Dieses Protokoll beschreibt eine rekonfigurierbare membranbasierte Zellkulturplattform, die das Open-Well-Format mit Flüssigkeitsflussfunktionen integriert. Diese Plattform ist mit Standardprotokollen kompatibel und ermöglicht reversible Übergänge zwischen Open-Well- und mikrofluidischen Kulturmodi, um den Anforderungen von Ingenieur- und Biowissenschaftslabors gerecht zu werden.
Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.
Methodenartikel
Umwandlung von statischen Barrieregewebemodellen in dynamische mikrophysiologische Systeme
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Mikrophysiologische Systeme sind miniaturisierte Zellkulturplattformen, die verwendet werden, um die Struktur und Funktion menschlicher Gewebe in einer Laborumgebung nachzuahmen. Diese Plattformen haben jedoch keine breite Akzeptanz in biowissenschaftlichen Labors gefunden, wo membranbasierte Ansätze mit offenen Bohrlöchern als Goldstandard für die Nachahmung von Gewebebarrieren dienen, obwohl sie keine Flüssigkeitsflussfähigkeiten haben. Dieses Problem kann in erster Linie auf die Inkompatibilität bestehender mikrophysiologischer Systeme mit Standardprotokollen und -werkzeugen zurückgeführt werden, die für Open-Well-Systeme entwickelt wurden.
Hier stellen wir ein Protokoll zur Erstellung einer rekonfigurierbaren membranbasierten Plattform mit einer Open-Well-Struktur, Durchflussverbesserungsfähigkeit und Kompatibilität mit herkömmlichen Protokollen vor. Dieses System verwendet einen magnetischen Montageansatz, der ein reversibles Umschalten zwischen Open-Well- und Mikrofluidik-Modus ermöglicht. Mit diesem Ansatz haben Benutzer die Flexibilität, ein Experiment im Open-Well-Format mit Standardprotokollen zu beginnen und bei Bedarf Durchflussfunktionen hinzuzufügen oder zu entfernen. Um die praktische Anwendung dieses Systems und seine Kompatibilität mit Standardtechniken zu demonstrieren, wurde eine Endothelzell-Monoschicht in einem Open-Well-Format etabliert. Das System wurde neu konfiguriert, um einen Flüssigkeitsfluss einzuführen, und dann auf das Open-Well-Format umgestellt, um Immunfärbung und RNA-Extraktion durchzuführen. Aufgrund seiner Kompatibilität mit herkömmlichen Open-Well-Protokollen und der Fähigkeit zur Flussverbesserung wird erwartet, dass dieses rekonfigurierbare Design sowohl von technischen als auch von biowissenschaftlichen Labors übernommen wird.
Einleitung
Gefäßbarrieren dienen als kritische Schnittstelle, die das Blutkompartiment vom umgebenden Gewebe trennt. Sie spielen eine entscheidende Rolle bei der Erhaltung der Homöostase, indem sie Immunzellen anziehen, die molekulare Permeabilität kontrollieren und das Eindringen von Krankheitserregern in das Gewebe verhindern 1,2. In-vitro-Kulturmodelle wurden entwickelt, um die In-vivo-Mikroumgebung nachzuahmen und systematische Untersuchungen der Faktoren und Bedingungen zu ermöglichen, die die Barriereeigenschaften sowohl im gesunden als auch im kranken Zustand beeinflussen 3,4.
Der am weitesten verbreitete Ansatz für solche Kulturmodelle ist die Transwell-ähnliche "Open-Well"-Konfiguration5, bei der eine poröse, spurgeätzte Kulturmembran mediengefüllte Kompartimente trennt (Abbildung 1A). In diesem Format können Zellen auf beiden Seiten der Membran ausgesät werden, und es wurde eine breite Palette von experimentellen Protokollen entwickelt. Diese Systeme sind jedoch nur begrenzt in ihrer Fähigkeit, die Flüssigkeitsströme bereitzustellen, die für die Unterstützung der Barrierereifung und die Nachahmung der Immunzellzirkulation in vivo unerlässlich sind 5,6. Folglich können sie nicht für Studien verwendet werden, die dynamische Strömungen erfordern, die Arzneimitteldosen, mechanische Stimulation oder flüssigkeitsinduzierte Scherspannungen einführen 6,7,8.
Um die Einschränkungen von Open-Well-Systemen zu überwinden, wurden mikrofluidische Plattformen entwickelt, die poröse Kulturmembranen mit individuell adressierbaren fluidischen Kanälen kombinieren9. Diese Plattformen bieten eine präzise Kontrolle über das Routing von Flüssigkeiten, die Perfusion und das Einbringen chemischer Verbindungen, eine kontrollierte Scherstimulation und dynamische Zelladditionsfunktionen 7,10,11,12,13. Trotz der fortschrittlichen Fähigkeiten, die mikrofluidische Plattformen bieten, haben sie aufgrund komplexer mikrofluidischer Protokolle und ihrer Inkompatibilität mit etablierten experimentellen Arbeitsabläufen keine weit verbreitete Akzeptanz in biowissenschaftlichen Laborsgefunden 4,10,14.
Um die Lücke zwischen diesen Technologien zu schließen, stellen wir ein Protokoll vor, das ein magnetisch rekonfigurierbares, modulbasiertes System verwendet. Dieses System kann je nach den spezifischen Anforderungen des Experiments einfach zwischen Open-Well- und Mikrofluidik-Modus umgeschaltet werden. Die Plattform verfügt über ein Open-Well-Gerät, bekannt als m-μSiM (modulares mikrophysiologisches System, das durch eine Siliziummembran ermöglicht wird), mit einer 100 nm dicken Kulturmembran (Nanomembran). Diese Nanomembran besitzt eine hohe Porosität (15 %) und glasartige Transparenz, wie in Abbildung 1B dargestellt. Es trennt physikalisch das obere Kompartiment von einem unteren Kanal und ermöglicht so den molekularen Transport über physiologische Längenskalen15. Im Gegensatz zu herkömmlichen spurgeätzten Membranen, die bekannte Herausforderungen bei der Bildgebung lebender Zellen mit Hellfeld-Bildgebung haben, ermöglichen die günstigen optischen und physikalischen Eigenschaften der Nanomembran eine klare Visualisierung von Zellen auf beiden Seiten der Membranoberfläche 15,16,17.
Das vorliegende Protokoll skizziert die Herstellung von spezialisierten Seeding- und Flow-Modulen und erklärt die magnetische Rekonfiguration der Plattform. Es zeigt, wie die Plattform eingesetzt werden kann, um Endothelbarrieren sowohl unter statischen als auch unter dynamischen Bedingungen zu etablieren. Diese Demonstration zeigt, dass sich Endothelzellen entlang der Flussrichtung ausrichten, wobei die scherempfindlichen Genziele unter Scherstimulation hochreguliert werden.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Protokoll
Dieses Design kann in verschiedenen Modi verwendet werden, basierend auf experimentellen Anforderungen und den Vorlieben des Endbenutzers. Konsultieren Sie vor jedem Experiment das in Abbildung 2 dargestellte Entscheidungsflussdiagramm, um die erforderlichen Schritte und Module für das Protokoll zu bestimmen. Wenn der Benutzer beispielsweise beabsichtigt, das Open-Well-Format während eines Experiments beizubehalten, um es direkt mit dem Transwell-System zu vergleichen, ist die Strukturierungsschablone für die Zellaussaat nicht erforderlich. Das Kernmodul ist im Handel erhältlich (siehe Materialtabelle), und die ultradünne Nanomembran kann aus einer Bibliothek von Materialien mit unterschiedlicher Porosität und Porengröße ausgewählt werden, um den experimentellen Anforderungen gerecht zu werden.
1. Herstellung der Musterschablone
HINWEIS: Die Strukturierungsschablone dient dazu, Zellen ausschließlich auf dem porösen Bereich des Membranchips zu positionieren und zu verhindern, dass sich Zellen auf der umgebenden Siliziumschicht absetzen, wo sie möglicherweise beschädigt werden könnten, nachdem das Durchflussmodulhinzugefügt wurde 16 (siehe Abbildung 3). Eine Beschädigung der Monoschicht kann die Integrität der Barriere beeinträchtigen und die Versuchsergebnisse beeinträchtigen. Die Schablone ist in einer offenen, statischen Kultur unnötig, da keine Gefahr einer Beschädigung besteht.
- Kaufen, bearbeiten oder drucken Sie eine Form in 3D mit dem Design in der ergänzenden Codierungsdatei 1 (Abbildung 4A).
HINWEIS: Die Schablonenwände sind verjüngt, um die Medienkapazität zu erhöhen und Blaseneinschlüsse im Vergleich zu geraden Elementen mit hohem Seitenverhältnis zu minimieren. - Befestigen Sie eine 130 μm Haftklebefolie (PSA) mit einer Kaltwalze auf einer 3,2 mm Acrylplatte (siehe Materialtabelle).
- Laserschneiden Sie die Acrylplatte gemäß dem Design in der ergänzenden Codierungsdatei 2 , um eine Reihe von Hohlräumen zu erstellen (Abbildung 4B).
- Ziehen Sie die Schutzschicht von der PSA-Folie ab und befestigen Sie die Acrylplatte an der Form.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das lasergeschnittene Blech mit der Form ausgerichtet ist, sodass die Formmerkmale in der Kavität zentriert sind (Abbildung 4C). Die Genauigkeit der Zellpositionierung auf der Membran hängt von diesem Schritt ab. - Mischen Sie das PDMS-Prepolymer gründlich (mit einem Base-Katalysator-Verhältnis von 10:1) (siehe Materialtabelle) und entgasen Sie es in einer Vakuumkammer, bis keine sichtbaren Blasen mehr vorhanden sind (5-15 min).
- Gießen Sie das PDMS langsam in die Formhohlräume und richten Sie es mit einer flachen Kante aus.
HINWEIS: Um Blaseneinschlüsse zu vermeiden, gießen Sie das PDMS langsam in jeden Hohlraum. Wenn nach dem Gießen Blasen vorhanden sind, stellen Sie die Form in die Vakuumkammer und entgasen Sie sie erneut. - Das PDMS auf einer Kochplatte bei 70 °C 1 h aushärten und anschließend auf Raumtemperatur abkühlen lassen.
- Ziehen Sie die Schablonen mit einer Pinzette mit flacher Spitze aus den Formhohlräumen.
2. Herstellung des Strömungsmoduls
HINWEIS: Das Durchflussmodul hat eine ähnliche Grundfläche wie die kleeförmige Vertiefung des Kernmoduls und enthält einen geformten Mikrokanal (Breite = 1,5 mm, Höhe = 0,2 mm, Länge = 5 mm). Die Kleeform hilft bei der Ausrichtung des Kanals über dem porösen Kulturbereich (Abbildung 5).
- Verwenden Sie Standard-Softlithographietechniken18 , um eine Silikonform mit Merkmalen zu erstellen, die durch die in der ergänzenden Codierungsdatei 3 (Figur 4D) bereitgestellte Konstruktion definiert sind.
- Befestigen Sie eine 130 μm PSA-Folie auf einer 3,2 mm dicken Acrylplatte.
- Laserschneiden Sie die Acrylplatte basierend auf dem in der ergänzenden Codierungsdatei 4 angegebenen Design, um eine Reihe kleeförmiger Hohlräume zu erstellen (Abbildung 4E).
HINWEIS: Die Höhe des Hohlraums bestimmt die Höhe des Durchflussmoduls, das etwas höher (um 0-0,1 mm) als die Höhe des Kernmodulschachts sein muss, um eine ordnungsgemäße Abdichtung zu gewährleisten. - Entfernen Sie die Schutzschicht von der PSA-Folie und befestigen Sie dann das lasergeschnittene Blech an der Silikonform, indem Sie die dreieckigen Ausrichtungsmarkierungen auf der Silikonform mit denen auf dem lasergeschnittenen Blech ausrichten.
HINWEIS: Stellen Sie ähnlich wie in Schritt 1.4 sicher, dass die lasergeschnittene Acrylplatte mit der Silikonform ausgerichtet ist, sodass die Formmerkmale in jedem Hohlraum zentriert sind (Abbildung 4F). Dieser Schritt bestimmt die Position des Mikrokanals relativ zum Footprint. - Gießen Sie das entgaste PDMS langsam auf die Formhohlräume und richten Sie es mit einer flachen Kante aus.
Anmerkungen: Wenn nach dem Gießen Blasen vorhanden sind, entgasen Sie die Form, bis die Blasen entfernt sind. - Stellen Sie die Form auf eine Kochplatte und backen Sie das PDMS bei 70 °C für 1 h, dann lassen Sie die Form auf Raumtemperatur abkühlen.
- Entfernen Sie die Strömungsmodule vorsichtig mit einer Pinzette mit flacher Spitze aus den Formhohlräumen.
- Richten Sie das Durchflussmodul so aus, dass die Mikrokanalmerkmale nach oben zeigen, und positionieren Sie die Kerneinlass- und -auslassöffnungen mit einem Biopsiestempel am Ende des Kanals (siehe Materialtabelle).
3. Herstellung von unteren und oberen Acrylgehäusen
HINWEIS: Das Kernmodul passt in das untere Gehäuse. Die Anziehung zwischen eingebetteten Magneten in den Gehäusen komprimiert und dichtet das Strömungsmodul zum Kernmodul ab (Abbildung 6).
- Laserschneiden Sie eine 2 mm dicke Acrylplatte mit dem in der ergänzenden Codierungsdatei 5 bereitgestellten Design, um das obere Gehäuse mit Löchern für den Magneteinsatz zu erstellen.
- Befestigen Sie eine 130 μm PSA-Folie auf einer 3,5 mm Acrylplatte.
- Laserschneiden Sie die Acrylplatte basierend auf dem in der ergänzenden Codierungsdatei 6 angegebenen Design, um das untere Gehäuse mit Löchern für den Magneteinsatz zu erstellen.
HINWEIS: Die Dicke des unteren Gehäuses ist ein kritischer Parameter und muss mit der Gesamtdicke des Kernmoduls übereinstimmen, um Leckagen während des Durchflusses zu vermeiden. - Entfernen Sie die PSA-Schutzschicht und befestigen Sie das untere Gehäuse an einem Glasdeckglas.
- 4,75 mm vernickelte Neodym-Magnete (siehe Materialtabelle) in die lasergeschnittenen Löcher der Gehäuse einpressen.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Magnete im unteren und oberen Gehäuse mit entgegengesetzter Polarität platziert sind, um die magnetische Anziehung zu gewährleisten (Abbildung 6).
4. Herstellung des Strömungskreislaufs
HINWEIS: Der geschlossene Durchflusskreislauf enthält zwei Probensammelfläschchen als Reservoire (Abbildung 7). Das Einlassreservoir verfügt über einen Polyvinylidendifluorid (PVDF)-Filter, damit sich die Zellmedien mit der CO2 - Konzentration im Inkubator ausgleichen können.
- Verwenden Sie einen 1-mm-Biopsiestanzer, um zwei Löcher in die Kappe eines Probenentnahmefläschchens zu bohren.
- Verwenden Sie Biopsiestempel, um zwei Löcher (1 mm und 4 mm) in die Kappe eines separaten Probenentnahmefläschchens zu bohren, und erzeugen Sie ein 1 mm großes Loch im unteren Teil dieses Fläschchens.
- In jedes der 1 mm Löcher 20 G Dosierspitzen stecken und mit Heißkleber verschließen.
- Setzen Sie einen 0,22 μm PVDF-Filter (siehe Materialtabelle) in das 4 mm Loch ein und verschließen Sie ihn mit Heißkleber.
- Laserschneiden Sie eine 1,5 mm dicke Acrylplatte mit dem in der ergänzenden Codierungsdatei 7 bereitgestellten Design, um eine Probenhaltebühne zu erstellen.
- Positionieren Sie die Behälter auf der Acrylbühne.
- Verbinden Sie die Dosierspitzen mit Mikro-Durchflussschläuchen (siehe Materialtabelle).
- Verbinden Sie die Röhrchen mit 21-G-Dosierspitzen mit dem Einlass und Auslass des Durchflussmoduls.
- Verwenden Sie eine Schlauchpumpe (siehe Materialtabelle) für die Durchflusszirkulation.
HINWEIS: Auf Wunsch können auch Spritzen- oder Pneumatikpumpen verwendet werden, um den Durchfluss einzuführen. Die Durchflussrate sollte auf der Grundlage der experimentellen Anforderungen bestimmt werden. Eine umfassende Tabelle, die von einem experimentell validierten COMSOL-Modell abgeleitet wurde, ist in der ergänzenden Tabelle 1 enthalten, um die Benutzer bei der Auswahl der erforderlichen Durchflussrate zu unterstützen, um die gewünschte Scherspannung an der Zellmonoschicht16 zu erreichen.
5. Zellaussaat
HINWEIS: Ähnlich wie bei herkömmlichen Membraneinsätzen können auf der Nanomembran verschiedene Zelltypen kultiviert werden. Ein sekundärer Zelltyp kann auch auf der anderen Seite der Membran im unteren Kanal15 cokultiviert werden.
- Beschichten Sie die Membran 1 h lang mit 5 μg/cm2 Fibronektin (siehe Materialtabelle) bei Raumtemperatur, um die Zelladhäsion zu verbessern.
HINWEIS: Der gewählte Zelltyp kann die erforderliche Beschichtung und Zelldichte beeinflussen. Das hier beschriebene Verfahren gilt für humane Nabelschnurvenendothelzellen (HUVECs, siehe Materialtabelle). - Saugen Sie die Beschichtungslösung mit einer P200-Pipette an und legen Sie eine Musterschablone in die Vertiefung des Kernmoduls.
- Fügen Sie dem Well und dem unteren Kanal des Geräts Zellmedien hinzu.
- HUVECs mit einer Dichte von 40.000 Zellen/cm2 in die Vertiefung säen.
HINWEIS: HUVECs mit dieser Dichte bilden typischerweise nach 24 Stunden Inkubation eine konfluente Monoschicht16,19. - Stellen Sie das Gerät in eine Petrischale. Geben Sie eine konische 15-ml-Röhrchenkappe mit DI-Wasser in die Petrischale, um die lokale Luftfeuchtigkeit aufrechtzuerhalten.
- Übertragen Sie die Petrischale in den Inkubator.
HINWEIS: Die Zellmedien im oberen und unteren Kanal des Geräts sollten alle 24 Stunden gewechselt werden. Um das Medium im unteren Kanal zu wechseln, spritzen Sie vorsichtig frisches Medium in einen der Anschlüsse, um das alte Medium vom anderen Port zu verdrängen.
6. Rekonfiguration in den mikrofluidischen Modus
- Sterilisieren Sie das obere Gehäuse, das untere Gehäuse, das Durchflussmodul, die Reservoirs, die Röhrchen und die Dosierspitzen, indem Sie sie vor der Montage 30 Minuten lang in eine UV-Sterilisationskammer legen. 70% Ethanol umwälzen und dann steriles PBS im Durchflusskreislauf sterilisieren.
- Füllen Sie die Reservoirs und Röhrchen mit Endothelzellwachstumsmedien (siehe Materialtabelle).
- Setzen Sie das untere Gehäuse auf den Probentisch. Setzen Sie das Open-Well-Core-Modul in das untere Gehäuse ein.
- Saugen Sie Zellmedien aus der Vertiefung des Moduls an. Setzen Sie das Durchflussmodul in die Vertiefung ein.
- Platzieren Sie das obere Gehäuse, um das Durchflussmodul abzudichten, in der Vertiefung des Kernmoduls. Schließen Sie die Einlass- und Auslassdosierspitzen an die Anschlüsse des Durchflussmoduls an.
- Starten Sie die Schlauchpumpe, um den Flüssigkeitsfluss in das System einzuleiten.
7. Durchführung von Downstream-Analysen im Open-Well-Format nach der Durchflusseinführung
HINWEIS: Die Kulturzeit hängt hier von den experimentellen Zielen ab. Benutzer können nachgelagerte Analysen (z. B. Immunzytochemie, RNA-Extraktion) je nach Wunsch entweder im Open-Well- oder im Mikrofluidik-Format durchführen. Wenn beispielsweise ein Open-Well-Format bevorzugt wird, sollte das System neu konfiguriert werden, um Assays auf der Grundlage von Standardprotokollendurchzuführen 16,19.
- Stoppen Sie die Pumpe, wenn die gewünschte Zeit für die Scherflussexposition erreicht ist. Entfernen Sie die Einlass- und Auslassdosierspitzen.
- Entfernen Sie das obere Gehäuse. Entfernen Sie das Durchflussmodul vorsichtig mit einer Pinzette aus der Vertiefung.
- Geben Sie 100 μl Zellmedien in die Vertiefung. Führen Sie die gewünschten Assays auf der Grundlage von Standardprotokollen durch.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Ergebnisse
Das Open-Well-Core-Modul wird zunächst in einem bestimmten Hohlraum positioniert, der durch ein niedrigeres Gehäuse und ein Deckglas entsteht, wie in Abbildung 6A dargestellt. Anschließend wird das Durchflussmodul, das einen Mikrokanal und Zugangsöffnungen umfasst, in die Vertiefung des Kernmoduls eingesetzt. Das Strömungsmodul ist aufgrund der magnetischen Anziehungskraft zwischen Magneten, die in das untere und obere Gehäuse eingebettet sind, wie in Abbildung 6B
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Diskussion
Ziel dieses Protokolls ist es, eine praktische Methode zu entwickeln, um Durchflussfähigkeiten in eine Open-Well-Plattform mit einer ultradünnen Nanomembran zu integrieren. Bei diesem Design wird ein magnetischer Verriegelungsansatz verwendet, der es ermöglicht, während der Experimente zwischen Open-Well- und Fluidic-Modus zu wechseln und die Vorteile beider Ansätze zu kombinieren. Im Gegensatz zu herkömmlichen dauerhaft verklebten Plattformen ermöglicht die magnetische Verriegelung die Demontage der Plattform an geeigne...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Offenlegungen
J.L.M. ist Mitbegründer von SiMPore, Inc. und hält eine Beteiligung an dem Unternehmen. SiMPore kommerzialisiert die ultradünnen siliziumbasierten Technologien, einschließlich der in dieser Studie verwendeten Membranen.
Danksagungen
Diese Forschung wurde teilweise vom National Institute of Health unter den Fördernummern R43GM137651, R61HL154249, R16GM146687 und NSF-Zuschuss CBET 2150798 finanziert. Die Autoren danken dem RIT Machine Shop für die Herstellung von Aluminiumformen. Der Inhalt liegt ausschließlich in der Verantwortung der Autoren und gibt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health wieder.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 0,5 x 0,86 Mikro-Durchflussröhrchen | Langer Instruments | WX10-14 & DG Serie | |
| 1 mm Einweg-Biopsiestanzen, Integra Miltex | VWR | 95039-090 | |
| 1x PBS 7,4 pH | ThermoFisher Scientific | 10010023 | |
| 20 GAUGE IT-SERIE DOSIERSPITZE | Jensen Global | JG20-1.5X | |
| 21 GAUGE NT PREMIUM SERIES ABGEWINKELTE | DOSIERSPITZE Jensen Global | JG21-1.0HPX-90 | |
| 3M 467 MP Druckempfindlich selbstklebend (PSA) | DigiKey | 3M9726-ND | |
| 3M 468 MP Druckempfindlicher Klebstoff (PSA) | DigiKey | 3M9720-ND | |
| AlexaFluor 488 konjugiertes Phalloidin | ThermoFisher Scientific | A12379 | |
| Angewandte Biosysteme TaqMan Fast Advanced Master Mix | Thermo Fisher Scientific | 4444556 | |
| Rinderserumalbumin (BSA), Fraktion V, 98%, Reagenzqualität, Alfa Aesar, Größe = 10 g | VWR | AAJ64100-09 | |
| Klare kratz- und UV-beständige gegossene Acrylplatte | McMaster-Carr | 8560K171 | 12" x 12" x 1/16" |
| Klare kratz- und UV-beständige gegossene Acrylplatte | McMaster-Carr | 8589K31 | 12" x 12" x 3/32" |
| Klar kratz- und UV-beständige gegossene Acrylglasplatte | McMaster-Carr | 8560K191 | 12" x 12" x 7,64" |
| Corning Fibronectin, Mensch, 1 mg | Corning | 47743-728 | |
| Deckgläser, Globe Scientific, L x B = 24 x 60 mm | VWR | 10118-677 | |
| DOW SYLGARD 184 SILIKONVERKAPSELUNG KLAR 0,5 KG KIT | Ellsworth Klebstoffe | 4019862 | |
| EGM-2 Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit | Lonza | CC-3162 | |
| Fixture A1& A2 | SiMPore Inc. | ||
| Leuchte B1& B2 | SiMPore Inc. | ||
| Reverse Transkriptionskit für cDNA mit hoher Kapazität und RNase-Inhibitor | Thermo Fisher Scientific | 4374966 | |
| Endothelzellen der menschlichen Nabelschnurvene (HUVEC) | ThermoFisher Scientific | C0035C | |
| Bildgebungskit für lebende/tote Zellen (488/570) | Thermo Fisher Scientific | R37601 | |
| Molekularsonden Hoechst 33342, Trihydrochlorid, Trihydrat | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
| Vernickelte Magnete (4,75 mm Durchmesser, 0,34 kg Zugkraft) | K& J Magnetics | D31 | Ø 3/16" x 1/16" dickes |
| Paraformaldehyd, 4 % w/v aq. Soln., methanolfrei, Alfa Aesar | Fisher Scientific | aa47392-9M | |
| Schlauchpumpe | Langer Instruments | BQ50-1J-A | |
| Photoresist SU-8 Entwicklerlösung | Fisher Scientific | NC9901158 | |
| PVDF-Spritzenfilter | PerkinElmer | 2542913 | |
| Siliziumwafer | Universitätswafer, USA | 1196 | |
| SU-8 3050 | Fisher Scientific | NC0702369 | |
| Zielgen: eNOS (Hs01574659_m1) | ThermoFisher Scientific | 4331182 | |
| Zielgen: GAPDH (Hs02786624_g1) | ThermoFisher Scientific | 4331182 | |
| Zielgen: KLF2 (Hs00360439_g1) | ThermoFisher | Scientific 4331182 | |
| Thermo Scientific Pierce 20x PBS Tween 20 | Thermo Fisher Scientific | 28352 | |
| Transportröhrchen Probe Weiße Kappen, 5 mL, steril | VWR | 100500-422 | |
| TRI-Reagenz | ThermoFisher Scientific | AM9738 | |
| Ultradünner nanoporöser Membranchip | SiMPore Inc. | NPSN100-1L | Das Design ist kompatibel mit allen SiMPore Membranen |
| uSiM Komponente 1 | SiMPore Inc. | ||
| uSiM Komponente 2 | SiMPore Inc. | Na |
Referenzen
- Claesson-Welsh, L., Dejana, E., McDonald, D. M. Permeability of the Endothelial Barrier: Identifying and Reconciling Controversies. Trends in Molecular Medicine. 27 (4), 314-331 (2021).
- Vera, D., et al. Engineering tissue barrier models on hydrogel microfluidic platforms. ACS Applied Materials & Interfaces. 13 (12), 13920-13933 (2021).
- Wang, Y. I., Abaci, H. E., Shuler, M. L. Microfluidic blood-brain barrier model provides in vivo-like barrier properties for drug permeability screening. Biotechnology and Bioengineering. 114 (1), 184-194 (2017).
- Sakolish, C. M., Esch, M. B., Hickman, J. J., Shuler, M. L., Mahler, G. J. Modeling barrier tissues in vitro: methods, achievements, and challenges. eBioMedicine. 5, 30-39 (2016).
- Kaisar, M. A., et al. New experimental models of the blood-brain barrier for CNS drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 12 (1), 89-103 (2017).
- Tan, K., et al. A high-throughput microfluidic microphysiological system (PREDICT-96) to recapitulate hepatocyte function in dynamic, re-circulating flow conditions. Lab on a Chip. 19 (9), 1556-1566 (2019).
- Ayuso, J. M., Virumbrales-Muñoz, M., Lang, J. M., Beebe, D. J. A role for microfluidic systems in precision medicine. Nature Communications. 13 (1), 3086(2022).
- Katt, M. E., Shusta, E. V. In vitro models of the blood-brain barrier: building in physiological complexity. Current Opinion in Chemical Engineering. 30, 42-52 (2020).
- Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews Genetics. 23 (8), 467-491 (2022).
- Duncombe, T. A., Tentori, A. M., Herr, A. E. Microfluidics: reframing biological enquiry. Nature reviews. Molecular cell biology. 16 (9), 554-567 (2015).
- Williams, M. J., et al. A low-cost, rapidly integrated debubbler (rid) module for microfluidic cell culture applications. Micromachines. 10 (6), 360(2019).
- Ahmed, A., et al. Engineering fiber anisotropy within natural collagen hydrogels. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 320 (6), C1112-C1124 (2021).
- Ahmed, A., et al. Microengineered 3D collagen gels with independently tunable fiber anisotropy and directionality. Advanced Materials Technologies. 6 (4), 2001186(2021).
- Łach, A., Wnuk, A., Wójtowicz, A. K. Experimental models to study the functions of the blood-brain barrier. Bioengineering. 10 (5), 519(2023).
- McCloskey, M. C., et al. The Modular µSiM: A mass produced, rapidly assembled, and reconfigurable platform for the study of barrier tissue models in vitro. Advanced Healthcare Materials. 11 (18), 2200804(2022).
- Mansouri, M., et al. The modular µsim reconfigured: integration of microfluidic capabilities to study in vitro barrier tissue models under flow. Advanced Healthcare Materials. 11 (21), 2200802(2022).
- Hudecz, D., et al. Modelling a human blood-brain barrier co-culture using an ultrathin silicon nitride membrane-based microfluidic device. International Journal of Molecular Sciences. 24 (6), 5624(2023).
- Joshi, I. M., et al. Microengineering 3D Collagen Matrices with Tumor-Mimetic Gradients in Fiber Alignment. bioRxiv. , (2023).
- Hsu, M. C., et al. A miniaturized 3D printed pressure regulator (µPR) for microfluidic cell culture applications. Scientific Reports. 12 (1), 10769(2022).
- Rogers, M. T., et al. A high-throughput microfluidic bilayer co-culture platform to study endothelial-pericyte interactions. Scientific reports. 11 (1), 12225(2021).
- Wettschureck, N., Strilic, B., Offermanns, S. Passing the vascular barrier: endothelial signaling processes controlling extravasation. Physiological Reviews. 99 (3), 1467-1525 (2019).
- Wang, Y. I., Shuler, M. L. UniChip enables long-term recirculating unidirectional perfusion with gravity-driven flow for microphysiological systems. Lab on a Chip. 18 (17), 2563-2574 (2018).
- Nayak, L., Lin, Z., Jain, M. K. 34;Go with the flow": how Krüppel-like factor 2 regulates the vasoprotective effects of shear stress. Antioxidants & Redox Signaling. 15 (5), 1449-1461 (2011).
- Satoh, T., et al. A pneumatic pressure-driven multi-throughput microfluidic circulation culture system. Lab on a chip. 16 (12), 2339-2348 (2016).
- Abhyankar, V. V., Wu, M., Koh, C. Y., Hatch, A. V. A Reversibly sealed, easy access, modular (seam) microfluidic architecture to establish in vitro tissue interfaces. PLOS ONE. 11 (5), e0156341(2016).
- Ahmed, A., et al. Local extensional flows promote long-range fiber alignment in 3D collagen hydrogels. Biofabrication. 14 (3), 035019(2022).
- Hasan, M. R., et al. One-step fabrication of flexible nanotextured PDMS as a substrate for selective cell capture. Biomedical Physics & Engineering Express. 4 (2), 025015(2018).
- Ahmed, A., et al. Microengineering 3D collagen hydrogels with long-range fiber alignment. Journal of Visualized Experiments. 187, e64457(2022).
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Nachdrucke und Genehmigungen
