Blutsaugende Gliederfüßer wie Mücken, Zecken und Sandmücken übertragen mehrere medizinisch relevante Krankheitserreger, von denen viele noch wenig erforscht sind und denen es an adäquaten Therapeutika mangelt. Um die Übertragung von Krankheiten zu verhindern, muss daher oft der Arthropode ins Visier genommenwerden 1. So ist beispielsweise das integrierte Vektormanagement (IVM) ein umfassendes Rahmenwerk, das darauf abzielt, die Wirksamkeit traditioneller Methoden zur Vektorkontrolle, wie z. B. Insektizide, zu erhöhen, indem sie durch innovativere Methoden wie die genetische Kontrolleergänzt werden 2. Diese Spezialsammlung zeigt eine Vielzahl von transgenen Arthropoden, die zur Erforschung und Kontrolle vektorübertragener Krankheiten erzeugt werden, sowie die technischen und kreativen Fähigkeiten, die für die Entwicklung solcher gentechnisch veränderten Organismen erforderlich sind.
Arthropoden-Erreger-Wirt-Beziehungen entwickeln sich über viele Jahre hinweg und prägen die Genetik aller betroffenen Arten 3,4,5. Modellsysteme sind in der Regel ungeeignet, um blutsaugende Arthropoden zu untersuchen, da ihre Biologie und ihr Verhalten artspezifisch sind. Molekulare Entomologen müssen die komplexen Umgebungen, die die Blutzufuhr und -fortpflanzung ermöglichen, nachbilden, damit die einzelnen Spezies routinemäßig gepflegt und im Labor unter kontrollierten Bedingungen untersucht werden können. Die Aufzucht hämatophager Arthropoden erfordert sowohl biologisches Fachwissen als auch die "akribische Aufmerksamkeit fachkundiger Individuen"6. Aus diesem Grund ist es nicht verwunderlich, dass die Vektorbiologie an der Spitze der genetischen Innovation steht.
Obwohl es in dieser Sonderausgabe um die Erzeugung transgener Arthropoden über verschiedene Gattungen hinweg geht, kristallisiert sich ein zentrales Thema heraus: Der Prozess erfordert eine ausgeprägte Liebe zum Detail, ein scharfes Verständnis der Biologie des Organismus und eine erfinderische Denkweise. Louradour et al.7 betonen die Herausforderungen bei der Anpassung embryonaler Mikroinjektionstechniken an die Vektoren von Leishmania-Parasiten – nämlich Sandmücken –, die sehr kleine Eier legen. Frisch gelegte Eier werden auf einzelne Stücke schwarzes Filterpapier auf einem Objektträger mit Deckglas überführt und sorgfältig für die Mikroinjektion aufgereiht. Die Luftfeuchtigkeit, die Qualität der vorbereiteten Materialien und die Sorgfalt, mit der der Prozess durchgeführt wird, sind nur einige Variablen, die über den Erfolg der Technik entscheiden. Die Mikroinjektion von harten Zeckeneiern stellt eine Reihe von Herausforderungen dar – eine dicke äußere Wachsschicht auf den Embryonen, hartes Chorion und hoher intraovaler Druck8. Sharma et al. beschreiben bei Ixodes scapularis Verfahren, die diese Hindernisse überwinden, indem sie die Wachsschicht entfernen, das Chorion erweichen und die Eier trocknen8. Dazu gehören die Ablation des Gené-Organs (Wachsdrüse) von eierlegenden Weibchen, das Sammeln der Eier innerhalb von 24 Stunden nach der Eiablage und das anschließende Platzieren der Eier in einer 1%igen (w/v) Natriumchloridlösung für etwa 1 h vor der Mikroinjektion8.
Es ist möglich, embryonale Mikroinjektionen zu umgehen, indem man Puppen oder Erwachsenen die Maschinerie injiziert, die Gene bearbeitet oder zum Schweigen bringt. Benetta et al. beschreiben diese Technik unter Verwendung von zwei Methoden zur Verabreichung der Eierstöcke – Rezeptor-vermittelte Ovarialtransduktion von Fracht (ReMOT-Kontrolle) oder verzweigte amphiphile Peptidkapseln (BAPC) – sowie zwei Injektionsstrategien (entweder ein Femtojet oder ein Aspiratorröhrchen) in der parasitären Juwelwespe Nasonia vitripennis9. Die Puppen wurden aufgereiht und mit Klebstoff an einem Objektträger befestigt, um den Injektionsprozess zu erleichtern und die Mortalität zu verringern9. Erwachsene hingegen wurden auf Eis betäubt, damit der Anwender das Weibchen während der Bauchinjektion mit einer Pinzette stützen konnte.
Neben der CRISPR/Cas9-vermittelten Geneditierung werden in dieser Ausgabe auch andere gentechnische Technologien behandelt, die bei Arthropoden eingesetzt werden, darunter die ortsgerichtete φC31-Rekombinase und GAL4-UAS. Die erstere, von Adolfi et al. beschriebene Methode erreicht eine ortsgerichtete Integration von attB-flankierter transgener Fracht für die Einzelintegration oder den rekombinasevermittelten Kassettenaustausch in den Malariavektoren Anopheles gambiae und Anopheles stephensi10. Diese Technologie ermöglicht die ortsgerichtete Insertion in zuvor etablierte Andocklinien, was die Validierung vereinfacht, indem Positionseffekte und nachgeschaltete Paarungsschemata vermieden werden, die für eine stabile genetische Linieerforderlich sind 10. Die andere Technik, das bipartite GAL4-UAS-System, wird von Poulton et al. verwendet, um transgene Anopheles gambiae zu erzeugen, die transgene Kassetten auf raumzeitliche, gewebespezifische Weise exprimieren, selbst auf Kosten hoher Fitnesskosten11. Aufgrund seiner Flexibilität ermöglicht dieses System das Screening von Phänotypen und die Ableitung von Genfunktionen, die sonst unmöglich wären.
In der Tat verursacht transgene Fracht dem Gliederfüßer oft Fitnesskosten; Daher legten Williams et al. einfache Protokolle zur Messung der Fitnesskosten bei transgenen Aedes aegypti-Mücken fest12. Dazu gehörten Fruchtbarkeit, Flügelgröße und -form, Fruchtbarkeit, Geschlechterverhältnis, Lebensfähigkeit, Entwicklungszeiten, männlicher Beitrag und Langlebigkeit der adulten Tiere12. Solche Fitnessmessungen können verwendet werden, um die Gesundheit transgener Stechmücken zu vergleichen, die in Studien erzeugt wurden, oder um die Rate der transgenen Fixierung in mathematischen Modellen zu modellieren.
Die methodischen Details in diesen Handschriften sind visuell illustriert, um die Reproduktion zu erleichtern. Eine Vielzahl molekularer und entomologischer Techniken wird vorgestellt: Geschlechtsbestimmung und Screening von Mückenpuppen auf fluoreszierende Marker11,12; Kombinieren und Reinigen von Spender- und Helfer-φC31-Plasmidmischungen10; Injektion von adulten Juwelwespen intra-abdominal9; Reihen von Sandmückeneiern für die Mikroinjektion7; und Ablation von Zeckenwachsdrüsen8. Angesichts der Breite der Techniken, die in dieser Sonderausgabe behandelt werden, sind sowohl Amateure als auch Experten eingeladen, einen Blick auf die Grundlagen der Erzeugung gentechnisch veränderter Arthropoden zu werfen. Diese Techniken sind die Grundlage für die Untersuchung der Physiologie von Arthropoden und der Vektor-Pathogen-Interaktionen, die für die Entwicklung neuartiger Strategien zur Reduzierung vektorübertragener Krankheiten unerlässlich sind.