Methodenartikel

Bestimmung der Immunogenität von Impfstoffen anhand von dendritischen Zellen aus Rindermonozyten

DOI:

10.3791/64874

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19. Mai 2023

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1Animal Production and Health Section, Joint Food and Agriculture Organization (FAO)/International Atomic Energy Agency (IAEA) Centre of Nuclear Techniques in Food and Agriculture, International Atomic Energy Agency, 2Teaching and Research Farm Kremesberg, Clinical Unit for Herd Health Management in Ruminants, Department for Farm Animals and Veterinary Public Health, University of Veterinary Medicine, Vienna

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die Methodik beschreibt die Generierung von bovinen Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen (MoDCs) und deren Anwendung für die In-vitro-Evaluierung von Antigenkandidaten während der Entwicklung potenzieller veterinärmedizinischer Impfstoffe bei Rindern.

Zusammenfassung

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Dendritische Zellen (DCs) sind die potentesten antigenpräsentierenden Zellen (APCs) innerhalb des Immunsystems. Sie patrouillieren den Organismus auf der Suche nach Krankheitserregern und spielen eine einzigartige Rolle innerhalb des Immunsystems, indem sie die angeborene und die adaptive Immunantwort miteinander verbinden. Diese Zellen können phagozytieren und dann eingefangene Antigene den Effektor-Immunzellen präsentieren, was eine Vielzahl von Immunreaktionen auslöst. Diese Arbeit demonstriert eine standardisierte Methode zur In-vitro-Generierung von bovinen Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen (MoDCs), die aus mononukleären Zellen (PBMCs) des peripheren Blutes von Rindern isoliert wurden, und ihre Anwendung bei der Bewertung der Immunogenität von Impfstoffen.

Die magnetische Zellsortierung wurde verwendet, um CD14+-Monozyten aus PBMCs zu isolieren, und die Supplementierung des kompletten Nährmediums mit Interleukin (IL)-4 und Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor (GM-CSF) wurde verwendet, um die Differenzierung von CD14+-Monozyten in naive MoDCs zu induzieren. Die Generierung unreifer MoDCs wurde durch den Nachweis der Expression von Major Histocompatibility Complex II (MHC II), CD86 und CD40 Zelloberflächenmarkern bestätigt. Ein kommerziell erhältlicher Tollwutimpfstoff wurde verwendet, um die unreifen MoDCs zu pulsieren, die anschließend mit naiven Lymphozyten kokultiviert wurden.

Die durchflusszytometrische Analyse der antigengepulsten MoDCs und der Lymphozyten-Cokultur ergab die Stimulation der T-Lymphozytenproliferation durch die Expression von Ki-67-, CD25-, CD4- und CD8-Markern. Die Analyse der mRNA-Expression von IFN-γ und Ki-67 mittels quantitativer PCR zeigte, dass die MoDCs das antigenspezifische Priming von Lymphozyten in diesem in vitro Co-Kultursystem induzieren können. Darüber hinaus zeigte die mittels ELISA untersuchte IFN-γ-Sekretion einen signifikant höheren Titer (**p < 0,01) in der Tollwut-Impfstoff-gepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur als in der nicht-antigengepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur. Diese Ergebnisse zeigen die Validität dieses In-vitro-MoDC-Assays zur Messung der Immunogenität von Impfstoffen, was bedeutet, dass dieser Assay verwendet werden kann, um potenzielle Impfstoffkandidaten für Rinder zu identifizieren, bevor mit In-vivo-Studien fortgefahren wird, sowie bei der Bewertung der Immunogenität von Impfstoffen kommerzieller Impfstoffe.

Einleitung

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Tierärztliche Impfungen stellen einen entscheidenden Aspekt der Tierhaltung und -gesundheit dar, da sie zur Verbesserung der Ernährungssicherheit und des Tierwohls beitragen, indem sie Schutz vor Krankheiten bieten, die den Viehzuchtsektor weltweit betreffen1. Eine wirksame In-vitro-Methode zur Beurteilung der Immunogenität möglicher Impfstoffkandidaten würde dazu beitragen, den Prozess der Impfstoffentwicklung und -produktion zu beschleunigen. Es ist daher notwendig, das Feld der Immuntests mit innovativen Methoden auf der Grundlage von In-vitro-Studien zu erweitern, da dies dazu beitragen würde, die Komplexität der Immunprozesse im Zusammenhang mit Immunisierung und Erregerinfektion aufzudecken. Derzeit werden In-vivo-Immunisierungs- und Provokationsstudien an Tieren, die regelmäßige Probenahmen (z. B. Blut und Milz) erfordern, verwendet, um die Immunogenität von Impfstoffkandidaten und Adjuvantien zu messen. Diese Tests sind teuer, zeitaufwändig und haben ethische Implikationen, da in den meisten Fällen die Euthanasie der Tiere am Ende der Studien durchgeführt wird.

Als Alternative zu In-vivo-Assays wurden periphere mononukleäre Blutzellen (PBMCs) verwendet, um impfstoffinduzierte Immunantworten in vitrozu untersuchen 2. PBMCs sind eine heterogene Zellpopulation, die sich zu 70 % bis 90 % aus Lymphozyten, zu 10 % aus Monozyten und einer begrenzten Anzahl von dendritischen Zellen (DCs, 1 % bis 2 %) zusammensetzt3. PBMCs beherbergen antigenpräsentierende Zellen (APCs) wie B-Zellen, Monozyten und DCs, die den Organismus ständig auf der Suche nach Anzeichen von Infektionen oder Gewebeschäden patrouillieren. Lokal sezernierte Chemokine erleichtern die Rekrutierung und Aktivierung von APCs an diesen Stellen, indem sie an Rezeptoren auf der Zelloberfläche binden. Im Falle von Monozyten lenken Chemokine ihr Schicksal darauf, sich entweder in DCs oder Makrophagen zu differenzieren4. Sobald DCs auf einen Erreger treffen und ihn einfangen, wandern sie zu sekundären lymphatischen Organen, wo sie die prozessierten Pathogenpeptidantigene mit Hilfe von MHC-Oberflächenproteinen der Klasse I oder II CD8+ T-Zellen bzw. CD4+ T-Zellen präsentieren und so eine Immunantwort auslösenkönnen 5,6.

Die Schlüsselrolle, die DCs bei der Orchestrierung einer schützenden Immunantwort gegen verschiedene Krankheitserreger spielen, macht sie zu einem interessanten Forschungsziel für das Verständnis intrazellulärer Immunmechanismen, insbesondere bei der Entwicklung von Impfstoffen und Adjuvantien gegen Infektionserreger7. Da der Anteil der DCs, die aus PBMCs gewonnen werden können, eher gering ist (1%-2%), wurden stattdessen Monozyten verwendet, um DCs in vitro zu erzeugen 8. Diese von Monozyten abgeleiteten DCs (MoDCs) wurden zunächst als mögliche Behandlungsstrategie in der Krebsimmuntherapie entwickelt9. In jüngerer Zeit wurden MoDCs für die Impfstoffforschung verwendet 10,11,12, und klassische Monozyten sind der vorherrschende Subtyp (89 %) für die MoDC-Produktion 13. Die Herstellung von MoDCs in vitro wurde zuvor durch die Zugabe von Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor (GM-CSF) in Kombination mit anderen Zytokinen wie Interleukin-4 (IL-4), Tumornekrosefaktor α (TNF-α) oder IL-13erreicht 14,15,16.

Der Erfolg eines In-vitro-MoDC-Assays hängt von der Fähigkeit antigenstimulierter reifer MoDCs ab, das Ausmaß und die Art der Immunantwort spezifisch für die Art des nachgewiesenen Antigens zu modulieren17. Die Art des Erregers, der von MoDCs erkannt und präsentiert wird, bestimmt die Differenzierung von CD4+ T-Helferzellen (Th) in Th1-, Th2- oder Th17-Effektorzellen und ist durch ein pathogenspezifisches sekretorisches Zytokinprofil gekennzeichnet. Eine Th1-Antwort wird gegen intrazelluläre Pathogene hervorgerufen und führt zur Sekretion von Interferon-gamma (IFN-γ) und Tumornekrosefaktor beta (TNF-β), was den phagozytischen Schutz moduliert. Eine Th2-Antwort wird gegen parasitäre Organismen ausgelöst und ist durch die Sekretion von IL-4, IL-5, IL-10 und IL-13 gekennzeichnet, die einen phagozytisch-unabhängigen humoralen Schutz initiiert. Th17 bietet einen neutrophilenabhängigen Schutz vor extrazellulären Bakterien- und Pilzinfektionen, die durch die Sekretion von IL-17, IL-17F, IL-6, IL-22 und TNF-α 18,19,20,21 vermittelt werden. Aufgrund früherer Studien wurde festgestellt, dass nicht alle Erreger innerhalb des erwarteten Zytokinprofils liegen. Zum Beispiel stimulieren dermale MoDCs als Reaktion auf eine parasitäre Leishmanieninfektion die IFN-γ Sekretion von CD4+ T-Zellen und CD8+ T-Zellen und induzieren so eine proinflammatorische Th1-Antwort22.

Es wurde auch gezeigt, dass MoDCs von Hühnern, die mit Salmonella-Lipopolysaccharid (LPS) geprimt wurden, eine variable Antwort gegen Salmonella typhimurium induzieren können, indem sie sowohl Th1- als auch Th2-Antworten aktivieren, während Salmonella gallinarum allein eine Th2-Antwort induziert, was die höhere Resistenz des letzteren gegenüber der MoDC-Clearanceerklären könnte 23. Die Aktivierung von MoDCs gegen Brucella canis (B. canis) wurde sowohl bei Hunden als auch bei menschlichen MoDCs berichtet, was bedeutet, dass dies einen zoonotischen Infektionsmechanismus darstellen könnte24. Humane MoDCs, die mit B. canis geprimt sind, induzieren eine starke Th1-Antwort, die eine Resistenz gegen schwere Infektionen verleiht, während canine MoDCs eine dominante Th17-Antwort mit einer reduzierten Th1-Antwort induzieren, was in der Folge zur Etablierung einer chronischen Infektion führt25. Bovine MoDCs zeigen eine erhöhte Affinität für das Maul- und Klauenseuchevirus (FMDV), das mit Immunglobulin G (IgG) konjugiert ist, im Vergleich zu nicht-konjugierten FMDV allein, da die MoDCs als Antwort auf die erstgenannten einen Virus-Antikörper-Komplex bilden10. Zusammenfassend zeigen diese Studien, wie MoDCs verwendet wurden, um die Komplexität von Immunantworten während der Infektion mit Krankheitserregern zu analysieren. Die adaptiven Immunantworten können durch die Quantifizierung spezifischer Marker bewertet werden, die mit der Proliferation von Lymphozyten assoziiert sind. Ki-67, ein intrazelluläres Protein, das nur in sich teilenden Zellen nachgewiesen wird, gilt als zuverlässiger Marker für Proliferationsstudien26, und in ähnlicher Weise entspricht CD25, das während der späten Phase der Aktivierung auf der Oberfläche von T-Zellen exprimiert wird, der Proliferation von Lymphozyten27,28.

Diese Studie demonstriert eine standardisierte Methode zur In-vitro-Generierung von Rinder-MoDCs und deren Anwendung in einem In-vitro-Immunassay, der zur Prüfung der Immunogenität von Impfstoffen verwendet wird. Ein kommerziell erhältlicher Tollwutimpfstoff (RV) wurde verwendet, um die Wirksamkeit dieses Tests zu validieren. Die Aktivierung und Proliferation von T-Lymphozyten wurde mittels Durchflusszytometrie, quantitativer Polymerase-Kettenreaktion (qPCR) und ELISA (Enzyme-linked Immunosorbent Assay) durch die Analyse etablierter Zellaktivierungsmarker wie Ki-67 und CD25 und der Sekretion von IFN-γ 28,29,30,31 gemessen. Während des MoDC-Assays werden keine Tier- oder Humanversuche durchgeführt.

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Protokoll

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Die Blutentnahme erfolgt durch einen zertifizierten Veterinärdienst nach den ethischen Richtlinien der Österreichischen Agentur für Gesundheit und Lebensmittelsicherheit (AGES) und unter Einhaltung der anerkannten Tierschutzstandards32. Die Studie wurde vom österreichischen Landwirtschaftsministerium ethisch genehmigt. Das Versuchsdesign für die Generierung von MoDCs und deren anschließende Anwendung ist in Abbildung 1 dargestellt.

1. Produktion naiver MoDCs

HINWEIS: Vollblutproben wurden von einem einzelnen pathogenfreien Kalb durch Jugularvenenpunktion mit heparinisierten Vacutainern gewonnen (für diese Studie wurden acht 9-ml-Blutröhrchen verwendet). Transportieren Sie das Blut in einer Kühlbox. Lagern Sie die Proben für die spätere Verwendung bei 2-4 °C oder verarbeiten Sie sie sofort. Halte das Blut in Rotation, um eine Blutgerinnung zu vermeiden. Sterilisieren Sie die Vakuumtainer mit 70% Ethanol. Alle folgenden Experimente wurden mit einer biologischen Probe und sechs technischen Replikaten durchgeführt.

  1. Dichtegradientenzentrifugation zur Isolierung von PBMCs aus dem heparinisierten Blut
    1. Mischen Sie das Blut gut, indem Sie es 10x invertieren.
    2. Übertragen Sie mit einer 10-ml-Pipette 20 ml heparinisiertes Blut in ein steriles 50-ml-Röhrchen und verdünnen Sie es mit 10 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).
    3. Pipettieren Sie 15 ml Lymphozyten-Isolationsmedium in ein steriles 50-ml-Röhrchen.
      Anmerkungen: Lassen Sie das Lymphozyten-isolierende Medium vor dem Pipettieren Raumtemperatur erreichen.
    4. Kippen Sie das 50-ml-Röhrchen mit dem Lymphozyten-Isolationsmedium in eine 45°-Position. Richten Sie die Spitze einer 25-ml-Pipette senkrecht aus und schichten Sie die 30 ml Blut-PBS vorsichtig auf das Lymphozyten-Isolationsmedium, ohne die beiden zu vermischen. Bringen Sie das 50-ml-Röhrchen sehr langsam wieder in eine vertikale Position.
    5. Bei 800 × g für 35 min bei 20 °C mit maximaler Beschleunigung und ohne Bremsen zentrifugieren (Verzögerungsfunktion ausgeschaltet).
    6. Verwenden Sie eine Pasteurpipette, um die PBMC-Schicht (die dünne weiße Schicht direkt nach der ersten Plasmaschicht) zu sammeln und in ein neues 50-ml-Röhrchen zu überführen.
      Anmerkungen: Bei der Dichtegradientenzentrifugation wird Vollblut in verschiedene Schichten getrennt. Dadurch siedeln sich die Erythrozyten unten als Pellet an, die mononukleären Zellen (PBMCs) siedeln sich an der Grenzschicht an und das Plasma bildet die oberste Schicht. Granulozyten befinden sich zwischen dem Pellet und der PBMC-Schicht.
    7. Waschen Sie die geernteten PBMCs 2x, indem Sie PBS bis zu einem Volumen von 40 ml hinzufügen und gründlich mischen, indem Sie auf und ab pipettieren. Anschließend bei 500 × g bei 4 °C für 7 min mit maximaler Beschleunigung und maximaler Verzögerung zentrifugieren.
    8. Den Überstand durch Dekantieren verwerfen, das Pellet in 15 ml 1x Ammoniumchlorid-Kalium (ACK)-Puffer resuspendieren und bei Raumtemperatur 10-15 min inkubieren.
      Anmerkungen: Nicht länger als 15 Minuten inkubieren. Handelsüblicher ACK-Puffer wird verwendet, um die Lyse der in der PBMC-Fraktion vorhandenen roten Blutkörperchen (RBCs) zu gewährleisten.
    9. PBS bis zu einem Volumen von 40 ml zugeben und dann bei 500 × g und 4 °C für 7 min mit maximaler Beschleunigung und Verzögerung zentrifugieren.
    10. Verwerfen Sie den Überstand durch Umfüllen und wiederholen Sie Schritt 1.1.9.
    11. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet in 10 ml vollständigem Nährmedium (bei Raumtemperatur).
      HINWEIS: Das komplette Nährmedium besteht aus RPMI 1640 Zellkulturmedium, ergänzt mit 10 % fötalem Kälberserum (FBS) und 1 % Penicillin-Streptomycin.
  2. Magnetische Trennung der CD14+/− -Zellen aus der PBMC-Population mittels CD14-konjugierter magnetischer Beads
    1. Zählen Sie die Zellen mit einem sauberen Hämozytometer-Zellzähler unter Verwendung von 10 μl Zellsuspension, gemischt mit 10 μl Trypanblaulösung (0,4 %).
      Anmerkungen: Trypanblauer Farbstoff ist eine giftige Chemikalie und potenziell krebserregend. Es sollte mit persönlicher Schutzausrüstung (PSA) gehandhabt werden, um Kontakt zu vermeiden, und Abfälle sollten in einem luftdichten Spezialbehälter für giftige Abfälle entsorgt werden. Tote Zellen erscheinen blau, während lebende Zellen unter dem Mikroskop klar erscheinen.
    2. 7 min bei 500 × g zentrifugieren.
    3. Verwerfen Sie den Überstand mit einer Pipette und resuspendieren Sie das Pellet in einem fluoreszenzaktivierten Zellsortierpuffer (FACS) mit einem Volumen von 40 μl pro 1 × 107 Zellen . Mit einer Pipette gründlich mischen.
      HINWEIS: Der FACS-Puffer besteht aus 2 % FBS und 2 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), die in PBS gelöst sind.
    4. Fügen Sie 5 μl CD14-Mikrokügelchenpuffer pro 1 × 107 Zellen hinzu und mischen Sie gründlich mit einer Pipette.
    5. Inkubation für 30 min bei 4-8 °C für die positive Selektion von bovinen CD14+ Monozyten33. Vortex alle 15 Minuten während der Inkubationszeit.
    6. Optionaler Schritt (für die durchflusszytometrische Analyse): Zugabe von 10 μl CD14-FITC-Färbeantikörper (Fluorescein-Isothiocyanat) mit anschließender Inkubation für 15 min bei 4-8 °C. Weitere Informationen finden Sie in der Durchflusszytometrie-Analyse in Schritt 5.
    7. Fügen Sie 1 ml FACS-Puffer hinzu und zentrifugieren Sie 7 Minuten lang bei 500 × g.
    8. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet in 500 μl FACS-Puffer pro 1 × 108 Zellen .
    9. Setzen Sie die immunomagnetische Zelltrennungssäule in den Separator (Magnetsäulenhalter) ein und platzieren Sie ein 15-ml-Sammelröhrchen unter dem Säulenauslass, um den Durchfluss aufzufangen.
    10. Waschen Sie die Säule mit 1 ml entgastem FACS-Puffer. Ersetzen Sie nach dem Spülen das gebrauchte 15-ml-Röhrchen durch ein neues.
    11. Die Zellsuspension (aus Schritt 1.2.8) wird durch die Säule geführt, indem jeweils 1 ×10 8 Zellen in 500 μl Puffer pipettiert werden.
      Anmerkungen: Achten Sie darauf, beim Mischen der Zellen keine Luftblasen zu erzeugen, bevor Sie sie durch die Säule lassen.
    12. Spülen Sie die Säule 3x mit jeweils 3 ml entgastem FACS-Puffer.
    13. Sammeln Sie den Durchfluss und markieren Sie diese erste eluierte Fraktion als CD14− -Zellfraktion (PBMCs minus CD14+ -Monozyten); Dies wird auch als naive Lymphozytenfraktion bezeichnet.
      HINWEIS: Die CD14− -Zellen werden in einem vollständigen Nährmedium aufbewahrt, bis antigengepulste MoDCs hergestellt werden.
    14. Entfernen Sie die Spalte aus dem Trennzeichen.
    15. Legen Sie ein neues steriles 15-ml-Röhrchen unter die Säule, um das Abwasser aufzufangen.
    16. Pipettieren Sie 5 ml FACS-Puffer in die Säule und drücken Sie ihn sofort mit einem Kolben durch.
    17. Sammeln Sie den Durchfluss und markieren Sie diese zweite eluierte Fraktion als CD14+ -Zellfraktion. Dies wird auch als naive Monozytenfraktion bezeichnet.
    18. Fügen Sie den geernteten CD14+ -Monozyten ein komplettes Nährmedium hinzu, um 1 × 106 Zellen/ml zu erhalten.
      Anmerkungen: Zählen Sie die lebenden Zellen in der eluierten CD14+ -Zellfraktion, um das Volumen des vollständigen Nährmediums abzuschätzen, das erforderlich ist, um die gewünschte Zellzahl zu erreichen.
    19. Nehmen Sie eine sterile 24-Well-Platte und geben Sie 1 ml der Zellsuspension (1 × 106 Zellen/ml) in jede Well.
  3. Differenzierung der CD14+ naiven Monozyten in naive MoDCs durch Zugabe von 3% w/v Zytokincocktail (GM-CSF + IL-4) mit insgesamt 5 Tagen Inkubation
    1. Ergänzen Sie jede Vertiefung, die CD14+ -Monozyten enthält, mit 40 μl (3 % w/v) des im Kit enthaltenen Zytokincocktails.
    2. Inkubieren Sie die Platte in einem befeuchteten Inkubator mit 5% CO2 und bei 37 °C für 48 h.
    3. An Tag 2 wird die Hälfte des Inhalts jeder Vertiefung (500 μl) mit einer Pipette in einzelne 1,5-ml-Röhrchen übertragen und 7 Minuten lang bei 500 × g bei 4 °C zentrifugiert.
    4. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet in 500 μl frischem Nährmedium.
    5. 500 μl dieser Zellsuspension aus Schritt 1.3.4 werden in jede dafür vorgesehene Vertiefung zurückübertragen, so dass das Endvolumen 1 ml beträgt.
    6. Reichern Sie jede Vertiefung mit 20 μl Zytokincocktail an.
    7. Die Kultur wird 72 h in einem befeuchteten Inkubator mit 5% CO2 und bei 37 °C inkubiert.
    8. Nach der Inkubation am 5. Tag nehmen Sie die Platte aus dem Inkubator.
      HINWEIS: Jede Vertiefung enthält 1 ml einer Zellsuspension aus naiven MoDCs. Die Anzahl der MoDCs beträgt einen Prozentsatz (~20%) der ursprünglich plattierten Monozyten (1 × 106/ml).

2. MoDC-Assay zur endozytären Aktivität

HINWEIS: Der Antigen-Aufnahme-Assay oder der endozytäre Aktivitäts-Assay misst die Fähigkeit naiver MoDCs, Fremdmaterial zu internalisieren. Der Assay wird mit naiven MoDCs durchgeführt, die mit einem 3%igen w/v-Zytokincocktail und einer Inkubationszeit von 5 Tagen kultiviert wurden, wie zuvor beschrieben34.

  1. Ernten Sie die naive MoDC-Zellsuspension von der 24-Well-Platte und übertragen Sie sie in ein 15-ml-Röhrchen. Sammeln Sie auch alle verbleibenden Zellen, indem Sie die Vertiefungen mit PBS spülen.
  2. 500 × g 7 Min. zentrifugieren. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet in 1 ml Nährmedium, das mit 1 % FBS angereichert ist.
  3. Zählen Sie die lebenden MoDC-Zellen, um das Volumen des Mediums abzuschätzen, das erforderlich ist, um die gewünschte Zellzahl zu erreichen (2 × 105 Zellen/ml).
  4. Die naiven MoDCs werden in 100 μl komplettem Nährmedium in einer 24-Well-Platte mit einer Endzellkonzentration von 2 × 105 Zellen/ml kultiviert.
  5. Ergänzen Sie jede Vertiefung mit 1 mg/ml FITC-konjugiertem Dextran (Fluoreszenzsonde, die als Endozytose-Tracer verwendet wird).
    HINWEIS: Das FITC-Dextran fungiert als Fluoreszenzsonde und wird als Endozytose-Tracer verwendet.
  6. Decken Sie die Platte ab und inkubieren Sie sie 60 Minuten lang im Dunkeln bei 5 % CO2 und 37 °C.
    HINWEIS: Für die Hintergrundkontrolle werden die zusätzlichen MoDC-Zellen (2 × 105 Zellen/ml) mit 1 mg/ml FITC-Dextran auf Eis inkubiert, da diese Art der Inkubation das Eindringen des Tracermoleküls (FITC-dextran) in die Zellen verhindert.
  7. Nach der Inkubation wird die 24-Well-Platte sofort auf Eis übertragen, um die Endozytose von FITC-Dextran zu stoppen.
  8. Waschen Sie die Zellen mit eiskaltem FACS-Puffer.
  9. Ernte, zentrifugieren und resuspendieren Sie das Pellet in 500 μl FACS-Puffer.
  10. Analysieren Sie die Fluoreszenzintensität des FITC-Dextrans in den Zellen mittels Durchflusszytometrie. Weitere Informationen finden Sie in der Durchflusszytometrie-Analyse in Schritt 5.2.

3. Generierung von antigengepulsten MoDCs

HINWEIS: Ein kommerziell erhältlicher und klinisch zugelassener Impfstoff gegen das Tollwutvirus (RV) kann die Differenzierung von naiven MoDCs zu reifen antigenpräsentierenden MoDCs induzieren. Verwenden Sie 0,1 % (~1 μl) einer einzelnen RV-Impfdosis, um antigengepulste MoDCs zu erzeugen. Weiterhin ist es bevorzugt, RV-gepulste MoDCs in der gleichen Kulturplatte herzustellen, die (in Schritt 1.3.8) zur Erzeugung naiver MoDCs verwendet wird, da die Übertragung der naiven MoDCs auf eine neue 24-Well-Platte diese negativ beeinflusst.

  1. Ab Schritt 1.3.8) 1 μl/ml RV-Suspension zu 1 ml naiver MoDC-Kultur in der 24-Well-Platte zugeben und 48 h bei 5 % CO2 und 37 °C inkubieren.
    HINWEIS: Naive MoDCs, die ohne RV-Stimulation kultiviert wurden, werden als Hintergrundkontrolle (und als unspezifische Stimulation für die Co-Kultur mit Lymphozyten in den nächsten Schritten) verwendet.
  2. Nach der Inkubation, an Tag 7, wird die 24-Well-Platte mit den antigengepulsten MoDCs 10 Minuten lang auf Eis gelegt.
  3. Fügen Sie 1 ml eiskaltes PBS pro Vertiefung hinzu. Mischen Sie jede Vertiefung gründlich durch Pipettieren und übertragen Sie die Suspension in ein 15-ml-Röhrchen.
  4. Waschen Sie die Vertiefungen mit 2 ml eiskaltem PBS, um die verbleibenden Zellen in jeder Vertiefung zu sammeln.
  5. Füllen Sie den Inhalt in die entsprechenden Röhrchen und zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 500 × g für 7 Minuten.
  6. Verwerfen Sie den Überstand, resuspendieren Sie das Zellpellet (antigengepulste MoDCs) in vollständigem Nährmedium und stellen Sie das Volumen auf eine endgültige Zellkonzentration von 1 × 105 Zellen/ml ein.
    Anmerkungen: Zählen Sie die lebenden Zellen, um das Volumen des Mediums abzuschätzen, das erforderlich ist, um die gewünschte Zellzahl zu erreichen. Verwenden Sie RV-gepulste MoDCs ab Tag 7 für das MoDC-Lymphozyten-Kokultursystem.

4. MoDC-Lymphozyten-Kokultur

HINWEIS: Das In-vitro-MoDC-Lymphozyten-Kokultursystem bestimmt die Fähigkeit von MoDCs, antigenspezifische Lymphozyten zu primen. Die verschiedenen Behandlungsgruppen von Zellen nach 16 Tagen Co-Kultur umfassen spezifische, unspezifische und Kontrollzellen. Die spezifische Gruppe ist definiert als Lymphozyten, die mit RV-gepulsten MoDCs kokultiviert werden; die unspezifische Gruppe ist definiert als Lymphozyten, die mit nicht-antigengepulsten MoDCs kokultiviert werden; und die Kontrollgruppe ist definiert als Lymphozyten, die ohne MoDCs kultiviert wurden.

  1. Der eluierten naiven Lymphozytenfraktion (CD14− Zellen) wird ein komplettes Nährmedium zugegeben, um eine Zellkonzentration von 2 × 106 Zellen/ml zu erreichen.
    HINWEIS: Zählen Sie die lebenden Zellen in der CD14− -Zellkultur, die seit ihrer Entnahme in einem vollständigen Nährmedium in einer 24-Well-Platte gehalten wurden, um das Volumen des Mediums abzuschätzen, das erforderlich ist, um die gewünschte Zellzahl zu erreichen.
  2. Nehmen Sie an Tag 7 eine sterile 24-Well-Platte und besetzen Sie die Wells mit 1 ml naiver Lymphozytenzellsuspension (2 × 106 Zellen /ml) plus 1 ml antigengepulster oder nicht-antigengepulster MoDC-Suspension (1 × 105 Zellen/ml).
    HINWEIS: Das Gesamtvolumen in jeder Vertiefung beträgt 2 ml mit einem Verhältnis von 1:20 MoDCs zu Lymphozyten pro Vertiefung.
  3. Die Platte wird 48 h bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert.
  4. Kulturanreicherung und Restimulation mit antigengepulsten MoDCs
    1. Nach der Inkubation der antigengepulsten MoDC-Lymphozyten-Co-Kultur wird an Tag 9 jede Vertiefung mit 20 ng/ml rekombinantem IL-2 ergänzt und für weitere 120 h (5 Tage Inkubation) inkubiert.
    2. Übertragen Sie am 14. Tag 1 ml der Co-Kultur in ein steriles 1,5-ml-Röhrchen und zentrifugieren Sie 7 Minuten lang bei 500 × g .
    3. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet mit 1 ml antigengepulsten oder nicht gepulsten MoDCs (1 × 105 Zellen/ml). Mischen Sie vorsichtig durch Pipettieren und übertragen Sie die Zellsuspensionen zurück in die dafür vorgesehenen Vertiefungen.
      Anmerkungen: In diesem Schritt beträgt das Gesamtvolumen in jeder Vertiefung 2 ml.
    4. Mit der Inkubation bei 5 % CO2 und 37 °C für 48 h fortfahren. Nach der Inkubation am 16. Tag ist die Co-Kultur bereit für die Analyse mittels Durchflusszytometrie, qPCR und ELISA.
      HINWEIS: Für jede 2 ml in jeder Vertiefung der MoDC-Lymphozyten-Kokultur wird 1 ml resuspendierte Zellen für die Durchflusszytometrie gefärbt, 1 ml wird für die RNA-Extraktion verwendet und die Überstände aus beiden werden für ELISA verwendet.

5. Durchflusszytometrische Analyse

Anmerkungen: Färben Sie die Zellen mit geeigneten Markern/mAb, bevor Sie die Proben auf einem Durchflusszytometer laufen lassen. In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu den Reagenzien (Färbe-mAb- und Isotypkontrollen), dem Kit, dem Gerät und der Software, die für die Durchflusszytometrie-Analyse verwendet werden.

  1. Färbeprotokoll für Durchflusszytometer
    HINWEIS: Führen Sie eine Zelloberflächenfärbung für die PBMCs und naiven Lymphozyten und Monozyten mit anti-CD14 mAb durch (Schritt 1.2.6). Für die Zelloberflächenfärbung von naiven MoDCs verwenden Sie anti-CD86-spezifisches, anti-CD40-spezifisches und anti-MHC II-spezifisches mAb. Für die Zelloberflächenfärbung von Zellen ab Tag 16 Co-Kulturen verwenden Sie anti-CD4, anti-CD8, anti-CD25 mAbs; Verwenden Sie für die intrazelluläre Färbung Anti-Ki-67 mAb. Des Weiteren werden die Zellen entweder mit negativer Isotypkontrolle mAb oder ohne mAb (FMO: fluoreszierend minus eins) gefärbt. Der Hauptunterschied bei der Färbung von Oberflächen- und intrazellulären Markern besteht darin, dass bei Zelloberflächenmarkern die Zellen vor der Lebend-/Totfärbung (L/D) oder anderen Prozessen mit spezifischem Oberflächen-mAb gefärbt werden müssen. Die intrazelluläre Färbung wird jedoch nach der L/D-Färbung durchgeführt und erfordert einen Fixations- und Permeabilisierungsschritt, um eine intrazelluläre Penetration zu ermöglichen.
    1. 1 ml Zellsuspension mit einer Pipette in ein steriles 1,5-ml-Röhrchen überführen und 10 Minuten bei 500 × g zentrifugieren.
      HINWEIS: Bewahren Sie nach der Zentrifugation bei der Verarbeitung der Zellen aus der MoDC-Lymphozyten-Kokultur den Überstand für die ELISA-Analyse auf.
    2. Resuspendieren Sie das Pellet in 1 ml PBS und füllen Sie es in ein 15-ml-Röhrchen. Sammeln Sie die verbleibenden Zellen mit 1 ml PBS und kombinieren Sie diese mit dem resuspendierten Pellet.
    3. Geben Sie 10 ml PBS in das 15-ml-Röhrchen mit den Zellen, mischen Sie es durch Pipettieren und zentrifugieren Sie es 7 Minuten lang bei 850 x g.
    4. Verwerfen Sie den Überstand und wiederholen Sie Schritt 5.1.3.
    5. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet vorsichtig mit der Restsuspension (ca. 180 μl), die nach dem Dekantieren des Überstands übrig bleibt.
    6. Übertragen Sie die Zellsuspension auf eine 96-Well-Platte mit V-Boden und versiegeln Sie die Wells, um ein Verschütten zu vermeiden.
    7. Zentrifugieren Sie die Platte bei 1.400 × g für 5 Minuten. Schnippen Sie nach dem Zentrifugieren mit der Platte über einen Abfallbehälter, um die Vertiefungen der Flüssigkeit zu entleeren, und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier, um sicherzustellen, dass überschüssige Flüssigkeit entfernt wird.
    8. Fügen Sie 25 μl Oberflächenfärbe-Mastermix pro Vertiefung hinzu und mischen Sie vorsichtig mit einer Pipette, gefolgt von einer Inkubation bei 4 °C für 30 Minuten.
      Anmerkungen: Um eine Mastermischung für die Oberflächenfärbung für eine einzelne Vertiefung herzustellen, fügen Sie 2,5 μl Oberflächen-mAb zu 20 μl FACS-Puffer hinzu.
    9. Fügen Sie 200 μl FACS-Puffer pro Well hinzu und zentrifugieren Sie 5 Minuten lang bei 1.400 × g . Entleeren Sie nach dem Zentrifugieren die Vertiefungen der Flüssigkeit durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier, um überschüssige Flüssigkeit zu entfernen.
    10. Fügen Sie 100 μl L/D-Färbelösung pro Vertiefung hinzu. Mit einer Pipette gründlich mischen, anschließend bei 4 °C für 15 min im Dunkeln inkubieren.
      Anmerkungen: Lösen Sie für eine einzelne Vertiefung 0,25 μl L/D-Farbstoff in 100 μl FACS-Puffer auf. Der L/D-Farbstoff hilft bei der Unterscheidung zwischen lebenden und toten Zellen.
    11. Fügen Sie 100 μl FACS-Puffer hinzu. Decken Sie die Vertiefungen mit dem Deckel ab und zentrifugieren Sie die Platte 5 Minuten lang für 1.400 × g . Entsorgen Sie den Überstand durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier.
    12. Wiederholen Sie Schritt 5.1.11.
    13. Fügen Sie 50 μl Fixierungslösung pro Vertiefung hinzu (im Lieferumfang enthalten) und mischen Sie sie mit einer Pipette, bevor Sie die Platte 10 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren.
    14. Fügen Sie 150 μl des 1x Permeabilisations-Waschpuffers (PW) hinzu, der mit dem Kit geliefert wurde, und decken Sie die Vertiefungen mit dem Deckel ab.
      Anmerkungen: Um 10 ml 1x PW-Puffer herzustellen, verdünnen Sie 1 ml 10x Dauerwellenpuffer in 10 ml dH2O.
    15. Zentrifugieren Sie die Platte bei 1.400 × g für 5 min bei 4 °C. Entsorgen Sie den Überstand durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier.
    16. Fügen Sie 200 μl 1x PW hinzu, gefolgt von einer Zentrifugation bei 1.400 × g für 5 min bei 4 °C. Entsorgen Sie den Überstand durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier.
    17. Für die intrazelluläre Färbung werden 25 μl intrazellulärer Färbemastermix (anti-humanes Ki-67 mAb) pro Well hinzugefügt. Gut mischen und die Platte 30 Minuten bei 4 °C oder auf Eis im Dunkeln inkubieren.
      Anmerkungen: Um eine intrazelluläre Färbemastermischung für eine einzelne Vertiefung herzustellen, fügen Sie 1 μl Ki-67 mAb zu 24 μl 1x PW hinzu. Der intrazelluläre Färbemarker wird nur bei der Verarbeitung von Zellen ab Tag 16 Co-Kultur verwendet. Die intrazelluläre Färbung erfolgt nicht während der Verarbeitung von PBMCs, naiven Lymphozyten, Monozyten und naiven MoDCs.
    18. Nach der Inkubation werden 200 μl 1x PW in jede Vertiefung gegeben. Mit einer Pipette mischen und 1.400 × g 5 Minuten lang zentrifugieren. Entsorgen Sie den Überstand durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier.
    19. Fügen Sie 200 μl FACS-Puffer hinzu und zentrifugieren Sie anschließend 5 Minuten lang bei 1.400 × g . Entsorgen Sie den Überstand durch Umfüllen und klopfen Sie die Platte auf saugfähiges Papier.
    20. Resuspendieren Sie das Zellpellet in 200 μl FACS-Puffer und übertragen Sie den Inhalt jeder Vertiefung in separate sterile Durchflusszytometerröhrchen. Verwenden Sie 300 μl FACS-Puffer pro Well, um die verbleibenden Zellen zu sammeln. Die Zellen sind nun bereit für die durchflusszytometrische Analyse.
  2. Ausführen der Probe auf einem Durchflusszytometer
    HINWEIS: Die Proben wurden auf einem Durchflusszytometer (mit 488 nm, 638 nm und 405 nm Lasern) gemäß dem Handbuch des Herstellers durchgeführt35. Weitere Informationen, Fehlerbehebung und Anpassung des Protokolls finden Sie im Handbuch.
    1. Führen Sie routinemäßige Reinigungsverfahren vor und nach dem Lesen der Proben durch.
      Anmerkungen: Überspringen Sie keine Position, während Sie die Röhrchen in das Gerät einlegen.
      1. Verwenden Sie für den Reinigungszyklus insgesamt vier Röhrchen, wobei das erste Röhrchen Fließreinigungsreagenz und die restlichen drei RöhrchendH2Oenthalten. Jedes Röhrchen enthält 3 ml. Erfassen Sie während des Reinigungslaufs ca. 1 Minute lang Daten mit einer mittleren Durchflussrate, indem Sie 100.000 Ereignisse pro Röhre unter 330 V für Vorwärtsstreuung (FSC) gegenüber 265 V für Seitenstreuung (SSC) erfassen.
        Anmerkungen: Während der Reinigung sollten keine Ablagerungen oder zellulären Ereignisse gemeldet werden. Führen Sie in diesem Fall den Reinigungsschritt erneut durch. Stellen Sie beim Ausführen der Proben sicher, dass sich alle Proben vor der Erfassung der Daten in einer homogenen Suspension befinden, da dies eine genaue Messung gewährleistet.
    2. Um das Zytometer anzuschließen und einzuschalten, klicken Sie auf die Anwendungsschaltfläche in der linken Ecke der Titelleiste. Wählen Sie im Dropdown-Menü der Anwendung die Option Zytometrie und klicken Sie auf die Option Einschalten.
      HINWEIS: Im Dropdown-Menü der Anwendung können Benutzer mit der Option " Öffnen" die vorprogrammierten Assays durchsuchen, während mit der Option "Neues Protokoll " neue Protokolle erstellt werden können.
    3. Legen Sie zunächst die Negativkontrollprobe in den Mehrfachröhrchenhalter. Wählen Sie Neues Protokoll und beobachten Sie den Arbeitsvorrat auf der linken Seite des Arbeitsbereichs/Bildschirms.
    4. Definieren Sie im Arbeitsvorrat die Position der Probe im Mehrfachröhrchenhalter und geben Sie der Probe einen Namen und ein Protokoll zur Identifizierung.
    5. Passen Sie im Hardware-Bedienfeld auf der linken Seite des Arbeitsbereichs mehrere Parameter an und wählen Sie sie aus, z. B. die Detektoren (FSC, SSC und 10 Fluoreszenzbereiche), die Spannungen (V) und Verstärkungen der Photomultiplier sowie die Fläche, Höhe und Breite (AHW) des Signals.
      HINWEIS: Die folgenden Einstellungen für die Detektoren wurden je nach verwendetem Experiment und Instrument ausgewählt: FSC-AHW: AHW, V: 270, G: 5; SSC-AHW: A, V: 350, G: 10; FL1 (CD8/FITC Dextran)-AHW: A, V: 400, G: 1; FL2 (CD25/PE)-AHW: A, V: 500, G: 1; FL6 (CD4/Alexa Fluor 647)-AHW: A, V: 700, G: 1; FL7 (Ki-67/Alexa Fluor 700)-AHW: A, V: 625, G: 1; FL9 (L/D)-AHW: A, V: 425, G: 1.
    6. Passen Sie über das Bedienfeld zur Instrumentenerfassung unter der Titelleiste die Optionen für Durchflussrate (mittel), Zeit (5 min) und Ereignisse (siehe Schritt 5.2.8) an, die erkannt werden sollen. Klicken Sie auf die Option Single erfassen, damit das Gerät das Sample zeichnen/ausführen kann und die Echtzeitvorschau der erkannten Ereignisse angezeigt wird.
    7. Passen Sie in der Echtzeitvorschau den Schwellenwert für die Fluoreszenz (Spannung und Verstärkung) und die Zellgröße an, um schließlich Gates um die gewünschte Zellpopulation zu zeichnen und gleichzeitig zelluläre Trümmer auszuschließen.
      HINWEIS: FSC hilft bei der Unterscheidung von Zellen anhand ihrer Größe und ermöglicht so die Unterscheidung zwischen Zellen des Immunsystems wie Monozyten und Lymphozyten. Monozyten sind größer und weisen im Vergleich zu Lymphozyten eine höhere FSC-Intensität auf.
    8. Erfassen Sie insgesamt etwa 5.000 lebende MoDC-, 50.000 lebende Lymphozyten- und 50.000 lebende Monozytenereignisse.
    9. Sobald alle Parameter in Bezug auf die Negativkontrollprobe eingestellt sind, klicken Sie auf Stopp und speichern Sie das Protokoll.
    10. Laden Sie nun alle Proben auf den Mehrrohrlader. Definieren Sie jede Probe im Arbeitsvorrat und wenden Sie die in Bezug auf die Negativkontrolle angepassten Parameter auf alle Proben innerhalb des Experiments an. Klicken Sie auf die Option Erfassen , damit alle Stichproben im Experiment nacheinander ausgeführt werden können.
    11. Sobald die Daten aus allen Proben erfasst sind, speichern Sie sie und wandeln Sie sie mit einer geeigneten Datenanalysesoftware, die die Erstellung sequenzieller biparametrischer und monoparametrischer Histogramme ermöglicht, in lesbare Daten um.

6. Analyse der Expression von Boten-RNA (mRNA)

  1. RNA-Extraktion
    HINWEIS: Extraktion der Gesamt-RNA aus der antigengepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur (spezifisch), der nicht-antigengepulsten MoDC-Lymphozyten-Kokultur (unspezifisch), der Lymphozytenkultur ohne MoDCs (Kontrolle) und aus naiven Lymphozyten (CD14− -Zellen, die vor der Co-Kultivierung isoliert wurden). Für die RNA-Extraktion wird Ethanol mit RNase-freiem Wasser hergestellt. Weitere Informationen zum Extraktionskit und zu den Reagenzien finden Sie in der Materialtabelle .
    1. 1 ml Zellsuspension von der MoDC-Lymphozyten-Cokulturplatte (~1 × 106 Zellen/ml) mit einer Pipette in ein steriles 1,5-ml-Röhrchen übertragen und 10 Minuten lang bei 500 × g zentrifugieren.
    2. Speichern Sie den Überstand für ELISA. Resuspendieren Sie das Zellpellet in 1 ml PBS und überführen Sie es in ein 15-ml-Röhrchen. Sammeln Sie alle verbleibenden Zellen mit 1 ml PBS.
    3. 10 min bei 500 × g zentrifugieren.
      Anmerkungen: Alle Proben sollten behutsam wie lebende Zellen behandelt werden, bis die Zelllyse mit dem im Kit enthaltenen Lysepuffer durchgeführt wird. Durch den Zelltod werden RNasen freigesetzt, die die für die nachgeschaltete Quantifizierung benötigten RNA-Templates schnell hydrolysieren. RLT-Puffer lysiert Zellen in einer Lösung, die RNasen hemmt.
    4. Geben Sie 350 μl Lysepuffer in jede leere Vertiefung und inkubieren Sie sie 2-3 Minuten lang, um die adhärenten Zellen zu lysieren, die in den vorherigen Schritten nicht geerntet wurden.
    5. Sobald die Zentrifugation in Schritt 6.1.3 abgeschlossen ist, ist der Überstand zu verwerfen und das Zellpellet mit den 350 μl Lysepuffer zu vermischen, die in Schritt 6.1.4 hinzugefügt wurden.
      HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt ist es möglich, die Röhrchen bei −80 °C zu lagern oder mit der RNA-Extraktion fortzufahren (folgende Schritte).
    6. In Schritt 6.1.5 werden 350 μl 70%iges Ethanol in das Lysat pipetiert. Das Endvolumen pro Probe beträgt 700 μl.
    7. Setzen Sie die Extraktionssäule in ein 2-ml-Sammelröhrchen ein (im Lieferumfang enthalten).
    8. Übertragen Sie die 700 μl Probe pro Extraktionssäule und zentrifugieren Sie 15 s lang bei 10.000 × g . Entsorgen Sie den Durchfluss im Auffangrohr und setzen Sie ihn wieder in die Schleudersäule ein.
    9. Geben Sie in der Extraktionskolonne 350 μl strengen Waschpuffer (im Kit enthalten) hinzu und zentrifugieren Sie 15 s lang bei mehr als 10.000 × g . Verwerfen Sie den Durchfluss.
    10. Geben Sie 80 μl DNase I-Inkubationsmischung pro Probe auf die Membran der Extraktionskolonne und lassen Sie sie 15 Minuten bei 20-30 °C aushärten.
      Anmerkungen: Um eine DNase I-Inkubationsmischung pro Probe herzustellen, fügen Sie 10 μl DNase I-Stammlösung zu 70 μl DNase-Puffer hinzu, um ein Endvolumen von 80 μl zu erhalten. Mischen Sie gründlich, indem Sie das Röhrchen mehrmals umdrehen und anschließend kurz in der Zentrifuge schleudern.
    11. Waschen Sie die Extraktionssäule mit 350 μl strengem Waschpuffer und zentrifugieren Sie anschließend 15 Minuten lang bei 10.000 × g . Entsorgen Sie den Durchfluss nach dem Zentrifugieren im Sammelröhrchen.
    12. Waschen Sie die Extraktionssäule 2x mit jeweils 500 μl Feinwaschpuffer und zentrifugieren Sie bei 10.000 × g für 15 s und ein zweites Mal für 2 min. Verwerfen Sie den Durchfluss nach jeder Zentrifugation.
    13. Zentrifugieren Sie die Säule 1 Minute lang bei maximaler Geschwindigkeit, um die Membran zu trocknen, und entsorgen Sie das Sammelröhrchen.
    14. Setzen Sie die Extraktionssäule in ein neues 1,5-ml-Sammelröhrchen ein.
    15. Pipettieren Sie 50 μl RNase-freies Wasser auf die Säulenmembran und inkubieren Sie es 3-5 Minuten lang bei Raumtemperatur.
      HINWEIS: Bei RNA-Konzentrationen unter 100 ng ist das Elutionsvolumen auf 30 μl zu reduzieren und die Extraktionssäulenmembran mit dem Produkt aus der ersten Elution erneut zu eluieren, um das Endprodukt zu konzentrieren.
    16. Zentrifugieren Sie 1 Minute lang bei 10.000 × g , um die RNA zu eluieren.
    17. Messen Sie die RNA-Konzentration, indem Sie die Absorption bei 260 nm mit 0,5-2 μl Probe nachweisen. Stellen Sie die endgültige RNA-Konzentration mit RNase-freiem Wasser auf 0,1-1 μg/μl ein.
    18. Lagern Sie die RNA-Aliquots für die spätere Verwendung bei −80 °C.
  2. Synthese komplementärer DNA
    1. Synthetisieren Sie komplementäre DNA (cDNA) aus extrahierter Template-RNA gemäß dem Protokoll des Herstellers, das mit dem Kit geliefert wird (Einzelheiten finden Sie in der Materialtabelle ).
      HINWEIS: Eine Zusammenfassung der Reagenzien und der verwendeten Volumina ist in Tabelle 1 und Tabelle 2 dargestellt. Ein vollständiges Protokoll ist in der Zusatzdatei 1 aufgeführt.
  3. Quantitative Polymerase-Kettenreaktion in Echtzeit
    1. Für die qPCR werden die cDNA-Proben in dreifacher Ausführung durchgeführt. Quantifizierung der bovinen mRNA-Transkriptspiegel für Ki-67 und IFN-γ unter Verwendung spezifischer Primer-Sets in Bezug auf das GAPDH-Gen , wie in Tabelle 3 dargestellt.
      HINWEIS: Ein vollständiges Protokoll finden Sie in der Zusatzdatei 1.

7. Enzyme-linked immunosorbent assay

  1. Die gesammelten Kulturüberstände, die reich an sekretorischen Proteinen sind, werden für die Quantifizierung von IFN-γ mittels ELISA aufbereitet.
    Anmerkungen: Einzelheiten zur Verwendung des Kits finden Sie in der Materialtabelle . Ein vollständiges Protokoll ist in der Zusatzdatei 1 aufgeführt.

8. Statistische Analyse

  1. Analysieren Sie die Daten und erstellen Sie grafische Illustrationen der Versuchsplanung mit kommerzieller Software. Verwenden Sie für die vergleichende Analyse einen ungepaarten nichtparametrischen Test. Betrachten Sie P-Werte < 0,05 als statistisch signifikant.

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Methodik beschreibt die In-vitro-Generierung von Rinder-MoDCs für die Evaluierung von Impfkandidatenantigenen vor der Durchführung von In-vivo-Studien. Abbildung 1 veranschaulicht das experimentelle Schema der bovinen MoDC-Generierung und die Anwendung der MoDCs für den In-vitro-Assay. Mit Hilfe der magnetischen Zellsortiertechnik war es möglich, etwa 26 Millionen CD14+-Myozyten aus den geernteten PBMCs zu gewinnen, die zuvor aus 50 ml Rinderblut ...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie demonstriert eine standardisierte In-vitro-Methode zur Generierung und Phänotypisierung von bovinen MoDCs und deren anschließende Verwendung zur Messung der Immunogenität eines kommerziellen Impfstoffs (z. B. RV). Rinder-MoDCs können als Werkzeug für das Screening potenzieller Impfantigene gegen Rinderkrankheiten und die Vorhersage ihrer potenziellen klinischen Auswirkungen auf der Grundlage von Immunreaktionen verwendet werden, bevor mit In-vivo-Tierversuchen fortgefahren wird. Die generie...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir danken Dr. Eveline Wodak und Dr. Angelika Loistch (AGES) für ihre Unterstützung bei der Bestimmung des Gesundheitszustands der Tiere und für die Bereitstellung von BTV, Dr. Bernhard Reinelt für die Bereitstellung von Rinderblut und Dr. Bharani Settypalli und Dr. William Dundon von der IAEO für nützliche Ratschläge zu den Real-Time-PCR-Experimenten bzw. zur Sprachbearbeitung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
ACK Lysing BufferGibco, Thermo FisherA1049201Ammonium-Chlorid-Kalium-Puffer für die Lyse von Rest-Erythrozyten in geernteten PBMC-Fraktion
BD Vacutainer Heparin-RöhrchenBecton, Dickinson (BD) and Company36648010 ml, Additiv Natrium-Heparin 158 USP-Einheiten, Glasröhrchen, 16 x 100 mm Größe
Rinder-Dendritische ZellwachstumskitBio-Rad, UKPBP015KZZZytokin-Cocktail bestehend aus rekombinantem bovinem IL-4 und GM-CSF
bovinem IFN-& gamma; ELISA-KitBio-RadMCA5638KZZKit zur Messung der IFN- und Gamma-Expression in Kulturüberständen
CD14-AntikörperBio-RadMCA2678FMaus Anti-Rinder CD14 monoklonaler Antikörper, Klon CC-G33, Isotyp IgG1
CD25 AntikörperBio-RadMCA2430PEMaus Anti-Rinder CD25 monoklonaler Antikörper, Klon IL-A11, Isotyp IgG1
CD4 AntikörperBio-RadMCA1653A647Monoklonaler Anti-Rinder-CD4-Antikörper der Maus, Klon CC8, Isotyp IgG2a
CD40 AntikörperBio-RadMCA2431FMaus Anti-Rinder-CD40 monoklonaler Antikörper, Klon IL-A156, Isotyp IgG1
CD8 AntikörperBio-RadMCA837FMaus Anti-Rinder-CD8 monoklonaler Antikörper, Klon CC63, Isotyp IgG2a
CD86 AntikörperBio-RadMCA2437PEMaus Anti-Rinder CD86 monoklonaler Antikörper, Klon IL-A190, Isotyp IgG1
CFX96 Touch Real-Time PCR NachweissystemBio-Rad-ThermocyclerPCR-Maschine
Corning ZentrifugenröhrchenFalcon Corning 352096 & 35207015 mL und 50 mL, hochklarer Poypropylen-Konusboden, graduiert, sterial, Verschluss mit Schraubverschluss, Falkenröhrchen
Cytofix/Cytoperm PlusBD Bio Sciences555028Fixations-/Permeabilisierungskit mit BD golgiPlug, zur Verwendung für die Färbung von Durchflusszytometerzellen
EthanolSigma Aldrich1009832500Absolute für die Analyse EMSURE  ACS, ISO, Reag. Ph Eur
Fötales Kälberserum (FBS)Gibco, Thermo Fisher10500064Qualifiziertes, hitzeinaktiviertes
Ficoll Plaque PLUSGE Gesundheitswesen Life Sciences, USA341691Lymphozyten-Isolationsmedium
FlowClean ReinigungsmittelBeckman Coulter, Life SciencesA64669500 mL
FlowJoFlowJo, Becton, Dickinson (BD) and Company, LLC, USA-Durchflusszytometer Histogramm-Software
FlowTubes/ FACS  (Fluoreszenzaktivierte Einzelzellsortierung) RöhreFalcon Corning 3522355 ml, steriales Polystyrol-Reagenzglas mit rundem Boden und Schnappverschluss für das Zellsieb, Verwendung in der Durchflusszytometrie
Fluoresceinisothiocynat-DextranSigma Aldrich, Deutschland60842-46-8FITC-dextran MW
Gallios DurchflusszytometerBeckman Coulter-Durchflusszytometermaschine
Hartschalen-PCR-Platten für 96 BrunnenBio-RadHSP960196 Well, flaches Profil, dünnwandig, mit Rand, weiß/klar
Humane CD14-MikrokügelchenMiltenyi Bioteck, Deutschland130-050-2012 mL Mikrokügelchen, konjugiert mit monoklonalen anti-humanen CD14-Antikörpern Isotyp IgG2a, verwendet für die Selektion von Rindermonozyten aus PBMCs
KaluzaBeckman Coulter, DeutschlandMehrfarbige Datenanalysesoftware für Durchflusszytometer
MACS SäuleMiltenyi Bioteck, Deutschland130-042-401Magnetisch aktivierte Zellsortierung oder immunmagnetische Zelltrennungssäule zur Trennung verschiedener CD14-Zellpopulationen auf Basis von Zelloberflächenantigenen
MHC Klasse II DQ DR Polymorpher AntikörperBio-RadMCA2228FMaus Anti-Schaf MHC Klasse II DQ DR Polymorph:FITC, Klon 49.1, Isotyp IgG2a, kreuzreaktiv mit
Rinder-MikrozentrifugenröhrchenSigma AldrichHS43251,5 mL, konischer Boden, graduiert, steriale Röhre
Microsoft Power PointMicrosoft-Diegrafischen Illustrationen des Versuchsdesigns
Maus IgG1 Negativkontrolle: FITC für CD14, CD40 AntikörperBio-RadMCA928FIsotypkontrolle CD14 und CD40 monoklonale Antikörper 
Maus IgG1 Negativkontrolle: PE für CD86 AntikörperBio-RadMCA928PEIsotypkontrolle CD86 monoklonale Antikörper 
Maus IgG1 Negativkontrolle: RPE für CD25 AntikörperBio-RadMCA928PEIsotypkontrolle CD25 monoklonaler Antikörper 
Maus-IgG2a-Negativkontrolle: FITC für MHC-Klasse-II-AntikörperBio-RadMCA929FIsotypkontrolle für monoklonale MHC-Klasse-II-Antikörper
Nobivac TollwutMSD Tiergesundheit,UK-1& Mikro; L/ml zellkultivierter inaktivierter Impfstoff mit > 2 I.E./mL Tollwutvirusstamm
Optische DichtungenBi0-RadTCS08030,2 mL flaches PCR-Röhrchen 8-Kappen-Streifen, optisch, ultraklar, kompatibel für qPCR-Maschine
Penicillin-StreptomycinGibco, Thermo Fisher15140122100 mL
Phosphatpuffer Kochsalzlösung (PBS)Gibco, Thermo Fisher10010023pH 7,4, 1x Konzentration
Prism - GraphPad 5 Software Dotmatics-Statisticalsoftware
Aufgereinigter Anti-humaner Ki-67 AntikörperBiolegend, USA350501Monoklonaler Antikörper, kreuzreaktiv mit Kuh, Klon ki-67
Aufgereinigter Maus IgG1 k Isotyp Ctrl AntikörperBiolegend400101Isotypkontrolle für monoklonalen Ki-67 Antikörper
READIDROP Propidium IodidBD Bio Sciences1351101Marker für lebende/tote Zellen für die Durchflusszytometrie, Amin-reaktiver Farbstoff
Rekombinantes humanes IL-2-ProteinR& D System, USA202-IL-010/CFInterleukin-2, 20 ng/ml
RNeasy Mini KitQiagen74106Kit zur Extraktion von Gesamt-RNA; RLT-Puffer = Lysepuffer; RW1-Puffer = stringenter guanidinhaltiger Waschpuffer; RDD-Puffer = DNase-Puffer; RPE-Puffer = Schonwaschpuffer; RNaseOUT = RNase-Hemmer.
RPMI 1640 MediumSigma AldrichR8758Zellkulturmedien mit L-Glutamin und Natriumbicarbonat
SMART-servier medical art Les Laboratories Servier-Lizenziertunter einer Creative Commons Attribution 3.0 unported Lizenz
SsoAdvanced Universal SYBR Green SupermixBio-Rad172-52702x qPCR Mix enthält dNTPs, Ss07d Fusionspolymerase, MgCl2, SYBR Green I Supermix = Supermix, ROX Normalisierungsfarbstoffe.
SuperScript III ErststrangsynthesesystemInvitrogen, Thermo Fisher18080051Kit für cDNA-Synthese
Gewebekultur Testplatte 24TPP, Schweiz9202424-Well-Platte, sterilisiert durch Strahlung, wachstumsverstärkt behandelt, Volumen 3,18 mL
Trypanblau-LösungGibco, Thermo Fisher152500610,4%, 100 mL, Farbstoff zur Beurteilung der Zellviabilität
UltraPure DNase/RNase-freies destilliertes WasserInvitrogen, Thermo Fisher109770230,1 µ m membranfiltriertes destilliertes Wasser
VACUETTE Heparin-BlutentnahmeröhrchenThermo Fisher Scientific15206067VACUETTE Heparin-Blutentnahmeröhrchen haben eine grüne Oberseite und enthalten sprühgetrocknetes Lithium-, Natrium- oder Ammoniumheparin an den Innenwänden und werden in der klinischen Chemie, Immunologie und Serologie eingesetzt. Das Antikoagulans Heparin aktiviert Antithrombin, wodurch die Gerinnungskaskade blockiert wird und so eine Vollblut-/Plasmaprobe entsteht.
WasserSigma AldrichW3500-1LSteril gefiltertes, bioreaktives Reagenz für Zellkultur
-

Referenzen

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  3. Kleiveland, C. R. Peripheral blood mononuclear cells. The Impact of Food Bioactives on Health: In Vitro and Ex Vivo Models. Verhoeckx, K., Cotter, P., López-Expósito, I., Kleiveland, C., Lea, T., Mackie, A., Requena, T., Swiatecka, D., Wichers, H. , Springer. Cham, Switzerland. 161-167 (2015).
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