Methodenartikel

Das serielle Anästhesie-Array für die Hochdurchsatzuntersuchung flüchtiger Wirkstoffe mit Drosophila melanogaster

3K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/65144

⸱

24. Februar 2023

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University of Wisconsin-Madison, 2Department of Medical Genetics, University of Wisconsin-Madison

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Fruchtfliege (Drosophila melanogaster) wird häufig in der biologischen und toxikologischen Forschung eingesetzt. Um den Nutzen von Fliegen zu erweitern, haben wir ein Instrument entwickelt, das serielle Anästhesie-Array, das mehrere Fliegenproben gleichzeitig flüchtigen Allgemeinanästhetika (VGAs) aussetzt, wodurch es möglich ist, die Kollateraleffekte (toxisch und schützend) von VGAs zu untersuchen.

Zusammenfassung

Flüchtige Allgemeinanästhetika (VGAs) werden weltweit bei Millionen von Menschen jeden Alters und jeder Erkrankung eingesetzt. Hohe Konzentrationen von VGAs (Hunderte von mikromolaren bis niedrigen Millimolaren) sind notwendig, um eine tiefgreifende und unphysiologische Unterdrückung der Gehirnfunktion zu erreichen, die sich für den Beobachter als "Anästhesie" darstellt. Das gesamte Spektrum der Kollateraleffekte, die durch solch hohe Konzentrationen lipophiler Wirkstoffe ausgelöst werden, ist nicht bekannt, aber Wechselwirkungen mit dem immun-inflammatorischen System wurden festgestellt, obwohl ihre biologische Bedeutung nicht verstanden ist.

Um die biologischen Wirkungen von VGAs bei Tieren zu untersuchen, haben wir ein System entwickelt, das als serielles Anästhesie-Array (SAA) bezeichnet wird, um die experimentellen Vorteile der Fruchtfliege (Drosophila melanogaster) zu nutzen. Die SAA besteht aus acht Kammern, die in Reihe angeordnet und mit einem gemeinsamen Zufluss verbunden sind. Einige Teile sind im Labor erhältlich, andere können einfach hergestellt oder gekauft werden. Ein Vaporizer, der für die kalibrierte Verabreichung von VGAs notwendig ist, ist die einzige kommerziell hergestellte Komponente. VGAs machen nur einen kleinen Prozentsatz der Atmosphäre aus, die während des Betriebs durch die SAA strömt, da der Großteil (typischerweise über 95 %) Trägergas ist. Der Standard-Spediteur ist Luft. Sauerstoff und andere Gase können jedoch untersucht werden.

Der Hauptvorteil der SAA gegenüber früheren Systemen besteht darin, dass sie die gleichzeitige Exposition mehrerer Kohorten von Fliegen bei exakt titrierbaren Dosen von VGAs ermöglicht. Identische Konzentrationen von VGAs werden innerhalb von Minuten in allen Kammern erreicht, wodurch ununterscheidbare Versuchsbedingungen geschaffen werden. Jede Kammer kann von einer einzelnen Fliege bis zu Hunderten von Fliegen reichen. Zum Beispiel kann die SAA gleichzeitig acht verschiedene Genotypen oder vier Genotypen mit unterschiedlichen biologischen Variablen (z. B. männlich vs. weiblich, alt vs. jung) untersuchen. Wir haben die SAA verwendet, um die Pharmakodynamik von VGAs und ihre pharmakogenetischen Interaktionen in zwei experimentellen Fliegenmodellen zu untersuchen, die mit neuroinflammationsbedingten mitochondrialen Mutanten und Schädel-Hirn-Trauma (SHT) assoziiert sind.

Einleitung

Die Existenz von kollateralen Anästhesieeffekten (d.h. Effekte, die nicht sofort beobachtbar sind, aber verzögerte Verhaltensfolgen haben können) ist allgemein anerkannt, aber das Verständnis ihrer Mechanismen und Risikofaktoren bleibt rudimentär 1,2. Ihre verzögerte Manifestation und Subtilität begrenzen die Anzahl potenziell wichtiger Variablen, die in Säugetiermodellen innerhalb eines angemessenen Zeitrahmens und zu akzeptablen Kosten untersucht werden können. Die Fruchtfliege (Drosophila melanogaster) bietet einzigartige Vorteile im Zusammenhang mit neurodegenerativen Erkrankungen3 und für das toxikologische Screening4, die bisher nicht zur Untersuchung von anästhesierenden Kollateraleffekten eingesetzt wurden.

Wir haben das serielle Anästhesie-Array (SAA) entwickelt, um den Einsatz von Fruchtfliegen bei der Untersuchung der Pharmakodynamik und Pharmakogenetik von Anästhetika zu erleichtern. Ein wesentlicher Vorteil der SAA ist die gleichzeitige Exposition bei identischen Versuchsbedingungen mehrerer Kohorten. In Verbindung mit der experimentellen Flexibilität von Fruchtfliegen ermöglicht der hohe Durchsatz der SAA die Erforschung biologischer und umweltbezogener Variablen in einem Maßstab, der in Säugetiermodellen unmöglich ist.

Im Prinzip handelt es sich bei der SAA einfach um eine Reihe von miteinander verbundenen Anästhesiestellen (Kammern aus 50-ml-Fläschchen), durch die ein Trägergas flüchtige Wirkstoffe abgibt. Die erste Kammer des Systems enthält destilliertes Wasser, durch das das Trägergas befeuchtet wird (Fliegen reagieren empfindlich auf Austrocknung), und endet mit einem einfachen Durchflussindikator, der den Gasfluss durch das System anzeigt. Feine Netze, die an den Öffnungen der Verbindungsschläuche angebracht sind, trennen die Kammern, um die Wanderung von Fliegen zwischen den Kammern zu verhindern. Die Anzahl der Stellen "in Reihe" ist durch den Widerstand gegen den drucklosen Gasstrom (Schläuche, Netze) begrenzt.

Wir haben die Kinetik dieses SAA-Prototyps in einer früheren Publikation5 charakterisiert. Obwohl die genauen pharmakokinetischen Eigenschaften zwischen den SAAs variieren, sind die relevanten Grundlagen, die experimentell getestet wurden, wie folgt: (i) Ein anfänglicher Fluss von 1,5-2 l/min gleicht alle Kammern (Gesamtvolumen von ±550 ml) mit der gewünschten Konzentration des Anästhetikums innerhalb von 2 Minuten aus; ii) die Konzentration des in die Kammern abgegebenen Anästhesiedampfes sich zwischen der ersten und der letzten Stelle nicht nennenswert ändert, weil die Menge des Anästhetikums, die im Gasvolumen in einer einzelnen Kammer (50 ml) enthalten ist, die von einer beliebigen Anzahl von Fliegen aufgenommene Menge bei weitem übersteigt; und (iii) sobald die Kammern ausgeglichen sind, kann der Trägergasstrom reduziert werden (50-100 ml/min oder weniger), um Verschwendung und Kontamination der Umwelt zu vermeiden (flüchtige Anästhetika haben Treibhausgaseigenschaften). Der minimale Durchfluss, der zur Aufrechterhaltung einer stationären Dampfkonzentration erforderlich ist, hängt in erster Linie von der Undichtigkeit des SAA ab, da die Dampfaufnahme durch die Fliegen vernachlässigbar ist. Unter diesen Standardbedingungen (2 % Isofluran und 1,5 l/min Trägergasfluss) werden die Fliegen innerhalb von 3-4 Minuten in allen Positionen des Arrays betäubt (d. h. unbeweglich), mit unmerklichen Unterschieden zwischen den Positionen. VGAs können Minuten bis Stunden lang verabreicht werden, und unsere typischen Belichtungsparadigmen liegen im Bereich von 15 Minuten bis 2 Stunden. Um das System zu spülen, wird der Verdampfer ausgeschaltet und der Durchfluss wird aufrechterhalten, um etwa das 10-fache des Arrays auszutauschen (1,5 l/min für 5 min). Die Geschwindigkeit der Anästhesieelimination hängt von der eingestellten Flussrate ab.

Flüchtige Anästhetika interagieren mit zahlreichen noch nicht identifizierten Zielen, einschließlich des immuninflammatorischen Systems6. Der Beitrag einzelner molekularer Zielstrukturen zu primären versus kollateralen Endpunkten (der "Anästhesiezustand" vs. lang- und kurzfristige "Nebenwirkungen") ist nur unzureichend verstanden. Daher ist ein empfindliches Fliegensystem mit hohem Durchsatz wertvoll, um Experimente an höheren Tieren zu unterstützen, trotz der offensichtlichen Unterschiede zwischen Fliegen und Säugetieren7. Einige Unterschiede können in der Tat vorteilhaft sein; Zum Beispiel unterscheidet sich das Immunsystem der Fliege von dem höherer Tiere dadurch, dass ihm der adaptive Arm der Antwort fehlt8. Auch wenn dies wie eine Einschränkung für das Verständnis von Krankheiten beim Menschen erscheinen mag, bietet es eine einzigartige Gelegenheit, die Interaktion von VGAs mit der angeborenen immuninflammatorischen Antwort isoliert von der adaptiven Antwort zu untersuchen9. Dies ermöglicht es, die pharmakologischen Wirkungen von VGA auf Entzündungen und deren Modulation durch die unterschiedlichen genetischen Hintergründe einer Population zu untersuchen.

Protokoll

HINWEIS: In der Materialtabelle finden Sie Details zu allen Materialien, die im Protokoll verwendet werden.

1. Bau der SAA

  1. Stellen Sie den Rahmen her, indem Sie Holz schneiden und den Rahmen mit den Abmessungen in Abbildung 1A zusammenbauen.
  2. Konische 50-ml-Röhrchenkappen modifizieren.
    1. Bohren Sie mit einem 9/32-Zoll-Bohrer zwei Löcher in jede Kappe. Schleifen Sie die Löcher, um das zerlumpte Plastik zu reinigen. Schleifen Sie die Oberseite der Kappe, um die Oberfläche aufzurauen (dies hilft bei der Haftung des Klebstoffs).
    2. Schneiden Sie serologische 5-ml-Pipetten auf die richtige Größe zu (3 Zoll für den Zufluss und 1,5 Zoll für den Ausfluss), indem Sie den Kunststoff einritzen und ihn dann an der geritzten Linie sauber brechen. Schleifen Sie die Enden der geschnittenen/zerbrochenen Pipetten.
    3. Kleben Sie das Netz auf die Schläuche (lassen Sie den Klebstoff richtig trocknen). Schneiden Sie das Netz nach dem Trocknen des Klebers auf die Größe des Schlauches zu.
    4. Führen Sie die Röhrchen in die Löcher der konischen Kappen ein, wobei beide Röhrchen (3/4 Zoll) über die Kappe hinausragen. Stellen Sie sicher, dass das Zulaufrohr länger in das Rohr hineinragt als der Abfluss (Abbildung 1B).
    5. Tragen Sie Kleber auf die Oberseite der Kappen um die Tuben auf, um die Teile zusammenzuhalten (lassen Sie dem Klebstoff eine angemessene Trocknungszeit zu, bevor Sie fortfahren).
  3. Befestigen Sie die Kappen am Rahmen und verlegen Sie den Schlauch (Abbildung 1C).
    1. Befestigen Sie selbstklebende Kabelzurrgurte am Rahmen (3,25 Zoll voneinander entfernt, Mitte zu Mitte).
    2. Befestigen Sie die Kappen mit Kabelbindern am Rahmen. Schneiden Sie die Enden des Kabelbinder-Tags kurz ab.
    3. Schneiden Sie die Längen (9 Zoll) der Tygon-Schläuche ab und verbinden Sie sie mit den Ein- und Auslaufschläuchen an jeder modifizierten Kappe (Abbildung 1D). Beginnen Sie am stromaufwärts gelegenen Ende und befestigen Sie dann den Schlauch vom Auslauf an den Zulauf der nächsten Position.
    4. Fügen Sie einen Durchflussindikator zum stromabwärts gelegenen "Zufluss" hinzu (Position 10, Abbildung 1E).
    5. Setzen Sie ein konisches 50-ml-Röhrchen auf die erste Position und füllen Sie es bis knapp unter das Einströmröhrchen mit Wasser (Abbildung 1F).
  4. Bereite die Schnittstelle für den Vaporizer vor. Entfernen Sie die Kolben, schneiden Sie Kerben aus zwei 10-ml-Dosierspritzen (1/2 Zoll tief x 1/4 Zoll breit, Abbildung 1G) und führen Sie sie in den Ein- und Auslass des Verdampfers ein, wobei die Kerben direkt zur Vorderseite des Verdampfers zeigen, um sie mit den Löchern auszurichten (Abbildung 1H). Optional: Kleben Sie die modifizierten Spritzen fest. Wenn es erschwinglich ist, verwenden Sie einen handelsüblichen Verteiler (siehe Materialtabelle für eine Option).
  5. Schließen Sie das gesamte System an. Verwenden Sie Tygon-Schläuche, um die Komponenten in der folgenden Reihenfolge miteinander zu verbinden: Trägergastank mit Regler > gasspezifischer Durchflussmesser > Verdampfer > SAA (Abbildung 1C).
  6. Füllen Sie leere Stellen auf dem Array mit leeren konischen 50-ml-Röhrchen. Schalten Sie den Gastank ein, öffnen Sie den Durchflussmesser auf ~2 l/min und schalten Sie den Verdampfer auf 0% ein. Bestätigen Sie den Gasfluss durch das System, indem Sie den Durchflussmesser stromaufwärts des Verdampfers und den Durchflussanzeiger stromabwärts der letzten Kammer des SAA auf Durchfluss überprüfen. Alternativ können Sie das nachgeschaltete Schlauchende in Wasser einführen und nach Blasen suchen.
    Anmerkungen: Da das System nicht unter Druck steht, stoppt eine Wassersäule von mehr als ein paar Zentimetern den Durchfluss. Wenn es am stromabwärts gelegenen Ende des Arrays keinen Durchfluss gibt, überprüfen Sie Folgendes: Der Verdampfer muss eingeschaltet sein, um den Durchfluss zu ermöglichen; Prüfen Sie, ob der Tankregler und die Durchflussmesser den Durchfluss zulassen. Überprüfen Sie die Array-Positionen, um sicherzustellen, dass die Rohre fest angeschraubt sind. und prüfen Sie, ob der Klebstoff an den modifizierten Kappen undicht ist.

figure-protocol-1
Abbildung 1: Aufbau der SAA. (A) Schematische Darstellung des Holzrahmens, der die SAA trägt. (B) Schematisierter Querschnitt einer modifizierten Kappe mit Zu- und Abflussröhrchen aus serologischen 5-ml-Pipetten mit Messungen. (C) Zusammengesetzte SAA (reproduziert aus Olufs et al.5) (D) Details einer modifizierten konischen 50-ml-Kappe, die Ein- und Ausflussröhrchen zeigt. (E) Abfluss stromabwärts (Position 10) mit dem Durchflussanzeiger. (F) Vorgeschaltetes (Position 1) wassergefülltes Rohr zur Befeuchtung des Trägergases. Der rote Pfeil zeigt den Wasserstand an. (G) Modifizierte 10-ml-Dosierspritze für den behelfsmäßigen Verteiler. Der rote Kreis hebt die ausgeschnittene Kerbe hervor, die sich zwischen den 8-ml- und 10-ml-Markierungen (oder 1/2 Zoll x 1/4 Zoll) befindet. (H) Rückansicht des Tec7 Vaporizers, die das Einsetzen und die Ausrichtung der modifizierten Spritzen zeigt. In dieser Ansicht ist nur eine Spritze vorhanden, die links das Loch (roter Pfeil) zeigt, das mit der Kerbe der modifizierten Spritze ausgerichtet werden muss. Hinweis: Eine Fehlausrichtung dieser Aussparung und der Ausflussöffnung führt zu einer Unterbrechung der Anästhesieverabreichung. Dieses Teil ist eine potentielle Schwachstelle in diesem maßgeschneiderten System. Wenn Mittel zur Verfügung stehen, sollte ein kommerzieller Verteiler verwendet werden. Abkürzung: SAA = serielles Anästhesie-Array. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

2. Vor der Anästhesieexposition

  1. Vierundzwanzig Stunden oder mehr vor der Anästhesieexposition sortieren Sie die Fliegenkohorten nach Bedarf für das Experiment mit der bevorzugten Methode (z. B. CO2 oder Äther).

3. Funktionsweise der SAA

  1. Fliegen aus Lebensmittelfläschchen in leere konische 50-ml-Röhrchen (ohne CO2) überführen.
    1. Zählen und notieren Sie alle toten Fliegen, bevor Sie sie aussetzen.
  2. Öffnen Sie die Kappe und schrauben Sie 50 mL konische Röhrchen mit Fliegen auf den SAA.
  3. Schalten Sie das Trägergas ein und stellen Sie die gewünschte Durchflussmenge ein.
    Anmerkungen: Wir verwenden normalerweise 1-2 l/min.
  4. Stellen Sie den Anästhesieverdampfer auf die gewünschte Konzentration ein.
    HINWEIS: Wir verwenden in der Regel 2 % für Isofluran und 3,5 % für Sevofluran, was bei Säugetieren äquipotente Dosen sind10.
  5. Setzen Sie die Fliegen für die gewünschte Dauer aus (min: 15 min).
    HINWEIS: Eine minimale Belichtungszeit von 15 Minuten wird empfohlen, um mögliche Schwankungen in der Äquilibrierung zwischen den Positionen der SAA zu vermeiden. In diesem System dauert es 2-3 Minuten, bis sich die Anästhetika über alle Positionen hinweg ausgeglichen haben.
  6. Spülen Sie das System am Ende der Exposition 5 Minuten lang mit einem Frischgasstrom (Verdampfer auf 0 % eingestellt) mit 1,5 l/min, was etwa dem 10-fachen des gesamten SAA-Volumens entspricht.

4. Checkliste vor Beginn eines Experiments

  1. Öffnen Sie den Hochdruckregler (oben auf dem Lufttank) vollständig und schließen Sie ihn dann eine halbe Umdrehung, um den Trägergasfluss sicherzustellen.
  2. Folgen Sie den Schläuchen für jede Leitung zu den i) Durchflussmessern und ii) dem Verdampfer (stellen Sie sicher, dass der Zu- und Abfluss richtig angeschlossen ist) und iii) überprüfen Sie den Anästhesiespiegel in den Verdampfern.
  3. Überprüfen Sie nach dem Beladen der Kammern mit Probanden, ob die Luft/das Gas mit dem Blasentest oder dem Durchflussanzeiger strömt.
    Anmerkungen: Einige Vaporizer lassen keinen Luftstrom zu, wenn sich der Drehknopf in der Aus-Position befindet.
  4. Wenn Gas fließt, vergewissern Sie sich, dass sowohl der Durchflussmesser als auch die Durchflussanzeige stromabwärts den Durchfluss anzeigen.
  5. Lassen Sie am Ende des Experiments 4-5 Minuten Luftstrom einwirken, um das Anästhetikum auszuwaschen.

Ergebnisse

Einen SAA-Videolink finden Sie hier: Perouansky Research Methods - Abteilung für Anästhesiologie - UW-Madison (wisc.edu) (https://anesthesia.wisc.edu/research/researchers/perouansky-laboratory/perouansky-research-methods/) Unser Labor hat die SAA verwendet, um (i) den Einfluss des Genotyps auf die Verhaltensempfindlichkeit gegenüber Anästhetika zu untersuchen5; (ii) Screening mitochondrialer Mutanten auf die Kollateraleffekte von Anästhetika11; und (iii) die Pharmakodynamik von Isofluran und Sevofluran auf die Ergebnisse bei Schädel-Hirn-Trauma (SHT) zu untersuchen12,13,14,15,16,17. Die veröffentlichten Ergebnisse zeigen deutlich, dass der genetische Hintergrund die Pharmakodynamik klinisch eingesetzter VGAs sowohl in Bezug auf den konventionellen Phänotyp der Anästhesie als auch auf die Kollateraleffekte der Anästhesietoxizität sowie den Gewebeschutz beeinflusst 5,11,13,14,15.

Repräsentatives Beispiel 1 (Abbildung 2): Genetische Drift in der Resilienz gegenüber Isofluran-Toxizität, nachgewiesen durch zuverlässig reproduzierbare Versuchsbedingungen
Die Entdeckung einer graduellen quantitativen Veränderung der VGA-induzierten Mortalität bei separat kultivierten ND2360114-Fliegen ist ein Beispiel für die Nützlichkeit zuverlässiger Vergleiche der Anästhesiepharmakodynamik zwischen Versuchsgruppen, die die SAA verwenden. ND23 ist ein Gen, das für eine Untereinheit im Kern des Komplexes I des mETC kodiert (analog zu Ndufs8 bei Säugetieren)18. Mutationen in dieser Untereinheit sind eine Ursache für das Leigh-Syndrom, eine tödliche mitochondriale Erkrankung. Wir beobachteten eine allmähliche Abschwächung des Isofluran-induzierten Mortalitätsphänotyps im Laufe der Zeit in verschiedenen homozygoten ND2360114-Beständen , die gleichzeitig unter Standard-Laborbedingungen (d.h. ohne Exposition gegenüber VGAs) kultiviert wurden. Diese evolutionäre Anpassung an die Isofluran-Toxizität erfolgte ohne jegliche Exposition gegenüber VGAs und ist wahrscheinlich ein Kollateraleffekt des "Survival of the fittest" innerhalb der mutierten Bestände. Diese allmähliche Änderung der Isofluran-Sensitivität wäre unerkannt geblieben, wenn wir nicht darauf vertrauen hätten, dass die experimentellen Bedingungen über die Assays hinweg und im Laufe der Zeit identisch waren. Wir schlussfolgern, dass die Selektion Modifikatoren der Effekte von ND2360114 begünstigt, mit einer zufällig erhöhten Widerstandsfähigkeit gegenüber Isofluran-Toxizität. Da Entzündungen im Zentralnervensystem eine wichtige Rolle in der Pathogenese des Leigh-Syndroms spielen, könnte die beobachtete Resistenzentwicklung auf adaptive Veränderungen in der angeborenen Immunentzündungsreaktion zurückzuführen sein, wobei die Resistenz gegen Isofluran-Toxizität ein zufälliges Nebenprodukt ist.

figure-results-1
Abbildung 2: Variation der durch Isofluran-Toxizität induzierten Mortalität als Folge des evolutionären Drucks in ND2360114-Fliegen. Sieben Linien (A-G), die aus einer einzigen Population durch Einzelpaarpaarungen isoliert, erweitert und auf 24-Stunden-Mortalität (PM24) nach einer 2-stündigen Exposition mit 2% Isofluran (im Alter von 10-13 Tagen) getestet wurden, zeigen eine Variabilität im Phänotyp, die sich aus einer einzigen Population ergibt. Die Daten werden als Box- und Whisker-Diagramme angezeigt. Die Kästchen stellen das zweite und dritte Quartil der Daten dar, wobei sich die Whisker bis zu den minimalen und maximalen Datenpunkten erstrecken. Der Mittelwert und der Median werden durch "+" bzw. horizontale Linien angezeigt. Die prozentualen Sterblichkeiten der einzelnen Replikate (N) werden als Kreise dargestellt. N = 3-4 Fläschchen mit 20-50 Fliegen/Durchstechflasche. p-Wert für eine gewöhnliche einfaktorielle ANOVA; p = 0,012 weist auf einen signifikanten Unterschied zwischen den Mittelwerten hin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Repräsentatives Beispiel 2 (Abbildung 3): Illustration einer Hochdurchsatzanwendung der SAA zur Aufdeckung genetischer Hintergrundeffekte auf die Isofluran-Pharmakodynamik
Als Beispiel für den hohen Durchsatz des Systems veranschaulicht Abbildung 3 die Auswirkungen einer identischen Exposition gegenüber Isofluran (15 Minuten 2%iges Isofluran) vor einem Schädel-Hirn-Trauma (SHT)16, einem Protokoll zur Prüfung der Anästhesie-Vorkonditionierung (AP) in diesem fliegenden Modell13,15,19. Das Ergebnis ist die Mortalität 24 Stunden nach SHT, korrigiert um natürliche Fluktuation (MI24). In diesem Modell gewannen alle Fliegen innerhalb von 30 Minuten nach dem SHT ihre Mobilität zurück (d. h. sie waren am Leben), und die im MI24 aufgezeichnete Mortalität war eine Folge einer sekundären Hirnverletzung (sBI). In den vier Fliegenlinien reduzierte AP mit Isofluran den MI24 in unterschiedlichem Ausmaß, was darauf hindeutet, dass die Reaktionsfähigkeit auf AP ein quantitatives Merkmal ist. Da die Entzündungsreaktion ein wichtiger Faktor für die Morbidität von sBI ist, kann AP eine Modulation des Immunsystems beinhalten20.

figure-results-2
Abbildung 3: Einfluss des genetischen Hintergrunds auf die Unterdrückung der Mortalität (MI24) durch Präkonditionierung mit Isofluran. Die Vorkonditionierung von Fliegen mit 15 min 2%igem Isofluran (violett) reduzierte den Mortalitätsindex nach 24 h (MI24) in den Stämmen w 1118 und y1w1118 (p < 0,0001 bzw. p = 0,036). Der MI 24 war in den vorkonditionierten Linien Oregon R (OR) und Canton S (CS) nicht signifikant niedriger (p = 0,16 bzw. p = 0,27). Die Daten werden als Box- und Whisker-Diagramme angezeigt. Die Kästchen stellen das zweite und dritte Quartil der Daten dar, wobei sich die Whisker bis zu den minimalen und maximalen Datenpunkten erstrecken. Der Mittelwert und der Median werden durch "+" bzw. horizontale Linien angezeigt. Die MI24-Werte der einzelnen Replikate (N) werden als Kreise dargestellt. N = 15-33 Durchstechflaschen mit 30-40 Fliegen/Durchstechflasche für SHT-behandelte Fliegen. N = 2-15 Durchstechflaschen mit 30-40 Fliegen/Durchstechflasche für unbehandelte Kontrollen. p-Werte aus einem ungepaarten zweiseitigen Student-t-Test. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Diskussion

Zu den kritischen Schritten bei der Konstruktion des SAA gehört die Gewährleistung einer dichten Passform, um ein Austreten des Anästhesiegemisches zu vermeiden. Der SAA muss in einem Abzug untergebracht werden, um eine Kontamination des Laborraums zu vermeiden. Alle Elemente von den Trägergasflaschen bis zum Durchflussanzeiger nach dem SAA sollten wie in der Checkliste beschrieben überprüft werden.

Andere Verfahren zur Verabreichung von VGAs an Fliegen sind kompliziert zu bedienen (das Inebriometer)21, haben einen geringen Durchsatz 22, erlauben nicht die gleichzeitige Exposition mehrerer Populationen23, erlauben keine präzise Kontrolle der Anästhesiekonzentration 21 oder haben einen Messwert, der schwer in klinisch akzeptierte Begriffe zu übersetzenist 24.

Die aktuelle Version des SAA stützt sich auf einen kommerziellen Verdampfer, und daher sind toxikologische Studien auf flüchtige Anästhetika beschränkt. Bei Verwendung mit anderen flüchtigen Substanzen kann ein Vaporizer nach der Kalibrierung des Ausgangs "off label" verwendet werden. Alternativ könnte ein anderes Verfahren zum Verdampfen der flüchtigen Substanzen angewandt werden, das spezielle Messungen zur Titration der Wirkstoffkonzentrationen erfordern würde, wie zuvor beschrieben25.

Abgesehen von den Durchflussanzeigen gibt es keine Alarme (d.h. wenn die Tanks leer sind, wird der Durchfluss durch den SAA unterbrochen). Abhängig von der Intensität der Nutzung muss der SAA möglicherweise gereinigt, festgezogen und möglicherweise der Tygon-Schlauch ausgetauscht werden. Wir haben unsere originale SAA in 7 Jahren zweimal "gewartet".

Diese Methode zur Betäubung von Fruchtfliegen ermöglicht es, den genetischen Werkzeugkasten, der den Drosophila-Forschern zur Verfügung steht, in einem Hochdurchsatzsystem zu nutzen. Mehrere Kohorten von Fliegen unterschiedlicher Populationen (z.B. Genotyp, Alter, Geschlecht) können gleichzeitig identischen Anästhetikakonzentrationen und der gewünschten Kombination von Trägergas (Luft,O2,N2O, Edelgase) ausgesetzt werden, die für die jeweilige Fragestellung geeignet ist.

Wir zeigen hier, dass die SAA nützlich war, um unerwartete Veränderungen in der Widerstandsfähigkeit gegenüber Isofluran-Toxizität in der ND2360114 Fliegenschnur aufzudecken, und dass sich Standard-Laborfliegenschnüre in ihrer Reaktionsfähigkeit auf AP unterscheiden. Die Identifizierung dieser Ergebnisse war aufgrund der strengen Kontrolle der Versuchsbedingungen und des hohen Durchsatzes der SAA möglich.

Die SAA kann angepasst werden, um die Auswirkungen anderer flüchtiger organischer Verbindungen (VOCs) auf Insekten (z. B. Honigbienen) zu untersuchen. Für VOCs mit Dampfdrücken, die denen von flüchtigen Anästhetika nahe kommen (Isofluran: 240 mmHg bei 20 °C), könnten konventionelle Verdampfer verwendet werden, aber der Ausgang müsste kalibriert werden. Der kommerzielle Verdampfer für Desfluran ist beheizt und bietet möglicherweise zusätzliche Flexibilität.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Wir danken Mark G. Perkins, Pearce Laboratory, Department of Anesthesiology, University of Wisconsin-Madison, für den Bau des SAA-Prototyps. Die Arbeit wird vom National Institute of General Medical Sciences (NIGMS) mit R01GM134107 und vom F&E-Fonds der Abteilung für Anästhesiologie der University of Wisconsin-Madison unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Serial Anesthesia Array:  5 mL
Serologische PipettenFisher Scientific13-676-10CPolystyrol, 5 mL serologische Pipette
50 mL Konische RöhrchenFisher Scientific1495949APolypropylen, 50 mL
Kabelbinder MontagepadGrainger6EEE61,25 Zoll L x 1 Zoll B x 0,28 Zoll H
DosierspritzeGrainger5FVE010 mL mit Luer-Lock-Verbindung
Gewebe-Mesh-Netz1 mm Maschenweite
DurchflussanzeigerGrainger8RH525/16 bis 1/2 Zoll Anschlussgröße, Schaufelrad-Stil
Tygon TubingTygonE-3603ID: 5/16, OD: 7/16, Wand: 1/16
Holzrahmen10 Fuß von 2 Zoll x 3/4 Zoll
Kabelbinder>5 Zoll
Vaporizer Interface (preisgünstige Alternative zum Verteiler):
DosierspritzeGrainger5FVE010 mL mit Luer-Lock-Anschluss
Kommerzieller Verteiler und Vaporizer:
1/4 Zoll Gleicher Widerhaken Y-AnschlussSomni ScientificBF-9000
1/8 Zoll NPT auf 1/4 Zoll Widerhaken Winkel (Kunststoff)Somni ScientificBF-9004
AIR 0-4 LPM Durchflussmesser mit schwarzem KnopfSomni ScientificFP-4002
Durchflussmesser HilfshalterungSomni ScientificNonInvPart
Medical Air, 1/8 Zoll NPT Stecker x DISS SteckerSomni ScientificGF-11012
TT-2 Tisch-Anästhesiesystem, eingebautes Doppelumlenkventilsystem. Inklusive 6' farbcodiertem Schlauch X2. (Verdampfer nicht im Lieferumfang enthalten)Somni ScientificTT-17000
Tec 7 Isofluran-VerdampferGE Datex-Ohmeda1175-9101-000Wirkstoffspezifischer Verdampfer (Isofluran)
Tec 7 Sevofluran-VerdampferGE Datex-Ohmeda1175-9301-000Wirkstoffspezifischer Verdampfer (Sevofluran)

Referenzen

  1. Jevtovic-Todorovic, V., et al. Early exposure to common anesthetic agents causes widespread neurodegeneration in the developing rat brain and persistent learning deficits. The Journal of Neuroscience. 23 (3), 876-882 (2003).
  2. Vutskits, L., Xie, Z. Lasting impact of general anaesthesia on the brain: Mechanisms and relevance. Nature Reviews Neuroscience. 17 (11), 705-717 (2016).
  3. McGurk, L., Berson, A., Bonini, N. M. Drosophila as an in vivo model for human neurodegenerative disease. Genetics. 201 (2), 377-402 (2015).
  4. Rand, M. D. Drosophotoxicology: The growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicology and Teratology. 32 (1), 74-83 (2010).
  5. Olufs, Z. P. G., Loewen, C. A., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Genetic variability affects absolute and relative potencies and kinetics of the anesthetics isoflurane and sevoflurane in Drosophila melanogaster. Scientific Reports. 8, 2348(2018).
  6. Stollings, L. M., et al. Immune modulation by volatile anesthetics. Anesthesiology. 125 (2), 399-411 (2016).
  7. Yamaguchi, M., Yoshida, H. Drosophila as a model organism. In Drosophila Models for Human Diseases., edited by. , Springer. Singapore. 1-10 (2018).
  8. Hoffmann, J. A. The immune response of Drosophila. Nature. 426 (6962), 33-38 (2003).
  9. Buchon, N., Silverman, N., Cherry, S. Immunity in Drosophila melanogaster-From microbial recognition to whole-organism physiology. Nature Reviews Immunology. 14 (12), 796-810 (2014).
  10. Shaughnessy, M. R., Hofmeister, E. H. A systematic review of sevoflurane and isoflurane minimum alveolar concentration in domestic cats. Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 41 (1), 1-13 (2014).
  11. Olufs, Z. P. G., Ganetzky, B., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Mitochondrial complex I mutations predispose Drosophila to isoflurane neurotoxicity. Anesthesiology. 133 (4), 839-851 (2020).
  12. Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
  13. Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Lasarev, M. R., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Ageing and genetic background influence anaesthetic effects in a D. melanogaster model of blunt trauma with brain injury. British Journal of Anaesthesia. 125 (1), 77-86 (2020).
  14. Scharenbrock, A. R., Schiffman, H. J., Olufs, Z. P. G., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Interactions among genetic background, anesthetic agent, and oxygen concentration shape blunt traumatic brain injury outcomes in Drosophila melanogaster. International Journal of Molecular Sciences. 21 (18), 6926(2020).
  15. Fischer, J. A., Olufs, Z. P. G., Katzenberger, R. J., Wassarman, D. A., Perouansky, M. Anesthetics influence mortality in a Drosophila model of blunt trauma with traumatic brain injury. Anesthesia & Analgesia. 126 (6), 1979-1986 (2018).
  16. Katzenberger, R. J., et al. A Drosophila model of closed head traumatic brain injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (44), E4152-E4159 (2013).
  17. Katzenberger, R. J., et al. A method to inflict closed head traumatic brain injury in Drosophila. Journal of Visualized Experiments. (100), e52905(2015).
  18. Loewen, C. A., Ganetzky, B. Mito-nuclear interactions affecting lifespan and neurodegeneration in a Drosophila model of Leigh syndrome. Genetics. 208 (4), 1535-1552 (2018).
  19. Johnson-Schlitz, D., et al. Anesthetic preconditioning of traumatic brain injury is ineffective in a Drosophila model of obesity. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 381 (3), 229-235 (2022).
  20. Li, H., et al. Isoflurane postconditioning reduces ischemia-induced nuclear factor-kappaB activation and interleukin 1beta production to provide neuroprotection in rats and mice. Neurobiology of Disease. 54, 216-224 (2013).
  21. Leibovitch, B. A., Campbell, D. B., Krishnan, K. S., Nash, H. A. Mutations that affect ion channels change the sensitivity of Drosophila melanogaster to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 10 (1), 1-13 (1995).
  22. Tinklenberg, J. A., Segal, I. S., Guo, T. Z., Maze, M. Analysis of anesthetic action on the potassium channels of the Shaker mutant of Drosophila. Annals of the New York Academy of Sciences. 625, 532-539 (1991).
  23. Gamo, S., Ogaki, M., Nakashima-Tanaka, E. Strain differences in minimum anesthetic concentrations in Drosophila melanogaster. Anesthesiology. 54 (4), 289-293 (1981).
  24. Campbell, J. L., Nash, H. A. The visually-induced jump response of Drosophila melanogaster is sensitive to volatile anesthetics. Journal of Neurogenetics. 12 (4), 241-251 (1998).
  25. Perouansky, M., Hentschke, H., Perkins, M., Pearce, R. A. Amnesic concentrations of the nonimmobilizer 1,2-dichlorohexafluorocyclobutane (F6, 2N) and isoflurane alter hippocampal theta oscillations in vivo. Anesthesiology. 106 (6), 1168-1176 (2007).

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Flüchtige AllgemeinanästhetikaHigh-Throughput-ScreeningPharmakogenetikSchädel-Hirn-TraumaNeuroinflammationVerdampfersystemTrägergasVerhaltensstudien
Das serielle Anästhesie-Array für die Hochdurchsatzuntersuchung flüchtiger Wirkstoffe mit Drosophila melanogaster
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.