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Methodenartikel

Die Etablierung eines kieferorthopädischen Mausmodells

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DOI:

10.3791/66033

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27. Oktober 2023

 ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases and National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Stomatology Hospital, Sichuan University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier zeigen wir Schritt für Schritt ein überschaubares, kieferorthopädisches Zahnbewegungsprotokoll, das an einem murinen Oberkiefermodell operiert wird. Mit der expliziten Erklärung jedes Schritts und der visuellen Demonstration können Forscher dieses Modell beherrschen und es mit einigen Modifikationen auf ihre experimentellen Bedürfnisse anwenden.

Zusammenfassung

Aufgrund des Mangels an reproduzierbaren Protokollen für die Erstellung eines kieferorthopädischen Modells der Maus präsentieren wir ein zuverlässiges und reproduzierbares Protokoll, um Forschern ein praktikables Werkzeug zur Analyse des mechanischen belastungsassoziierten Knochenumbaus an die Hand zu geben. Diese Studie enthält ein detailliertes Flussdiagramm sowie verschiedene Arten von schematischen Diagrammen, Betriebsfotos und Videos. Wir führten dieses Protokoll an 11 erwachsenen Breittyp-C57/B6J-Mäusen durch und sammelten Proben an den postoperativen Tagen 3, 8 und 14. Die Mikro-CT und die histopathologischen Daten haben den Erfolg von Zahnbewegungen in Verbindung mit dem Knochenumbau unter Verwendung dieses Protokolls bewiesen. Darüber hinaus haben wir gemäß den Mikro-CT-Ergebnissen an den Tagen 3, 8 und 14 die Knochenmodellierung in drei Phasen unterteilt: Vorbereitungsphase, Knochenresorptionsphase und Knochenaufbauphase. Es wird erwartet, dass diese Phasen Forschern, die sich mit verschiedenen Phasen befassen, helfen, die Probenentnahmezeit angemessen festzulegen. Dieses Protokoll kann Forschern ein Werkzeug an die Hand geben, um regenerative Analysen des Knochenumbaus durchzuführen.

Einleitung

Knochen ist ein hochaktives rekonstruiertes Gewebe, das seine Größe, Form und Eigenschaften während der gesamten Lebensdauer des Individuums anpasst 1,2. Neben Hormonen, Alterung, Ernährung und anderen biologischen oder biochemischen Faktoren3 hat sich die Vorstellung, dass die mechanische Belastung der bestimmendste Faktor ist, allgemein durchgesetzt 4,5. Unter bestimmten Umständen kann das Ungleichgewicht zwischen Knochenabbau und Knochenbildung bei abnormaler mechanischer Belastung zu abnormalem Knochenumbau und Knochenerkrankungen führen. Knochenerkrankungen wie Nichtgebrauch, Osteoporose und Knochenschwund während langfristiger Bettruhe oder in der Schwerelosigkeit bei Raumflügen stehen in engem Zusammenhang mit abnormaler mechanischer Belastung 6,7,8.

Mechanische Belastungen wurden auch zur Behandlung von Knochenerkrankungen wie Distraktionsbehandlungen und kieferorthopädischen Behandlungen eingesetzt. Die Distraktionsbehandlung wurde bei Entwicklungskrankheiten wie Kraniosynostose und Unterkieferhypoplasie eingesetzt 9,10, während die kieferorthopädische Behandlung häufig eingesetzt wurde, um abnormale Zahnstellungen und Zahnfehlstellungen zu korrigieren11. Der Kern der kieferorthopädischen Behandlung ist auch das Management der mechanischen Belastung. Wenn das Knochengewebe mechanisch belastet wird, wird ein hochgradig koordinierter Knochenumbauprozess durch Kopplung von Knochenresorption gefolgt von Knochenaufbau induziert, der Zähne bewegen kann, um den kieferorthopädischen Zweck zu erreichen12,13.

Obwohl die kieferorthopädische Behandlung in der klinischen Praxis weit verbreitet ist, sind die Ergebnisse der kieferorthopädischen Behandlung unkontrollierbar, da unser Wissen über die biologischen Auswirkungen mechanischer Belastungen begrenzt ist. Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurden mehrere Tiermodelle wie Maus, Ratte, Kaninchen, Katze, Hund, Affe und Schwein etabliert, um den zugrunde liegenden Mechanismus des mechanisch belastungsinduzierten Knochenumbaus zu untersuchen (Tabelle 1)14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29,30,31,32. Große Tiere wie Hunde, Affen und Schweine haben bei kieferorthopädischen Operationen einige Vorteile gegenüber kleinen Tieren - sie haben menschenähnlichere Zähne und Gebisse, so dass der chirurgische Eingriff beim Menschen leicht zu replizieren ist. Darüber hinaus kann eine weite Sicht die Operationsschwierigkeit verringern und die Anwendung einer Vielzahl von kieferorthopädischen Schemata ermöglichen33,34. Große Tiere sind jedoch schwer zu bekommen, was zu Herausforderungen im Zusammenhang mit der Stichprobengröße führt, und sie unterliegen ethischen Einschränkungen35. Darüber hinaus erschweren routinemäßige Extraktionsverfahren und komplexe Instrumente die Durchführung der Experimente, wodurch große Tiere selten verwendet werden.

Unter solchen Umständen werden Nagetiere hauptsächlich zur Erstellung kieferorthopädischer Modelle verwendet. Unter diesen Modellen haben Ratten und Kaninchen im Vergleich zu Mäusen geringere Bedienschwierigkeiten und mehr Zahnbewegungsschemata. Das Mausmodell hat jedoch den einzigartigen Vorteil, dass eine große Anzahl genetisch veränderter Mäuse zur Verfügung steht, was besonders für die Untersuchung der zugrundeliegenden Mechanismen entscheidend ist36. Das Mausmodell ist jedoch aufgrund seiner geringen Größe das am schwierigsten zu manipulierende Modell. Bei der Überprüfung der aktuellen Methoden ist das Verschieben des ersten Molaren in mesialer Richtung die einzige praktische Methode für ein kieferorthopädisches Modell. Zwei Vorrichtungen werden hauptsächlich verwendet, um die Zahnschraubenfeder und das Gummiband zu bewegen. Die Verwendung eines Gummibandes ist einfacher, aber die kieferorthopädische Kraft variiert stark, was es schwierig macht, stabile Ergebnisse zu erzielen.

Xu et al.15 haben ein Mausmodell mit einer Schraubenfeder am Unterkiefer etabliert. Aufgrund der Beweglichkeit des Unterkiefers und der obstruktiven Natur der Zunge ist die Operation am Oberkiefer jedoch sowohl intraoperativ als auch postoperativ immer die erste Wahl. Taddei et al.16 beschrieben vor 10 Jahren ein detaillierteres Protokoll am murinen Oberkiefer und es sollten mehr visuelle und durchsichtige Details hinzugefügt werden. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses Protokoll systematisch ein detailliertes kieferorthopädisches Zahnbewegungsprotokoll in einem murinen Oberkiefermodell beschrieben hat, um den Forschern zu helfen, die Modellierungsmethode auf standardisierte Weise zu beherrschen und die vergleichende Bewertung zwischen verschiedenen Studien zu ermöglichen.

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Protokoll

Die Tierversuche in dieser Studie wurden vom Ethikkomitee der West China School of Stomatology der Sichuan University überprüft und genehmigt (WCHSIRB-D-2017-041). In dieser Studie wurden adulte C57BL/6-Mäuse verwendet (siehe Materialtabelle). Dieses Protokoll erhöht die mechanische Belastung des rechten oberen ersten Molaren (M1) für mesiale Bewegungen, bei denen ein hochgradig koordinierter Knochenumbauprozess durch Kopplung von Knochenresorption und Knochenbildung induziert wird (Abbildung 1).

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Chirurgische Artikel
    1. Bereiten Sie die folgenden chirurgischen Elemente für die Operation vor: chirurgische Plattform (Abbildung 2A), Befestigungselement (Abbildung 2B), chirurgische Instrumente (Abbildung 2C und ergänzende Abbildung S1), kieferorthopädisches Zubehör (Abbildung 2C) und zahnärztliches Restaurationszubehör (Abbildung 2D).
      HINWEIS: Die kundenspezifische Schraubenfeder ist eine Sonderanfertigung und bietet eine Kraft von 10cN, wenn sie auf 10 mm gedehnt wird.
  2. Sterilisation
    1. Sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente durch Autoklavieren und alle chirurgischen Gegenstände mit UV-Bestrahlung für mindestens 30 Minuten.
  3. Anästhesie
    1. Betäuben Sie die Maus durch Verabreichung von Ketamin (100 mg/kg) und Diazepam (5 mg/kg) durch intraperitoneale Injektion.
    2. Tragen Sie Tierarztsalbe mit einem Wattestäbchen auf die Augen der Maus auf, um Augentrockenheit zu vermeiden.
    3. Fahren Sie mit der Operation nur fort, wenn die Maus nicht reagiert, wenn ihre Zehen mit einer Pinzette eingeklemmt werden.

2. Chirurgischer Ablauf

  1. Spreizen und kleben Sie die Gliedmaßen der betäubten Maus in Rückenlage mit Klebeband auf die Operationsplattform.
  2. Stecken Sie eine 27-G-Nadel auf beiden Seiten über dem Kopf und eine weitere 27-G-Nadel auf beiden Seiten unterhalb der Achselhöhle.
  3. Wickeln Sie ein Gummiband um die beiden oberen Nadeln und die oberen Schneidezähne und ein weiteres um zwei weitere Nadeln und die unteren Schneidezähne. Ändern Sie die Nadelpositionen, um den Öffnungsgrad und die Ausrichtung des Mundes zu steuern (Abbildung 3A).
    HINWEIS: Halten Sie bei der kieferorthopädischen Zahnbewegungsoperation den Mund maximal geöffnet, bevor der Buccinator vollständig dicht wird. Die Zunge sollte zur nicht-operativen Seite gezogen werden, um das Operationsfeld freizulegen und eine Ischämie zu verhindern.
  4. Biegen Sie das 1,5-mm-Ende eines 3 cm langen Edelstahldrahtes 304 und schieben Sie das gebogene Ende mit einer gebogenen Augenpinzette von der bukkalen Seite durch den Zwischenraum zwischen dem M1 und dem zweiten Molaren des Oberkiefers (M2) (Abbildung 3B). Wenn das palatinale Ende des Ligaturdrahtes von der palatinalen Seite aus zu sehen ist, ziehen Sie es bis zur Hälfte seiner Länge heraus und führen Sie es durch ein Ende der kundenspezifischen Schraubenfeder.
  5. Binden Sie mit den beiden Enden des Ligaturdrahtes einen quadratischen Knoten in mesialer Richtung des Oberkiefers M1, bis die Feder fest am Zahn befestigt ist (Abbildung 3C). Ziehen Sie den überschüssigen Draht ab.
  6. Stechen Sie auf ähnliche Weise einen zweiten 3 cm langen 304-Edelstahldraht durch das andere Ende der Schraubenfeder.
  7. Reinigen und trocknen Sie die Oberflächen der Schneidezähne mit Wattebäuschen. Tragen Sie Klebstoffe mit Wattestäbchen auf alle diese Oberflächen auf und härten Sie sie lichthärten.
  8. Schieben Sie den zweiten Edelstahldraht durch den Zwischenraum zwischen den Oberkieferschneidezähnen und binden Sie einen Schlupfknoten in labialer Richtung (Abbildung 3D). Ziehen Sie den überschüssigen Draht ab und lassen Sie den Rest des Drahtes nahe an der Zahnoberfläche liegen.
  9. Injizieren Sie lichthärtendes Harz, um den Knoten und die Schneidezähne abzudecken. das Harz lichthärten (Abbildung 3E).

3. Postoperatives Management

  1. Nach der Operation injizieren Sie den Mäusen 0,05 mg/kg Buprenorphin intraperitoneal zur postoperativen Analgesie.
  2. Legen Sie die betäubte Maus auf eine thermostatische Heizdecke bei 37 °C. Wenn die Maus durch Gehen wieder zu Bewusstsein kommt, bringen Sie sie in einen separaten Käfig zurück.
  3. Ersetzen Sie aufgrund der eingeschränkten Funktion der Schneidezähne nach der Operation normales Hartfutter nur durch eine weiche Diät.
  4. Überprüfen Sie die kieferorthopädischen Geräte täglich. Wenn während der Inspektion ein Zustand beobachtet wird, der die Leitung der kieferorthopädischen Kraft beeinflusst, wie z. B. Federverformung, Federlockerung und Herunterfallen des Geräts, sollte die Maus vom Experiment ausgeschlossen werden.
  5. Um die Vergleichbarkeit der Experimente zu wahren, bestimmen Sie das Gewicht der Mäuse täglich nach der Operation. Mäuse, die einen Gewichtsverlust von mehr als 30 % ihres präoperativen Gewichts aufweisen, müssen vom Versuch ausgeschlossen werden.

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Ergebnisse

Wir haben die OTM-Operation an 11 erwachsenen männlichen Mäusen (C57/BL6, 3 Monate alt) durchgeführt. Sie wurden eingeschläfert, um die Ergebnisse an den Tagen 3, 8 und 14 nach der Operation zu erhalten. In diesen Experimenten ist die rechte Oberkieferseite die Operationsseite, während die linke Oberkieferseite die Kontrollseite ist. Das Mikro-CT zeigte, dass es eine zeitlich konsekutive Zunahme des Abstands zwischen M1 und M2 gab: 30 μm, 70 μm und 110 μm an den Tagen 3, 8 bzw. 14 nach der Operation (

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Diskussion

In dieser Arbeit haben wir versucht, das einfachste kieferorthopädische Zahnbewegungsprotokoll am murinen Oberkiefermodell Schritt für Schritt zu beschreiben, um die latenten Mechanismen des mechanisch belastungsinduzierten Knochenumbaus zu untersuchen. Neben der Forschung zum Knochenumbau gibt es einige andere Mainstream-Anwendungen dieser Methode: 1) methodische Forschung zur Beschleunigung der kieferorthopädischen Zahnbewegung; 2) Forschung zur kieferorthopädischen Wurzelresorption; 3) biologische Mechanismen der kief...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Stipendium der National Natural Science Foundation of China unterstützt 82100982 an F.L.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Experimentelle Modelle: Mauslinien
C57/B6J Gempharmatech Unternehmen für Versuchstiere C57/B6J
Critical Commercial Assays
BiosharpBL700B
Masson' s Trichrome Stain KitSolarbioG1340
Instruments
27 G NadelChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instrumente Co. LTD.SB1-074(IV)
KlebstoffeMinnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd.41282
Corkboard DELI Group Co., Ltd.8705
WattebäuscheHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.
WattestäbchenLakong Medical Devices Co., Ltd.M6500R
Kundenspezifische SchraubenfederChengdu Mingxing Spring Co., Ltd.1109-02
PinzetteChengdu Shifeng Co., Ltd.keine
Leichthärtendes flüssiges HarzShofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd.
LichthärterLiang Ya Dental Equipment Co., Ltd.LY-A180
Medizinische Klebebänder Verifizierter Lieferant - Haishi Hainuo Group Co.0008-2014
Medizinisches VliesgewebeHenan Yadu Industrial Co., Ltd.
NadelhalterChengdu Shifeng Co., Ltd.keine
GummibänderHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.32X1
Chirurgische SchereChengdu Shifeng Co., Ltd.keine
PinzetteChengdu Shifeng Co., Ltd.nichts
Hämatoxylin- und Eosin-Färbekit 2012004751878501011500018

Referenzen

  1. Kenkre, J. S., Bassett, J. The bone remodeling cycle. Annals of Clinical Biochemistry. 55 (3), 308-327 (2018).
  2. Feng, X., McDonald, J. M. Disorders of bone remodeling. Annual Review of Pathology. 6 (1), 121-145 (2011).
  3. Alliston, T. Biological regulation of bone quality. Current Osteoporosis Reports. 12 (3), 366-375 (2014).
  4. Duncan, R. L., Turner, C. H. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcified Tissue International. 57 (5), 344-358 (1995).
  5. García-Aznar, J. M., Nasello, G., Hervas-Raluy, S., Pérez, M. Á, Gómez-Benito, M. J. Multiscale modeling of bone tissue mechanobiology. Bone. 151 (10), 1-12 (2021).
  6. Rolvien, T., Amling, M. Disuse osteoporosis: clinical and mechanistic insights. Calcified Tissue International. 110 (5), 592-604 (2022).
  7. Vico, L., Hargens, A. Skeletal changes during and after spaceflight. Nature Reviews Rheumatology. 14 (4), 229-245 (2018).
  8. Iwaniec, U. T., Turner, R. T. Influence of body weight on bone mass, architecture and turnover. Journal of Endocrinology. 230 (3), R115-R130 (2016).
  9. Governale, L. S. Craniosynostosis. Pediatric Neurology. 53 (5), 394-401 (2015).
  10. Sahoo, N. K., Issar, Y., Thakral, A. Mandibular Distraction osteogenesis. Journal of Craniofacial Surgery. 30 (8), e743-e746 (2019).
  11. Roberts-Harry, D., Sandy, J. Orthodontics. Part 1: Who needs orthodontics. British Dental Journal. 195 (8), 433-437 (2003).
  12. Li, Y., Jacox, L. A., Little, S. H., Ko, C. C. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  13. Will, L. A. Orthodontic tooth movement: a historic prospective. Frontiers of Oral Biology. 18, 46-55 (2016).
  14. Xu, H., Lee, A., Sun, L., Naveh, G. R. S. 3D Imaging of PDL collagen fibers during orthodontic tooth movement in mandibular murine model. Journal of Visualized Experiments. (170), e62149(2021).
  15. Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  16. Deguchi, T., Takeshita, N., Balam, T. A., Fujiyoshi, Y., Takano-Yamamoto, T. Galanin-immunoreactive nerve fibers in the periodontal ligament during experimental tooth movement. Journal of Dental Research. 82 (9), 677-681 (2003).
  17. Gudhimella, S., et al. A rodent model using skeletal anchorage and low forces for orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 155 (2), 254-263 (2019).
  18. Lira Dos Santos, E. J., et al. Orthodontic tooth movement alters cementocyte ultrastructure and cellular cementum proteome signature. Bone. 153 (12), 116-139 (2021).
  19. Danz, J. C., Bibby, B. M., Katsaros, C., Stavropoulos, A. Effects of facial tooth movement on the periodontium in rats: a comparison between conventional and low force. Journal of Clinical Periodontology. 43 (3), 229-237 (2016).
  20. Kohno, T., Matsumoto, Y., Kanno, Z., Warita, H., Soma, K. Experimental tooth movement under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the periodontium. Journal of Orthodontics. 29 (2), 129-135 (2002).
  21. Gad, A. M., Soliman, S. O. Evaluation of systemic Omega-3 PUFAs effect on orthodontic tooth movement in a rabbit model: RCT. Angle Orthodontist. 93 (4), 476-481 (2023).
  22. Huang, C. Y., et al. Comparison of tooth movement and biological response resulting from different force magnitudes combined with osteoperforation in rabbits. Journal of Applied Oral Science. 29 (2), 20200734(2021).
  23. Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthodontics & Craniofacial Research. 21 (2), 112-118 (2018).
  24. Elkattan, A. E., et al. Effects of Different Parameters of Diode Laser on Acceleration of Orthodontic Tooth Movement and Its Effect on Relapse: An Experimental Animal Study. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (3), 412-420 (2019).
  25. von Böhl, M., Maltha, J. C., Von Den Hoff, J. W., Kuijpers-Jagtman, A. M. Focal hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 125 (5), 615-623 (2004).
  26. Machibya, F. M., et al. Effects of bone regeneration materials and tooth movement timing on canine experimental orthodontic treatment. Angle Orthodontist. 88 (2), 171-178 (2018).
  27. Deguchi, T., et al. Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the mandible during experimental tooth movement in dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 133 (6), 889-897 (2008).
  28. Tanimoto, K., et al. Experimental tooth movement into new bone area regenerated by use of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cleft Palate-craniofacial Journal. 52 (4), 386-394 (2015).
  29. Oltramari, P. V., et al. Orthodontic movement in bone defects filled with xenogenic graft: an experimental study in minipigs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 131 (3), e10-e17 (2007).
  30. Verna, C., Dalstra, M., Lee, T. C., Melsen, B. Microdamage in porcine alveolar bone due to functional and orthodontic loading. European Journal of Morphology. 42 (1-2), 3-11 (2005).
  31. Steiner, G. G., Pearson, J. K., Ainamo, J. Changes of the marginal periodontium as a result of labial tooth movement in monkeys. Journal of Periodontology. 52 (6), 314-320 (1981).
  32. Celebi, A. A., Demirer, S., Catalbas, B., Arikan, S. Effect of ovarian activity on orthodontic tooth movement and gingival crevicular fluid levels of interleukin-1β and prostaglandin E(2) in cats. Angle Orthodontist. 83 (2), 70-75 (2013).
  33. Holmes, H. D., Tennant, M., Goonewardene, M. S. Augmentation of faciolingual gingival dimensions with free connective tissue grafts before labial orthodontic tooth movement: an experimental study with a canine model. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 127 (5), 562-572 (2005).
  34. Wennström, J. L., Lindhe, J., Sinclair, F., Thilander, B. Some periodontal tissue reactions to orthodontic tooth movement in monkeys. Journal of Clinical Periodontology. 14 (3), 121-129 (1987).
  35. Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthodontics & Craniofacial Research. 20, 72-76 (2017).
  36. Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proof, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  37. Ransom, R. C., et al. Mechanoresponsive stem cells acquire neural crest fate in jaw regeneration. Nature. 563 (7732), 514-521 (2018).
  38. Mardas, N., et al. Experimental model for bone regeneration in oral and cranio-maxillo-facial surgery. Journal of Investigative Surgery. 27 (1), 32-49 (2014).

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