Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Aufbereitung von harten Palmsamen für die matrixgestützte Laserdesorptions-/Ionisations-Imaging-Massenspektrometrie-Analyse

1.8K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/65650

⸱

30. Juni 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratório de Biocatálise (LABIC), Instituto Nacional de Tecnologia, 2Departamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 3Centro de Espectrometria de Massas de Biomoléculas, Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho, Universidade Federal do Rio de Janeiro

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll zielte darauf ab, detaillierte Leitlinien für die Vorbereitung von harten Saatgutprobenschnitten mit niedrigem Wassergehalt für die MALDI-IMS-Analyse zu beschreiben, die ursprüngliche Verteilung und Häufigkeit der Analyten beizubehalten und eine qualitativ hochwertige Signal- und räumliche Auflösung bereitzustellen.

Zusammenfassung

Die Matrix-unterstützte Laser-Desorptions-/Ionisations-Imaging-Massenspektrometrie (MALDI-IMS) wird angewendet, um Verbindungen in ihrer natürlichen Umgebung zu identifizieren. Derzeit wird MALDI-IMS häufig in der klinischen Analyse eingesetzt. Dennoch gibt es eine hervorragende Perspektive, um diese Technik besser anzuwenden, um die physiologischen Informationen chemischer Verbindungen in Pflanzengeweben zu verstehen. Die Vorbereitung kann jedoch für bestimmte Proben aus botanischen Materialien eine Herausforderung darstellen, da MALDI-IMS dünne Scheiben (12-20 μm) für eine angemessene Datenerfassung und erfolgreiche Analyse benötigt. In diesem Sinne haben wir zuvor ein Probenvorbereitungsprotokoll entwickelt, um dünne Schnitte von harten Samen von Euterpe oleracea (Açaí-Palme) zu erhalten, die ihre molekulare Kartierung durch MALDI-IMS ermöglichen.

Hier zeigen wir, dass das entwickelte Protokoll für die Herstellung anderer Samen derselben Gattung geeignet ist. Kurz gesagt, das Protokoll basierte darauf, die Samen 24 Stunden lang in deionisiertes Wasser zu tauchen, Proben mit Gelatine einzubetten und sie in einem akklimatisierten Kryostaten zu schneiden. Für die Matrixabscheidung wurde dann eine xy-Bewegungsplattform mit einem Elektrospray-Ionisationsnadelspray (ESI) unter Verwendung einer 1:1 (v/v) 2,5-Dihydroxybenzoesäure (DHB) und einer Methanollösung mit 0,1% Trifluoressigsäure bei 30 mg/ml gekoppelt. Die Samendaten von E. precatoria und E. edulis wurden mit Hilfe von Software verarbeitet, um ihre Metabolitenmuster abzubilden.

Hexose-Oligomere wurden in Probenscheiben kartiert, um die Angemessenheit des Protokolls für diese Proben zu beweisen, da bekannt ist, dass diese Samen große Mengen an Mannan, einem Polymer der Hexose-Mannose, enthalten. Als Ergebnis wurden Peaks von Hexose-Oligomeren, dargestellt durch [M + K]+ Addukte von (Δ = 162 Da), identifiziert. So ermöglichte das zuvor speziell für E. oleracea-Samen entwickelte Probenvorbereitungsprotokoll auch die MALDI-IMS-Analyse von zwei weiteren harten Palmsamen. Kurz gesagt, die Methode könnte ein wertvolles Werkzeug für die Erforschung der Morphoanatomie und Physiologie botanischer Materialien sein, insbesondere aus schnittfesten Proben.

Einleitung

Die Matrix-unterstützte Laserdesorptions-/Ionisations-Imaging-Massenspektrometrie (MALDI-IMS) ist eine leistungsfähige Methode, die eine zweidimensionale Zuordnung von Biomolekülen ermöglicht, eine ungezielte Untersuchung ionisierbarer Verbindungen ermöglicht und deren räumliche Verteilung, insbesondere in biologischen Proben, bestimmt 1,2. Seit zwei Jahrzehnten ermöglicht diese Technik den gleichzeitigen Nachweis und die Identifizierung von Lipiden, Peptiden, Kohlenhydraten, Proteinen, anderen Metaboliten und synthetischen Molekülen wie therapeutischen Medikamenten 3,4. MALDI-IMS erleichtert die chemische Analyse in einer Gewebeprobenoberfläche ohne Extraktions-, Reinigungs-, Trenn-, Markierungs- oder Färbemittel biologischer Proben. Für eine erfolgreiche Analyse ist jedoch die Probenvorbereitung ein entscheidender Schritt in dieser Technik, insbesondere in Pflanzengeweben, die aufgrund der Umweltakklimatisierung spezialisiert und zu weit verbreiteten komplexen Organen modifiziert werden5.

Aufgrund der inhärenten physikalisch-chemischen Eigenschaften des Pflanzengewebes besteht die Notwendigkeit eines angepassten Protokolls, das den Anforderungen der MALDI-IMS-Analyse entspricht und die ursprüngliche Form des Gewebes während der Schnittvorbereitung bewahrt 6,7. Bei unkonventionellen Proben, wie z. B. Samen, sind etablierte Protokolle8 nicht anwendbar, da diese Gewebe starre Zellwände und einen geringen Wassergehalt aufweisen, was leicht zu einer Fragmentierung des Schnitts und zu einer Delokalisierung von Verbindungenführen kann 9.

Unsere Forschungsgruppe hat experimentelle Daten zur molekularen Kartierung und ein angepasstes Protokoll für die MALDI-IMS-Analyse von Açaí-Samen (Euterpe oleracea Mart.) 10,11,12 veröffentlicht, bei denen es sich um ein Nebenprodukt handelt, das bei der Herstellung des rentablen Açaí-Zellstoffs 13 in großen Mengen anfällt. Die Idee war, ein Protokoll für die In-situ-Kartierung verschiedener Metaboliten in Açaí-Saatgut zu entwickeln, um mögliche Verwendungsmöglichkeiten für diese landwirtschaftlichen Abfälle vorzuschlagen, die derzeit nicht kommerziell erforscht werden. Aufgrund der Resistenz des Açaí-Saatguts war es jedoch notwendig, ein maßgeschneidertes Protokoll zu erstellen, um eine ordnungsgemäße Probentrennung aus der MALDI-IMS-Analyse zu erhalten.

In diesem Zusammenhang hat das wirtschaftlich wichtige Açaí-Fruchtfleisch die zunehmende Vermarktung anderer Früchte der Gattung Euterpe mit ähnlichen sensorischen Eigenschaften motiviert. Die beiden aufstrebenden Palmenfrüchte, die in industriellem Maßstab als Alternative zu açaí14,15 angebaut wurden, sind E. precatoria (bekannt als açaí-do-amazonas), die im Amazonas-Trockengebiet wächst, und E. edulis (bekannt als juçara), die typisch für den Atlantischen Regenwald ist. Dennoch führt der Verzehr von Açaí-do-Amazonas und Juçara zur gleichen Anhäufung von resistentem und ungenießbarem Saatgut, das nicht genutzt wird und bisher nicht hinsichtlich seiner detaillierten chemischen Zusammensetzung untersucht wurde.

So zeigen wir hier, dass das zuvor entwickelte Protokoll mit wenigen Anpassungen verwendet werden kann, um E . precatoria - und E. edulis-Samen für die molekulare Kartierung durch MALDI-IMS zu analysieren, was sich als leistungsfähiges Werkzeug erweist, das zur Analyse der Zusammensetzung dieser Ressourcen verwendet werden kann und helfen kann, ihre potenziellen biotechnologischen Anwendungen zu bestimmen. Darüber hinaus kann die hier bereitgestellte detaillierte Beschreibung anderen mit ähnlichen Schwierigkeiten bei der Vorbereitung widerstandsfähiger Materialien für die MALDI-IMS-Analyse helfen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Die Samen der Euterpe precatoria wurden freundlicherweise vom Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (Manaus, Brasilien) gespendet, und die Samen von Euterpe edulis wurden freundlicherweise vom Silo - Arte e Latitude Rural (Resende, Brasilien) nach dem industriellen Entpulpungsprozess gespendet. Die Samen wurden in verschlossenen Plastikboxen bei Raumtemperatur aufbewahrt.

1. Matrix-unterstützte Laserdesorptions-/Ionisations-Imaging-Massenspektroskopie (MALDI-IMS)

  1. Protokoll der Saatgutsektion
    1. Lassen Sie drei Samen jeder Art 24 Stunden lang in deionisiertem Wasser ruhen.
    2. Schalten Sie am nächsten Tag den Kryostaten (siehe Materialtabelle) ein und lassen Sie ihn -20 °C erreichen.
    3. Nehmen Sie die nassen Samen aus dem Wasser. Schneiden Sie die Samen mit einer Mikrotomklinge in zwei Hälften (siehe Materialtabelle).
    4. Bereiten Sie eine frische, warme (10%) Gelatinelösung vor (siehe Materialtabelle).
    5. Legen Sie die Hälfte des Samens auf eine Form und füllen Sie sie mit frisch hergestellter Gelatine. Bei -80 °C 2 h einfrieren, bevor Sie in den Kryostaten gebracht werden.
    6. Befestigen Sie das eingebettete Saatgut mit einer optimalen Schnitttemperaturmasse (OCT, siehe Materialtabelle) auf dem Kryostatenträger und lassen Sie es 10 Minuten lang im Kryostaten zur OCT-Aushärtung.
    7. Fügen Sie einem mit Indiumzinnoxid beschichteten Glasobjektträger (ITO-Objektträger; siehe Materialtabelle) doppelseitiges Kupferklebeband (siehe Materialtabelle) hinzu.
    8. Von jeder Art werden 20 μm dicke Schnitte hergestellt und auf das doppelseitige Kupferklebeband gelegt, das auf dem ITO-Objektträger haftet.
      HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt können die auf den Objektträgern gesammelten Scheiben in einem -80 °C-Gefrierschrank gelagert werden; Alternativ können Sie mit der Matrixabscheidung fortfahren. Die Objektträger müssen in eine Halterungsträgerbox gelegt, mit gasförmigem N2 gespült und mit Folie versiegelt werden, um eine Oxidation der Probe zu verhindern (siehe Materialtabelle).
  2. Matrix-Abscheidung
    1. Legen Sie den Objektträger mit den Scheiben in einen Vakuum-Exsikkator, bis er Raumtemperatur erreicht.
    2. Machen Sie Lehrmarkierungen mit einem Korrekturstift in jeder Folienecke. Scannen Sie das Objektträger mit einem Tischscanner. Auf die Auflösung von 4.800 ppi eingestellt.
    3. Verwenden Sie eine Analysenwaage, um 30 mg 2,5-Dihydroxybenzoesäure (DHB; siehe Materialtabelle) zu wiegen und 1 ml 1:1 Methanol herzustellen: 0,1 % Trifluoressigsäure (TFA; Tabelle der Materialien) Lösung zur Auflösung des DHB.
    4. Füllen Sie eine 1-ml-Glasspritze (siehe Materialtabelle) mit DHB-Lösung und geben Sie sie in eine Spritzenpumpe (siehe Materialtabelle), die auf eine Durchflussrate von 0,8 ml/h eingestellt ist.
    5. Verbinden Sie die Spritze mit einem PEEK-Schlauch mit einer APCI-Nadel (Atmospheric Pressure Chemical Ionisation) (siehe Materialtabelle).
    6. Schließen Sie N2 an die APCI-Nadel an und stellen Sie sie auf eine Durchflussrate von 12,5 psi ein.
    7. Befestigen Sie die APCI-Nadel an der xy-Bewegungsplattform (siehe Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass sich die Spitze der APCI-Nadel 4 cm über dem Objektträger befindet.
    8. Stellen Sie mit der Zeichensoftware (siehe Materialtabelle und ergänzende Abbildung 1) die xy-Bewegungsplattform so ein, dass sie der Schablone folgt. Die Schablone besteht aus horizontalen parallelen Linien im Abstand von 1 mm.
    9. Um eine Matrixabscheidung zu erreichen, warten Sie, bis die xy-Bewegungsplattform die Schablone 20 Mal wiederholt hat.
      ACHTUNG: Die Matrixabscheidung muss in einem chemischen Abzug erfolgen.
  3. Aufnahme von Bildern
    1. Legen Sie den Objektträger in das Massenspektrometer (siehe Materialtabelle).
    2. Verwenden Sie Korrekturstiftmarkierungen, um Lehrpunkte in der referenzierten Software festzulegen (siehe Materialtabelle).
    3. Stellen Sie die Laserleistung (60 %), den Laserfokus (mittel), die Anzahl der Aufnahmen (100) und die Polarität in der Software ein (siehe Materialtabelle). Stellen Sie den Datenreduktionsfaktor von 99 % ein und speichern Sie die FID-Datei für die spätere Datenkalibrierung. Speichern Sie die Methode.
    4. Begrenzen Sie den zu analysierenden Bereich mit dem Werkzeug Polygon-Messbereich hinzufügen aus der Massenspektrometer-Software. Bearbeiten Sie die Messbereichsparameter mit Angabe der im vorherigen Schritt gespeicherten Methode und der Rasterbreite auf 100 μm (Ergänzende Abbildung S4A).
    5. Beginnen Sie mit der Bildaufnahme.
  4. Datenanalyse
    1. Verwenden Sie Matrixcluster und bekannte Verunreinigungen, um eine Massenliste in der referenzierten Software (siehe Materialtabelle) auf der Registerkarte Kalibrierung (Ergänzende Abbildung S4B) zu erstellen.
      1. Öffnen Sie die zu kalibrierenden Daten in der referenzierten Software (siehe Materialtabelle). Öffnen Sie auf der Registerkarte Kalibrierung die erstellte Massenliste und öffnen Sie ein Dialogfenster durch Rechtsklick und wählen Sie die Option Sperrmassen einstellen (Ergänzungsbild S4C).
      2. Wählen Sie den Gaußschen Fenstermodus mit 0,5 Gaußscher Verbreiterung und 3,5 Strichverbreiterung. Lassen Sie die Online-Kalibrierung deaktiviert. Wählen Sie den Modus (einzeln), den Schwellenwert (1.000) und die Massentoleranz (5 ppm). Kalibrieren Sie die Daten mit dem Prozess und speichern Sie das 2D-Datenwerkzeug (Ergänzungsbild S4C).
    2. Exportieren Sie die Daten nach der Kalibrierung in SCiLS lab oder eine andere kompatible Software und stellen Sie den gewünschten m/ z-Wert-Schwellenwert ein (gewählter Bereich: 150 bis 2.500).
      HINWEIS: Je nach Dateigröße oder den Eigenschaften des Computers kann dies einige Zeit dauern.
    3. Wählen Sie eine Normalisierungsmethode zwischen der Gesamtionenzahl (TIC) oder dem mittleren Quadrat (RMS).
      HINWEIS: Für diese Analyse wurde TIC ausgewählt.
    4. Wenn die zu kartierenden Analyten bekannt sind, zeichnen Sie jeden m/z-Wert für jeden Analyten und speichern Sie die generierten Bilder und das Spektralmitteldiagramm.
      HINWEIS: In dieser Arbeit wurden m/z-Werte von Hexose-Oligomeren unter Berücksichtigung des Kaliumaddukts ausgewählt.

2. Energiedispersive Spektroskopie (EDS)

  1. Protokoll der Saatgutsektion
    1. Erwerben Sie eine dünne Saatgutscheibe in einer Trennsägemaschine (siehe Materialtabelle).
    2. Schneiden Sie die Samen mit den folgenden Parametern: Schnittgeschwindigkeit von 500 U/min, 100 N Lastladung und 15 HC-Diamant-Wafering-Klinge (siehe Materialtabelle).
      Anmerkungen: Führen Sie die manuelle Entfernung von Fasern aus den Samen aufgrund der erforderlichen Haftung am Halt in den am Goniometer angebrachten Präzisionsschraubstöcken durch. Reinigen Sie die Klinge vor dem Gebrauch und schneiden Sie einen Teil des Samens ab, um zu verhindern, dass während der Analyse unerwünschte Mineralien hinzugefügt werden.
    3. Reinigen Sie die Proben mit Druckluft, um alle Partikelrückstände aus dem Schnitt zu entfernen (siehe Materialtabelle).
    4. Befestigen Sie einen Saatgutabschnitt mit doppelseitigem leitfähigem Carbonband (siehe Materialtabelle) in der Halterung.
  2. Analyse-Bedingungen
    1. Befestigen Sie den Träger mit einem Seed-Abschnitt in der Vakuumkammer eines Rasterelektronenmikroskops (REM), das mit EDS gekoppelt ist (siehe Materialtabelle).
    2. Elektronenmikroskopische Aufnahmen an einem Modellmikroskop mit 20 kV Beschleunigung und einer Punktgröße von 4,0 unter Verwendung von Sekundärelektronensignalen (siehe Materialtabelle), rückgestreuten Elektronen (Festkörperdetektor auf dem Polstück) und Mischungen dieser beiden Signaltypen (MIX) aufnehmen, um künstlich gefärbte Bilder zu erstellen.
    3. Verwenden Sie für die Aufnahme von EDS-Spektren ein Spektrometer (siehe Materialtabelle), das mit dem oben genannten REM gekoppelt ist. Die Bedingungskonfiguration der Bildaufnahme von EDS ist die gleiche wie beim REM.
    4. Legen Sie Neigungsgrad, Höhe und Azimut auf 0,0, 35,0 bzw. 0,0 fest.
  3. Datenerfassung
    1. Stellen Sie drei verschiedene Bereiche mit 91-facher Vergrößerung des Saatgutabschnitts ein, um Daten zu erfassen.
    2. Identifizieren Sie die Spitzen im Spektrum nach Beendigung der Erfassung oder während der Erfassung. Verwenden Sie die Schrittschaltfläche Elemente bestätigen , um die Peaks manuell zu identifizieren.
    3. Stellen Sie die Aufnahmezeit für jeden ausgewählten Bereich auf 60 s ein. Stellen Sie die Prozesszeit auf fünf ein. Die Parameter stehen für eine Prozesszeit von ein bis sechs zur Verfügung.
      HINWEIS: Die Vorzeichen der Elemente sind konstant und summieren sich, während die Geräusche zufällig und schädlich sind. Je länger die Verarbeitungszeit, desto geringer das Geräusch.
    4. Die Standardeinstellungen für die Anzeige signifikanter quantitativer Ergebnisse liegen über zwei Sigmas (Standardabweichung). Setzen Sie zwei Sigmas auf Null, um unerwünschte Ergebnisse zu reduzieren.
    5. Normalisieren Sie jede Intensität der Elemente; Dies ist ein standardisierter Parameter in der Software (siehe Materialtabelle).
    6. Um die Daten zu analysieren, exportieren Sie sie in eine DOC-Datei.
  4. Datenanalyse
    1. Stellen Sie die genaue Messung von Spitzenintensitäten für die quantitative Elementaranalyse sicher.
    2. Überlappende Peaks erfordern eine Dekonvolution für eine bessere Peaktrennung; Ziehen Sie bei Bedarf einen verrauschten Hintergrund ab.
    3. Wenn es keine Überlappung gibt, erhöhen Sie die Verstärkung, um die Signale zu verstärken und die Spektrumsqualität zu verbessern.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Das entwickelte Protokoll ermöglichte die MALDI-IMS-Analyse von E . precatoria - und E. edulis-Samen . Als Ergebnis konnten wir das Molekulargewicht und den Polymerisationsgrad (DP) von Kohlenhydraten als partielle Strukturaufklärung bestätigen. Die molekularen Informationen, die durch die MALDI-IMS-Analyse (Abbildung 1 und Abbildung 2) geliefert wurden, zeigten Peaks, die [M+K]+ Addukte von Hexose-Oligomeren (Δ = 16...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Pflanzen bestehen aus spezialisierten Geweben für bestimmte biochemische Funktionen. Daher muss das Probenvorbereitungsprotokoll für MALDI-IMS entsprechend verschiedenen Pflanzengeweben mit spezifischen physikalisch-chemischen Eigenschaften entworfen werden, da die Proben ihre ursprüngliche Analytverteilung und -häufigkeit für eine qualitativ hochwertige Signal- und räumliche Auflösung beibehalten müssen8.

Vor der MALDI-IMS-Analyse geht es in erster Linie darum, Proben ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde vom Serrapilheira-Institut (Serra-1708-15009) und der Carlos Chagas Filho-Stiftung zur Unterstützung der Forschung im Bundesstaat Rio de Janeiro (FAPERJ-JCNE-SEI-260003/004754/2021) finanziert. Das Serrapilheira-Institut und der Nationale Rat für wissenschaftliche und technologische Entwicklung (CNPq) gewährten Stipendien für Dr. Felipe Lopes Brum und Dr. Gabriel R. Martins (Institutional Capacity Building Program/INT/MCTI). Die Koordination zur Verbesserung des Hochschulpersonals (CAPES) wird für die Gewährung eines Master-Stipendiums für Herrn Davi M. M. C. da Silva gewürdigt. Das Centro de Espectrometria de Massas de Biomoléculas (CEMBIO-UFRJ) wird für die mit MALDI-IMS-Analysen erbrachten Dienstleistungen ausgezeichnet, und Herrn Alan Menezes do Nascimento und dem Centro de Caracterização em Nanotecnologia para Materiais e Catálise (CENANO-INT), finanziert durch den MCTI/SISNANO/INT-CENANO-CNPQ-Zuschuss Nr. 442604/2019, wird für die Analyse der elementaren Zusammensetzung gedankt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL gasdichte Spritze Modell 1001 TLL, PTFE Luer LockHamilton Company81320
2,5-DihydroxybenzoesäureSigma Aldrich Co, MO, USA149357
APCI NadelBruker Daltonik, Bremen, Deutschland602193
AxiDraw V3 xy motion platformEvil Mad Scientist, CA, USA2510
Kohlenstoff doppelseitiges leitfähiges Klebeband
Compass Datenanalyse-Software Erstellung der Massenliste
3M, USA1182-3/4"X18YD
Kryostat CM 1860 UVLeica Biosystems, Nussloch, Deutschland
Diamond Wafering Blade 15 HC
Everhart-Thornley Detektor
FlexImagingBruker Daltonik, Bremen, DeutschlandBilderfassung
FTMS ProcessingBruker Daltonik, Bremen, DeutschlandDatenkalibrierung
Gelatine aus RinderhautSigma Aldrich Co, MO, USAG9391
Hochprofil-Mikrotomklingen Leica 818 Leica 818Leica  Biosystems, Nussloch, Deutschland0358 38926
Indiumzinnoxid beschichteter GlasträgerBruker Daltonik, Bremen, Deutschland8237001
InkscapeInkscape Project c/o Software Freedom Conservancy, NY, USA
IsoMet 1000 PräzisionsschneiderBuehler, Illinois, USA
MethanolJ.T.Baker9093-03
Mili-Q Wasser18,2 MΩ. cm
Öl-Vakuumpumpe
Optimale Schnitttemperatur VerbindungFisher HealthCare, Texas, USA4585
Parafilm "M" SiegelfolieAmcorHS234526B
Quanta 450 FEGFEI Co, Hillsboro, OR, USA
SCiLS Lab (Multi-Vendor-Support) MS Software Bruker Daltonik, Bremen, Deutschland
Software INCA Suite 4.14 VOxford Instruments, Ableton, UK
Solarix 7TBruker Daltonik, Bremen, Deutschland
SpritzenpumpekdScientific, MA, USA78-9100K
TrifluoressigsäureSigma Aldrich Co, MO, USA302031
X-Max SpektrometerOxford Instruments, Ableton, Großbritannien
Druckluft-Kupfer-Doppelklebeband

Referenzen

  1. Buchberger, A. R., DeLaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: a review of emerging advancements and future insights. Analytical Chemistry. 90 (1), 240-265 (2018).
  2. Heeren, R. M. A. MALDITechniques in Mass Spectrometry Imaging. Encyclopedia of Spectroscopy and Spectrometry. , Elsevier Ltd. (2017).
  3. Shariatgorji, M., Svenningsson, P., Andrén, P. E. Mass spectrometry imaging, an emerging technology in neuropsychopharmacology. Neuropsychopharmacology. 39 (1), 34-49 (2014).
  4. Zaima, N., Hayasaka, T., Goto-Inoue, N., Setou, M. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry. International Journal of Molecular Sciences. 11 (12), 5040-5055 (2010).
  5. Qin, L., et al. Recent advances in matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry imaging (MALDI-MSI) for in Situ analysis of endogenous molecules in plants. Phytochemical Analysis. 29 (4), 351-364 (2018).
  6. Bhandari, D. R., et al. High resolution mass spectrometry imaging of plant tissues: Towards a plant metabolite atlas. Analyst. 140 (22), 7696-7709 (2015).
  7. Boughton, B. A., Thinagaran, D., Sarabia, D., Bacic, A., Roessner, U. Mass spectrometry imaging for plant biology: a review. Phytochemistry Reviews. 15 (3), 445-488 (2016).
  8. Dong, Y., et al. Sample preparation for mass spectrometry imaging of plant tissues: a review. Frontiers in Plant Science. 7, 60(2016).
  9. Zhang, Y. X., Zhang, Y., Shi, Y. P. A reliable and effective sample preparation protocol of MALDI-TOF-MSI for lipids imaging analysis in hard and dry cereals. Food Chemistry. 398, 133911(2023).
  10. Brum, F. L., Martins, G. R., Mohana-Borges, R., da Silva, A. S. The acquisition of thin sections of açaí (Euterpe oleracea Mart.) seed with elevated potassium content for molecular mapping by mass spectrometry imaging. Rapid Communications in Mass Spectrometry. , e9474(2023).
  11. Martins, G. R., et al. Chemical characterization, antioxidant and antimicrobial activities of açaí seed (Euterpe oleracea Mart.) extracts containing A- and B-type procyanidins. LWT. 132, 109830(2020).
  12. Martins, G. R., et al. Phenolic profile and antioxidant properties in extracts of developing açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 70 (51), 16218-16228 (2022).
  13. Jorge, F. T. A., Silva, A. S. A., Brigagão, G. V. Açaí waste valorization via mannose and polyphenols production: techno-economic and environmental assessment. Biomass Conversion and Biorefinery. , (2022).
  14. Carvalho, L. M. J., Esmerino, A. A., Carvalho, J. L. V. Jussaí (Euterpe edulis): a review. Food Science and Technology. 42, (2022).
  15. Yamaguchi, K. K. dL., Pereira, L. F. R., Lamarão, C. V., Lima, E. S., Veiga-Junior, V. F. d Amazon acai: chemistry and biological activities: A Review. Food Chemistry. 179, 137-151 (2015).
  16. Wu, R., et al. Copper adhesive tape attached to the reverse side of a non-conductive glass slide to achieve protein MALDI-imaging in FFPE-tissue sections. Chemical Communications. 57 (82), 10707-10710 (2021).
  17. Dufresne, M., Patterson, N. H., Norris, J. L., Caprioli, R. M. Combining salt doping and matrix sublimation for high spatial resolution MALDI imaging mass spectrometry of neutral lipids. Analytical Chemistry. 91 (20), 12928-12934 (2019).
  18. Aguiar, M. O., de Mendonça, M. S. Morfo-anatomia da semente de Euterpe precatoria Mart (Palmae). Revista Brasileira de Sementes. 25, 37-42 (2003).
  19. Panza, V., Láinez, V., Maldonado, S. Seed structure and histochemistry in the palm Euterpe edulis. Botanical Journal of the Linnean Society. 145 (4), 445-453 (2004).
  20. Alves, V. M., et al. Provenient residues from industrial processing of açaí berries (Euterpe precatoria Mart): nutritional and antinutritional contents, phenolic profile, and pigments. Food Science and Technology. 42, (2022).
  21. Inada, K. O. P., et al. Screening of the chemical composition and occurring antioxidants in jabuticaba (Myrciaria jaboticaba) and jussara (Euterpe edulis) fruits and their fractions. Journal of FunctionalFoods. 17, 422-433 (2015).
  22. Monteiro, A. F., Miguez, I. S., Silva, J. P. R. B., Silva, A. S. High concentration and yield production of mannose from açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds via mannanase-catalyzed hydrolysis. Scientific Reports. 9 (1), 10939(2019).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

MALDI ImagingProbenvorbereitungD nnschnitttechnikGelatine EinbettungKryostat SchnitttechnikMatrix DepositionHexose OligomereMapping von Saatgut Metaboliten
Aufbereitung von harten Palmsamen für die matrixgestützte Laserdesorptions-/Ionisations-Imaging-Massenspektrometrie-Analyse
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.