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Translationales 3D-Zellkulturmodell zur Bewertung von Hyperoxie-Effekten auf humane neonatale Atemwegsepithelzellen

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DOI:

10.3791/65913

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12. Juli 2024

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1Department of Pediatrics, Section of Neonatal-Perinatal Medicine, Center for Pregnancy and Newborn Health, University of Oklahoma Health Sciences Center, 2Department of Medicine, Section of Pulmonary, Critical Care & Sleep Medicine, University of Oklahoma Health Sciences Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein Protokoll zur Etablierung eines Luft-Flüssigkeits-Grenzflächen-Kulturmodells (ALI) unter Verwendung neonataler Tracheal-Atemwegsepithelzellen (nTAEC) und führen eine physiologisch relevante Hyperoxie-Exposition durch, um die Wirkung von atmosphärisch induziertem oxidativem Stress auf Zellen zu untersuchen, die aus dem sich entwickelnden neonatalen Atemwegsepithel stammen.

Zusammenfassung

Das Epithel der Atemwege bei Frühgeborenen ist ständig Umwelteinflüssen ausgesetzt. Einer dieser Stressoren bei Neugeborenen mit Lungenerkrankung ist die Sauerstoffspannung (O2), die höher ist als die Umgebungsatmosphäre - die sogenannte Hyperoxie (>21 % O2). Die Wirkung von Hyperoxie auf die Atemwege hängt von verschiedenen Faktoren ab, darunter das Entwicklungsstadium der Atemwege, der Grad der Hyperoxie und die Dauer der Exposition, wobei variable Expositionen möglicherweise zu einzigartigen Phänotypen führen. Während es umfangreiche Forschungen über die Auswirkungen von Hyperoxie auf die Lungenalveolarisierung und die Hyperreaktivität der Atemwege bei Neugeborenen gibt, ist wenig über die kurz- und langfristige Wirkung von Hyperoxie auf menschliche neonatale Atemwegsepithelzellen bekannt. Ein Hauptgrund dafür ist der Mangel an einem effektiven In-vitro-Modell zur Untersuchung der Entwicklung und Funktion des Epithels der Atemwege bei menschlichen Neugeborenen. Hier beschreiben wir eine Methode zur Isolierung und Expansion humaner neonataler Tracheal-Atemwegsepithelzellen (nTAECs) unter Verwendung von humanen neonatalen Trachealaspiraten und zur Kultivierung dieser Zellen in einer Luft-Flüssig-Grenzfläche (ALI)-Kultur. Wir zeigen, dass nTAECs in ALI-Kulturen eine reife polarisierte Zell-Monoschicht bilden und eine mukoziliäre Differenzierung durchlaufen. Wir stellen auch eine Methode zur moderaten Hyperoxie-Exposition der Zellmonoschicht in ALI-Kultur unter Verwendung eines speziellen Inkubators vor. Darüber hinaus beschreiben wir einen Assay zur Messung von zellulärem oxidativem Stress nach Hyperoxie-Exposition in ALI-Kulturen mittels Fluoreszenzquantifizierung, der bestätigt, dass eine moderate Hyperoxie-Exposition zellulären oxidativen Stress induziert, aber keine signifikante Zellmembranschädigung oder Apoptose verursacht. Dieses Modell kann möglicherweise verwendet werden, um eine klinisch relevante Hyperoxie-Exposition zu simulieren, der neonatale Atemwege auf der Neugeborenen-Intensivstation (NICU) ausgesetzt sind, und um die kurz- und lang anhaltenden Auswirkungen von O2 auf die Epithelprogrammierung der Atemwege bei Neugeborenen zu untersuchen. Studien, die dieses Modell verwenden, könnten genutzt werden, um Wege zu erforschen, wie oxidative Schädigungen der sich entwickelnden Atemwege im frühen Leben gemildert werden können, die an der Entwicklung langfristiger Atemwegserkrankungen bei ehemaligen Frühgeborenen beteiligt sind.

Einleitung

Therapeutischer Sauerstoff (O2) ist eine der am häufigsten verwendeten Therapien auf der Neugeborenen-Intensivstation1. Folglich ist die Hyperoxie-Exposition (>21 % O2) ein häufiger atmosphärischer Stressfaktor, dem Neugeborene mit und ohne signifikante Lungenerkrankung ausgesetzt sind. Die Reaktionen der Lunge auf Hyperoxie können je nach Intensität und/oder Dauer der Exposition und der anatomischen Lokalisation, dem Zelltyp und dem Stadium der Lungenentwicklung variieren 2,3,4,5,6. Der Großteil der Forschung zur neonatalen Hyperoxie-Lungenschädigung konzentrierte sich auf die Auswirkungen der Hyperoxie-Exposition im Rahmen der postnatalen Alveolarisierung zur Modellierung der bronchopulmonalen Dysplasie (BPD) - der häufigsten chronischen Lungenerkrankung, die Frühgeborene betrifft 6,7,8,9,10,11. Der Schweregrad der BPD wird durch die Menge der Atemunterstützung und O2 klassifiziert, die 36 Wochen nach der Menstruation im Altervon 9 Wochen benötigt wird. Die meisten Babys mit BPS verbessern sich im Laufe der Zeit klinisch, wenn die Lunge weiter wächst, wobei die Mehrheit die Atemunterstützung vor ihrem ersten Geburtstag absetzt12,13. Unabhängig von der Schwere der BPD nach der Geburt gehören zu den signifikanten Morbiditäten, die ehemalige Frühgeborene betreffen, ein 5-fach erhöhtes Risiko für Keuchen im Vorschulalter, Asthma, wiederkehrende Atemwegsinfektionen während der Kindheit und früh einsetzende chronisch obstruktive Lungenerkrankung 12,14,15,16,17,18,19. Die Wirkung von Hyperoxie auf langfristige Atemwegserkrankungen und Lungeninfektionen bei Frühgeborenen wurde unter Verwendung von in vitro und in vivo Tiermodellen untersucht 20,21,22,23,24. Die meisten dieser Modelle konzentrierten sich jedoch auf die Rolle des mesenchymalen Gewebes, des Alveolarepithels und der glatten Muskulatur der Atemwege 25,26,27,28.

Das Oberflächenepithel der Atemwege erstreckt sich über den gesamten Weg des Atmungssystems, erstreckt sich von der Luftröhre bis hinunter zur terminalen Bronchiole und endet kurz vor der Höhe der Alveolen29. Basalzellen der Atemwege sind die primären Stammzellen im Epithel der Atemwege und haben die Fähigkeit, sich in das gesamte Repertoire reifer Epithellinien der Atemwege zu differenzieren, zu denen Flimmerzellen und sekretorische Zellen gehören (Keulenzellen: nicht schleimproduzierende und Becherzellen: schleimproduzierende Zellen)29,30,31,32. Zellkulturstudien im Zusammenhang mit hyperoxischen Lungenverletzungen bei Neugeborenen haben hauptsächlich adulte Krebszelllinien von Menschen oder Mäusen verwendet33,34. Darüber hinaus wurden in den meisten In-vitro-Experimenten submerse Kultursysteme verwendet, die keine Differenzierung der Zellen in ein mukoziliäres Atemwegsepithel zulassen, das dem in vivo Atemwegsepithel beim Menschen ähnelt35. Folglich besteht eine Wissenslücke über die Auswirkungen einer Hyperoxie-induzierten Lungenschädigung auf die Entwicklung von Atemwegsepithelzellen bei menschlichen Neugeborenen. Ein Grund dafür ist der Mangel an translationalen Modellen, um die Auswirkungen der atmosphärischen Exposition auf das Atemwegsepithel von Neugeborenen zu untersuchen. Eine hyperoxische Lungenschädigung in jungen Jahren kann zu langfristigen Atemwegserkrankungen und einem erhöhten Infektionsrisiko führen, was bei ehemaligen Frühgeborenen lebensverändernde Folgen hat 14,36,37. Bei nicht überlebenden Säuglingen mit schwerer BPS weist das Oberflächenepithel der Atemwege deutliche Anomalien auf, einschließlich Becherzellhyperplasie und gestörter Ziliarentwicklung, was auf eine abnormale mukoziliäre Clearance und eine erhöhte Epithelhöhe hinweist, die das Atemwegskaliberbeeinträchtigen 38. In den letzten zehn Jahren gab es ein erhöhtes Interesse an der Kultivierung primärer Atemwegsepithelzellen an der Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche (ALI), um die postnatale Entwicklung des Atemwegsepithels zu untersuchen 39,40,41,42. ALI-Modelle von neonatalen Atemwegsepithelzellen wurden jedoch nicht im Zusammenhang mit atmosphärischen Redoxstörungsmodellen wie der Hyperoxie-Exposition verwendet.

Unter Verwendung einer zuvor veröffentlichten Methode39 haben wir neonatale Trachealaspiratproben von intubierten Neugeborenen auf der neonatologischen Intensivstation verwendet und erfolgreich primäre neonatale Trachealatepithelzellen (nTAECs) isoliert und erweitert. Wir haben Inhibitoren von Rho, Smad, Glykogensynthase-Kinase (GSK3) und Mammalian Target of Rapamycin (mTOR)-Signalweg verwendet, um die Expansionskapazität zu erhöhen und die Seneszenz in diesen Zellen zu verzögern, wie zuvor beschrieben39,42, was eine effiziente und spätere Passage von nTAECs ermöglicht. Das Protokoll beschreibt Methoden zur Etablierung von 3D-ALI-Kulturen unter Verwendung von nTAECs und zur Durchführung einer Hyperoxie-Exposition auf den nTAEC-Monolayern. Die Rho- und Smad-Hemmung wird für die ersten 7 Tage der ALI-Kultur (ALI-Tage 0 bis 7) verwendet, danach werden diese Inhibitoren für den Rest der ALI-Kulturdauer aus dem Differenzierungsmedium entfernt. Die apikale Oberfläche der ALI-kultivierten Epithelzell-Monoschicht der Atemwege bleibt der Umgebungausgesetzt 43, was atmosphärische Störungsstudien ermöglicht und der Pathobiologie eines sich entwickelnden neonatalen Atemwegs, der in vivo Hyperoxie ausgesetzt ist, sehr ähnlich ist. Die Konzentration von O2, die in früheren Zellkulturstudien (unabhängig von immortalisierten oder primären Zellen) bei hyperoxischen Lungenschäden bei Neugeborenen verwendet wurde, variiert erheblich (zwischen 40 % und 95 %), ebenso wie die Dauer der Exposition (zwischen 15 Minuten und 10 Tagen)36,44,45,46,47. Für diese Studie wurde die ALI-Zell-Monoschicht 7 Tage lang von ALI-Tag 7 bis 14 (nach Entfernung von Rho/Smad-Inhibitoren aus dem Differenzierungsmedium) mit 60% O2 exponiert. Die Hyperoxie-Exposition wurde während der frühen bis mittleren Phase der mukoziliären Differenzierung (ALI Tag 7 bis 14) im Gegensatz zum vollständig differenzierten reifen Epithel durchgeführt und simuliert somit das sich in vivo entwickelnde Atemwegsepithel bei Frühgeborenen. Diese Expositionsstrategie minimiert das Risiko einer akutenO2-Toxizität (die bei höherenO2-Konzentrationen zu erwarten ist) bei gleichzeitiger Ausübung von oxidativem Stress in einem physiologisch relevanten Bereich und ähnelt dem kritischen Fenster des Übergangs von der relativ hypoxischen intrauterinen Umgebung zu einer hyperoxischen äußeren Umgebung bei frühgeborenen menschlichen Neugeborenen.

Protokoll

Trachealaspiratproben bei Neugeborenen wurden nur nach Einverständniserklärung der Eltern entnommen, und das für die Entnahme, den Transport und die Lagerung verwendete Protokoll wurde vom Institutional Review Board (IRB) des University of Oklahoma Health Sciences Center (IRB 14377) genehmigt.

1. Vorbereitung auf die Isolierung, Passage und ALI-Kultur von nTAEC

  1. Vorbereitung der Medien
    1. Bronchialepitheliales Atemwegsmedium (BLEAM) mit Inhibitoren (BLEAM-I): Bereiten Sie 500 ml (1 Flasche, gelagert bei 4 °C) BLEAM vor, indem Sie 1,25 ml HLL-Supplement (500 μg/ml humanes Serumalbumin, 0,6 μM Linolsäure, 0,6 μg/ml Lecithin), 15 ml L-Glutamin (6 mM), 2 ml Extrakt P (0,4 %, Rinderhypophysenextrakt), 5 ml TM1 (1 μM Adrenalin, 5 μg/ml Transferrin, 10 nM Trijodthyronin, 0,1 μg/ml Hydrocortison, 5 ng/ml epidermaler Wachstumsfaktor (EGF), 5 ng/ml Insulin), 1 ml Antibiotikalösung (Normocin, 0,1 mg/ml). Um die Seneszenz der Primärzellen zu verhindern und die Effizienz der Expansion zu verbessern, fügen Sie die folgenden Wachstumsfaktor-Inhibitoren hinzu, wie zuvor beschrieben39: Y-27632 (Rho-assoziierte Proteinkinase oder ROCK-Inhibitor) mit einer Endkonzentration von 5 μM, A83-01 (hemmt die Smad-Signalgebung) mit einer Endkonzentration von 1 μM, CHIR 99021 (Glykogensynthase-Kinase-3- oder GSK3-Inhibitor) mit einer Endkonzentration von 0,4 μM und Rapamycin (Inhibitor des molekularen Ziels von Rapamycin oder mTOR) mit einer Endkonzentration Konzentration von 5 nM. Filtern Sie das Medium durch einen 0,22 μm Porenfilter. In Tabelle 1 finden Sie eine Liste der Medienkomponenten.
    2. ALI-Medium für humane Bronchiale/Trachealepithelzellen (HBTEC): Stellen Sie 500 ml HBTEC-Medium her, indem Sie die Flasche bei 37 °C auftauen und 1 ml Antibiotikalösung (Normocin, 0,1 mg/ml) hinzufügen. Nach der Zugabe filtrieren Sie das Medium durch einen 0,22 μm Porenfilter.
    3. HBTEC-Medien mit Inhibitoren (HBTEC-I): Bereiten Sie die HBTEC-Medien wie oben vor. Vor der Filterung sind folgende Inhibitoren zuzugeben: Y-27632 mit einer Endkonzentration von 5 μM und A83-01 mit einer Endkonzentration von 0,5 μM. Das Medium wird durch einen 0,22 μm Porenfilter filtriert.
      HINWEIS: Lagern Sie BLEAM-I-, HBTEC- und HBTEC-I-Medien bei 4 °C, datiert und beschriftet, im Dunkeln (in Folie eingewickelt) und erwärmen Sie nur die Aliquots dessen, was benötigt wird (Haltbarkeit beträgt 30 Tage).
    4. HEPES/FBS: Fügen Sie 500 mL HEPES-gepufferte Kochsalzlösung und 88 mL FBS hinzu (Endkonzentration beträgt 15%). Nach der Zugabe wird die Lösung durch einen 0,22 μm Porenfilter filtriert und bei 4 °C datiert und beschriftet gelagert.
      HINWEIS: Aliquot und erwärmen Sie BLEAM, HEPES-FBS und Trypsin-EDTA auf 37 °C (mindestens 30 Minuten) vor der Anwendung.
  2. Beschichtung von Kulturkolben und ALI-Zellkultureinsätzen mit einem 804G-konditionierten Medium
    1. Bereiten Sie das matrixkonditionierte Medium der 804G-Zelle (Rattenblasen-Epithelzelllinie) vor, wie zuvor beschrieben39.
    2. Beschichten Sie den Zellkulturkolben und die Zellkultureinsätze mindestens 4 h lang im 37 °C Inkubator mit 804G-konditionierten Medien, 5 % CO2. In Tabelle 2 sind die Medienmengen aufgeführt, die zum Beschichten verschiedener Kulturkolben und Zellkultureinsätze benötigt werden.

2. Isolierung und Expansion von nTAECs und Vorbereitung für die anschließende ALI-Kultur

  1. Entnehmen Sie frisches Trachealaspirat (ca. 1 ml) während des routinemäßigen Absaugens des Endotrachealtubus von intubierten Neugeborenen und sammeln Sie das Aspirat in einer Schleimfalle. Wenn das Aspiratvolumen nicht ausreicht, um die Schleimfalle zu erreichen, spülen Sie den Absaugkatheter mit 1-3 ml steriler Kochsalzlösung.
  2. Beschriften Sie die Probe und bewahren Sie sie in einem Biohazard-Beutel auf Eis auf.
    HINWEIS: Die Proben können maximal 24 h bei 4 °C auf Eis gelagert werden. Bei frischen Proben ist die Ausbeute jedoch höher.
  3. Transportieren Sie die Probe von der Neugeborenen-Intensivstation zum Labor. Beschichten Sie einen T25-Kolben mit 804G-konditioniertem Medium und bereiten Sie die Inokulation der Probe zum Zeitpunkt des Transports des Trachealaspirats zum Labor vor.
  4. Entfernen Sie die Schleimfalle aus dem Biohazard-Beutel und reinigen Sie die Außenflächen gründlich mit 70 % Ethanol, um eine Kontamination zu vermeiden. Öffnen Sie vorsichtig die Kappe der Schleimfalle unter einer sterilen Zellkulturhaube.
  5. Verdünnen Sie die Trachealaspiratprobe mit sterilem PBS auf 5 mL (um den Schleim zu verdünnen) und überführen Sie den gesamten Inhalt in ein konisches 50-ml-Röhrchen.
  6. Zentrifugieren Sie das Röhrchen bei 250 x g, 20 °C-23 °C für 5 min und entsorgen Sie den Überstand (einschließlich Schleim).
    HINWEIS: Alle Zentrifugationen hier werden bei 250 x g, 20 °C-23 °C für 5 min durchgeführt, sofern nicht anders angegeben.
  7. Resuspendieren Sie das Pellet in 5 mL BLEAM-I.
  8. Nehmen Sie den T25-Kolben aus dem Inkubator und entsorgen Sie das 804G-konditionierte Medium, bevor Sie die Probe plattieren.
  9. Die Probe wird in den T25-Kolben eingefüllt und bei 37 °C und 5 % CO2 in den Inkubator gestellt (dies wird als Durchgang 0 oder P0 bezeichnet).
  10. Wechseln Sie das Medium mit BLEAM-I 24 h nach dem Plattieren, um ungebundene Zellen auszuwaschen, und anschließend alle 48 h.
    HINWEIS: Nach der Verarbeitung der Trachealaspiratprobe und der Inkubation in BLEAM-I-Medien erscheinen quaderförmige Zellen 7-10 Tage nach der Beschichtung. Etwa 3 Wochen nach der Beschichtung sind die Zellen dicht gepackt und benötigen eine Trypsinisierung für die anschließende Passage, Expansion und Lagerung. Zellen der frühen Passage (P1 - P2) werden in Kryoröhrchen (2,5 x 10,6 Zellen pro 500 μl Gefriermedium pro Kryoröhrchen) gegeben und zur Langzeitlagerung in flüssigem Stickstoff gelagert.
  11. Tauen Sie gefrorene Zellen schnell mit flüssigem Stickstoff in einem 37 °C warmen Wasserbad auf und überführen Sie die Zellsuspension in ein steriles Röhrchen mit BLEAM-I in geeigneter Größe.
  12. Zählen Sie die Zellen, um die Gesamt- und Lebendzellzahl zu bestimmen, indem Sie eine Trypanblau-Färbung und einen automatisierten oder manuellen Zellzähler verwenden, wie zuvor beschrieben48. Die Zellsuspension wird mit einem geeigneten Volumen BLEAM-I verdünnt, so dass die Endkonzentration 2,1 x 106 Zellen in 15 ml Zellsuspension (für T75-Kolben) beträgt.
    HINWEIS: Für einen T25-Kolben werden im Allgemeinen 0,7 x 106 Zellen in 5 ml Zellsuspension für die Aussaat verwendet.
  13. Die 15-ml-Zellsuspension wird in einen T75-Kolben überführt und über Nacht bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert.
  14. Tauschen Sie am nächsten Morgen die Medien mit dem neuen BLEAM-I aus. Tauschen Sie dann alle 2 Tage das Medium gegen ein neues BLEAM-I aus. Sobald die Zellen etwa 80 % bis 90 % betragen, sind sie bereit, für die ALI-Kultur trypsinisiert zu werden.
  15. Tragen Sie 5 ml Trypsin-EDTA (T75) auf die Zellmonoschicht auf.
    HINWEIS: Denken Sie daran, frisches Trypsin zu verwenden. Vermeiden Sie die Verwendung von Trypsin, das mehrfach erhitzt wurde.
  16. Inkubieren Sie den Kolben bei 37 °C für 5 min im Inkubator. Klopfen Sie dann 8x-10x auf die Seite des Kolbens, um die Zellen zu entfernen. Überprüfen Sie unter dem Mikroskop, ob die Zellen nach der Trypsinisierung entfernt wurden. Wenn >50% der Zellen auf dem Kolben verbleiben, waschen Sie mit PBS 2x und wiederholen Sie den Trypsinisierungsschritt mit einer verkürzten Inkubationszeit von 2-3 Minuten.
  17. Stoppen Sie die Reaktion mit 15 mL HEPES-FBS und pipettieren Sie 4x-5x auf und ab. Übertragen Sie die Zellen in ein steriles Röhrchen geeigneter Größe und zentrifugieren Sie sie 5 Minuten lang bei 250 x g , um die Zellen zu pelletieren.
  18. Nach dem Zentrifugieren wird der Überstand vorsichtig abgesaugt. Lösen Sie das Zellpellet in 1 mL BLEAM-I auf, indem Sie es 5x-10x vorsichtig auf und ab pipettieren.
  19. Zählen Sie die Zellen, um die Gesamtzahl und die Anzahl der lebenden Zellen zu bestimmen. Die Zellsuspension wird mit einem geeigneten Volumen BLEAM-I verdünnt, so dass die Endkonzentration 1 x 105 lebende Zellen pro 100 μl Zellsuspension beträgt.

3. ALI-Kultur der nTAECs

HINWEIS: Zellkultureinsätze sollten mit 804G-konditionierten Medien beschichtet und vor dem nächsten Schritt mindestens 4 Stunden bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert werden (siehe Schritt 1.2).

  1. Nehmen Sie die 24-Well-Zellkulturplatte(n) mit den Zellkultureinsätzen aus dem Inkubator und entsorgen Sie das 804G-konditionierte Medium.
  2. Geben Sie 1 ml BLEAM-I in die basolaterale (untere) Kammer jeder ALI-Vertiefung. 100 μl Zellsuspension (1 x 105 Zellen) in die apikale Kammer der ALI-Zellkultureinsätze geben und die Zellen bei 37 °C, 5 % CO2 inkubieren. Diese Phase ist definiert als ALI-Tag -2.
  3. Am nächsten Tag wird das Medium in der basolateralen (1 ml) und apikalen (100 μl) Kammer mit frischem BLEAM-I gewechselt. Achten Sie beim Wechsel des Mediums in der apikalen Kammer darauf, die Zellmonoschicht nicht zu stören. Diese Phase ist definiert als ALI-Tag -1.
  4. Am nächsten Tag entfernen Sie das Medium sowohl aus der basolateralen als auch aus der apikalen Kammer.
    HINWEIS: Es dauert 2 Tage, bis die Zellen auf der Zellkulturmembran unter getauchten Bedingungen zusammenfließen. In dieser Phase kann ALI festgelegt werden.
  5. Geben Sie 1 ml HBTEC-I-Medium in die basolaterale Kammer, aber lassen Sie das apikale Kammermedium frei und der Luft ausgesetzt. Diese Phase ist als ALI-Tag 0 definiert.
  6. Tauschen Sie das HBTEC-I-Medium (1 mL) in der basolateralen Kammer weiterhin alle 48 h von ALI Tag 0 bis 6 aus. Wechseln Sie am ALI-Tag 7 bis zum gewünschten Erntezeitpunkt auf reguläre HBTEC-Medien (ohne Inhibitoren).
    HINWEIS: Während der ersten 7 Tage der ALI-Kultur können Medien aus der basolateralen Kammer in die apikale Kammer austreten. Dieses Medium muss jeden Tag sorgfältig abgesaugt werden, um die Gesundheit der Zellschicht zu erhalten und ihnen die Möglichkeit zu geben, sich zu differenzieren.
  7. Entnahme von Zellen, Zellkultureinsätzen und basolateralen Medien zu unterschiedlichen Zeitpunkten für molekulare Techniken, Assays und Analysen.
    1. Für dieses Protokoll werden an den ALI-Tagen 0, 7 und 28 Zellen für die qPCR-Genexpressionsanalyse (Standardprotokoll des Herstellers) von epithelialen Differenzierungsmarkern entnommen. An den ALI-Tagen 0, 7, 14 und 28 werden Zellkultureinsätze zur Prüfung der Barrierefunktion entnommen (unten beschriebene Methoden).
    2. Verwenden Sie an den ALI-Tagen 0 und 28 formalinfixierte Zellkultureinsätze für die Immunfluoreszenzfärbung mit epithelialen Differenzierungsmarkern (unter Verwendung des zuvor veröffentlichten Protokolls)49. Am ALI-Tag 14 werden basolaterale Medien für die Freisetzung von Laktatdehydrogenase (LDH) (Standardprotokoll des Herstellers), Zelllysate für die qPCR von Markern für oxidativen Stress und Immunoblot mit Caspase-3- und gespaltenen Caspase-3-Antikörpern (Standardprotokoll des Herstellers) und Zellkultureinsätze für den Assay mit oxidativem Stress (unten beschriebene Methode) entnommen.

4. Testen der Barrierefunktion während der ALI-Differenzierung

  1. Messung des transepithelialen elektrischen Widerstands (TEER)
    HINWEIS: Messen Sie die TEER mit einem Epithel-Volt/Ohm-Messgerät (EVOM) während der ALI-Differenzierung, um die Integrität der Zellschicht50 zu beurteilen.
    1. Verwenden Sie vor der Messung der Widerstandswerte des Testfilters eine 804G-konditionierte, medienbeschichtete Zellkultur (ohne Zellen), um den Hintergrundwiderstandswert in Ohm (Ω) zu messen
    2. Subtrahieren Sie den Hintergrundwiderstandswert von den Widerstandswerten des Testfilters und multiplizieren Sie die Differenz mit der Zellwachstumsfläche, um den TEER-Wert für jeden Testfilter zu erhalten.
      TEER = (ΩT - ΩB) X C
      TEER = transepithelialer elektrischer Widerstand (Ω,cm 2)
      ΩT = Widerstandswert des Prüffilters (Ω)
      ΩB = Wert des Hintergrundwiderstands (Ω)
      C = Oberfläche des Zellwachstums (cm2)
      HINWEIS: Zellkultureinsätze, die für TEER-Messungen verwendet werden, werden anschließend mit 10 % gepuffertem Formalin fixiert und sofort für die Immunfluoreszenzfärbung und die Fluoreszenzmikroskopie (unten beschriebene Methode) verwendet oder für die spätere Färbung bei 4 °C gelagert.
  2. Fluorescein Isethionat Dextran (FITC-dextran) Epithelpermeabilitätsassay
    HINWEIS: Der Epithelpermeabilitätstest wurde unter Verwendung von zwei verschiedenen Molekulargewichten von FITC-Dextran (10 kD und 20 kD) während der ALI-Differenzierung durchgeführt.
    1. Bereiten Sie die FITC-Dextran-Arbeitslösung (1 mg/ml) vor: Messen Sie 5 mg FITC und mischen Sie 1 ml DMSO (5 mg/ml) ein. Resuspendieren Sie 5 mg/ml-Stammmaterial in HBTEC-Medien, die auf 37 °C auf eine Konzentration von 1 mg/ml erwärmt wurden. Schützen Sie die Lösung vor Licht.
    2. Übertragen Sie die Testfilter (mit Zellen) auf eine neue 12-Well-Platte und geben Sie 1 ml HBTEC-Medium in das basolaterale Fach.
    3. Aspirieren Sie das apikale Kompartimentmedium (falls vorhanden) und ersetzen Sie es durch 250 μl FITC-Dextran-Arbeitslösung. Bei Raumtemperatur und Lichtschutz 60 min inkubieren.
    4. Beenden Sie den FITC-Dextran-Assay, indem Sie die Testfilter (mit der FITC-Dextran-Arbeitslösung) von der 12-Well-Platte entfernen.
    5. Sammeln Sie das basolaterale Medium von der 12-Well-Platte in 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und wirbeln Sie es auf.
    6. Übertragen Sie 100 μl Aliquote aus jedem Röhrchen in dreifacher Ausführung auf eine 96-Well-Mikroplatte aus schwarzem Polystyrol mit klarem Boden. Übertragen Sie 100 μl HBTEC-Medien in zusätzliche Wells in der 96-Well-Platte als Negativkontrolle zur Messung der Hintergrundfluoreszenz.
    7. Messen Sie die Fluoreszenzintensität mit einem Spektralphotometer mit 490 nm Anregung und 520 nm Emissionsmaxima.
    8. Subtrahieren Sie den durchschnittlichen Hintergrundfluoreszenzwert von den Fluoreszenzwerten des Testfilters, um eine korrigierte Fluoreszenz zu erhalten, und drücken Sie die Werte in Prozent gegen die korrigierten Fluoreszenzwerte am ALI-Tag 0 für FITC 10 kD und 20 kD aus.

5. Hyperoxie-Exposition mit dem TriGas-Inkubator

  1. Bestimmen Sie am ALI-Tag 7 die Anzahl der Zellkultureinsätze, die in Hyperoxie gesetzt werden sollen, basierend auf den Versuchs- und Ernteanforderungen.
  2. Stellen Sie den O2-Pegel im TriGas-Inkubator auf 60 % O2 ein. In der Regel dauert es ~30-45 Minuten, bis der O2-Pegel 60 % erreicht.
  3. Sobald sich derO2-Spiegel bei 60 % stabilisiert hat, legen Sie die 24-Well-Zellkulturplatte mit den Zellkultureinsätzen, die der Hyperoxiegruppe zugeordnet sind, in den Inkubator und schließen Sie die Inkubatortür.
    HINWEIS: Dieser Schritt muss so effizient wie möglich durchgeführt werden, um ein signifikantes Absinken des O2-Spiegels im Inkubator zu verhindern.
  4. Wechseln Sie das Medium in den Hyperoxie-exponierten Zellkultureinsätzen nach dem gleichen Schema wie in den Kontrollvertiefungen (21 % O2 exponiert). Überprüfen Sie die Zellkultureinsätze täglich auf Leckagen und saugen Sie Leckagen vorsichtig in die Zellkulturkammer ab.
  5. Setzen Sie die Hyperoxie-Exposition 7 Tage lang fort (ALI-Tage 7 bis 14). Sobald die Hyperoxie-Exposition abgeschlossen ist, entnehmen Sie Zellen oder führen Sie Assays mit Zellkultureinsätzen am ALI-Tag 14 durch.

6. Oxidativer Stress-Assay zur Beurteilung der Auswirkungen von Hyperoxie

HINWEIS: Wir verwendeten das CM-H2DCFDA-Assay-Kit und maßen die Fluoreszenzintensität am ALI-Tag 14 als Marker für oxidativen Stress in Zellkultureinsätzen nachO2-Exposition . H2DCFDA ist eine chemisch reduzierte und acetylierte Form von 2′,7′-Dichlorfluorescein (DCF), das ein lebendzellgenauer Indikator für reaktive Sauerstoffspezies (ROS) ist. CM-H2DCFDA ist das Thiol-reaktive Chlormethylderivat von H2DCFDA, das eine weitere kovalente Bindung an intrazelluläre Komponenten fördert und eine längere Retention des Farbstoffs in der Zelle ermöglicht. Diese Moleküle sind nicht fluoreszierend, bis die Acetatgruppen durch die Einwirkung intrazellulärer Esterasen entfernt werden und die Oxidation in der Zellestattfindet 51. Nach intrazellulärer Oxidation kann die resultierende Zunahme der Fluoreszenz mit einem Fluoreszenzmikroskop als Surrogatmaß für zellulären oxidativen Stress gemessen werden52. Das Reagenz ist leicht und luftempfindlich und muss daher vor Licht geschützt und möglichst luftdicht gehalten werden.

  1. Herstellung der CM-H2DCFDA-Assay-Lösung: Jedes Fläschchen enthält 50 μg Reagenzfarbstoff in Pulverform. Um eine 1 mM Stammlösung herzustellen, geben Sie 80 μl steriles DMSO in die Durchstechflasche, mischen Sie es gut mit einer Pipette und wirbeln Sie es vorsichtig auf. Für eine Endkonzentration von 1 μM des Farbstoffs in Zellkultureinsätzen fügen Sie 0,1 μl des 1 mM Stammmaterials pro 100 μl PBS hinzu (z. B. fügen Sie 0,6 μl Stammlösung zu 600 μl PBS für 6 Zellkultureinsätze hinzu).
    HINWEIS: Die Endkonzentration des Farbstoffs kann zwischen 1-5 μM variieren. Die Dosis muss für jede Kulturbedingung optimiert werden.
  2. Geben Sie 100 μl der 1 μM Farbstofflösung in jede Zellkultur sowohl für die Hyperoxie- als auch für die Normoxie-exponierte Gruppe. Verwenden Sie mindestens 1 Zellkultur als Negativkontrolle aus jeder Behandlungsgruppe (100 μl PBS ohne Farbstoff). Bei 37 °C 30 min lichtgeschützt inkubieren. 1x mit PBS waschen.
  3. Vorbereitung der Objektträger: Überschüssiges PBS abtropfen lassen. Halten Sie die Zellkultureinsätze vorsichtig fest und schneiden Sie mit einer Klinge langsam die Zellkulturmembran heraus. Gießen Sie 1-2 Tropfen Eindeckflüssigkeit auf den Objektträger. Halten Sie mit einer Pinzette mit flacher Spitze vorsichtig die Ecke der Membran fest, legen Sie sie mit der Zellseite nach unten auf das Eindeckmittel und decken Sie sie mit einem Deckglas ab. Überschüssige Eindeckflüssigkeit entfernen und 15 Minuten bei Raumtemperatur lichtgeschützt an der Luft trocknen lassen. Die Folien können nun bebildert werden.
    HINWEIS: Die Vorbereitung des Objektträgers und die Fluoreszenzmikroskopie sollten so schnell wie möglich durchgeführt werden, da die Fluoreszenzintensität im Laufe von 2-3 h deutlich nachlässt.
  4. Fluoreszenzmikroskopie: Nehmen Sie Bilder mit einem Fluoreszenzmikroskop unter Verwendung des Cy2-Kanals (Cyanin-2) auf. Nehmen Sie Bilder von drei separaten, nicht überlappenden Bereichen pro Zellkultur auf.
  5. Fluoreszenzdetektion von oxidativem Stress
    HINWEIS: Verwenden Sie die Bilder aus der Fluoreszenzmikroskopie, um die korrigierte Gesamtzellfluoreszenz (CTCF) mit der ImageJ-Software (https://imagej.nih.gov/ij/) und dem unten beschriebenen Arbeitsablauf zu messen. CTCF dient als Marker für oxidativen Stress in den Zellkultureinsätzen nach Hyperoxie-Exposition und wird durch Eliminierung der Hintergrundfluoreszenz mit Hilfe der ImageJ-Software gemessen.
    1. Öffnen Sie das Mikroskopiebild in ImageJ und wählen Sie den gewünschten Bereich mit dem Rechteckwerkzeug aus. Speichern Sie den Auswahlbereich (α), indem Sie mit der rechten Maustaste klicken und wählen Sie Zum ROI-Manager (Region of Interest) hinzufügen aus. Verwenden Sie diesen Auswahlbereich für alle Bilder.
    2. Wählen Sie die Parameter für die Messung unter Analysieren > Messungen einstellen aus und wählen Sie auf der Registerkarte Einstellungen Fläche, Integrierte Dichte und Mittlerer Grauwert aus.
    3. Verwenden Sie für jedes Bild denselben Auswahlbereich aus dem ROI-Manager und wählen Sie Analysieren > Messen. Der integrierte Dichtewert stellt die Gesamtfluoreszenz (Ft) des ausgewählten Bereichs dar. Notieren Sie sich die Messwerte im Popup-Fenster.
    4. Um die Hintergrundfluoreszenz (Fb) in jedem Bild zu korrigieren, wählen Sie mit dem Rechteckwerkzeug einen kleinen Bereich eines nicht fluoreszierenden Bereichs aus. Wählen Sie Analysieren > Messen für diesen Bereich aus. Der mittlere Intensitätswert stellt Fb dar. Notieren Sie sich die Messwerte im Popup-Fenster.
    5. Berechnen Sie den CTCF, indem Sie die mittlere Fluoreszenzintensität der Hintergrundmesswerte mit der Gesamtfläche des ROI multiplizieren und diese Zahl vom integrierten Dichtewert des ROI subtrahieren. Wiederholen Sie diesen Arbeitsablauf für alle Bilder für beide Behandlungsgruppen (Kontrolle und Hyperoxie).
      CTCF = Ft - (Fb x α)
      CTCF = Korrigierte Gesamtzellfluoreszenz (A.U.)
      Ft = Gesamtfluoreszenz
      Fb = Hintergrundfluoreszenz
      α = Auswahlbereich

Ergebnisse

Um nTAECs zu isolieren, sammelten wir tracheale Aspiraten von intubierten Neugeborenen auf der Neugeborenen-Intensivstation und transportierten die Aspirate auf Eis zur weiteren Verarbeitung ins Labor (Abbildung 1A). Nach der Aussaat der Trachealaspiratproben in epithelialem Wachstumsmedium der Atemwege (BLEAM-I mit Rho/Smad-, GSK3- und mTOR-Inhibitoren) erschienen quaderförmige Zellen innerhalb von 7-10 Tagen. Nach 14 Tagen waren die Zellen zu 50 % bis 60 % konfluent, und etwa 21 Tage nach der Beschichtung waren die Zellen dicht gepackt und benötigten eine Trypsinisierung für die anschließende Passage und Expansion. Serielle Passagen dieser Zellen (bis zu P3) wurden zur Langzeitlagerung in flüssigem Stickstoff kryokonserviert. Die Zellen (≤ Passage 3) wurden dann für die ALI-Kultur aufgetaut.

nTAECs wurden in ALI kultiviert, sobald sie in einer T75-Platte unter getauchten Bedingungen eine Konfluenz von etwa 80 % bis 90 % erreichten. Wir führten eine Immunfluoreszenzfärbung der nTAEC-Monoschicht am ALI-Tag 0 mit den basalzellspezifischen Markern Cytokeratin-5 (KRT5)53 und Tumorprotein p63 (TP63)54 durch (Abbildung 1B). Am ALI-Tag 0 sind fast alle Zellen KRT5- und TP63-positiv, was auf einen Phänotyp der Basalzellen der Atemwege mit minimaler Differenzierung hindeutet. Nachdem ALI etabliert war, wurde der TEER mit EVOM gemessen (Abbildung 1C) und stieg in der frühen Phase der ALI-Kultur (ALI-Tag 0 bis 7) schnell an, als die nTAECs begannen, eine reife polarisierte Zellmonoschicht zu bilden, mit anschließendem Plateau des TEER zwischen ALI-Tag 7 und Tag 28 (Abbildung 1D). Darüber hinaus wurde FITC-Dextran mit zwei Molekulargewichten (10 kD und 20 kD) verwendet, um die parazelluläre Permeabilität während der ALI-Differenzierung zu beurteilen, und zeigte eine insgesamt allmähliche Abnahme der Fluoreszenz im Laufe der Zeit (Abbildung 1E). Dies korreliert mit der Bildung einer reifen Zell-Monoschicht während der ALI-Differenzierung mit abnehmender Permeabilität für gelöste Stoffe. 

Während der ALI-Kultur differenzieren sich Basalzellen in reife Epithellinien, zu denen Flimmerzellen, nicht schleimsernde Keulzellen und schleimsernde Becherzellen gehören39. Die Genexpressionsanalyse von reifen epithelzellspezifischen Markern am ALI-Tag 0 zeigte eine minimale bis keine Expression des Forkhead-Box-Proteins J155 (FOXJ1, Flimmerzellmarker), des Uteroglobins56 (SCGB1A1, Clubzellmarker) und des Mucin-5AC57 (MUC5AC, Becherzellmarker; Abbildung 2A), mit anschließendem Anstieg (ALI Tag 7 und 28), was auf eine Differenzierung in diese reifen Atemwegsepithel-Subtypen während der ALI-Kultur hindeutet. Zusätzlich führten wir am ALI-Tag 28 eine Immunfluoreszenzfärbung unter Verwendung reifer epithelzellspezifischer Marker und einer quantifizierten Epitheldifferenzierung durch, die aus acetylierten Tubulin58 (TUBA4A) positiven Flimmerzellen (~22%), SCGB1A1 positiven Clubzellen (~13%) und MUC5AC positiven Becherzellen (~3%) bestand, während der Rest KRT5-positive Basalzellen (~51%) und andere seltene Zelltypen waren (Abbildung 2B).

Rho- und Smad-Inhibitoren wurden während der ersten 7 Tage der ALI-Kultur (ALI-Tage 0 bis 7) verwendet und dann für den Rest der ALI-Kulturdauer aus dem Differenzierungsmedium entfernt (Abbildung 3A). Die apikale Oberfläche der Zellmonoschicht wird während der ALI-Kultur der Luft ausgesetzt, was Untersuchungen zur atmosphärischen Störung ermöglicht. Die Hyperoxie-Exposition der Zellmonoschicht wurde mit 60% O2 kontinuierlich für 7 Tage von ALI Tag 7 bis 14 unter Verwendung des TriGas Inkubators durchgeführt. Die Kontrollgruppe wurde in einem separaten Inkubator mit Raumluftexposition (21 % O2) gehalten. Angesichts der zukünftigen Absicht, die lang anhaltenden Folgen (1-2 Wochen nach Abschluss der O2 -Exposition) der O2 -Exposition auf die Entwicklung und Regeneration des Epithels der Atemwege zu untersuchen, war es wichtig, dass die O2 -Exposition nicht akut zu einer schweren Zytotoxizität oder Membranschädigung in dem Maße führte, dass sie die ALI-Zellmonoschicht signifikant störte. Um die Schädigung der Zellmembran zu beurteilen, maßen wir die LDH-Freisetzung in den basolateralen Medien am ALI-Tag 14, was keinen signifikanten Unterschied zwischen Hyperoxie und raumluftbehandelten Kulturen zeigte (Abbildung 3B). Um weiter zu beurteilen, ob die zytotoxischen Effekte von O2 signifikant genug sind, um Apoptose in nTAECs zu induzieren, führten wir Immunoblot für Gesamt-Caspase-3 und gespaltene Caspase-359 an Zelllysaten durch, die aus Hyperoxie- und Raumluft-exponierten Gruppen am ALI-Tag 14 gewonnen wurden (Abbildung 3C). Die Gesamtexpression von Caspase-3 war zwischen den beiden Gruppen vergleichbar, und eine gespaltene Caspase-3-Expression wurde nicht nachgewiesen, was darauf hindeutet, dass 7 Tage mit 60%O2-Exposition am ALI-Tag 14 keine Apoptose in nTAECs induzierten. Zusätzlich wurde eine Positivkontrolle mit Inkubation von nTAECs über Nacht unter getauchten Bedingungen mit steigenden Konzentrationen von Staurosporin (0,5 μM, 1 μM und 2 μM), einem zytotoxischen Wirkstoff und einem Apoptose-Induktor entwickelt. Immunoblotting für die Gesamt-Caspase-3- und gespaltene Caspase-3-Expression bestätigte die erfolgreiche Induktion der Apoptose. Zur Messung des oxidativen Stresses, der durch eine 60%igeO2-Exposition induziert wird, wurde ein zellulärer oxidativer Stressassay mit Fluoreszenzintensitätsmessung an den nTAEC-Zellmonolayern auf ALI 14 durchgeführt (Abbildung 3D). Die Hyperoxie-Exposition verursachte einen signifikanten Anstieg der Fluoreszenzintensität (berechnet durch korrigierte Gesamtzellfluoreszenz oder CTCF) im Vergleich zu Raumluft-exponierten Zellen, was auf einen erhöhten zellulären oxidativen Stress hindeutet. Die Genexpressionsanalyse von antioxidativen Genen zeigte, dass 60 % O2 am ALI-Tag 14 eine Hochregulation dieser antioxidativen Gene verursachten, wobei Katalase, SOD1, SOD2 und GPX3 signifikant hochreguliert waren (Abbildung 3E).

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Abbildung 1: Neonatale tracheale Atemwegsepithelzellen (nTAECs) wurden erfolgreich aus neonatalen Trachealaspiraten isoliert und in der Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche (ALI) kultiviert. (A) nTAECs, die mittels Trachealaspiration von intubierten Neugeborenen isoliert wurden, wurden im submersen Zustand mit anschließender ALI-Kultur passageiert. (B) Die Zellen wurden am ALI-Tag 0 für die Immunfluoreszenzfärbung mit den Basalzellmarkern KRT5 (rot) und TP63 (rot) der Atemwege geerntet. Die Zellkerne werden mit DAPI blau gefärbt. Maßstabsbalken = 50 μm. (C) Messung des transepithelialen elektrischen Widerstands (TEER) in Zellkultureinsätzen mit einem Epithel-Volt/Ohm-Messgerät (EVOM). (D) Der TEER wurde während der ALI-Differenzierung gemessen. Die Daten werden als Mittelwert dargestellt (n=2 Spender, 5-10 Wells pro Spender pro Zeitpunkt). Die Fehlerbalken zeigen das REM an. (E) Der transepitheliale Permeabilitätsassay des Fluorescein-Isothiocyanat-Dextrans (FITC-Dextran) wurde während der ALI-Differenzierung unter Verwendung von zwei verschiedenen Molekulargewichten von FITC-Dextran (10 kD und 20 kD) durchgeführt. FITC-Dextran-Lösung (10 kD oder 20 kD) wurde in die apikale Kammer gegeben, und die Zellkultureinsätze wurden 60 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Fluoreszenz in den basolateralen Kammermedien wurde spektrophotometrisch in 96-Well-Platten gemessen. Die Hintergrundfluoreszenz (HBTEC-Medien) wurde von den Testmessungen abgezogen, um einen korrigierten Fluoreszenzwert zu erhalten (ausgedrückt in Prozent im Vergleich zu den Werten von Tag 0). Die Daten werden als Mittelwert dargestellt (n=2 Spender, drei Vertiefungen pro Spender und Zeitpunkt für jedes Molekulargewicht von FITC-Dextran). Fehlerbalken zeigen SEM an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: Neonatale tracheale Atemwegsepithelzellen (nTAECs) durchlaufen während der Luft-Flüssig-Grenzfläche (ALI)-Kultur eine mukoziliäre Differenzierung. (A) Die Zellen wurden an den ALI-Tagen 0, 7 und 28 für die qPCR-Analyse von epithelzellspezifischen Markern entnommen: Cytokeratin-5 (KRT5) für die Basalität, Forkhead-Box-Protein J1 (FOXJ1) für Flimmertiere, Uteroglobin (SCGB1A1) für Club und Mucin-5AC (MUC5AC) für Becherzellen. Die relative Expression jedes Gens wurde mit der δCt-Methode mit GAPDH als endogener Kontrolle bestimmt. Die Daten werden als Mittelwert dargestellt (von n = 3 Spendern, drei Wells pro Spender pro Zeitpunkt). Fehlerbalken zeigen SEM an. Die statistische Analyse wurde unter Verwendung einer bidirektionalen ANOVA mit Tukey-Post-hoc-Analyse durchgeführt, *p=0,0114, ***p=0,0005, ***p<0,0001. (B) Immunfluoreszenzfärbungen von basalen (KRT5, rot), Flimmerzellen (acetyliertes Tubulin oder TUBA4A, grün), Keulen- (SCGB1A1, rot) und Becherzellen (MUC5AC, grün) wurden am ALI-Tag 28 durchgeführt, um die epitheliale Differenzierung zu quantifizieren. Die Zellkerne werden mit DAPI blau gefärbt. Daten für den Prozentsatz (%) positiver Zellen, die als Mittelwert dargestellt wurden (n=2 Spender, zwei Zellkultureinsätze pro Spender, 6-8 nicht überlappende Bilder pro Objektträger, mindestens 3000 Zellen pro Objektträger). Fehlerbalken zeigen SEM an. Maßstabsbalken = 50 μm.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: Hyperoxie induziert zellulären oxidativen Stress in neonatalen trachealen Atemwegsepithelzellen (nTAECs), verursacht jedoch keine signifikante Zellmembranschädigung oder Apoptose. (A) Experimenteller Zeitplan für die Hyperoxie-Exposition von nTAECs mit dem Trigas-Inkubator. Die Sauerstoffexposition wurde begonnen, nachdem die Inhibitoren am ALI-Tag 7 aus dem Differenzierungsmedium entfernt worden waren, und wurde 7 Tage lang fortgesetzt (ALI-Tag 7 bis 14). (B) Basolaterale Medien wurden für den LDH-Freisetzungsassay entnommen, um die Zellmembranschädigung zwischen Raumluft (Kontrolle) und 60 % O2 (Hyperoxie) exponierter Gruppe an ALI-Tag 14 zu beurteilen. Die Daten werden als einzelne Datenpunkte (korrigierte Absorption) dargestellt, wobei die Linien den Gesamtmittelwert für jede Gruppe darstellen, n=3 Spender, die durch schwarze Kreise, Quadrate und Dreiecke mit jeweils vier Vertiefungen pro Spender gekennzeichnet sind. Die statistische Analyse wurde mit einem ungepaarten t-Test durchgeführt, p=0,6184. (C) Die Zellen wurden am ALI-Tag 14 entnommen, und es wurde ein Immunblotting für Apoptosemarker (Caspase-3 und gespaltene Caspase-3) durchgeführt, um die Reaktionen zwischen Raumluft undO2-exponierten nTAECs zu vergleichen. Die Positivkontrolle für den Assay wurde durch Inkubation von nTAECs über Nacht mit Staurosporin (Stau 0,5 μM, 1 μM und 2 μM) oder Vehikelkontrolle (Veh Ctrl) unter submersen Kulturbedingungen entwickelt. Die Zellen wurden für den Immunoblot mit Gesamt-Caspase-3 und gespaltenem Caspase-3-Antikörper entnommen. Die Densitometrie wurde mit α-Tubulin als Haushaltsgen durchgeführt. Die Daten werden als Mittelwert dargestellt (von n=2-3 Spendern, ein bis zwei Vertiefungen pro Spender). Fehlerbalken zeigen SEM an. Ein ungepaarter t-Test wurde verwendet, um die Gesamtexpression von Caspase-3 zwischen Raumluft und der 60% O2 -Gruppe zu vergleichen, p = 0,4. Die unidirektionale ANOVA wurde verwendet, um die Gesamtexpression von Caspase-3 und gespaltener Caspase-3 zwischen Veh Ctrl- und Stau-exponierten Gruppen zu vergleichen, *p<0,05, ***p<0,0005. (D) Der CM-H2DCFDA-Assay für zellulären oxidativen Stress wurde am ALI-Tag 14 mit Zellkultureinsätzen durchgeführt, die aus der Raumluft undO2-exponierten nTAECs entnommen wurden. Gezeigt werden repräsentative Fluoreszenzmikroskopie-Aufnahmen von Raumluft (Kontrolle) und 60% O2 (Hyperoxie) exponierten Zellkultureinsätzen. Die korrigierte Gesamtzellfluoreszenz (CTCF) wurde berechnet, um den zellulären oxidativen Stress zwischen Raumluft und 60% O2 -exponierten nTAECs zu vergleichen. Die CTCF-Daten werden als einzelne Datenpunkte mit einer Linie dargestellt, die den Gesamtmittelwert für jede Gruppe angibt, 6-7 Bilder/Gruppe von 2 einzelnen Spendern (schwarze Kreise und Quadrate) mit zwei Vertiefungen pro Spender. Die statistische Analyse wurde unter Verwendung eines ungepaarten t-Tests (*p<0,05) durchgeführt. Maßstabsbalken = 50 μm. (E) Die Zellen wurden am ALI-Tag 14 aus der Raumluft entnommen und in Hyperoxie-exponierten Vertiefungen für die qPCR-Analyse von Genen für oxidativen Stress, einschließlich Katalase, Superoxiddismutase 1 und 2 (SOD1 und SOD2), Glutathionperoxidase 1, 2 und 3 (GPX1, GPX2 und GPX3), durchgeführt. Die Faltungsänderungsdaten jedes Gens wurden mit der δCt-Methode mit 18s rRNA als endogene Kontrolle bestimmt. Die Daten werden als Mittelwert dargestellt (von n=3 Spendern, zwei Wells pro Spender). Fehlerbalken zeigen SEM an. Die statistische Analyse wurde unter Verwendung eines ungepaarten t-Tests durchgeführt, *p<0,05, **p=0,006.  Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

MedienkomponenteMengeEndkonzentration
BLEAM-I
BLEAM-Medien500 mL
HLL-Zuschlag1,25 mL500 μg/ml humanes Serumalbumin
0,6 μM Linolsäure; 0,6 μg/ml Lecithin
L-Glutaminca. 15 mL6mM
Extrakt P2 mL0,4% Rinder-Hypophysen-Extrakt
TM15 mL1 μM Adrenalin; 5 μg/ml Transferrin
10 nM Trijodthyronin; 0,1 μg/ml Hydrocortison
5 ng/ml Epidermaler Wachstumsfaktor (EGF)
5 ng/ml Insulin
Normocin1 mL0,1 mg/ml
Nr. Y-27632Kann je nach Chargennummer variieren5 μM
Nr. A83-01Kann je nach Chargennummer variieren1 μM
CHIR 99021Kann je nach Chargennummer variieren0,4 μM
RapamycinKann je nach Chargennummer variieren5 nM
HBTEC
HBTEC-Medien500 mL
Normocin1 mL0,1 mg/ml
HBTEC-I
HBTEC-Medien500 mL
Normocin1 mL0,1 mg/ml
Nr. Y-27632Kann je nach Chargennummer variieren5 μM
Nr. A83-01Kann je nach Chargennummer variieren0,5 μM

Tabelle 1: Medienkomponenten für bronchialepitheliales Atemwegsmedium mit Inhibitoren (BLEAM-I), humane Bronchialepithel-/Trachealepithelzell-ALI-Medien mit Inhibitoren (HBTEC-I) und HBTEC.

Zellkulturflasche/Zellkultureinsätze804G zellkonditionierte Medien (ml)
T25-Kolben3 mL
T75-Kolben5 mL
24-Well-Zellkultureinsatz (0,4 μm Porengröße, 0,33 cm2 Oberfläche)400 μL

Tabelle 2: Volumina von 804G-Zell-abgeleiteten, matrixkonditionierten Medien, die für Kulturflaschen und Zellkultureinsätze benötigt werden.

Diskussion

Das hier beschriebene Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Entnahme und Verarbeitung von neonatalen Trachealaspiratproben von intubierten Neugeborenen auf der Neugeborenen-Intensivstation mit anschließender Isolierung und Expansion von lebenden nTAECs aus diesen Proben unter Verwendung zuvor etablierter Methoden39. Darüber hinaus haben wir eine Methode zur Kultivierung von nTAECs auf ALI beschrieben und ihre Differenzierung in ein polarisiertes mukoziliäres Atemwegsepithel als Funktion der Zeit durch Messung von TEER, FITC-Dextran-Assay, Immunfluoreszenzfärbung und qPCR-Analyse von zelltypspezifischen Markern (d.h. Basal-, Flimmer-, Keulen- und Kelchmarkern) beschrieben. Der neue Aspekt dieses Protokolls ist die atmosphärische Redoxstörung, die durch moderate Hyperoxie-Exposition (60% O2) an sich entwickelnden nTAEC-Monoschichten durchgeführt wird. Wir haben gezeigt, dass eine 7-tägige Exposition von 60% O2 zellulären oxidativen Stress in nTAECs induziert. Wir zeigen weiterhin, dass dieO2-Expositionsstrategie nicht akut eine signifikante zelluläre Apoptose oder Zellmembranschädigung induziert, was die Aufrechterhaltung dieser nTAECs in ALI-Kultur über den Zeitpunkt des Abschlusses derO2-Exposition hinaus ermöglicht. Daher kann das Modell möglicherweise verwendet werden, um sowohl kurz- als auch langanhaltende Auswirkungen derO2-Exposition auf die epitheliale Programmierung der Atemwege bei Neugeborenen zu untersuchen.

Die Kultivierung von nTAECs in ALI bietet gewisse Vorteile gegenüber herkömmlichen submersen Kulturen, da sie die Bildung einer polarisierten Epithel-Monoschicht der Atemwege mit Tight-Junction-Bildung und mukoziliärer Differenzierung fördert60,61. Frühere Studien mit nTAECs haben gezeigt, dass die Zellen in der frühen Phase der ALI-Kultur (ALI-Tag 0 bis 7) eine Pseudo-Stratifizierung durchlaufen (die als mehrschichtige im Gegensatz zu einer einzelnen Zellschicht erscheinen) und schließlich am Ende der zweiten Woche ein reifes pseudostratifiziertes Epithel bilden 42,62. Die Bildung von Tight Junctions verläuft in der frühen Phase der ALI-Kultur ähnlich, begleitet von einem raschen Anstieg der TEER mit einem späteren Plateauvon 63, wie im Modell mit nTAECs gezeigt wurde. Darüber hinaus verbessern in ALI kultivierte Atemwegsepithelzellen die Expression und die apikolaterale Lokalisation von Claudin-1 (einer Komponente des Tight Junction Complex), was die Dichtungseigenschaften von Tight Junctions während der ALI-Kultur erhöht und die Bildung einer reifen Zellmonoschichtfördert 63. Dies korreliert mit einer verminderten parazellulären Permeabilität, die im Modell mit dem FITC-Dextran-Assay getestet wurde und einen allgemein abnehmenden Trend in der Monolayer-Permeabilität zeigte. Wir haben das mukoziliäre Differenzierungsmuster in nTAECs mit Immunfärbung für ciliated (TUBA4A), Club (SCGB1A1) und Goblet (MUC5AC) zellspezifische Marker am ALI-Tag 28 beschrieben. Zusätzlich führten wir die Genexpression von Flimmertier- (FOXJ1), Keulen- (SCGB1A1) und Becherzell-spezifischen Markern (MUC5AC) während des ALI-Zeitverlaufs durch. Andere Gruppen haben gezeigt, dass der Transkriptionsfaktor FOXJ1 essentiell für die bewegliche Ziliogenese ist, während TUBA4A sowohl in primären als auch in beweglichen Zilien vorhanden ist64,65. In diesem Modell korreliert das Genexpressionsmuster für FOXJ1 während der ALI-Differenzierung von nTAECs in etwa mit dem Zeitpunkt des Auftretens beweglicher Zilien in Epithelkulturen der Atemwege aus früheren Studien 64,66.

Eine kürzlich durchgeführte Studie von Teape et al. untersuchte die proteomischen und metabolomischen Auswirkungen der Hyperoxie-Exposition auf die ALI-Kultur67. Die Zellen stammten jedoch von erwachsenen Spendern. Frühere Studien zum Respiratorischen Synzytial-Virus (RSV)62,68,69,70 und die jüngste COVID-19-Pandemie71 haben die Bedeutung altersbedingter Unterschiede in der Reaktion und Funktion des Epithels der Atemwege hervorgehoben. Zhao et al. verwendeten ähnliche Arbeitsabläufe zur Isolierung von neonatalen und adulten Atemwegsepithelzellen und zeigten, dass es nach 21 Tagen ALI-Differenzierung keine signifikanten Unterschiede in der zellulären Zusammensetzung zwischen neonatalen und adulten Atemwegsepithelzellen gab62. Es gab jedoch deutliche Unterschiede in ihrer Reaktion auf eine RSV-Infektion, wobei neonatale Zellen im Vergleich zu Erwachsenen mehr RSV-infizierte Zellen und Epithelschäden zeigten. Im Allgemeinen führten die von Zhao et al. verwendeten Kulturbedingungen zu einer robusteren Differenzierung der nTAECs im Vergleich zu unseren, mit einer höheren Anzahl von Flimmerzellen (41% vs. 22%) und Becherzellen (10% vs. 3%). Diese Unterschiede könnten auf die Verwendung unterschiedlicher Wachstumsmedien zurückzuführen sein. Es wurde gezeigt, dass das von ihrer Gruppe verwendete PneumaCult-ALI-Medium (im Gegensatz zum HBTEC-ALI-Medium) eine robustere Differenzierung mit einer höheren Anzahl von Flimmer- und Becherzellen induziert72. In diesem Modell zeigte die Genexpression von zelltypspezifischen Markern für Flimmer-, Keulen- und Becherzellen einen anfänglichen schnellen Anstieg (ALI-Tag 0 bis 7) mit späterem Rückgang um ALI-Tag 28. Ein möglicher Grund könnte das Plateau der Differenzierung nach ALI Tag 14 sein, das in früheren Studien mit nTAECs42 gezeigt wurde.

Wir haben die Anwendung einer moderaten Hyperoxie-Exposition (60 %O2) für 7 Tage beschrieben, die unserer Meinung nach die realen Erfahrungen von Frühgeborenen auf der Neugeborenen-Intensivstation besser simuliert als die Verwendung von sehr hohenO2-Spiegeln (> 80 %O2)67 , bei denen das Risiko einer akutenO2-Toxizität erhöht ist1, 5. Aufbereitung Tatsächlich wurde gezeigt, dass eine 95%igeO2-Exposition von neugeborenem Lungengewebe die zelluläre Apoptose durch Caspase-Aktivierung induziert73. Diese Expositionsstrategie ist jedoch nur bei einem geringen Prozentsatz der Säuglinge auf der neonatologischen Intensivstation relevant, die als Folge der O2-induzierten akuten Lungenschädigung eine schwere BPD mit chronischen bronchialen Erkrankungen entwickeln (Modell der akuten Lungenschädigung)37. In der modernen Ära des vernünftigen Einsatzes derO2-Therapie werden die meisten Frühgeborenen nicht mit einem so hohenO2-Spiegel konfrontiert; Sie sind jedoch immer noch gefährdet, in Zukunft eine Atemwegserkrankung zu entwickeln (Entwicklungsstörungsmodell). In dieser letzteren Gruppe kann die Verletzung durch Redoxstörung im frühen Leben zunächst stumm sein, sich aber später im Kleinkindalter oder darüber hinaus in Form einer chronischen Atemwegserkrankung manifestieren37. Unsere Daten unter Verwendung eines zellulären oxidativen Stressassays zeigten, dass eine moderate Hyperoxie-Exposition (60%O2) den oxidativen Stress innerhalb der nTAEC-Zellmonoschicht signifikant erhöhte. Die Analyse der LDH-Freisetzung und der zellulären Caspase-3-Aktivierung deutete darauf hin, dass unsere Hyperoxie-Expositionsstrategie keinen signifikanten Zelltod verursachte. Die von uns beschriebenen Methoden und das Modellsystem können möglicherweise genutzt werden, um O2-sensitive molekulare Mechanismen in jungen Jahren als Verbindung zur späteren Entwicklung von Lungenerkrankungen bei ehemaligen Frühgeborenen aufzudecken.

Während des fötalen Lebens sind die Epithelzellen der Atemwege in die Lungenflüssigkeit getaucht und existieren in der relativ hypoxischen intrauterinen Umgebung26. Neonatale Atemwegsepithelzellen durchlaufen einen schnellen Umsatz und eine schnelle Differenzierung und bilden eine kritische Barriere zwischen der Lunge und der Außenwelt. Beim Übergang von Neugeborenen in das postnatale Leben sind die Epithelzellen der Atemwege einer relativ hyperoxischen postnatalen Umgebung ausgesetzt. Dieser Übergang wird bei Frühgeborenen und klinisch kranken Neugeborenen abrupter, da sie im Rahmen ihrer Versorgung routinemäßig auch therapeutisches O2 benötigen40,74, wodurch sie nach der Geburt einem hohen Risiko für oxidative Schädigungen ausgesetztsind 1. Während die Auswirkungen von Hyperoxie auf die postnatale Lungenalveolarisation in Tiermodellen gut charakterisiert wurden75, sind die Auswirkungen der Hyperoxie-Exposition auf die Entwicklung von Epithelzellen der Atemwege relativ wenig untersucht38. Die Verwendung von humanen neonatalen Atemwegsepithelzellen mit physiologisch relevanter Hyperoxie-Exposition während der ALI verleiht unserem Modell translationale Relevanz. Darüber hinaus simuliert die Verwendung einer Hyperoxie-Exposition während der frühen bis mittleren Phase der aktiven Differenzierung und der Bildung von Zellmonoschichten anstelle eines vollständig differenzierten reifen Atemwegsepithels67 möglicherweise das klinische Szenario bei extrem frühgeborenen Neugeborenen (< der 28. Schwangerschaftswoche), die in den frühen Stadien (kanalikulär bis sackförmig) der Lungenentwicklung und nicht im Alveolenstadium7 geboren werden.

Unser Modell hat Einschränkungen, die bei der Anwendung auf die menschliche Entwicklung und Krankheit berücksichtigt werden müssen. Wir haben die bedingte Reprogrammierung von primären neonatalen Atemwegsepithelzellen verwendet, die zuvor in einem ALI-Modell von nTAECsveröffentlicht wurden 39. Der Einsatz von Wachstumsfaktor-Inhibitoren (Rho/Smad/GSK3/mTOR) ermöglicht eine schnellere und spätere Passage dieser Zellen. Wir haben versucht, nTAECs sowohl unter getauchten als auch unter ALI-Bedingungen ohne Inhibitoren im Wachstumsmedium zu kultivieren; Die Expansion und Passage dieser Zellen war jedoch signifikant langsamer, und die Zellmonoschicht in ALI wurde am Ende der zweiten Woche undicht (Daten nicht gezeigt). Eine andere Gruppe, die die gleichen Inhibitoren für die Kultivierung primärer neonataler Atemwegsepithelzellen42 verwendete, führte eine Einzelzell-RNA-Sequenzierung durch, um zu zeigen, dass das Vorhandensein dieser Inhibitoren keine signifikante differentielle Expression von Genen verursachte, die an oxidativem Stress, epithelial-mesenchymalem Übergang oder zellulärer Seneszenz beteiligt sind. Nichtsdestotrotz berücksichtigten wir diese Einschränkung in unserem Modell und entschieden uns für eine Hyperoxie-Exposition, nachdem Rho- und Smad-Inhibitoren aus dem Differenzierungsmedium entfernt worden waren. Für diese Studie haben wir nur moderate Hyperoxie-Effekte (60% O2) auf nTAECs getestet. Zukünftige Studien beabsichtigen jedoch, eine abgestufte Hyperoxie-Exposition (40%, 60% und 95% O2) zu verwenden und die Reaktionen in nTAECs zu vergleichen. Während das hier beschriebene Modell angesichts der Verwendung von Zellen von menschlichen Neugeborenen, die auf der Neugeborenen-Intensivstation aufgenommen wurden, translationale Attraktivität hat, handelt es sich um ein In-vitro-Zellkulturmodell , und daher würden signifikante Befunde, die dieses Modell verwenden, eine Bestätigung mit einem komplementären in vivo-Tiermodell rechtfertigen.

Abschließend haben wir die Schritt-für-Schritt-Methode zur Etablierung eines in vitro 3D-ALI-Kulturmodells unter Verwendung von neonatalen Atemwegsepithelzellen beschrieben, die aus Trachealaspiraten von intubierten Neugeborenen auf der Neugeborenen-Intensivstation isoliert wurden. Wir haben dieses Modell verwendet, um die Auswirkungen einer moderaten Hyperoxie-Exposition zu untersuchen, einer häufigen Umweltbelastung bei Frühgeborenen auf der neonatologischen Intensivstation. Die Hyperoxie-Exposition induzierte zellulären oxidativen Stress in der Zellmonoschicht, ohne signifikante Zellmembranschäden oder Zelltod zu verursachen, was die Fortsetzung der ALI-Kultur ermöglichte, um die lang anhaltenden Auswirkungen derO2-Exposition auf die Entwicklung und Funktion des Atemwegsepithels bei Neugeborenen zu untersuchen. Zukünftige Anwendungen, die diese Methoden nutzen, könnten möglicherweise frühe Krankheitsmechanismen aufdecken, die an der Hyperoxie-induzierten Langzeitentwicklung von Lungenerkrankungen beteiligt sind, die häufig bei ehemaligen Frühgeborenen auftreten.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen und keine Interessenkonflikte zu melden.

Danksagungen

Diese Arbeit wird durch die Finanzierung durch die Presbyterian Health Foundation (PHF) und Oklahoma Shared Clinical and Translational Resources (U54GM104938 mit einem Institutional Development Award (IDeA) von NIGMS) an die AG unterstützt. Wir danken Dr. Paul LeRou und Dr. Xingbin Ai vom Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, Boston, Massachusetts, für die Bereitstellung von Spenderzellen für Neugeborene, die in einigen der Experimente verwendet wurden. Die Figuren wurden mit Biorender erstellt. Die statistische Analyse wurde mit GraphPad Prism durchgeführt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10% gepuffertes FormalinFisher Scientific23-426796
1X PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung), pH 7,4Gibco10010049
A 83-01Tocris29-391-0
ALI Transwell-Einsätze, 6,5 mmCorning3470
anti-acetylierter Tubulin-Antikörper, monoklonalesMaus-SigmaT7451
Anti-Alpha-Tubulin-AntikörperAbcamab7291
Anti-Cytokeratin-5-AntikörperAbcamab53121
BronchiaLife Epithel-Atemwegsmedium (BLEAM)LifeLine Cell TechnologyLL-0023
CHIR 99021Tocris44-231-0
Gespaltener Caspase-3-AntikörperZellsignalisierung9664T
SCGB1A1 oder Club Cell Protein (CC16) Mensch, Kaninchen Polyklonaler AntikörperBioVendor R& DRD181022220-01
CM-H2DCFDA (Allgemeiner Indikator für oxidativen Stress)Thermo ScientificC6827
T25-Kolben mit Corning-ZellkulturCorning430639
Corning U-förmige T75-Kolben für die ZellkulturCorning430641U
CyQUANT LDH-ZytotoxizitätsassayThermo ScientificC20300
DAPI Lösung (1 mg/ml)Fisher ScientificEN62248
Dimethylsulfoxid [DMSO] Hybri-MaxSigmaD2650
Destilliertes WasserGibco15230162
EVOM Handbuch für TEER MeasurementWorld Precision InstrumentEVM-MT-03-01
FBS (Fötales Rinderserum)Gibco10082147
Fluorescein-Isothiocyanat-Dextran (durchschnittliches Molgewicht 10.000)Fisher ScientificF0918100MG
Fluorescein-Isothiocyanat– Dextran (durchschnittliches Molgewicht 20,00)SigmaFD20-100MG
Ziege Anti-Maus IgG(H+L), Human ads-HRPSouthern Biotech1031-05
Ziege Anti-Maus IgG2b Kreuzadsorbierter Sekundärantikörper, Alexa Fluor 488InvitrogenA-21141
Ziege Anti-Kaninchen IgG (H+L) Hochgradig kreuzadsorbierter Sekundärantikörper, Alexa Fluor 546InvitrogenA-11035
Ziege Anti-Kaninchen IgG(H+L), Maus/Mensch ads-HRPSouthern Biotech4050-05
HBTEC Luft-Flüssig-Schnittstelle (ALI) DifferenzierungsmediumLifeLine ZelltechnologieLM-0050
HEPESLonzaCC-5024
Heracell VIOS 160i Tri-Gas CO2 Inkubator, 165 lThermo Scientific51030411
cDNA Reverse Transkriptionskit mit hoher KapazitätThermo Scientific4368814
HLL NahrungsergänzungsmittelLifeLine Cell TechnologyLS-1001
ImageJNIHN/A
Invivogen Normocin - Antimikrobielles ReagenzFisherScientific NC9273499
L-GlutaminLifeLine Cell TechnologyLS-1013
Normales ZiegenserumGibco
NormocinInvivogenant-nr-05
p63 AntikörperSanta Cruz Biotechnologysc-25268
ProLong Gold Antifade EindeckmittelInvitrogenP36930
PureLink RNA Mini KitThermo Scientific12183025
RAPAMYCINThermo ScientificAAJ62473MC
TaqMan Fast Advanced Master MixThermo Scientific4444964
Taqman Gen-Exressions-Assays: 18SrRNA Thermo ScientificHs99999901_s1
Taqman Gen-Exressions-Assays: CATThermo ScientificHs00156308_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: FOXJ1Thermo ScientificHs00230964_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: GAPDHThermo ScientificHs02786624_g1
Taqman Gen-Exressions-Assays: GPX1Thermo ScientificHs00829989_gH
Taqman Gen-Exressions-Assays: GPX2Thermo ScientificHs01591589_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: GPX3Thermo ScientificHs01078668_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: KRT5Thermo Scientific
Taqman Gen-Exressions-Assays: MUC5ACThermo ScientificHs01365616_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: SCGB1A1Thermo ScientificHs00171092_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: SOD1Thermo ScientificHs00533490_m1
Taqman Gen-Exressions-Assays: SOD2Thermo ScientificHs00167309_m1
Thermo Scientific Nalgene Sterile Einweg-Filtereinheiten mit schnellem Durchfluss und PES-Membran (0,22 μ m Poren, 500 ml)Thermo Scientific5660020
TM-1 Combined SupplementLifeLine Cell TechnologyLS-1055
Gesamt-Caspase-3-AntikörperZellsignalisierung14220S
Triton X-100Sigma9036-19-5
Trypsin-EDTA (0,05%), PhenolrotGibco25300062
Y-27632 2 HClTocrisTel.: 12-541-0
imagej.nih.gov/ij/ PCN5000Hs00361185_m1

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