Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell

6K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31. März 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Es wird ein zuverlässiger und reproduzierbarer Ansatz für das Einführen und Halten eines getunnelten Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang bei Schweinen beschrieben. Das Legen eines zentralen Venenkatheters ermöglicht eine bequeme tägliche Entnahme von Vollblut von wachen Tieren und die intravenöse Verabreichung von Medikamenten und Flüssigkeiten.

Zusammenfassung

Zentralvenenkatheter (ZVK) sind in der Großtierforschung von unschätzbarem Wert, da sie eine Vielzahl von medizinischen Anwendungen ermöglichen, darunter die Blutüberwachung und die zuverlässige intravenöse Verabreichung von Flüssigkeit und Medikamenten. Insbesondere der getunnelte mehrlumige Hickman-Katheter (HC) wird aufgrund seiner geringeren Befreiungs- und Komplikationsraten häufig in Schweinemodellen verwendet. Trotz geringerer Komplikationen im Vergleich zu anderen ZVKs stellt die HC-bedingte Morbidität eine große Herausforderung dar, da sie laufende Studien erheblich verzögern oder anderweitig negativ beeinflussen kann. Das richtige Einsetzen und Warten von HCs ist von größter Bedeutung, um diese Komplikationen zu vermeiden, aber es gibt keinen Konsens über Best Practices. Der Zweck dieses Protokolls ist es, einen Ansatz für die Insertion und Aufrechterhaltung eines getunnelten HC in Schweinen umfassend zu beschreiben, der HC-bedingte Komplikationen und Morbidität mildert. Die Anwendung dieser Techniken bei >100 Schweinen hat zu komplikationsfreien Patentlinien von bis zu 8 Monaten und zu keiner katheterbedingten Mortalität oder Infektion der ventralen Operationsstelle geführt. Dieses Protokoll bietet eine Methode zur Optimierung der Lebensdauer des HC und eine Anleitung zur Herangehensweise an Probleme während des Gebrauchs.

Einleitung

Die unverzichtbare Rolle zentraler Venenkatheter (ZVK) in der Patientenversorgung ist auf ihre Bequemlichkeit, ihr günstiges Sicherheitsprofil und ihre Vielseitigkeit zurückzuführen1. Zu den Funktionen eines ZVK gehören ein zuverlässiger Zugang für die totale parenterale Ernährung, die hämatopoetische Stammzelltransplantation, die Plasmapherese/Apherese und die effiziente Verabreichung von Flüssigkeiten, Blut oder Co-Medikamenten2. In der Veterinärmedizin minimieren ZVKs auch die Beschwerden der Tiere durch die schnelle Verdünnung von Reizstoffen und die Blutentnahme ohne wiederholte Venenpunktion3. Trotz ihrer breiten Anwendung stellt der Einsatz von ZVK in der Großtierforschung noch einige erhebliche Herausforderungen dar4.

Die perkutane ZVK-Platzierung über einen Führungsdraht oder einen Einführkatheter kann für nicht-veterinärmedizinische Forscher schwierig sein, insbesondere bei Tieren mit tiefen Venenstrukturen5. Eine unsachgemäße ZVK-Installationstechnik kann zu einer unbeabsichtigten Platzierung in nahe gelegenen Strukturen führen, was eine ultraschallgesteuerte Platzierung oder eine Röntgenaufnahme der Positionierung nach dem Eingriff erforderlichmacht 6. Im Vergleich zu menschlichen Operationssälen ist Ultraschall in vielen großen Tierversuchslaboren jedoch nicht ohne weiteres verfügbar. Darüber hinaus kann die langfristige Verwendung von Dauerkathetern zu einem Abknicken der Leitung, Punktion, Infektion oder Befreiung durch Tiere führen, was zu einer Unterbrechung der rechtzeitigen Behandlung, der klinischen Überwachung und der Forschungsergebnisse führen kann 4,7. Der Austausch des ZVK erfordert zusätzliche Ressourcen, einschließlich Materialbeschaffung, Operationsplanung, Fastenzeit und Röntgenzugang. ZVK-bedingte Komplikationen können daher erhebliche technische und finanzielle Hindernisse oder eine Unterbrechung der produktiven translationalen Forschung, insbesondere bei Schweinen, darstellen. Kontamination durch Futter oder Kot, Kratzen an Käfigwänden und Treten an Reizstellen können einen ZVK beeinträchtigen, und das Risiko von ZVK-bedingten Komplikationen wird durch langfristige Anwendung verstärkt. Daher erfordert die sichere und unkomplizierte Aufrechterhaltung eines ZVK bei Schweinen eine sorgfältige Abwägung der ZVK-Auswahl, der Platzierung, der Sicherung, des Schutzes, der Hygiene und der Überwachung.

Der in diesem Protokoll verwendete Hickman-Katheter (HC) ist ein getunnelter ZVK mit einer Polyestermanschette und ein bis drei Lumen, der üblicherweise für den langfristigen intravenösen Zugang bei Menschen und Tieren verwendet wird 1,4,8,9. Der getunnelte Katheteransatz ist mit geringeren Komplikationsraten und Wartungskosten im Vergleich zu nicht getunnelten Varianten verbunden10,11,12. Die Manschette reduziert die HC-Befreiung, indem sie in das subkutane Gewebe einarbeitet, das die Hautaustrittsstelle umgibt. Das mehrlumige Design ermöglicht auch die Trennung von Medikamentenverabreichung und Blutentnahmen, wodurch die Kontamination und Ungenauigkeit von Blutproben minimiert wird. Trotzdem ist die Anwendung von HC nicht ohne Herausforderungen, von denen die häufigsten Frakturen, Migrationen, Okklusionen und Infektionen sind13,14,15,16. Die ordnungsgemäße Installation und Wartung eines HC sind daher unverzichtbare Fähigkeiten beim Einsatz in der translationalen Forschung. Die derzeitige Literatur bietet jedoch nur wenige Hinweise auf bewährte Verfahren für die Verwendung von HC bei Schweinen während Langzeitversuchen 5,6,17.

Das Ziel dieser Studie ist es, einen optimierten Ansatz für die HC-Insertion in die innere Halsvene (IJV), die Hautsicherung und einen dauerhaften Schutz zu skizzieren, der langfristige katheterbedingte Komplikationen und Beschwerden bei Schweinen minimiert. Eine Erörterung der wichtigen Überlegungen für den Einsatz von HC, potenzieller Herausforderungen, die auftreten können, und Modifikationen, die die Qualität dieses Ansatzes verbessern können, ist enthalten.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Tierbehandlungen wurden in Übereinstimmung mit einem Tierprotokoll durchgeführt, das vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Johns Hopkins University genehmigt wurde. Zu den Stämmen männlicher und weiblicher Schweine, die einer HC-Platzierung unterzogen werden, gehören Miniaturschweine aus der Schweinekolonie des Massachusetts General Hospital (MGH), Yucatan-Schweine und Yorkshire-gekreuzte Schweine von einem landwirtschaftlichen Anbieter (20-40 kg). Die Schweine waren zwischen 3 und 10 Monate alt, als der HC platziert wurde. Der HC kann jederzeit relativ zum Versuchsablauf des Tieres platziert werden. Es wird jedoch empfohlen, es vorher zu platzieren, um die Erfassung der Ausgangsblutwerte zu ermöglichen. Es wird auch empfohlen, dem Schwein mindestens eine Woche Eingewöhnungszeit zu geben, bevor es einer experimentellen Manipulation unterzogen wird.

1. Präoperative Planung

  1. Lassen Sie vor der Operation eine gründliche klinische Untersuchung aller Tiere von einem Tierarzt durchführen.
  2. Fasten Sie die Tiere (keine feste Nahrung) mindestens 12 Stunden vor dem Eingriff. Stellen Sie jederzeit Wasser ad libitum zur Verfügung. Wiegen Sie die Tiere für die kontrollierte Verabreichung des Medikaments.
  3. Am Tag der Operation werden die Tiere mit Ketamin (20-30 mg/kg) und Xylazin (2-3 mg/kg intramuskulär [IM]) in einer einzigen Spritze gemischt sediert. Bei Bedarf Beruhigungsmittel (Ketamin und Xylazin) langsam intravenös verabreichen [IV]. Verwenden Sie eine sterile Augensalbe auf den Augen, um ein Austrocknen während der Narkose zu verhindern.
  4. Legen Sie einen intravenösen Katheter in eine marginale Ohrvene und verabreichen Sie während des gesamten Eingriffs Erhaltungsflüssigkeit mit 5-10 ml/(kg∙h) 0,9%iger Kochsalzlösung oder Klingellösung (LRS).
  5. Wenn sich das Tier in Rückenlage befindet, legen Sie einen Endotrachealtubus in geeigneter Größe an, schließen Sie ihn an das Anästhesiegerät an und legen Sie die Handbeatmung an (mit Isofluran bei 0,5-3% mit 1-2 L O2/min).
  6. Präventive Analgesie (0,02 mg/kg Buprenorphin IV) verabreichen; Verabreichen Sie bei Bedarf zusätzliche Dosen von Buprenorphin intraoperativ. Prophylaktische Antibiotika (20-22 mg/kg Cefazolin i.v.) 10 min vor Beginn der Operation und nochmals alle 90 min intraoperativ verabreichen. Protonix (0,5-1,0 mg/kg i.v.) und Maropitantcitrat (1 mg/kg i.v.) einmal vor Beginn der Operation verabreichen.
  7. Rasieren Sie den ventralen und dorsalen Hals, der als Stelle für die Platzierung des zentralen Venenkatheters dient. Führen Sie eine vorläufige Vorbereitung des Operationsgebiets mit einem Chlorhexidin-Peeling durch.
  8. Vergewissern Sie sich, dass sich das Schwein in einer geeigneten Ebene der chirurgischen Anästhesie befindet. Beurteilen Sie die Narkosetiefe, indem Sie den Lid- und Kiefertonus testen. Erhöhen Sie ggf. das Inhalationsanästhetikum oder verabreichen Sie zusätzliche Beruhigungsmittel (wie z.B. Ketamin) IV langsam zur Wirkung.
  9. Legen Sie das Schwein auf den Operationstisch.

2. Intraoperative Überwachung

  1. Überwachen Sie während der Erhaltungsanästhesie kontinuierlich die Herzfrequenz und die Elektrokardiographie, den nichtinvasiven Blutdruck, die Pulsoximetrie, die Kapnographie und die Speiseröhren- oder Rektaltemperatur, die mindestens alle 15 Minuten aufgezeichnet wird.
    1. Überwachen Sie den Blutdruck nichtinvasiv über eine Blutdruckmanschette an einer Extremität oder am Schwanz.
    2. Verwenden Sie ein Beatmungsgerät, um die Atmung und die Verabreichung von Inhalationsanästhesie genauer zu regulieren. Stellen Sie bei Beatmungsparametern sicher, dass das Tidalvolumen im Bereich von 5-10 ml/kg liegt. Passen Sie die Atemfrequenz während des gesamten Eingriffs an die Narkosetiefe des Tieres an. Stellen Sie die maximale Druckgrenze auf 20 mmHg ein.
  2. Verwenden Sie während der gesamten Operation eine temperaturgeregelte Warmluftdecke oder -unterlage, um eine Unterkühlung zu vermeiden.

3. Chirurgische Vorbereitung

  1. Bestimmen Sie mindestens zwei Personen, die steril sind (Chirurg und Assistent), und mindestens zwei Personen, die nicht steril sind (Zirkulator und Anästhesist).
  2. Positionieren Sie das Schwein unter Vollnarkose in ventraler Liegeposition auf dem Operationstisch, wobei die Beine zur Stabilisierung gesichert sind (Abbildung 1).
  3. Bereiten Sie das Operationsfeld aseptisch mit drei abwechselnden Peelings aus Chlorhexidin und 70%igem Ethanol vor, gefolgt von einem Ionophor auf der Hautoberfläche für eine Mindesteinwirkzeit von 10 Minuten. Führen Sie eine sterile Vorbereitung der folgenden beiden Bereiche durch:
    1. Erstreckt sich auf der ventralen Seite vom Winkel des Unterkiefers bis zur Mitte des Brustbeins und erstreckt sich beidseitig bis zum lateralen Rand des Sternocleidomastoideus. Legen Sie sterile Handtücher entlang der Ränder des steril vorbereiteten Bereichs.
    2. Auf der dorsalen Seite wird der dorsolaterale Hals ipsilateral zum Ziel-IJV vorbereitet. Legen Sie sterile Handtücher unter den dorsalen Hals und über das dorsale Feld, um die Sterilität während der Arbeit im ventralen Feld zu erhalten.
  4. Lege ein steriles Tuch über die Schweine. Schneiden Sie einen rechteckigen Bereich in den Vorhang, um das ventrale Feld freizulegen.
  5. Verbinden Sie auf einem separaten, steril drapierten Tisch den doppellumigen HC mit einem langen Einführstück.
    1. Schrauben Sie die Claves auf Luer-Lock-Adapter am Ende jeder Lumenlinie (breit: rot; schmal: weiß). Spülen Sie die roten und weißen Linien mit 10 ml 0,9%iger Kochsalzlösung. Klemmen Sie dann beide Leitungen.

4. Identifizierung und Aufbereitung der Vena jugularis interna

  1. Im ventralen Feld wird ein 4 cm langer Schnitt zwischen der Luftröhre und dem medialen Rand des Sternocleidomastoideus gemacht (Abbildung 2). Teilen Sie das Platysma und präparieren Sie das Bindegewebe, um das IJV an der lateralen Grenze des Musculus sternocleidomastoideus freizulegen.
  2. Isolieren Sie 3-4 cm des IJV, indem Sie seine Äste mit 4-0 beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbändern teilen. Umkreisförmig vom umgebenden Bindegewebe wegsezieren. Stellen Sie zwei beschichtete und geflochtene, nicht resorbierbare Nahtbänder her, um den IJV während der Kathetereinführung aufzuhängen und zu stabilisieren (Abbildung 3).
    1. Am kranialen Ende des IJV führen Sie ein beschichtetes und geflochtenes, nicht resorbierbares Nahtband zweimal unter das Gefäß hindurch, um eine Schlaufe um das Gefäß zu bilden.
    2. Am kaudalen Ende des IJV führen Sie ein beschichtetes und geflochtenes, nicht resorbierbares Nahtband einmal unter das Gefäß hindurch, um eine Schlinge zu bilden.
  3. Lösen Sie die Zugkraft von den Nahtbändern. Legen Sie sterile, mit Kochsalzlösung getränkte Gaze in die Operationsstelle, um das Gefäß zu schützen und die Bindestelle zu erhalten.

5. Vorbereitung der Katheteraustrittsstelle

  1. Positionieren Sie das Schwein durch seitliche Neigung zur nicht-chirurgischen Seite, um das ipsilaterale dorsale Operationsfeld freizulegen. Befestigen Sie die Gliedmaßen wieder (Abbildung 4).
  2. Machen Sie mit einem Skalpell mit einer Klinge #10 einen 0,5 cm langen Einstich in die Haut an der gewünschten Katheteraustrittsstelle – 3 cm seitlich der Wirbelsäule und 5 cm kaudal zum Kopf (Abbildung 5).

6. Einführung und Tunnelung des Katheters

  1. Entfernen Sie im ventralen Feld die nasse Gaze und identifizieren Sie das isolierte IJV-Segment erneut. Wählen Sie eine Zieleintrittsstelle, um den Katheter subkutan einzuführen. Stellen Sie sicher, dass sich dieser in der gleichen Tiefe wie der IJV, tiefer als das Sternocleidomastoideus und zwischen den beiden beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbindungen befindet (Abbildung 6).
    HINWEIS: Bei subkutikulären Mustern sollten Nahtknoten unter der Haut vergraben sein. Da die tiefen Hautnähte mehrmals verknotet werden, um Stabilität und Pflege zu gewährleisten, nehmen sie gelegentlich einen größeren Raum als gewünscht ein und können durch die Haut freigelegt werden. Dieser kleine Expositionsbereich ist nicht von großer Bedeutung, und die Haut sollte trotz dieses kleinen Bereichs angemessen heilen.
  2. Positionieren Sie die dominante Hand im dorsalen Operationsfeld und die nicht-dominante Hand im ventralen Operationsfeld. Halten Sie die HC-Einführhilfe im dorsalen Operationsfeld. Hängen Sie die verbleibende Länge des Katheters in der Luft über dem sterilen Feld auf.
  3. Führen Sie die Einführhilfe mit der dominanten Hand in die Austrittspunktionsstelle ein und zeigen Sie mit der Spitze des Geräts auf die nicht-dominante Hand im ventralen Feld.
  4. Drücken Sie die Spitze der Einführhilfe oberflächlich und medial, um den Katheter durch das Fettgewebe zu tunneln, und tasten Sie mit der nicht-dominanten Hand nach dem Auftauchen der Spitze. Sobald die Spitze an der Zieleintrittsstelle auftaucht, ziehen Sie die Einführhilfe und den Katheter durch den subkutanen Tunnel, bis sich die Manschette der Hauptleitung knapp unter der Hautoberfläche im dorsalen Feld befindet.
  5. Schneiden Sie die Einführhilfe aus der Leitung. Ersetzen Sie die nasse Gaze in der ventralen Operationsstelle.

7. Einführen des Katheters

  1. Positionieren Sie das Schwein in Rückenlage. Befestigen Sie die Gliedmaßen erneut, ersetzen Sie sterile Handschuhe und entfernen Sie die Gaze von der ventralen Operationsstelle.
  2. Klemmen Sie die Enden der kranialen und kaudal beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtbänder ein. Legen Sie die Klammern so auf die Vorhänge, dass das IJV-Segment leicht angehoben ist.
  3. Schneiden Sie das Ende des Katheters ungefähr auf die Länge ab, bei der es bis zu 1/3 der Länge des Brustbeins des Schweins reichen würde.
    HINWEIS: Minimieren Sie die Manipulation der Katheterspitze, indem Sie die Spitze mit einem einzigen Schnitt senkrecht zur Linie durchschneiden, um eine Fragmentierung oder Verstopfung der Linie zu vermeiden. Nach dem Einsetzen sollte der HC innerhalb der oberen Hohlvene liegen, unmittelbar kranial des rechten Vorhofs (Abbildung 7).
  4. Greife mit einer Adson-Brown-Pinzette die Mitte des isolierten IJV-Segments. Machen Sie an der gleichen Stelle einen Schnitt auf halber Höhe des Gefäßes mit einer gebogenen Metzenbaum-Schere.
  5. Während Sie das IJV-Segment mit der Adson-Brown-Pinzette halten, führen Sie das Venenpickel in das kaudale Segment des Gefäßes ein (Abbildung 6). Unter Aufrechterhaltung der Spannung auf dem kranialen Nahtband wird das Ende des Katheters kaudal in das Gefäß eingeführt und eingefädelt. Sobald der Katheter vollständig eingeführt ist, verknoten Sie das kaudale Nahtband einmal, um den HC vorübergehend zu sichern.
  6. Testen Sie die Durchgängigkeit beider Linien außerhalb des sterilen Feldes durch Blutentnahmen und Spülungen mit 3-5 ml 0,9%iger normaler Kochsalzlösung, gefolgt von 5 ml mit 100 USP-Einheiten/ml heparinisierter Kochsalzlösung.
  7. Sobald die Durchgängigkeit bestätigt ist, verknoten Sie das kaudale Nahtband noch ein oder zwei Mal, um das distale IJV-Segment um den intravenösen Katheter zu sichern. Verknoten Sie das kraniale Nahtband einmal, um den Blutfluss im IJV-Segment zu verschließen.
  8. Verschließen Sie die ventrale Operationsstelle in Schichten: Platysma-einfache unterbrochene Nähte mit einer 3-0 geflochtenen resorbierbaren Naht und subkutikulär laufende Nähte mit einer 3-0 monofilen resorbierbaren Naht.

8. Fixieren des Katheters

  1. Entfernen Sie das Schwein und stellen Sie es in Rückenlage um. Befestigen Sie die Gliedmaßen erneut.
  2. Befestigen Sie den HC an mehr als drei Punkten an der Haut des Tieres, um eine Ablösung des Katheters zu vermeiden (Abbildung 8).
    1. Richten Sie den HC so aus, dass er eine "U"-Form bildet.
    2. Identifizieren Sie die Punkte: Stellen Sie sicher, dass sich der erste Punkt innerhalb von 2 cm von der Austrittsstelle befindet, der zweite Punkt über dem gegabelten Teil des Katheters liegt, wo die roten und weißen Linien divergieren, und der dritte Punkt oben auf dem "U" zwischen den ersten beiden Punkten liegt.
    3. Legen Sie an jedem Punkt ein ~3 cm langes Stück 1 Zoll (in) medizinisches Klebeband über den Katheter, um auf jeder Seite einen Flügel zu erzeugen. Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Nahtmaterial befestigen Sie jeden Flügel über eine einzige einfache unterbrochene Naht an der Haut. Fügen Sie an der zweiten Stelle über dem gegabelten Teil eine einzelne unterbrochene Naht durch den Spalt zwischen den beiden Linien hinzu und stellen Sie sicher, dass der Knoten auf dem Klebeband liegt, um Reizungen zu vermeiden.
      HINWEIS: Abhängig von der Größe der dorsalen Halspunktionsstelle kann eine einfache unterbrochene Naht gelegt werden, um die Größe zu verringern und das Risiko einer versehentlichen Verschiebung des Katheters aus der Haut zu minimieren. Achten Sie darauf, dass die Manschette um den Katheter subkutan bleibt.
    4. Testen Sie die Durchgängigkeit sowohl der weißen als auch der roten Linien außerhalb des sterilen Feldes durch Blutentnahmen und Spülungen mit 10 ml 0,9%iger normaler Kochsalzlösung und 10 ml heparinisierter Kochsalzlösung.
  3. Erstellen Sie ein Schutzhalsband.
    1. Wickeln Sie 4 in Baumwollpolster drei- bis viermal wie folgt um den Hals:
      1. Beginnen Sie am dorsalen Hals an der linken kranialen Ecke und wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten kaudalen Ecke, über oder unter den roten und weißen Linien. Wickeln Sie unter dem Hals in Richtung der linken kaudalen Ecke. Wickeln Sie diagonal in Richtung der rechten Schädelecke, über oder unter den roten und weißen Linien, und wickeln Sie sie dann bis zum Startpunkt an der linken kranialen Ecke. Gehen Sie bei jedem weiteren Wrap abwechselnd über und unter die rote und weiße Linie.
        HINWEIS: Das Halsband sollte die Hautbefestigungsstellen und die Hauptleine des HC vollständig bedecken. Nur die roten und weißen Linien sollten weggelassen und zugänglich gemacht werden.
    2. 3 oder 4 mit elastischem Klebeband drei- bis viermal auf die gleiche Weise wie die Baumwollpolsterung um den Hals wickeln (Schritt 8.4.1). Wenn der Verband die Linien abdeckt, mache einen Schlitz in den Verband, um sie unterzubringen.
      HINWEIS: Achten Sie darauf, diese Schicht nicht zu fest einzuwickeln - ein Finger sollte leicht unter den Schutzkragen geschoben werden können.
    3. Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht wird jede Ecke am Ende des Verbandes mit den darunter liegenden Schichten vernäht, um seine Position beizubehalten.
    4. Mit einem 0 synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht wird der Kragen an der Haut befestigt, indem eine horizontale Matratzennaht seitlich der Wirbelsäule sowohl am kranialen als auch am kaudalen Ende gebunden wird. Achten Sie darauf, dass die Knoten auf dem Verband liegen.
    5. Erstellen Sie einen Katheterbeutel, um die roten und weißen Linien zu schützen und aufzubewahren (Abbildung 9).
      1. Schneiden Sie ein Stück elastisches Klebeband mit einer Länge von ~100 cm und einer Breite von ~7,5 cm ab.
      2. Messen Sie ein ~16 cm langes Segment des Maßbandes. Falten Sie das Klebeband auf sich selbst, so dass die Klebeseiten zueinander zeigen, um eine 16 cm lange Klappe mit zwei Lagen Klebeband zu erhalten. Wiederholen Sie diesen Vorgang mit dem restlichen Klebeband noch zwei weitere Male, um drei gleich lange Klappen in einer "W"-Form zu erstellen (Abbildung 10).
      3. Falte das restliche Ende des Klebebandes über die Kante der drei Laschen. Nummerieren Sie die Klappen mit dem Schwanz nach oben von oben nach unten von 1-3. Nummerieren Sie die Seiten von 1 bis 4, beginnend mit der Schwanzkante und im Uhrzeigersinn.
      4. Auf Seite 4 einen Längsstreifen von der Klappe 2 entfernen, mit Ausnahme von 1 cm an beiden Enden. Achten Sie darauf, dass die Breite des Splitters ~1 cm beträgt.
      5. Verwendung eines 0 beschichteten und geflochtenen, nicht resorbierbaren Nahtmaterials zur Durchführung von laufenden Nähten: Die Lappen 1 und 3 auf Seite 4, die Lappen 1, 2 und 3 auf Seite 3 und die Lappen 1 und 2 auf Seite 2 zusammennähen. Schneide ein 2 cm großes Loch durch die Mitte der Klappe 1.
    6. Richten Sie das Loch mit Klappe 1 nach unten an dem Punkt aus, an dem die Linien aus dem Kragen austreten, und richten Sie den Beutel so aus, dass die Öffnung kaudal ist. Achten Sie darauf, dass sich der Beutel auf der Mittellinie oder leicht seitlich zum dorsalen Hals befindet.
    7. Ziehe die roten und weißen Linien durch das Loch in Klappe 1. Stellen Sie sicher, dass die Linien zwischen den Klappen 1 und 2 flach liegen, wobei die Klappe 3 nach oben zeigt (Abbildung 8).
    8. Befestigen Sie den Beutel mit einem synthetischen, monofilen, nicht resorbierbaren Polypropylen-Naht am Kragen mit einer einfachen unterbrochenen Naht an jeder Ecke und in der Mitte jeder Kante. Nicht durch die Haut nähen.

9. Nachsorge

  1. Nach der Genesung von der Narkose bringen Sie das Schwein in seinen Heimatkäfig zurück. Aufgrund der kauenden Natur von Schweinen ist darauf zu achten, dass das Schwein einzeln untergebracht wird, um zu verhindern, dass der Katheter von einem Artgenossen entfernt wird. Wenn der Katheter neben anderen Schweinen untergebracht ist, ist eine Barriere zu platzieren, um zu verhindern, dass der Katheter zwischen dem Käfig zerkaut wird.
  2. Überwachen Sie das Tier während der unmittelbaren postoperativen Phase mindestens täglich auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen und Heilung. Atemfrequenz, Herzfrequenz, Temperatur, Energie, Appetit und Wasserverbrauch sind gute Gesundheitsindikatoren in dieser Zeit. Verabreichen Sie zusätzliche Dosen eines Analgetikums (z. B. 0,12 mg/kg Buprenorphin-Retard-LAB alle 48 Stunden), wenn Anzeichen von Schmerzen auftreten. Führen Sie täglich eine Katheterwartung (Schritt 10) und eine visuelle Inspektion der Operationsstelle durch, beginnend am postoperativen Tag (POD) 1.
    HINWEIS: Forscher, die sich für diese Hickman-Kathetereinführungstechnik entscheiden, können dieses Verfahren mit multimodaler Analgesie modifizieren. NSAIDs können jedoch die Studienergebnisse in Abhängigkeit von anderen Elementen des Versuchsdesigns verändern. Dies sollte vor der Planung des Analgesie-Regimes berücksichtigt werden.
  3. Sobald die Operationsstelle des Katheters verheilt ist, führen Sie Wartungskontrollen am Tier durch: Führen Sie wöchentliche Körpergewichtsmessungen durch und führen Sie visuelle Kontrollen während der täglichen Katheterwartung durch. Konsultieren Sie einen Tierarzt, wenn Anzeichen einer Infektion, wie z. B. verminderter Appetit oder verminderte Energie, auftreten. Wenn ein großes Blutbild erforderlich ist, entnehmen Sie Blut von der roten Linie.
    HINWEIS: Eine Leukozytose, die durch eine Neutrophilie gekennzeichnet ist, wird häufig bei Tieren mit Infektion beobachtet.

10. Wartung des Katheters

  1. Bezeichnen Sie die breitere rote Linie ausschließlich für Blutentnahmen und die schmalere weiße Linie ausschließlich für die Verabreichung von Medikamenten. Fassen Sie den Katheter immer mit behandschuhten Händen an.
    HINWEIS: Diese Rollen können je nach Studiendesign unterschiedlich sein.
  2. Spülen Sie die rote Linie (ausgewiesene Blutentnahme) täglich, um die Durchgängigkeit zu beurteilen und die Gerinnung wie folgt zu verhindern:
    1. Verwenden Sie die aseptische Technik: Wischen Sie die Clave und die Spritzenspitze zwischen jedem Schritt mit einem Alkoholpad ab. Wenn die Clave oder Spritze unsteril wird, ersetzen Sie das kontaminierte Material, bevor Sie fortfahren.
    2. Spülen Sie 1 ml 0,9%ige Kochsalzlösung in die Leitung. Vergewissern Sie sich, dass die Flüssigkeit ohne übermäßige Kraft gespült werden kann, um zu verhindern, dass Gerinnsel aus der Leitung in das Tier gedrückt werden.
    3. Ziehen Sie 2 ml Flüssigkeit zurück. Bestätigen Sie die Durchgängigkeit der Linie, indem Sie beobachten, dass es sich bei der zurückgezogenen Flüssigkeit um dunkelrotes Blut handelt.
    4. Wenn eine Blutentnahme erforderlich ist, setzen Sie eine leere Spritze auf, um die entsprechende Menge Blut zu entnehmen.
      HINWEIS: Wenn überschüssiges Blut entnommen wird, kann das Blut dem Tier zurückgegeben werden, indem es durch die Leitung zurückgedrückt wird, um den Blutverlust zu verringern. Dies sollte nur erfolgen, wenn die Spritze mit Blut weiterhin aseptisch gehandhabt wird. Geben Sie kontaminiertes Blut nicht zurück in die Mittelleitung.
    5. Spülen Sie die Leitung mit 5 ml 100 USP/ml heparinisierter Kochsalzlösung oder einer Menge, die zum Spülen der gesamten Leitung erforderlich ist. Klemmen Sie die Leine ein. Legen Sie die Schnur wieder in den Schutzbeutel und achten Sie darauf, dass die Schnur nicht geknickt oder verknotet wird.
  3. Spülen Sie die weiße Linie (entworfene Medikamentenverabreichung) täglich, um die Durchgängigkeit zu beurteilen und die Gerinnung wie folgt zu verhindern:
    1. Verwenden Sie die aseptische Technik: Wischen Sie die Clave und die Spritzenspitze zwischen den einzelnen Schritten mit einem Alkoholpad ab. Wenn die Clave oder Spritze unsteril wird, ersetzen Sie das kontaminierte Material, bevor Sie fortfahren.
    2. Spülen Sie 1 ml 0,9%ige Kochsalzlösung in die Leitung. Vergewissern Sie sich, dass die Flüssigkeit ohne übermäßige Kraft gespült werden kann, um zu verhindern, dass Gerinnsel aus der Leitung in das Tier gedrückt werden.
    3. Verabreichen Sie Medikamente mit dieser Linie in einer medikamentenspezifischen Geschwindigkeit und Verdünnung. Spülen Sie den Schlauch mit 1-3 ml 0,9%iger Kochsalzlösung zwischen den Medikamenten.
    4. Spülen Sie die Leitung mit 5 ml 100 USP/ml heparinisierter Kochsalzlösung oder einer Menge, die zum Spülen der gesamten Leitung erforderlich ist. Klemmen Sie die Leine ein. Legen Sie die Schnur wieder in den Schutzbeutel und achten Sie darauf, dass die Schnur nicht geknickt oder verknotet wird.
  4. Überprüfen Sie die Claves täglich auf Anzeichen von Funktionsstörungen, Brüchen oder offensichtlicher Kontamination mit Blut, Nahrung oder Kot. Wenn ja, tauschen Sie die Clave sofort aus. Kontrollieren Sie den Hickman-Beutel und den Schutzkragen täglich visuell, um sicherzustellen, dass die in den Schritten 8.2 und 8.3 platzierten Nähte intakt bleiben.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Über 100 Schweine wurden in unserem Labor erfolgreich HC eingebracht. Der HC kann in weniger als 1 Stunde mit einem Chirurgen, Assistenten, Zirkulator und Anästhesisten sicher und korrekt platziert und gesichert werden. Die Herstellung des Katheterbeutels dauert etwa 15-20 Minuten. Die Technik ist unkompliziert und leicht zu erlernen und wurde von Tierärzten, chirurgischen Assistenzärzten und Medizinstudenten unter Anleitung durchgeführt.

HCs sind bis zu 8 Monate lang ohne Komplikationen oder ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Während ZVKs in der Großtierforschung ein Spektrum von Funktionen erfüllen, fehlt in der aktuellen Literatur ein Konsensansatz für eine sichere und nachhaltige Anwendung in Langzeitstudien über 30 Tage. Das schrittweise Verfahren dieses Protokolls für die HC-Einführung, Hautsicherung und Aufbewahrung in einem handgefertigten Beutel wurde zur Qualitätsverbesserung erheblich angepasst. Als solches stellt dieses Protokoll eine Technik für die HC-Anwendung dar, die einen effizienten und effektiven intravenösen Zugang ermögli...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Keiner der Autoren hat ein finanzielles Interesse an den in diesem Manuskript erwähnten Produkten, Geräten oder Medikamenten.

Danksagungen

Wir möchten uns für die Unterstützung der Armee, der Navy NIH, der Air Force, der VA und des Gesundheitsministeriums in Bezug auf die AFIRM II-Bemühungen im Rahmen der Auszeichnungen CTA05: W81XWH-13-2-0052 und CTA06: W81XWH-13-2-0053 bedanken. Die U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, ist das Vergabe- und Verwaltungsbüro. Meinungen, Interpretationen, Schlussfolgerungen und Empfehlungen sind die des Autors und werden nicht notwendigerweise vom Verteidigungsministerium gebilligt. Darüber hinaus möchten wir uns für die Unterstützung durch die vom US-Verteidigungsministerium vom Kongress geleiteten medizinischen Forschungsprogramme (CDMRP) und das Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP) durch die Auszeichnungen W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 und W81XWH18-1-0795 bedanken. Wir möchten uns auch bei der Abteilung für Plastische und Rekonstruktive Chirurgie und der Johns Hopkins University School of Medicine bedanken. Darüber hinaus möchten wir uns bei dem gesamten tierärztlichen Personal bedanken, darunter Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky und Victoria Manahan.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#10 KlingeMedlineMDS15110
0,9% steriles NatriumchloridBaxter 2F7123
0-0 Beschichtetes und geflochtenes nicht resorbierbares NahtmaterialCovidienS-196
0-0 Synthetisches, monofiles, nicht resorbierbares Polypropylen-NahtmaterialEthicon8690H
1 Zoll Medizinisches Klebeband3M1548S-1
10 USP-Einheiten/ml Heparin-SpülungBecton, Dickinson and Company306424
3-0 Geflochtenes resorbierbares NahtmaterialCovidienSL-636 (Schneidenadel), GL-122 (Kegelnadel)
3-0 Monofilament Resorbierbares NahtmaterialCovidienSM-922 (Schneidenadel), CM-882 (Kegelnadel)
4-0 Beschichtete und geflochtene nicht resorbierbare NahtbinderEthiconA303H
70% EthanolVedcoVINV-IPA7
Adson-GewebezangeMPM Medical Supply132-508
Adson-Brown PinzetteMPM Medical Supply106-2572
Luftwärmende Decke und Kissen3M Bair HuggerUPC 00608223595770
Backhaus HandtuchklemmeMPM Medical Supply117-5508
Brauner NadelhalterMPM Medical Supply110-1513
BuprenorphinPAR Pharmaceutical3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (Portugal)PLB 133-WES/1
ChlorhexidinVet One501027
ClaveBaxter7N8399
BaumwollpolsterungMedlineNON6027
Debakey PinzetteMPM Medical Supply106-5015
Elastisches Klebeband3M
Halstead MückenzangeMPM Medical Supply115-4612
Hickman KatheterBard Access Systems603710
Hickman Katheter Reparaturset, 7Fr, rote und weiße AnschlüsseBard Access Systems0601690 (rot), 0601680 (weiß), 502017
Kelly hämostatische PinzetteMPM Medical Supply115-7014
KetaminVet One383010-03
Laktierte RingerBaxter2B2324X
Maropitant CitratZoetis106
Mayo SchereMPM Medical Supply103-5014
Metzenbaum SchereMPM Medical Supply132-711
PantoprazolJH ApothekeNDC 0143-9284-10
SkalpellklingengriffMedlineMDS10801
VenenpickSAI InfusionstechnologienVP-10
Veterinär-AugensalbeDechraIS4398
XylazinVet One510004
XH002016489

Referenzen

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

ZentralvenenkatheterKatheterinsertionKatheterpflegeJugularvenenzugangKatheterkomplikationenForschung an GroßtierenKatheterdurchgängigkeit
Verwendung des Hickman-Katheters für den langfristigen Gefäßzugang in einem präklinischen Schweinemodell
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.