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Methodenartikel

Etablierung gemischter neuronaler und glialer Zellkulturen aus embryonalen Mäusegehirnen zur Untersuchung von Infektionen und angeborener Immunität

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DOI:

10.3791/65331

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30. Juni 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Infection and Immunity, University of Glasgow, 2Faculty of Science and Technology, Institute of Technology, University of Tartu

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll stellt eine einzigartige Möglichkeit dar, Zellkulturen des Zentralnervensystems aus embryonalen Tag-17-Mäusegehirnen für die neuro(immun)ologische Forschung zu generieren. Dieses Modell kann mit verschiedenen experimentellen Techniken analysiert werden, darunter RT-qPCR, Mikroskopie, ELISA und Durchflusszytometrie.

Zusammenfassung

Modelle des Zentralnervensystems (ZNS) müssen das komplexe Netzwerk miteinander verbundener Zellen rekapitulieren, das in vivo zu finden ist.Das ZNS besteht hauptsächlich aus Neuronen, Astrozyten, Oligodendrozyten und Mikroglia. Aufgrund der zunehmenden Bemühungen, den Einsatz von Tieren zu ersetzen und zu reduzieren, wurde eine Vielzahl von In-vitro-Zellkultursystemen entwickelt, um die Eigenschaften angeborener Zellen zu erforschen, die die Entwicklung von Therapeutika für ZNS-Infektionen und -Pathologien ermöglichen. Während bestimmte Forschungsfragen mit humanen Zellkultursystemen beantwortet werden können, wie z. B. (induzierte) pluripotente Stammzellen, hat die Arbeit mit menschlichen Zellen ihre eigenen Grenzen in Bezug auf Verfügbarkeit, Kosten und Ethik. Hier beschreiben wir ein einzigartiges Protokoll zur Isolierung und Kultivierung von Zellen aus embryonalen Mäusegehirnen. Die daraus resultierenden gemischten neuronalen Zellkulturen ahmen mehrere Zellpopulationen und Interaktionen nach, die im Gehirn in vivo zu finden sind. Im Vergleich zu aktuellen äquivalenten Methoden ahmt dieses Protokoll die Eigenschaften des Gehirns genauer nach und sammelt auch mehr Zellen, so dass mehr experimentelle Bedingungen an einer trächtigen Maus untersucht werden können. Darüber hinaus ist das Protokoll relativ einfach und sehr gut reproduzierbar. Diese Kulturen wurden für den Einsatz in verschiedenen Maßstäben optimiert, darunter 96-Well-basierte Hochdurchsatz-Screens, 24-Well-Mikroskopieanalysen und 6-Well-Kulturen für die Durchflusszytometrie und die Analyse der reversen Transkriptions-quantitativen Polymerase-Kettenreaktion (RT-qPCR). Diese Kulturmethode ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um Infektionen und Immunität im Zusammenhang mit einem Teil der Komplexität des ZNS mit der Bequemlichkeit von In-vitro-Methoden zu untersuchen.

Einleitung

Die Verbesserung unseres Verständnisses des zentralen Nervensystems (ZNS) ist entscheidend, um die therapeutischen Optionen für viele neuroinflammatorische und neurodegenerative Erkrankungen zu verbessern. Das ZNS, ein komplexes Netzwerk miteinander verbundener Zellen im Gehirn, Rückenmark und Sehnerven, besteht aus Neuronen, Oligodendrozyten, Astrozyten und ihren angeborenen Immunzellen, den Mikroglia1. Ein In-vitro-Ansatz kann die Anzahl der Mäuse, die für sinnvolle Forschung erforderlich sind, oft drastisch reduzieren. Die Komplexität des ZNS macht es jedoch unmöglich, die In-vivo-Situation mit Hilfe von Zelllinien zu rekapitulieren. Gemischte neuronale Zellkulturen stellen ein äußerst wertvolles Forschungswerkzeug dar, um neuro(immun)ologische Fragestellungen in einem relevanten Modell zu untersuchen, in Übereinstimmung mit den Prinzipien von Replacement, Reduction and Refinement (3R) 2,3.

Thomson et al. beschrieben eine Zellkulturmethode mit pränatalen Rückenmarkszellen, die sich in alle oben genannten Hauptzelltypen des ZNS differenzieren4. In diesem System gibt es auch Synapsenbildung, myelinisierte Axone und Ranvier-Knoten. Die Haupteinschränkung dieser Kultivierungsmethode besteht darin, dass das Rückenmark das Gehirn nicht sinnvoll modelliert und die Zellerträge ab dem 13. Embryotag (E13) das Rückenmark verengt. Dies schränkt die Anzahl der experimentellen Bedingungen ein, die untersucht werden können. Daher zielte diese Studie darauf ab, ein neues Zellkultursystem zu entwickeln, das die Eigenschaften des Gehirns mit erhöhter Zellausbeute rekapituliert, um die Anforderungen für Tiere zu reduzieren.

Ausgehend von Thomson et al. entwickelten wir ein Zellkulturmodell, das ausschließlich aus pränatalen Mäusegehirnen stammt. Diese Kulturen haben die gleichen Zellpopulationen, die gleiche Interkonnektivität und die gleichen Behandlungsmöglichkeiten wie die Rückenmarkskulturen, nur dass es im Vergleich weniger Myelinisierung gibt. Ein ZNS-In-vitro-Modell mit einer etwa dreimal höheren Zellausbeute ist jedoch effizienter, da weniger Mäuse und weniger Zeit für die Verarbeitung von Embryonen benötigt werden. Wir haben dieses einzigartige Kultursystem für mehrere nachgelagerte Anwendungen und Maßstäbe optimiert, einschließlich der Verwendung von Glasdeckgläsern für die Mikroskopieanalyse und verschiedener Größen von Kunststoff-Well-Platten, einschließlich 96-Well-Platten für die Hochdurchsatzforschung.

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Protokoll

Alle Tierversuche entsprachen den lokalen Gesetzen und Richtlinien für die Verwendung von Tieren und wurden von der örtlichen Ethikkommission an der Universität Glasgow genehmigt. Die Tiere wurden unter bestimmten krankheitserregerfreien Bedingungen in Übereinstimmung mit dem UK Animals Scientific Procedures Act 1986 unter der Schirmherrschaft einer Projektlizenz des britischen Innenministeriums untergebracht. Für diese Studie wurden selbst gezüchtete erwachsene C57BL/6J-Mäuse verwendet. Die Verwendung von jungen Weibchen (8-12 Wochen) wird aufgrund der höheren Erfolgsrate der Schwangerschaft empfohlen. Männchen können für mehrere Zuchtrunden wiederverwendet werden. Figur 1 stellt einen schematischen Überblick über das beschriebene Verfahren zur Erzeugung von gemischten neuronalen und glialen Kulturen dar.

1. Vorbereitung der Gewebekultur-Verbrauchsmaterialien

  1. Bereiten Sie die Platten und/oder Schalen mit Mikroskopie-Deckgläsern in einer Sicherheitswerkbank der Klasse 2 vor. Sterilisieren Sie alle Reagenzien oder Autoklaven, um die Sterilität während der Kulturperiode zu gewährleisten.
  2. Fügen Sie jedem Well das entsprechende Volumen BA-PLL (13,2 μg/ml Poly-L-Lysinhydrobromid [PLL] in Borsäurepuffer [BA] [50 mM Borsäure, 12,5 mM Natriumtetraborat, pH 8,5]; siehe Materialtabelle) hinzu (1.000 μl/Well in einer 6-Well-Platte, 100 μl/Well in einer 96-Well-Platte; Volumina sind in Tabelle 1 zusammengefasst). Geben Sie bei Deckgläsern für die Mikroskopie 20 ml BA-PLL in eine Gewebekulturschale mit einem Durchmesser von 9 cm, die 200 sterile Deckgläser enthält, und schwenken Sie sie, um sie gleichmäßig zu verteilen.
  3. Bei 37 °C 1-2 h inkubieren.
  4. Entfernen Sie die BA-PLL-Lösung aus jeder Vertiefung oder Schale, die Deckgläser für die Mikroskopie enthält, und waschen Sie sie, indem Sie 20 ml steriles Wasser hinzufügen, die Deckgläser schwenken und dann das Wasser entfernen. Wiederholen Sie diesen Waschschritt dreimal. Bei einer Schale mit Deckgläsern lassen Sie bei der letzten Wäsche steriles Wasser in der Gewebekulturschale, um die Deckgläser leicht zu entfernen.
  5. Mit einer sterilen Pipette so viel Flüssigkeit wie möglich entfernen und mindestens 2 h bis über Nacht trocknen lassen.
  6. Lagern Sie die beschichteten Platten bis zu 2 Monate bei 4 °C.
    HINWEIS: Die hergestellte Borsäure mit Poly-L-Lysin (BA-PLL)-Lösung kann bis zu dreimal wiederverwendet werden, wobei jedes Mal neue PLL hinzugefügt wird. Lagern Sie die BA-PLL bei 4 °C. Das Geschirr wird mit BA-PLL behandelt, da die PLL es den Zellen ermöglicht, sich festzukleben und zu wachsen. Ohne diese Behandlung heben sich die Zellen nach ca. 1 Woche Kultur und können sich nicht mehr differenzieren.

2. Sektion von E17-Embryonalgehirnen

  1. Halte eine oder mehrere weibliche Mäuse zusammen mit einer männlichen Maus. Untersuchen Sie die Weibchen täglich auf einen Schleimpfropf, der anzeigt, dass die Paarung stattgefunden hat.
    HINWEIS: Alle "gestopften" weiblichen Mäuse müssen von den männlichen getrennt werden, um das korrekte Startdatum der Trächtigkeit zu gewährleisten. Mäuse können gewogen werden, um die Trächtigkeit zu bestätigen, oder visuell überwacht werden.
  2. Keulen Sie die trächtige Maus bei E17 mit geeigneten Methoden in Übereinstimmung mit den örtlichen Tierschutzrichtlinien und -gesetzen, z. B. durch Erhöhung der Kohlendioxidkonzentration (CO2), eine tödliche Überdosierung von Betäubungsmitteln oder eine Luxation des Halses.
    HINWEIS: Die gewählte Methode darf die Embryonen nicht stören. Für diese Studie wurde die Exposition gegenüber einer steigenden Konzentration von Kohlendioxidgas und der anschließenden Bestätigung des Todes durch Durchtrennung der Oberschenkelarterie verwendet, um trächtige Muttertiere zu keulen.
  3. Legen Sie die aussortierte, trächtige Maus auf den Rücken auf ein Sezierbrett. Es ist zwar nicht erforderlich, es festzunageln, aber es könnte es für unerfahrene Forscher einfacher machen. Drücken Sie die Mittellinie des Bauches mit einer Pinzette zusammen. Schneiden Sie mit einer scharfen Schere den Bauch durch die Haut und das Bauchfell über der Mittellinie von den Genitalien bis zum Brustkorb auf, wobei Sie darauf achten, die Gebärmutter nicht zu punktieren.
    1. Die Gebärmutter der Maus hat zwei Hörner, die in der Regel jeweils ein bis fünf Embryonen enthalten. Entfernen Sie die Gebärmutter mit den Embryonen von der Mutter und legen Sie sie sofort auf Eis.
  4. Schneiden Sie den Dottersack an der Seite der Plazenta durch, achten Sie darauf, die Embryonen nicht zu beschädigen, und nehmen Sie die Embryonen aus ihrem Dottersack.
  5. Enthaupten Sie die Embryonen sofort. Die enthaupteten Köpfe in eine Schüssel mit Hanks' ausgewogener Salzlösung (HBSS) ohne Calcium (Ca 2+) und Magnesium (Mg2+) (HBSS-/-) auf Eis geben.
    HINWEIS: Wenn eine Genotypisierung erforderlich ist, kann der Schwanz in diesem Stadium für die genetische Analyse entfernt werden. Wenn mehrere Genotypen zu erwarten sind, sollten die Köpfe jedes Embryos für die Kultivierung separat aufbewahrt werden.
  6. Positionieren Sie den Kopf mit einer abgewinkelten Pinzette auf der Seite nach links.
  7. Durchstechen Sie das Auge mit einer Kante der Pinzette und halten Sie mit der anderen das Kinn fest.
  8. Beginnen Sie im Nacken und reißen Sie die Haut der Kopfhaut sanft entlang der Mittellinie in Richtung Schnauzenspitze.
  9. Durch das Rückenmark eintretend, das als weißes Oval erkennbar ist, wird der Schädel mit der abgewinkelten Pinzette entlang der Mittellinie aufgebrochen und das Gehirn freigelegt.
  10. Ziehe den Schädel vorsichtig auf der Seite nach oben ab und lege das Gehirn frei.
  11. Heben Sie das Gehirn aus dem Schädel und entsorgen Sie den Schädel, sobald das Gehirn vollständig entfernt wurde.
  12. Entfernen Sie mit der Pinzette die Hirnhäute, die sich als dünne Membran mit dichten Blutgefäßen bemerkbar machen.
  13. Legen Sie die Gehirne in ein Bijou (siehe Materialtabelle) mit 2 ml HBSS-/- auf Eis.
  14. Wiederholen Sie die Schritte 2.6 bis 2.13 mit den restlichen Gehirnen, sodass Sie bis zu vier Gehirne pro Bijou addieren.
  15. Geben Sie 250 μl 10-faches Trypsin in das Bijou und verreiben Sie das Gehirn durch Schütteln des Bijous. 15 min bei 37 °C inkubieren.
    HINWEIS: Alle Schritte ab diesem Zeitpunkt sollten in einer sterilen Gewebekulturhaube durchgeführt werden.
  16. 2 ml Sojabohnen-Trypsin (SD)-Inhibitor (Leibovitz L-15, 0,52 mg/ml Trypsin-Inhibitor aus Sojabohnen, 40 μg/ml DNase I, 3 mg/ml Rinderserumalbumin [BSA] Fraktion V; siehe Materialtabelle) von -20 °C bei 37 °C auftauen.
  17. Fügen Sie 2 ml SD-Hemmer zu jedem Bijou hinzu, das Gehirne enthält (pro Bijou mit bis zu vier Gehirnen), und schütteln Sie das Bijou erneut, um es gleichmäßig zu verteilen.
    HINWEIS: SD-Inhibitor verringert die Trypsinaktivität, um eine unnötige Verdauung der Proben zu verhindern und die Lebensfähigkeit der Zellen zu erhalten.
  18. Entfernen Sie ohne Zentrifugation 2 ml des Überstands aus jedem Bijou und füllen Sie es in ein 15-ml-Zentrifugenröhrchen, wobei Sie darauf achten sollten, dass keine Zellklumpen übertragen werden.
  19. Verreiben Sie die verbleibenden Zellen im Bijou mit einer 19-G-Nadel, die an einer 5-ml-Spritze befestigt ist, indem Sie die Suspension zweimal absaugen. Dadurch entsteht eine dicke, schleimartige Mischung.
    1. Wiederholen Sie den Vorgang noch zweimal mit einer 21-G-Nadel. Wenn noch Klumpen vorhanden sind, reiben Sie noch einmal mit der 21 G-Nadel.
  20. Übertragen Sie die Zellen mit einer 23-g-Nadel aus dem Bijou in dasselbe 15-ml-Zentrifugenröhrchen (ab Schritt 2.18).
  21. Bei 200 x g bei Raumtemperatur (RT) 5 min zentrifugieren.
  22. Entfernen Sie den gesamten Überstand mit einer serologischen 5-ml-Pipette und überführen Sie ihn in ein weiteres 15-ml-Zentrifugenröhrchen, wobei darauf zu achten ist, dass das lose Pellet am Boden, das die erforderlichen Zellen enthält, nicht gestört wird.
  23. Den Überstand erneut bei 200 x g RT für 5 min zentrifugieren.
    HINWEIS: Dieser Schritt ist nicht unbedingt erforderlich, aber wenn man viele Zellen benötigt oder nur wenige Embryonen hat, kann man diesen Schritt durchführen, um so viele Zellen wie möglich aus dem Überstand zu gewinnen.
  24. Unter Verwendung von 10 ml Beschichtungsmedien (PM) (49 % Dulbeccos modifiziertes Adlermedium [DMEM], 1 % Penicillin/Streptomycin [Pen/Streptokokken], 25 % Pferdeserum, 25 % HBSS mit Ca 2+ und Mg2 + [HBSS+ /+]; siehe Materialtabelle) werden die beiden Pellets kombiniert und resuspendiert, um eine Ganzzellsuspension zu erzeugen.
  25. Zählen Sie die Zellen mit Trypanblau und entweder einem Hämozytometer oder einem digitalen Zellzähler und verdünnen Sie die Zellsuspension mit PM auf eine Konzentration von 1,8 x 106 Zellen/ml.

3. Plattierung der Zellen

  1. Fügen Sie das erforderliche Volumen der Zellsuspension dem erforderlichen Format hinzu, wie in Tabelle 1 beschrieben: 1.000 μl pro Well im 6-Well-Format, 50 μl pro Well im 96-Well-Format oder 100 μl pro Deckglas.
  2. 2-4 h bei 37 °C mit 5%-7% CO2 inkubieren. Überprüfen Sie, ob die Zellen mit einem inversen Mikroskop haften.
  3. Entfernen Sie das Medium und füllen Sie es mit neuen Differenzierungsmedien (DM+: TM- einschließlich 10 μg/ml Insulin auf. DM-: DMEM, 1% Pen/Streptokokken, 50 nM Hydrocortison, 10 ng/ml Biotin, 2,5 ml 100x N1 Medienergänzung; siehe Materialtabelle). Die Volumina sind in Tabelle 1 aufgeführt. Drücken Sie alle schwimmenden Deckgläser mit einer sterilen Pipettenspitze nach unten.

4. Pflege der Kulturen

HINWEIS: Diese Kulturen müssen dreimal wöchentlich gefüttert werden, um ein optimales Wachstum und eine optimale Differenzierung zu unterstützen. Die Kulturen erreichen eine optimale Gesundheit und Reife für Experimente an DIV (Tage in vitro) 21. Die Zellen können bis zu 28 Tage in Kultur aufbewahrt werden, danach degenerieren die Kulturen schnell.

  1. Ersetzen Sie dreimal pro Woche bis DIV12 einen Teil des Überstandes durch frisches DM+, indem Sie 500 μl pro Well im 6-Well-Format, 50 μl pro Well im 96-Well-Format oder 500 μl pro Schale mit drei Deckgläsern entfernen und 600 μl pro Well im 6-Well-Format, 60 μl pro Well im 96-Well-Format hinzufügen. oder 600 μl pro Deckglasschale (Tabelle 1).
  2. Ersetzen Sie ab DIV13 dreimal pro Woche einen Teil des Überstandes durch frisches DM-, indem Sie 500 μl pro Well im 6-Well-Format, 50 μl pro Well im 96-Well-Format oder 500 μl pro Schale mit drei Deckgläsern entfernen und 600 μl pro Well im 6-Well-Format, 60 μl pro Well im 96-Well-Format hinzufügen. oder 600 μl pro Deckglasschale (Tabelle 1).

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Ergebnisse

Mikroskopie
Kulturen, die auf Glasdeckgläsern gezüchtet wurden, eignen sich ideal für die mikroskopische Analyse. Um die Entwicklung der Kulturen zu visualisieren, wurden die Deckgläser zu mehreren Zeitpunkten von DIV0 (nach dem Anhängen der Zellen) bis DIV28 in 4% Paraformaldehyd (PFA) fixiert. Die Kulturen wurden für die Immunfluoreszenzbildgebung wie zuvor beschrieben5 mit drei verschiedenen Färbekombinationen gefärbt: NG2 (unreife Oligodendrozyten) und Nestin (neuronale Sta...

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Diskussion

Das ZNS ist ein komplexes Netzwerk, das sich vom Gehirn bis zum Rückenmark erstreckt und aus vielen Zelltypen besteht, vor allem Neuronen, Oligodendrozyten, Astrozyten und Mikroglia1. Da jede Zelle eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase und der Erzeugung angemessener Reaktionen auf Herausforderungen im ZNSspielt 9,10,11, ist ein Kultursystem, das all diese Zelltypen enthält, ein nützliches und vielseitiges Werkzeug, um zu untersuchen<...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Wir danken den Mitgliedern des Edgar- und Linington-Labors, insbesondere Prof. Chris Linington, Dr. Diana Arseni und Dr. Katja Muecklisch, für ihre Ratschläge, hilfreichen Kommentare und Unterstützung bei der Ernährung der Kulturen während des Aufbaus dieser Kulturen. Besonderer Dank geht an Herrn Dr. Muecklisch, der die Ausgangspunkte für die Cell Profiler-Pipelines zur Verfügung gestellt hat. Diese Arbeit wurde von der MS-Gesellschaft (Stipendium 122) und der Yuri und Lorna Chernajovsky-Stiftung unterstützt. Finanzierung der Universität Glasgow für JC und MP; und Wellcome Trust (217093/Z/19/Z) und Medical Research Council (MRV0109721) an GJG.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10x TrypsinSigmaT4549-100MLZur Verdauung von Gewebe
140 mm TC DishFisher 11339283Put 8 35 mm Schalen pro 1 140 mm Schale
15 mL FalconSarstedt62554502Zum Sammeln von Zellen in Pellets zur Resuspension in Beschichtungsmedien
18 G NadelHenke Sass Wolf4710012040Zum Verreiben der Probe
21 G NadelBD304432Für die Verreibung von Proben
23 G NadelHenke Sass Wolf4710006030Für die Verreibung von Proben
35 mm TC DishCorning430165Plate out 3 PLL beschichtete Deckgläser pro 1 35 mm Schale
5 mL SpritzeFisher15869152Für die Verreibung von Proben
6 Well PlateCorning3516Zum Verreiben von Zellen für RT-qPCR und Flow Zytometrie
7 mL BijouxFisher DIS080010RZum Einsetzen von Gehirnen intp
96 Well-PlatteCorning3596Zum Ausstechen von Zellen für Hochdurchsatztests
ACSA-2 Antikörper, Anti-Maus, PEMiltenyi130-123-284Für die Durchflusszytometrie Färbung von Astrozyten
Abgewinkelte PinzetteDumont0108-5/45-POZum Sezieren
BiotinSigmaB4501für DM+/-
BorsäureSigmaB6768-500GFür Borsäurepuffer
Brilliant Violet 421 Anti-Maus CD24 Antikörper, Klon M1-69Biolegend101825Für die Durchflusszytometrie-Färbung von Neuronen und Astrozyten
Brilliant Violet 605 Anti-Maus CD45 Antikörper, Klon 30-F11Biolegend103139Für die Durchflusszytometrie-Färbung von Mikroglia
Brilliant Violet 785 Anti-Maus/humaner CD11b-Antikörper, Klon M1/70Biolegend101243Für die Durchflusszytometrie-Färbung von Mikroglia
BSA-Fraktion VSigmaA3059-10GFür SD-Inhibitor
CNPAbcamAB6319Reife Oligodendrozyten
DeckglasVWR631-0149Zum Ausschichten von Zellen für die Mikroskopie
DissektionsschereSigmaS3146-1EAFür die Dissektion
DMEM High Glucose, Natriumpyruvat, L-GlutaminGibco21969-035Für DM+/- und für Beschichtungsmedien
DNase IThermofisher 18047019Für SD-Inhibitor, kann diese oder die andere Dnase von Sigma
DNase ISigmaD4263für SD-Inhibitor verwenden, kann diese oder die andere Dnase von Thermofisher
eBioscience Fixable Viability Dye verwenden eFluor 780Thermofisher65-0865-14Lebende / Tote
Flecken Feine PinzetteDumont0102-SS135-POZum Sezieren
GFAPInvitrogen13-0300Astrozyten
HBSS w Ca MgSigmaH9269-500MLFür Beschichtungsmedien
HBSS ohne Ca MgSigmaH9394-500MLFür Gehirne, die dem
Pferdeserumzugesetzt werden sollenGibco26050-070Für Beschichtungsmedien
HydrocortisonSigmaH0396Für DM+/-
Iba1Alpha-Laboratories019-1971Microglia
InsulinSigmaI1882Für DM+
Leibovitz L-15GIbco11415-049Für SD-Inhibitor
MBPBio-RadMCA409SMyelin
Maus CCL5/RANTES DuoSet ELISA-KitBioTechneDY478-05ELISA-Kit zur Quantifizierung der Konzentration von CCL5 in Überständen von 96-Well-Platten-N1-Medienzusatz
SigmaN6530-5MLFür DM+/-
NestinMerckMAB353Neuronale Stamm-/Vorläuferzellen
NeuNThermofisherPA578499Neuronaler Zellkörper
NG2SigmaAB5320Unreife Oligodendrozyten
O4 Antikörper, Anti-Mensch/Maus/Ratte, APCMiltenyi130-119-155Für die Durchflusszytometrie-Färbung von Oligodendrozyten
Pen/StrepSigmaP0781-100MLFür DM+/- und für Beschichtungsmedien
Poly-L-LysinhydrobromidSigmaP1274Für Borsäure / Poly-L-Lysinlösung zum Beschichten von Deckgläsern
SMI31BioLegend801601Axone
NatriumtetraboratSigma221732-100GFür Borsäurepuffer
TrizolThermofisher15596026Für Lysezellen für RT-qPCR
Trypsin-Inhibitor aus SojabohnenSigmaT9003-100MGFür SD-Inhibitor

Referenzen

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