notieren Sie sich den Fahrdruck, d. h. den Plateaudruckwert abzüglich des zu diesem Zeitpunkt eingestellten PEEP-Werts.
  2. Nach Erreichen von 14 cm H2O wird der PEEP schrittweise um 2 cm H2O reduziert, bis 6 cm H2O erreicht sind, und dann auf 5 cm H2O reduziert. PEEP wird mit der Schaltfläche auf dem Bildschirm unterhalb des auf dem Bildschirm angezeigten PEEP-Wertes reduziert. Drehen Sie das Rad, um den Wert zu verringern.
    1. Notieren Sie sich für jeden PEEP die Werte für Spitzendruck, Plateaudruck, dynamische Nachgiebigkeit und Atemwegswiderstand, die auf dem Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts angezeigt werden. Notieren Sie sich den Fahrdruck, d. h. den Plateaudruckwert abzüglich des zu diesem Zeitpunkt eingestellten PEEP-Werts.
      HINWEIS: Behalten Sie jeden PEEP-Wert für 10 Minuten während des Inkrements und für 5 Minuten bei jedem Schritt während des Verringerns bei.

9. Herz-Lungen-Aufrechterhaltung

  1. Am Ende der Rekrutierungsphase klemmen Sie die Trachealkanüle während der Inspiration vorsichtig mit der Klemme ab und halten Sie die Lunge aufgeblasen. Öffne die Acrylbox.
  2. Entferne die Lunge aus der Acrylbox und lege sie vorsichtig in einen Glasbehälter.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Trachealkanüle fest in der Luftröhre sitzt.
  3. Gießen Sie 500 ml 0,9 % SS ein.
  4. Bewahren Sie es im Kühlschrank in einem in Plastik verpackten Glasbehälter bei einer Temperatur von 2 bis 8 °C für 24 Stunden auf.
  5. Wiederholen Sie die Schritte 7, 8 und 9 an fünf aufeinanderfolgenden Tagen.

Flussdiagramm der Extraktion von Herz-Lungen-Blockaden; Beurteilung der Lungenmechanik; Lager-/Umgebungsbedingungen.
Abbildung 1: Flussdiagramm der Studie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergebnisse

Wir verwendeten fünf weibliche Schweine mit einem Gewicht zwischen 23,4 und 26,9 kg und befolgten das beschriebene Protokoll für die kardiopulmonale Extraktion und die Analyse der Lungenmechanik. Unser Ziel ist es, dass das Modell für die Untersuchung der Lungenmechanik nützlich ist, indem Spitzendruck, Plateaudruck, Widerstand, Antriebsdruck und dynamische Compliance-Variablen analysiert werden, die direkt vom Bildschirm des mechanischen Beatmungsgeräts erfasst werden. Das Flussdiagramm des Modells ist in Abbildung 1 dargestellt.

Die Lunge wurde an fünf aufeinanderfolgenden Tagen analysiert, wobei der gesamte in den Punkten 7.2, 8.1, 8.2, 9.1, 9.2 und 9.3 des Protokolls beschriebene Prozess wiederholt wurde. Wir versuchten zu zeigen, wie sich Lungenvariablen vor und nach der Rekrutierung verhalten und die Haltbarkeit des ex vivo Lungenmodells im etablierten Zeitraum zu überprüfen.

Signifikante Unterschiede (p < 0,05) wurden für alle Variablen zwischen Prä- und Post-ARM beobachtet. Der Spitzendruck, der Plateaudruck (Abbildung 2) und der Antriebsdruck (Abbildung 3) nahmen nach dem Manöver ab (p = 0,0005), während die dynamische Compliance (p = 0,0007) zunahm (Abbildung 4), was auf offene kollabierte Alveolen und einen Gewinn des Lungenbereichs hindeutet. Die Resistenz (Abbildung 5) nahm auch nach der Rekrutierung zu (p = 0,0348). Keine der Variablen wurde signifikant durch den Tag beeinflusst.

Basierend auf diesen Ergebnissen haben wir gezeigt, dass das Modell effektiv ist, um Veränderungen der visuellen Lungenmechanik durch den ARM zu demonstrieren (Abbildung 6) und um Lungenmechanik zu studieren und zu lehren (Abbildung 7). Darüber hinaus konnten wir zeigen, dass das Modell an mindestens fünf aufeinanderfolgenden Tagen verwendet werden kann. Da wir das Modell nicht über diesen Zeitraum hinaus evaluiert haben, können wir die endgültige Haltbarkeit des Lungenmodells nicht bestätigen.

Spitzen- und Plateaudruckdiagramme, cmH2O vs. Tage, p=0,0005 Vergleich, Atemanalyse.
Abbildung 2: Drücke. (A) Spitzendruck. Der Ppeak vor dem ARM reichte von 21 ± 3,2 bis 23 ± 2,3 cmH2O, während der Ppeak nach dem ARM zwischen 9 ± 0,6 und 12,6 ± 1,4 cmH2O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. (B) Plateaudruck. Das Prä-ARM-Pplateau reichte von 21 ± 3,2 bis 22 ± 2,3 cmH2O, während das Post-ARM-Pplateau zwischen 8,8 ± 0,4 und 11,6 ± 1,6 cmH2O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Treibender Druck über 5-Tage-Chart; cmH2O vs. Tage; Statistische Daten mit dem p-Wert 0,0005.
Abbildung 3: Fahrdruck. Der Vor-ARM-Fahrdruck lag zwischen 16 ± 3,2 bis 17 ± 2,3 cmH2O, während der Post-ARM-Antriebsdruck zwischen 3,8 ± 0,4 und 6,6 ± 1,6 cmH2 O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0005 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Dynamisches Compliance-Diagramm; mL/cmH2O vs. Tage; Statistisches Ergebnis p=0,0007; Datenanalyse.
Abbildung 4: Dynamische Compliance. Die dynamische Compliance vor ARM reichte von 9,1 ± 1,2 bis 10,2 ± 2,6 ml/cmH2O,während die dynamische Compliance nach ARM zwischen 23,6 ± 3,5 und 43,8 ± 11,3 ml/cmH2 O in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0007 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Widerstandsänderung über 5 Tage; Liniendiagramm; Pre- und Post-ARM-Messungen; p-Wert-Analyse.
Abbildung 5: Widerstand. Der Prä-ARM-Widerstand reichte von 1,4 ± 1,0 bis 7 ± 3,2 cmH2O/L/seg, während der Post-ARM-Widerstand zwischen 2,4 ± 0,4 und 6,6 ± 5,1 cmH2O/L/seg in den fünf Lungenflügeln lag. Die bidirektionale statistische ANOVA-Analyse wurde verwendet, um den p-Wert von 0,0348 zu berechnen, der als signifikant angesehen wurde. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Vergleichendes Lungeninflationsexperiment; sechs Stufen; Studie der Atemwege; Anatomische Analyse.
Abbildung 6: Lungenmodell. (A) Lunge mit PEEP von 5 cm. (B) Lunge mit PEEP von 6 cm. (C) Lunge mit PEEP von 8 cm. (D) Lunge mit PEEP von 10 cm. (E) Lunge mit PEEP von 12 cm. (F) Lunge mit PEEP von 14 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Bildschirm zur Überwachung des Beatmungsgeräts mit Volumen-Druck-Kurven, Atemfrequenzdiagramm und Daten zum Tidalvolumen.
Abbildung 7. Diagramme für mechanische Beatmung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Das beschriebene Protokoll ist nützlich für die Herstellung eines ex vivo Schweinelungenmodells unter Überdruck-MV. Es kann für das Studium und den Unterricht der Lungenmechanik durch visuelles Feedback von der Lunge während der Rekrutierung und Analyse der auf den Gerätebildschirm projizierten Kurven und Werte verwendet werden. Um dieses Ergebnis zu erreichen, sind Pilotstudien erforderlich, um das Verhalten der Lunge außerhalb des Brustkorbs zu verstehen und den Anpassungsbedarf zu identifizieren.

Wir stellten fest, dass der kritische Punkt die Bildung von Blasen, Fisteln und Läsionen im Pleura war, die beim Anschließen des mechanischen Beatmungsgeräts sichtbar wurden, mit einem Unterschied zwischen inspiriertem und abgelaufenem TV und Veränderungen in der Volumenkurve. Daher bestand eine der ersten Protokolländerungen darin, eine breite chirurgische Öffnung des Thorax mit Zwerchfellschnitt zu Beginn des Eingriffs während der Sektion der kardiopulmonalen Organe zu verwenden, was die Visualisierung der Strukturen verbessern und die vorsichtige Freigabe des unteren Lungenbandes unterstützen kann, um die Lungenintegrität zu erhalten. Darüber hinaus zeigte das manuelle Aufblasen der Pilotlungen nach dem Präparieren der Strukturen, dass dieses Aufblasen die Druckgrenzen überschreitet und zur Bildung von Blasen und Fisteln beiträgt. Einige Studien mit Ex-vivo-Lungen zeigten die Möglichkeit, Fibrinkleber für Leckagen zu verwenden, mit positiven Ergebnissen; Obwohl wir diesen Ansatz in der Studie nicht verwendet haben, könnte er eine Alternative sein, um das Modell 26,27 zu verbessern. Ein weiterer relevanter Punkt ist, dass die Lunge in der Pilotstudie entfernt und vollständig entleert wurde, so dass sie von der Organpräparation bis zur MV-Initiierung vollständig kollabierte, was es schwierig machte, die Lunge für MV zu öffnen und die Möglichkeit der Fistelbildung erhöhte. Daher begannen wir, das OTC zu klemmen und die Lunge während der Dissektion aufgebläht zu halten, bis SS verabreicht wurde. Danach wurde das OTC freigesetzt, entleert und die Lunge an das mechanische Beatmungsgerät angeschlossen, um den ARM zu starten, und eine Analyse der Lungenmechanik wurde durchgeführt, um die Lungenhysteresekurve zu demonstrieren. Dies beeinträchtigte weder die Lungenrekrutierung noch die Analyse der Lungenmechanik, da anästhesierte Patienten auch während der MV 28,29,30,31 eine Atelektase und eine reduzierte Lungencompliance aufweisen.

In der Pilotstudie wurde ein anfänglicher PEEP von 5 cmH2Overwendet und in Schritten von 5 cm H2O auf 25cm H2O32,33 erhöht. Die Spitzen- und Plateaudrücke erreichten jedoch Werte von mehr als 40 bzw. 30 cmH2Omit Fistelbildung. Daher wurde eine allmähliche Erhöhung in 2 cmH2O-Schrittendurchgeführt, um das Verhalten des Drucks über die Zeit besser zu analysieren und die PEEP-Grenzen in unserem ex vivo Lungenmodell zu verstehen. Es gab keinen Unterschied in der Mortalität zwischen anhaltender und inkrementeller Inflation, aber die inkrementelle Inflation wird am häufigsten verwendet und kann die schrittweise Analyse der Lungenmechanik erleichtern34. Was die Verwendung von Unterdruck20,21 betrifft, so wurde das Modell nur unter Überdruck getestet, da Patienten mit MV Überdruck ausgesetzt sind. Wir schließen die Verwendung von Unterdruck in der Zukunft nicht aus, aber es würde Änderungen des Acrylgehäuses erfordern.

In der Literatur werden einige Modelle vorgestellt, die mit einer Testlunge, Kolben und einem ex vivo Modell13,14 hergestellt wurden, die in hermetisch verschlossenen Boxen platziert wurden, die den Brustkorb simulierten. Unser Modell wurde in einer herkömmlichen Acrylbox untergebracht, die trotz der Verringerung der Möglichkeit der Anwendung von Unterdruck die Herstellung des Modells erleichtern kann. Ein anderes Modell, das für präklinische Studien18 erstellt wurde, ähnelt dem unseren, aber die Lunge wurde horizontal positioniert, während unsere vertikal gehalten wurde und die Wirkung der Schwerkraft ohne die Unterstützung der Organe und des Brustkorbs erhielt. Diese Lungen wurden innerhalb von 48 Stunden nach der Euthanasie in Experimenten verwendet 18,19,20,21,35. Unser Modell wurde insgesamt 120 h lang verwendet und während der 24 Stunden des Experiments bei einer Temperatur von 2-8 °C gehalten, was die positiven Ergebnisse zeigt, die im Abschnitt über die repräsentativen Ergebnisse beschrieben sind.

Die Lücke in Lehre und Ausbildung wurde in diesem ersten Moment nicht geschlossen, aber das Modell ist effektiv für die Analyse der Lungenmechanik und kann als Werkzeug für Forschung und Lehre verwendet werden. Darüber hinaus war es nicht unser Ziel, Perfusionslösungen zu untersuchen, aber auf die gleiche Weise, wie wir SS in Schritt 6.1 infundiert haben, können Perfusions- und Konservierungslösungen verwendet werden, was neue Möglichkeiten für Studien mit demselben vorgestellten Modell eröffnet.

Diese Technik hat einige Einschränkungen: 1) Kenntnis der Tieranatomie, um sicherzustellen, dass die Lunge richtig entfernt wird; 2) Das Modell wurde nicht länger als fünf Tage evaluiert; 3) Das Modell scheint für die Unterrichtslüftung geeignet zu sein, wurde aber nicht im Unterrichtskontext getestet. 4) Da es sich um ein Tiermodell handelt, ist es wichtig, die Einschränkungen der Anwendbarkeit beim Menschen zu berücksichtigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Wir danken allen Kollegen und Fachleuten, die zur Erstellung dieses Ex-vivo-Lungenmodellprotokolls beigetragen und diese unterstützt haben.

Für diese Studie gab es keine Finanzierungsquellen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9% ige Kochsalzlösung2500ml
Anästhesiegerät - PrimusDrägerREF 8603800-18Anästhesiearbeitsplatz, der bei dem Eingriff verwendet wird
AspiratorFür die Blutabsaugung aus dem Thorax
Bedside Monitor - Life ScopeNihon KohdenBSM-7363Multiparameter-Monitor, der während des Eingriffs verwendet wird
Bonney GewebezangeJede Gewebezange ist geeignet
Einweg-Scalper, #23Jeder Scalper ist geeignet
Einweg-Spritzennadeln, 18G x 1 1/2", 23G x 1"BD302814Weit verbreitet
Einwegspritzen, 10mlWeit verbreitetes
Elektrochirurgiegerät - SS-501WEMZum Schneiden und Koagulieren während Thoraxschnitt
Fentanyl10 mcg/kg Bolus + 10 mcg/kg/Stunde kontinuierliche Infusion
Finochietto-RetraktorJeder Finochietto-Retraktor
Heparin3ml
InfusionssetJedes Infusionsset
Isofluran1,5%
Kelly Pinzette gebogenJede Kelly-Pinzette ist geeignet
Ketamin5mg/kg
Laktierte Ringerlösung500ml
Mechanisches Beatmungsgerät - Servo IMaquetREF 6449701Mechanisches Beatmungsgerät, das bei dem Verfahren verwendet wird
Metzenbaum-Schere (gerade und gebogen)Jede Metzenbaum-Schere ist geeignet
Midazolam0,25 mg/kg
Orotracheale Intubationskanüle, #6,5Rusch112282Weit verbreitetes
PlexiglasMaßgeschneiderte Plexiglasbox: 30x45x60cm
Polyesternaht, 2-0Weit verbreitetes
Kaliumcholid10 ml, 19,1% Kaliumchlorid.
Propofol5mg/kg
Drei-Wege-AbsperrhahnWeit verbreitet
Venenkatheter, G20 x 1"BD38183314Weit verbreitet
ist geeignet ist geeignet

Referenzen

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949(2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930(2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720(2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110(2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92(2022).

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