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Methodenartikel

Sammeln von Parasiten von marinen Gnathiidenasseln mit Lichtfallen

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DOI:

10.3791/65059

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25. September 2023

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1Institute of Environmental and Marine Sciences, Silliman University, 2Neurolinx Research Institute, 3Department of Marine Biology and Ecology, Rosenstiel School of Marine Atmospheric and Earth Sciences, University of Miami, 4Water Research Group, Unit for Environmental Sciences and Management, North-West University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir stellen eine Methode vor, um marine Gnathiiden-Asseln-Parasiten mit Hilfe von Lichtfallen zu sammeln, die an Feldstandorten durch Tauchen mit angehaltenem Atem oder Gerätetauchen aufgestellt werden.

Zusammenfassung

Es wird eine Methode vorgestellt, um marine gnathiide Asselnparasiten mit Hilfe von Lichtfallen zu sammeln. Gnathiide Asseln sind eine wichtige Gruppe von Meeresfischparasiten, die sich hauptsächlich nachts von Blut und Flüssigkeit von Wirtsfischen ernähren. Wie Zecken und Mücken an Land verbinden sie sich nur vorübergehend mit ihrem Wirt und verbringen die meiste Zeit ihres Lebens frei im Benthos. Aufgrund ihrer hohen Mobilität und ihrer vorübergehenden und überwiegend nächtlichen Assoziation mit Wirten können sie nicht ohne weiteres durch den Fang freilebender Wirte gesammelt werden. Sie werden jedoch leicht von Unterwasserlichtquellen angezogen, wodurch die Möglichkeit besteht, sie in Lichtfallen zu sammeln. Hier werden das Design und die einzelnen Schritte beim Einsatz und der Verarbeitung von speziell angepassten Lichtfallen zum Sammeln freilebender Stadien von Gnathiiden skizziert. Probenergebnisse und mögliche Modifikationen des Basisprotokolls für eine Vielzahl unterschiedlicher Probenahmeanforderungen werden vorgestellt und diskutiert.

Einleitung

Parasitische Krebstiere sind wichtig für die Ökologie und Lebensgeschichte von Rifffischen. Die Biomasse und Energie, die sie ihren Wirten entziehen, ist beträchtlich und beeinflusst das Verhalten, die Physiologie und das Überleben1. Gnathiide Asseln stellen die prominenteste Gruppe von Fischparasiten in tropischen und subtropischen Riffsystemen dar, wo sie sowohl reichlich als auch vielfältig sind 2,3 und das Hauptnahrungsmittel von Putzerfischen sind 4,5. Gnathiiden sind in der Regel 1-3 mm groß. Sie haben eine ungewöhnliche Lebensgeschichte, in der sich nur die drei Jungstadien vom Blut und den Körperflüssigkeiten der Fische ernähren 6,7. Sie sind nachts am aktivsten8,9, und während das Sehvermögen eine gewisse Rolle zu spielen scheint, verlässt sich die Wirtssuche 10 stark auf olfaktorische Hinweise, um Wirte 11,12 zu finden. Jede der drei juvenilen Fütterungsphasen ernährt sich von einem einzigen Wirtsfisch, wobei jedes Futter durch eine Häutungsphase getrennt ist. Nach der letzten Fütterung verwandeln sich die Larven des dritten Stadiums in nicht fressende erwachsene Tiere, die sich vermehren und dann sterben. Da die Fütterung nur eine kurze Assoziation mit dem Wirt erfordert, während jedes Intervall zwischen den Fütterungen Tage dauert, verbringen Gnathiiden die meiste Zeit ihres Lebens frei im Benthos.

Gnathiiden beeinflussen Wirte auf vielfältige Weise1. Abgesehen von ihrer Rolle als Treiber der Interaktionen zwischen Putzerfischen und Klienten 13,14,15 können Gnathiide den Cortisolspiegel erhöhen und den Hämatokrit in erwachsenen Fischwirtensenken 16 und in hoher Zahl sogar zum Tod führen 17. Für Jungfische kann sogar ein einzelner Gnathiid tödlich sein18,19,20, und selbst wenn der Fisch überlebt, ist seine Fähigkeit, um Platz zu konkurrieren und Raubtieren zu entkommen, beeinträchtigt 20,21,22. Das Vermeiden von Gnathiiden kann bei einigen Rifffischen sogar einer der Vorteile der nächtlichen Wanderung darstellen23.

Neben Putzerfischen können die Gnathiidenpopulationen auch von anderen mikrofleischfressenden Fischen24 sowie Korallen25,26 beeinflusst werden. Die Erwärmung der Ozeane und der damit verbundene Verlust lebender Korallen scheinen gegensätzliche Auswirkungen auf die Gnathiiden zu haben27,28,29.

Angesichts ihrer eindeutigen ökologischen Bedeutung und des wahrscheinlichen Einflusses anthropogener Umweltveränderungen auf ihre Populationen gibt es zwingende Gründe, sie in ökologische Studien von Korallenriffen einzubeziehen. Ihre einzigartige Lebensgeschichte und die geringe Anzahl von Forschern, die sie untersuchen, stellen jedoch ein Hindernis für die Entwicklung, Implementierung und Verbreitung zuverlässiger, reproduzierbarer Probenahmemethoden dar, um sie für die Forschung zu sammeln.

Lichtfallen werden seit langem verwendet, um kleine Meeresorganismen in der Nacht zu sammeln30,31. Sie machen sich die Tatsache zunutze, dass viele nachtaktive Organismen, darunter auch Gliederfüßer, von Licht angezogen werden. Traditionell wurden sie verwendet, um planktonische Organismen in der Wassersäulezu sammeln 30. Die Grundprinzipien lassen sich jedoch auf das Sammeln von freischwimmenden Organismen anwenden, die in der Nähe des Benthos aktiv sind. Hier stellen wir eine Lichtfangmethode vor, die für das Sammeln freilebender Stadien von gnathiiden Asseln in der Nähe des Meeresbodens in abgelegenen Korallenriffumgebungen wie den Philippinen geeignet ist. Für das Sammeln in abgelegenen Gebieten bieten diese Lichtfallen (Abbildung 1) einige Vorteile gegenüber anderen Methoden, die zum Sammeln dieser Organismen entwickelt wurden32. Sie sind sehr tragbar und langlebig und benötigen nur drei Teile, die leicht erhältlich und kostengünstig sind. Sie sind auch negativ schwimmfähig, da sie beim Einsatz vollständig mit Meerwasser gefüllt sind. Da sie auf Licht als Anziehungskraft angewiesen sind, sind sie nur nachts wirksam, um nachtaktive Arten zu sammeln. Sie ziehen auch mehr als die Zielarten an, so dass die Proben unter einem Sezierfernrohr sortiert werden müssen, um die Zielorganismen zu erhalten. Unser Team und unsere Mitarbeiter haben bisher drei Methoden angewandt, um Gnathiiden in Korallenriffsystemen auf der ganzen Welt zu sammeln32. Dazu gehören Auflauffallen, Reusen mit lebenden Fischködern und leichte Reusen, die jeweils Vor- und Nachteile haben.

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Protokoll

Die Entnahme von Proben wurde vom Department of Agriculture-Bureau of Fisheries and Aquatic Resources (0154-18 DA-BFAR) in Übereinstimmung mit den philippinischen Gesetzen und Vorschriften (RA 9147; FAO 233) und von der Tierethikkommission der Universität Silliman (SU) genehmigt.

1. Lichtfallen

  1. Konstruktion
    1. Konstruieren Sie Lichtfallen aus handelsüblichen Polyvinylchlorid (PVC)-Rohren, die ursprünglich für Rohrleitungen entwickelt wurden. Verwenden Sie PVC mit einem Durchmesser von 10-15 cm, das auf eine Länge von 30-40 cm zugeschnitten ist (Abbildung 1).
    2. Fügen Sie an beiden Enden der Röhrchen PVC-"Kappen" mit einem transparenten Acryltrichter hinzu, der in der Mitte der Öffnung eingesetzt ist, und kleben Sie sie mit transparentem Epoxidkleber fest (Abbildung 1). Trocknen lassen.
    3. Stellen Sie sicher, dass ein Ende des Rohrs einen aufschraubbaren oder anderweitig abnehmbaren Deckel hat und dass beide Enden wasserdicht sind, wenn die Falle "geschlossen" ist (z. B. durch Hinzufügen eines O-Rings).
  2. Lichtquelle
    1. Schalten Sie vor dem Einsatz eine Unterwasserlampe/Taschenlampe ein (siehe Materialtabelle) und legen Sie sie in die Röhre, mit Blick auf einen der transparenten Trichter, so dass das Licht der Unterwasserlampe den Bereich vor einer Seite der Röhre beleuchtet. Bei Bedarf können anstelle von Unterwassertaschenlampen chemische Leuchtstäbe verwendet werden, deren Lichtintensität jedoch geringer ist.
      ANMERKUNG: Das Licht zieht eine Vielzahl kleiner nachtaktiver Organismen31, einschließlich Gnathiiden, an und treibt sie an, durch den durchsichtigen Trichter in die Röhre zu schwimmen. Sobald sie in die Röhre eingedrungen sind, können sie aufgrund der Geometrie der Lichtfalle (kleine Trichteröffnung) und des anhaltenden Vorhandenseins einer Lichtquelle nicht mehr entkommen.
  3. Platzierung
    1. Wenn Sie sich am Einsatzort im Wasser befinden, füllen Sie die Lichtfallen bei eingeschaltetem Licht mit Meerwasser und sichern Sie beide Enden. Um sicherzustellen, dass sich der Brenner nicht unter der Trichterspitze befindet oder diese blockiert, kippen Sie die "Vorderseite" des Rohrs nach oben, damit der Brenner wieder vom Trichter weggleiten kann.
    2. Platzieren Sie Fallen auf dem Meeresboden, im Sand oder Geröll, neben Korallenköpfen oder anderen komplexen Strukturen, von denen bekannt ist, dass sie Fische anziehen. Fokussieren Sie den Lichtkegel "nach innen", auf Bereiche, in denen sich Fische ansammeln.
      HINWEIS: Im flachen Wasser können Fallen durch Tauchen mit angehaltenem Atem platziert werden. Für eine tiefere Bereitstellung ist ein Tauchen erforderlich.
  4. Rückgewinnung
    1. Versiegeln Sie unmittelbar vor dem Herausholen der Falle die Öffnungen beider Trichter (an beiden Enden des Rohrs) mit einem Stück Modelliermasse oder Gummistopfendichtung, um das gesamte Meerwasser und die darin enthaltenen Organismen zu halten.
      Anmerkungen: Die Organismen verbleiben in der Falle, sobald die Batterien der Lichter leer sind und das Licht nicht mehr leuchtet. Dies bietet Flexibilität bei der Bergung der Fallen ("Einweichzeit"). Faktoren, die bei der Entscheidung über die Einweichzeit zu berücksichtigen sind, werden im Folgenden vorgestellt (siehe Diskussion).
  5. Transport
    1. Sobald die Fallen vom Boden geborgen wurden, tragen Sie sie zu einem Boot oder schwimmen Sie an Land.
    2. Bewahren Sie Fallen in der Nähe der Umgebungstemperatur des Meerwassers auf, sobald sie aus dem Ozean entfernt wurden.
    3. Transportieren Sie sie so schnell wie möglich zur Verarbeitung ins Labor, da nach der Entnahme aus dem Meer kein Gas- oder Wasseraustausch stattfindet.

2 Verarbeitung im Labor

  1. Lagerung und Filterung der Proben
    1. Sobald die Lichtfallen aus dem Meer entfernt und zurück ins Labor gebracht wurden, entleeren Sie ihren Inhalt in Eimer mit frischem Meerwasser.
    2. Fügen Sie Belüftung hinzu, um die Organismen bis zum Filtern am Leben zu erhalten.
    3. Filtern Sie den Inhalt des Eimers, indem Sie ihn durch einen mit 50-100 μm Planktonnetz ausgekleideten Trichter gießen und den Inhalt dann in einen 100-ml-Behälter mit frischem Meerwasser entleeren.
    4. Verwenden Sie eine Pipette, um aus diesem kleineren Behälter zu ziehen und Aliquots der Probe zur Mikroskopie in eine Petrischale zu geben. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die gesamte Probe verarbeitet ist.
  2. Identifizierung und Aufzucht von Gnathiiden
    1. Da Lichtfallenproben mehrere Arten kleiner wirbelloser Tiere anziehen, sollten Sie die Proben sorgfältig untersuchen, um gnathiide Asseln zu identifizieren und zu entfernen. Eine 10- bis 20-fache Vergrößerung ist für diese Aufgabe am besten geeignet (Abbildung 2).
      HINWEIS: Für die Identifizierung von Gnathiiden auf Familienebene sind keine lebenden Exemplare erforderlich. Für die morphologische Artbestimmung und -zucht werden jedoch adulte Gnathiiden benötigt, die selten in Lichtfallen gefangen werden (siehe Referenz 1,3,9 für eine Methodik zur Zucht und Aufzucht von Gnathiiden in Gefangenschaft).
    2. In Fällen, in denen Gnathiiden für die Aufzucht am Leben erhalten werden müssen, entfernen Sie sie vorsichtig mit einer Pipette und legen Sie sie in kleine Plastikbehälter mit frischem Meerwasser.

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Ergebnisse

Für die Probenahme auf den Zentralphilippinen wurde das skizzierte Fallendesign (Abbildung 1) verwendet. Wenn 36 Fallen über Nacht (an einem Standort) aufgestellt wurden, wurden 1 bis 1343 Gnathiiden pro Falle (275 ± 54) gesammelt. Dazu gehörten sowohl gefütterte als auch ungefütterte Jungstadien (Abbildung 2; Tabelle 1, 2). Diese Ergebnisse zeigen die Wirksamkeit von Lichtfallen für das Sammeln von Gnathiidenasseln unter den Untersuchungsbeding...

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Diskussion

Herkömmliche Lichtfallen, wie sie zum Sammeln von Fischlarven verwendet werden, sind groß und hängen in der Wassersäule34. Im Gegensatz dazu sind die hier beschriebenen Lichtfallen klein und werden auf dem Meeresboden eingesetzt. Diese Fallen lassen sich leicht transportieren und schnell einsetzen. Sie können durch (Frei-)Tauchen mit angehaltenem Atem an flachen Stellen (wie in dieser Studie) oder beim Tauchen an tieferen Stellen platziert werden und ziehen sowohl gefüttert als auch ungefüttert an...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, keine Angaben zu machen.

Danksagungen

Die Finanzierung erfolgte durch die US National Science Foundation (NSF, OCE 2023420 und DEB 2231250, P. Sikkel PI). Wir danken der Gemeinde Dumaguete City, Negros Oriental, Philippinen, für die Erlaubnis, diese Studie durchzuführen. Wir danken auch den vielen Freiwilligen für ihre Unterstützung vor Ort und den Mitarbeitern und unseren Kollegen am Institut für Umwelt- und Meereswissenschaften der Silliman University für ihre Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Eimer, kleine ProbenbehälterBaumarkt
TrichterLieferant Nr. 2209-03Trichter: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE -  75 mm (3") https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels
Hauptkörper von Lichtfallen (hergestellt aus handelsüblichen PVC-Hygienerohren)(SKU 145640)  Alasco Sanitär PVC-Rohre Serie 1000 107mm/4' https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.  Diese Marke ist auf den Philippinen zu finden. Andere ähnliche Marken können ebenfalls verwendet werden
Modelliermasse Zu finden in Kunst- und SpielwarengeschäftenZum Verschließen des Trichters nach der Entnahme
Planktonnetz (50-100 & Mikro; m)jede namhafte Marke und Quellehttps://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883
Schraubdeckel für die LichtfalleAlasco  Sanitär   Aufräumen  4"https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. Diese Marke ist auf den Philippinen zu finden. Andere ähnliche Marken können auch verwendet werden
Tauch-/Schnorchelausrüstungjeder namhaften Marke und Quelle
StereomikroskopeWissenschaftliche Lieferanten
Unterwasser-BerührungenPrinceton Tec Ecoflare oder   Fantasea Nanospotter 6023

Referenzen

  1. Sikkel, P. C., Welicky, R. L. The ecological significance of parasitic crustaceans. Parasitic Crustacea. 17 (17), Springer. Cham. 421-477 (2019).
  2. Svavarsson, J., Bruce, N. L. New gnathiid isopod crustaceans (Cymothoida) from Heron Island and Wistari Reef, southern Great Barrier Reef. Zootaxa. 4609 (1), 4609(2019).
  3. Shodipo, M. O., Sikkel, P. C., Smit, N. J., Hadfield, K. A. First record and molecular characterisation of two Gnathia species (Crustacea, Isopoda, Gnathiidae) from Philippine coral reefs, including a summary of all Central-Indo Pacific Gnathia species. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 14, 355-367 (2021).
  4. Losey, G. S. Jr Cleaning symbiosis in Puerto Rico with comparison to the tropical Pacific. 4 (4), 960-970 (1974).
  5. Grutter, A. S., et al. Parasite infestation increases on coral reefs without cleaner fish. Coral Reefs. 37, 15-24 (2018).
  6. Smit, N. J., Davies, A. J. The curious life-style of the parasitic stages of gnathiid isopods. Advances in Parasitology. 58. , 289-391 (2004).
  7. Tanaka, K. Life history of gnathiid isopods-current knowledge and future directions. Plankton and Benthos Research. 2 (1), 1-11 (2007).
  8. Sikkel, P. C., Schaumburg, C. S., Mathenia, J. K. Diel infestation dynamics of gnathiid isopod larvae parasitic on Caribbean reef fish. Coral Reefs. 25, 683-689 (2006).
  9. Santos, T. R. N., Sikkel, P. C. Habitat associations of fish-parasitic gnathiid isopods in a shallow reef system in the central Philippines. Marine Biodiversity. 4, 83-96 (2019).
  10. Nagel, L. The role of vision in host-finding behaviour of the ectoparasite Gnathia falcipenis (Crustacea). Isopoda). Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 42 (1), 31-42 (2009).
  11. Sikkel, P. C., Sears, W. T., Weldon, B., Tuttle, B. C. An experimental field test of host-finding mechanisms in a Caribbean gnathiid isopod. Marine Biology. 158, 1075-1083 (2011).
  12. Vondriska, C., Dixson, D. L., Packard, A. J., Sikkel, P. C. Differentially susceptible host fishes exhibit similar chemo-attractiveness to a common coral reef ectoparasite. Symbiosis. 81 (3), 247-253 (2020).
  13. Grutter, A. S. Parasite infection rather than tactile stimulation is the proximate cause of cleaning behaviour in reef fish. Proceedings of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 268 (1474), 1361-1365 (2001).
  14. Sikkel, P. C., Cheney, K. L., Côté, I. M. In situ evidence for ectoparasites as a proximate cause of cleaning interactions in reef fish. Animal Behaviour. 68 (2), 241-247 (2004).
  15. Sikkel, P. C., Herzlieb, S. E., Kramer, D. L. Compensatory cleaner-seeking behavior following spawning in female yellowtail damselfish. Marine Ecology Progress Series. , 1-11 (2005).
  16. Triki, Z., Grutter, A. S., Bshary, R., Ros, A. F. Effects of short-term exposure to ectoparasites on fish cortisol and hematocrit levels. Marine Biology. 163, 1-6 (2016).
  17. Hayes, P. M., Smit, N. J., Grutter, A. S., Davies, A. J. Unexpected response of a captive blackeye thicklip, Hemigymnus melapterus (Bloch), from Lizard Island, Australia, exposed to juvenile isopods Gnathia aureamaculosa Ferreira & Smit. Journal of Fish Diseases. 34 (7), 563-566 (2011).
  18. Grutter, A. S., Pickering, J. L., McCallum, H., McCormick, M. I. Impact of micropredatory gnathiid isopods on young coral reef fishes. Coral Reefs. 27 (3), 655-661 (2008).
  19. Artim, J. M., Sellers, J. C., Sikkel, P. C. Micropredation by gnathiid isopods on settlement-stage reef fish in the eastern Caribbean Sea. Bulletin of Marine Science. 91 (4), 479-487 (2015).
  20. Sellers, J. C., Holstein, D. M., Botha, T. L., Sikkel, P. C. Lethal and sublethal impacts of a micropredator on post-settlement Caribbean reef fishes. Oecologia. 189, 293-305 (2019).
  21. Allan, B. J., et al. Parasite infection directly impacts escape response and stress levels in fish. Journal of Experimental Biology. 223 (16), (2020).
  22. Spitzer, C. A., Anderson, T. W., Sikkel, P. C. Habitat associations and impacts on a juvenile fish host by a temperate gnathiid isopod. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 17, 65-73 (2022).
  23. Sikkel, P. C., et al. Nocturnal migration reduces exposure to micropredation in a coral reef fish. Bulletin of Marine Science. 93 (2), 475-489 (2017).
  24. Artim, J. M., Hook, A., Grippo, R. S., Sikkel, P. C. Predation on parasitic gnathiid isopods on coral reefs: a comparison of Caribbean cleaning gobies with non-cleaning microcarnivores. Coral Reefs. 36, 1213-1223 (2017).
  25. Artim, J. M., Sikkel, P. C. Live coral repels a common reef fish ectoparasite. Coral Reefs. 32, 487-494 (2013).
  26. Paula, J. R., et al. The role of corals on the abundance of a fish ectoparasite in the Great Barrier Reef. Coral Reefs. 40, 535-542 (2021).
  27. Sikkel, P. C., et al. Changes in abundance of fish-parasitic gnathiid isopods associated with warm-water bleaching events on the northern Great Barrier Reef. Coral Reefs. 38 (4), 721-730 (2019).
  28. Shodipo, M. O., Duong, B., Graba-Landry, A., Grutter, A. S., Sikkel, P. C. Effect of acute seawater temperature increase on the survival of a fish ectoparasite. In Oceans. 1 (4), (2020).
  29. Artim, J. M., Nicholson, M. D., Hendrick, G. C., Brandt, M., Smith, T. B., Sikkel, P. C. Abundance of a cryptic generalist parasite reflects degradation of an ecosystem. Ecosphere. 11 (10), (2020).
  30. Richardson, A. J., et al. Using continuous plankton recorder data. Progress in Oceanography. 68 (1), 27-74 (2006).
  31. McLeod, L. E., Costello, M. J. Light traps for sampling marine biodiversity. Helgoland Marine Research. 71 (1), 1-8 (2017).
  32. Artim, J. M., Sikkel, P. C. Comparison of sampling methodologies and estimation of population parameters for a temporary fish ectoparasite. International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 5 (2), 145-157 (2016).
  33. Pagán, J. A., Veríssimo, A., Sikkel, P. C., Xavier, R. Hurricane-induced disturbance increases genetic diversity and population admixture of the direct-brooding isopod, Gnathia marleyi. Scientific reports. 10 (1), (2020).
  34. Doherty, P. J. Light-traps: selective but useful devices for quantifying the distributions and abundances of larval fishes. Bulletin of Marine Science. 41, 423-431 (1987).
  35. Jones, C. M., Nagel, L., Hughes, G. L., Cribb, T. H., Grutter, A. S. Host specificity of two species of Gnathia (Isopoda) determined by DNA sequencing blood meals. International Journal for Parasitology. 37 (8-9), 927-935 (2007).
  36. Hendrick, G. C., Dolan, M. C., McKay, T., Sikkel, P. C. Host DNA integrity within blood meals of hematophagous larval gnathiid isopods (Crustacea). Isopoda, Gnathiidae). Parasites & Vectors. 12 (1), 1-9 (2019).

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