Methodenartikel

Überwachung der mechanischen Entwicklung von Gewebe während des Neuralrohrverschlusses des Kükenembryos

DOI:

10.3791/66117

⸱

10. November 2023

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Wayne State University, 2Fischell Department of Bioengineering, University of Maryland

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die mechanischen Eigenschaften des Neuralplattengewebes während der Neurulation des Hühnerembryos im Längsschnitt zu überwachen. Es basiert auf der Integration eines Brillouin-Mikroskops und eines Inkubationssystems auf der Bühne und ermöglicht die mechanische Live-Bildgebung von Neuralplattengewebe in Ex-Ovo-kultivierten Kükenembryonen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Neuralrohrverschluss (NTC) ist ein kritischer Prozess während der Embryonalentwicklung. Ein Versagen in diesem Prozess kann zu Neuralrohrdefekten führen, die angeborene Fehlbildungen oder sogar den Tod verursachen. NTC umfasst eine Reihe von Mechanismen auf genetischer, molekularer und mechanischer Ebene. Während die mechanische Regulation in den letzten Jahren zu einem immer attraktiveren Thema geworden ist, bleibt es aufgrund des Mangels an geeigneter Technologie für die mechanische Prüfung von 3D-embryonalem Gewebe in situ weitgehend unerforscht. Als Reaktion darauf haben wir ein Protokoll entwickelt, um die mechanischen Eigenschaften von embryonalem Gewebe von Hühnern berührungslos und nicht-invasiv zu quantifizieren. Dies wird durch die Integration eines konfokalen Brillouin-Mikroskops mit einem Inkubationssystem auf der Bühne erreicht. Um die Gewebemechanik zu untersuchen, wird ein vorkultivierter Embryo entnommen und in einen Inkubator auf der Bühne für die Ex-Ovo-Kultur überführt. Gleichzeitig werden die mechanischen Bilder des Neuralplattengewebes vom Brillouin-Mikroskop zu verschiedenen Zeitpunkten während der Entwicklung aufgenommen. Dieses Protokoll enthält detaillierte Beschreibungen der Probenvorbereitung, der Durchführung von Brillouin-Mikroskopie-Experimenten sowie der Datennachbearbeitung und -analyse. Durch die Befolgung dieses Protokolls können Forscher die mechanische Entwicklung des embryonalen Gewebes während der Entwicklung in Längsrichtung untersuchen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuralrohrdefekte (NTDs) sind schwere Geburtsfehler des zentralen Nervensystems, die durch Störungen des Neuralrohrverschlusses (NTC) während der Embryonalentwicklung verursachtwerden 1. Die Ätiologie von NTDs ist komplex. Studien haben gezeigt, dass NTC eine Abfolge morphogenetischer Prozesse beinhaltet, einschließlich konvergenter Ausdehnung, Biegung der Neuralplatte (z. B. apikale Verengung), Anhebung der Neuralfalte und schließlich Adhäsion der Neuralfalte. Diese Prozesse werden durch mehrere molekulare und genetische Mechanismen reguliert 2,3, und jede Fehlfunktion dieser Prozesse kann zu NTDs führen 4,5,6. Da sich die Beweise häufen, dass mechanische Signale auch während NTCeine entscheidende Rolle spielen 3,7,8,9,10,11 und Beziehungen zwischen Genen und mechanischen Hinweisen gefunden wurden 12,13,14, ist es unerlässlich, die Biomechanik des Gewebes während der Neurulation zu untersuchen.

Zur Messung der mechanischen Eigenschaften von embryonalem Gewebe wurden verschiedene Techniken entwickelt, darunter Laserablation (LA)15, Gewebedissektion und -entspannung (TDR)16,17, Mikropipettenaspiration (MA)18, Rasterkraftmikroskopie (AFM)-basierte Nanoindentation19, Mikroeindringkörper (MI) und Mikrotiterplatten (MP)20, Mikrorheologie (MR) mit optischer/magnetischer Pinzette 21,22,23und tröpfchenbasierte Sensoren24. Bestehende Methoden können mechanische Eigenschaften mit räumlichen Auflösungen messen, die von subzellulären bis hin zu Gewebemaßstäben reichen. Die meisten dieser Methoden sind jedoch invasiv, da sie Kontakt mit der Probe (z. B. MA, AFM, MI und MP), externe Materialinjektion (z. B. MR- und tröpfchenbasierte Sensoren) oder Gewebedissektion (z. B. LA und TDR) erfordern. Infolgedessen ist es für bestehende Methoden eine Herausforderung, die mechanische Entwicklung von Neuralplattengewebe in situzu überwachen 25. In jüngster Zeit hat sich die nachhallende optische Kohärenz-Elastographie als vielversprechend für die berührungslose mechanische Kartierung mit hoher räumlicher Auflösung erwiesen26.

Die konfokale Brillouin-Mikroskopie ist eine aufstrebende optische Modalität, die eine berührungslose Quantifizierung der Gewebebiomechanik mit subzellulärer Auflösungermöglicht 27,28,29,30. Die Brillouin-Mikroskopie basiert auf dem Prinzip der spontanen Brillouin-Lichtstreuung, also der Wechselwirkung zwischen dem einfallenden Laserlicht und der durch thermische Fluktuationen im Material induzierten Schallwelle. Folglich erfährt das Streulicht eine Frequenzverschiebung, die als Brillouin-Verschiebung ωR bekannt ist, nach der Gleichung31:

figure-introduction-1 (1)

figure-introduction-2 Hier ist der Brechungsindex des Materials, λ ist die Wellenlänge des einfallenden Lichts, M' ist der Längsmodul, ρ ist die Massendichte und θ ist der Winkel zwischen dem einfallenden Licht und dem Streulicht. Für die gleiche Art von biologischem Material ist das Verhältnis von Brechungsindex und Dichte figure-introduction-3 ungefährkonstant 28,32,33,34,35,36. Somit kann die Brillouin-Verschiebung direkt verwendet werden, um relative mechanische Veränderungen physiologischer Prozesse abzuschätzen. Die Durchführbarkeit der Brillouin-Mikroskopie wurde in verschiedenen biologischen Proben validiert 29,37,38. Kürzlich wurde die mechanische Bildgebung eines lebenden Kükenembryos im Zeitraffer demonstriert, indem ein Brillouin-Mikroskop mit einem Inkubationssystem auf der Bühnekombiniert wurde 39. Dieses Protokoll enthält detaillierte Beschreibungen der Probenvorbereitung, der Durchführung von Experimenten sowie der Datennachbearbeitung und -analyse. Wir hoffen, dass diese Bemühungen die weit verbreitete Einführung der berührungslosen Brillouin-Technologie zur Untersuchung der biomechanischen Regulation bei Embryonalentwicklung und Geburtsfehlern erleichtern werden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Protokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Wayne State University genehmigt.

1. Experimentelle Vorbereitung

  1. Verwenden Sie eine 70%ige Ethanollösung, um die Schere und Pinzette zu reinigen und zu sterilisieren. Bereiten Sie außerdem Einwegpipetten und eine Spritze vor.
  2. Bereiten Sie ein Waschmedium vor, indem Sie 3,595 g NaCl zu 495 ml deionisiertem Wasser geben. Geben Sie dann 5 ml Penicillin-Streptomycin (5 U/ml) in das Medium. Füllen Sie eine 100 mm Petrischale mit dem Waschmedium und erwärmen Sie sie auf 37 °C.
  3. Bereiten Sie Kulturschalen gemäß Abbildung 1 zu, die die Gesamtkonfiguration veranschaulicht.
    1. Bereiten Sie ein Stück Filterpapier vor, schneiden Sie es in eine rechteckige Form von ca. 17 mm × 20 mm und entfernen Sie die vier Ecken. Erzeugen Sie eine hohle Mitte im Filterpapier, ca. 7 mm × 10 mm groß, um den Embryo zu sichern (Abbildung 1, links).
      HINWEIS: Die Entnahme von Embryonen wird in Schritt 2 beschrieben.
    2. Befestigen Sie einen handelsüblichen Ring (Φ = 1 Zoll, siehe Materialtabelle) mit einer flexiblen Folienschicht (d. h. Paraffinfolie) und stellen Sie sicher, dass die flexible Folie auch eine hohle Mitte hat. Dieser Ring mit der Folie wird verwendet, um das Filterpapier mit dem Embryo zu halten.
    3. Legen Sie schließlich den vorbereiteten Ring in eine 35-mm-Petrischale (Abbildung 1, rechts).
      HINWEIS: Das Filterpapier dient zum Sichern und Halten des extrahierten Embryos, indem das Filterpapier auf die Membran gelegt und der Embryo im mittleren Hohlbereich belassen wird (was in Schritt 2 beschrieben wird). Die vier Ecken wurden auf die Größe des Außenrings zugeschnitten (nicht notwendig, wenn er bereits montiert ist). Für eine bessere Laserstrahlausbreitung wird eine 35-mm-Kulturschale mit Glasboden verwendet. Die Schale hat eine innere Vertiefung (Φ = 23 mm), die mit Eiweiß für die Ex-Ovo-Kultur gefüllt werden kann. Der Durchmesser des Rings muss größer sein als der Durchmesser des inneren Wells, damit das Well von der flexiblen Folie auf dem Ring abgedeckt werden kann (Abbildung 1, Einschub). Die Größe des Filterpapiers ist nicht begrenzt und kann je nach Größe des gewählten Rings und der Kulturschale geändert werden. Alternativ kann der Boden der Schale mit einer Agaroseschicht (Dicke: ~1 mm) vorbeschichtet werden. Durch Entfernen von Agarose aus der Mitte der Schicht mit einer Klinge kann eine Vertiefung mit einer ähnlichen Form wie die hohle Mitte der flexiblen Folie zum Laden von Albumin erzeugt werden. Ein kritischer Punkt ist, dass die vier Seiten des Hohlfilterpapiers eine ausreichende Breite (> 5 mm) haben müssen, um die Anhaftung des Embryos zu gewährleisten.

2. Extraktion und Ex-Ovo-Kultur des Hühnerembryos

HINWEIS: Dieser Schritt wurde gegenüber den zuvor veröffentlichten Berichten 40,41 geändert.

  1. Nehmen Sie das Ei nach der Vorkultur aus dem Inkubator und legen Sie es auf seiner Längsachse auf die Eierkartonschale. Reinigen Sie die Eierschale mit 70% Ethanol, achten Sie darauf, dass die gesamte Oberfläche bedeckt ist, und lassen Sie sie dann 15 Minuten ruhen.
  2. Halten Sie das Ei auf seiner kurzen Achse und schlagen Sie es unten auf. Öffnen Sie das Ei über einer sauberen 100-mm-Petrischale, um den Inhalt zu extrahieren, wie in Abbildung 2 dargestellt. Achten Sie darauf, das Ei nicht zu drehen, während Sie es halten und aufschlagen.
  3. Übertragen und sammeln Sie mit einer Pipette etwa 10 ml des dünnen Eiweißes (d. h. des flüssigen Eiweißes42) in ein 15-ml-Röhrchen für die Verwendung in der Ex-Ovo-Kultur . Füllen Sie die mittlere Vertiefung der Kulturschale mit dem gesammelten dünnen Eiweiß (ca. 0,9 ml), wie in Abbildung 3 gezeigt. Der Füllvorgang sollte langsam sein, um die Bildung von Blasen im Well zu vermeiden. Achten Sie darauf, dass die Kulturschale mit Eiweiß auf 37 °C erwärmt ist.
    HINWEIS: Diese Schale wird für die Kultivierung des Embryos ex ovo verwendet. Während der Brillouin-Bildgebung werden neue Kulturschalen verwendet, die mit Waschmedium gefüllt sind (siehe Schritt 3).
  4. Entfernen Sie mit Seidenpapier vorsichtig das dicke Eiweiß (d. h. viskoses Eiweiß), das am Embryo haftet, indem Sie das Eiweiß vorsichtig von der Vitellinmembran trennen, wie in Abbildung 4 gezeigt. Vermeiden Sie den direkten Kontakt mit der Vitellinmembran.
  5. Nachdem Sie das gesamte dicke Eiweiß entfernt haben, befestigen Sie das Filterpapier vorsichtig auf der Vitelline-Membran. Stellen Sie sicher, dass die Körperachse des Embryos mit der Längsachse des mittleren Rechtecks auf dem Filterpapier ausgerichtet ist. Verwenden Sie eine Schere, um die Membran um das Filterpapier herum zu schneiden.
  6. Ziehen Sie das isolierte Filterpapier mit einer Pinzette vorsichtig in schräger Richtung vom Eigelb weg. Drehen Sie das Filterpapier auf den Kopf, um den Embryo mit der Rückenseite nach unten zu positionieren (für die Konfiguration des inversen Mikroskops). Tauchen Sie das gesamte Filterpapier vorsichtig von einer Seite der Längsachse mit dem Waschmedium schräg in die 100 mm Petrischale.
  7. Waschen Sie das restliche Eigelb ab, indem Sie das Waschmedium mit einer sauberen Pipette vorsichtig parallel zum Filterpapier sprühen. Vermeiden Sie es, das Waschmedium direkt auf die Membran zu sprühen.
  8. Nachdem Sie das gesamte Eigelb entfernt haben, entfernen Sie vorsichtig das Filterpapier vom Waschmedium und verwenden Sie Seidenpapier, um überschüssiges Medium von den Rändern aufzusaugen. Legen Sie dann das Filterpapier mit dem Embryo auf die Kulturschale und stellen Sie sicher, dass die dorsale Seite des Embryos nach unten zeigt, wie in Abbildung 5 dargestellt. Um die Luftfeuchtigkeit aufrechtzuerhalten, legen Sie ein angefeuchtetes Seidenpapier in die Schale.
  9. Überführen Sie die Kulturschale in den Inkubator auf der Bühne für die Ex-Ovo-Kultur .

3. Brillouin-Messung des Embryos

  1. Bereiten Sie einen weiteren Satz Kulturschalen vor und füllen Sie sie mit Waschmedium. Stellen Sie sicher, dass das Waschmedium auf 37 °C erwärmt ist.
  2. Wenn der Embryo das gewünschte Entwicklungsstadium erreicht hat, geben Sie das Filterpapier mit dem Embryo in die mit Waschmedium gefüllte Kulturschale. Stellen Sie die Kulturschale in den Inkubator des Brillouin-Mikroskops auf der Bühne (siehe Materialtabelle).
    1. Speichern Sie vor der Brillouin-Messung ein Hellfeldbild des gesamten Embryos als Referenz. Die detaillierte Konfiguration des Brillouin-Mikroskops wurde bereits beschrieben30 und ist im Abschnitt Ergebnisse zusammengefasst (Abbildung 6).
  3. Messen Sie das Brillouin-Signal von Wasser und Methanol, das in Schritt 4 für den Kalibrierungsprozess verwendet wird.
  4. Passen Sie die Belichtungszeit der einfallenden Laserleistung und der elektronenmultiplen ladungsgekoppelten Vorrichtung (EMCCD ) an, um mindestens 10.000 Zählungen des Brillouin-Signals zu erreichen. Richten Sie anhand des Hellfeldbilds den Scanbereich und die Schrittweite ein. Erfassen Sie ein Brillouin-Bild der interessierenden Region, indem Sie den Embryo mit einem 2D-Translationsstadium scannen.
    HINWEIS: Der horizontale Scanbereich kann basierend auf dem Hellfeldbild bestimmt werden, und der vertikale (d. h. Tiefen-) Scanbereich kann basierend auf der Signalstärke bestimmt werden, die durch einen schnellen und groben Scan erhalten wird. Um Lichtschäden am Embryo zu vermeiden, begrenzen Sie die einfallende Leistung auf 25 mW und stellen Sie die Belichtungszeit der EMCCD-Kamera auf 50 ms ein. Wählen Sie eine Schrittweite von 2 μm in horizontaler Richtung und 1 μm in vertikaler Richtung, um Bildqualität und Aufnahmezeit auszugleichen.
  5. Entfernen Sie nach Abschluss des Scans vorsichtig das Filterpapier mit dem Embryo und verwenden Sie Seidenpapier, um überschüssiges Waschmedium aufzusaugen. Legen Sie dann das Filterpapier zurück in die mit dünnem Eiweiß gefüllte Kulturschale zur kontinuierlichen Kultivierung im Inkubator auf der Bühne.
  6. Wiederholen Sie die Schritte 3.2-3.5 in regelmäßigen Zeitabständen (z. B. 1,5 h), um Zeitraffer-Brillouin-Bilder während der Entwicklung des Embryos aufzunehmen.
  7. Rekonstruieren Sie das 2D-Brillouin-Bild nach Schritt 4.

4. Brillouin-Bildrekonstruktion

  1. Kalibrieren Sie das Brillouin-Spektrometer unter Verwendung von Brillouin-Signalen von Wasser und Methanol, um den freien Spektralbereich (FSR) und das Pixel-zu-Frequenz-Konversionsverhältnis (PR) des Spektrometers30 zu berechnen. Die kalibrierten Werte von FSR und PR werden verwendet, um die Brillouin-Verschiebung des Embryos an jedem Pixel zu berechnen.
    HINWEIS: Abbildung 7A zeigt ein von der EMCCD-Kamera aufgenommenes Brillouin-Rohspektrum. Durch vertikales Summieren des Spektrums und anschließendes Durchführen einer Lorentzschen Anpassung kann der Peakabstand Δd der beiden Punkte erhalten werden (Abbildung 7B). Durch Ermitteln der Spitzenentfernung von Wasser ΔdWasser und Methanol ΔdMethanol können FSR und PR basierend auf den Gleichungen30 berechnet werden: PR = 2· (ωMethanol-ω Wasser)/(ΔdWasser- ΔdMethanol) und FSR = 2·ωWasser + PR·ΔdWasser, mit der bekannten Brillouin-Verschiebung von Wasser ωWasser = 6,01 GHz und Methanol ωMethanol = 4,49 GHz bei 660 nm.
  2. Ermitteln Sie den Spitzenabstand des Brillouin-Signals an jedem Pixel des Samples. Berechnen Sie die Brillouin-Verschiebung basierend auf dem kalibrierten FSR und PR:ω-Probe = 0,5 (FSR - PR xΔd-Probe)30, wobeiω-Probe die Brillouin-Verschiebung der Probe und Δd-Probe der Spitzenabstand des Brillouin-Signals ist.
  3. Rekonstruieren Sie das 2D-Brillouin-Bild basierend auf den Brillouin-Verschiebungen aller Pixel.
    HINWEIS: Um eine lokale Analyse durchzuführen, kann man aus dem aufgenommenen Brillouin-Bild einen interessierenden Bereich (z. B. die Neuralplatte) auswählen und seine mechanischen Eigenschaften quantifizieren. Ein gängiger Ansatz besteht darin, die durchschnittliche Brillouin-Verschiebung der ausgewählten Region zu berechnen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Abbildung 6 zeigt das Schema des Brillouin-Mikroskops. Das System verwendet einen 660-nm-Laser als Lichtquelle. Ein Isolator wird direkt hinter dem Laserkopf platziert, um rückreflektiertes Licht zu unterdrücken, und ein ND-Filter (Neutral Density) wird verwendet, um die Laserleistung einzustellen. Ein Linsenpaar, L1 und L2, mit Brennweiten von f1 = 16 mm bzw. f2 = 100 mm, wird verwendet, um den Laserstrahl zu erweitern. Eine Halbwellenplatte (HWP) und ein linearer Polarisator (Polarisator 1...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die frühe Entwicklung des Embryos kann leicht durch äußere Störungen beeinträchtigt werden. Daher ist bei der Probenentnahme und dem Transfer äußerste Vorsicht geboten. Ein potenzielles Problem ist die Ablösung des Embryos vom Filterpapier, was zum Schrumpfen der Vitellinmembran und zu einem gekippten Artefakt der Neuralplatte in der Brillouin-Bildgebung führen kann. Darüber hinaus kann diese Schrumpfung die Entwicklung des Embryos stoppen. Es sollte auf mehrere kritische Schritte geachtet werden, um eine Ablösung zu ver...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären, dass sie keinen Interessenkonflikt haben.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wird vom Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development, National Institutes of Health (K25HD097288, R21HD112663) unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
100 mm Petrischale FisherbrandFB0875713
motorisierte 2D-Bühne Prior ScientificH117E2
35 mm PetrischaleWorld Precision InstrumentsFD35-100
Brillouin-Mikroskop mit Inkubator auf der BühneN/AN/ADies ist ein speziell angefertigtes Brillouin-Mikroskopsystem, das auf Ref. 30
Hühnereiernbasiert University of ConnecticutN/A
CMOS-KameraThorlabsCS2100M-USB
EMCCD-KameraAndoriXon
Ethanol Decon Laboratories, Inc.#2701
FilterpapierWhatman1004-070
Inkubator für In-Ovo-KulturGQF Manufacturing Company Inc. GQF 1502 
RingThorlabsSM1RR
MikroskopgehäuseOlympusIX73
NaClSigma-AldrichS9888
Inkubator auf der BühneOko labsOKO-H301-PRIOR-H117
ParafilmBemisPM-996
Penicillin-StreptomycinGibco15070-063
PipettenFisherbrand13-711-6M
SchereArtman InstrumenteN/A3er Mikroschere 5
SpritzeBD305482
SeidenpapierKimwipesN/A
TubeCorning430052
PinzetteDR InstrumenteN/AMikrodissektion Pinzetten Set 

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube defects. Annual Review of Neuroscience. 37 (1), 221-242 (2014).
  2. Suzuki, M., Morita, H., Ueno, N. Molecular mechanisms of cell shape changes that contribute to vertebrate neural tube closure. Development, Growth & Differentiation. 54 (3), 266-276 (2012).
  3. Nikolopoulou, E., Galea, G. L., Rolo, A., Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube closure: Cellular, molecular and biomechanical mechanisms. Development. 144 (4), 552-566 (2017).
  4. Juriloff, D. M., Harris, M. J. Mouse models for neural tube closure defects. Human Molecular Genetics. 9 (6), 993-1000 (2000).
  5. Copp, A. J., Greene, N. D. E. Genetics and development of neural tube defects. The Journal of Pathology: A Journal of the Pathological Society of Great Britain and Ireland. 220 (2), 217-230 (2010).
  6. Wang, M., De Marco, P., Capra, V., Kibar, Z. Update on the role of the non-canonical wnt/planar cell polarity pathway in neural tube defects. Cells. 8 (10), 1198(2019).
  7. Galea, G. L., et al. Biomechanical coupling facilitates spinal neural tube closure in mouse embryos. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (26), E5177-E5186 (2017).
  8. Moon, L. D., Xiong, F. Mechanics of neural tube morphogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology. 130, 56-69 (2022).
  9. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Distinct spatiotemporal contribution of morphogenetic events and mechanical tissue coupling during xenopus neural tube closure. Development. 149 (13), (2022).
  10. De Goederen, V., Vetter, R., Mcdole, K., Iber, D. Hinge point emergence in mammalian spinal neurulation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (20), 2117075119(2022).
  11. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Somitic mesoderm morphogenesis is necessary for neural tube closure during xenopus development. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1091629(2023).
  12. Nikolopoulou, E., et al. Spinal neural tube closure depends on regulation of surface ectoderm identity and biomechanics by grhl2. Nature Communications. 10 (1), 2487(2019).
  13. Nychyk, O., et al. Vangl2-environment interaction causes severe neural tube defects, without abnormal neuroepithelial convergent extension. Disease Models & Mechanisms. 15 (1), 049194(2022).
  14. Li, B., Brusman, L., Dahlka, J., Niswander, L. A. Tmem132a ensures mouse caudal neural tube closure and regulates integrin-based mesodermal migration. Development. 149 (17), (2022).
  15. Zulueta-Coarasa, T., Fernandez-Gonzalez, R. Laser ablation to investigate cell and tissue mechanics in vivo. Integrative Mechanobiology: Micro-and Nano Techniques in Cell Mechanobiology. , Cambridge University Press. 128-147 (2015).
  16. Wiebe, C., Brodland, G. W. Tensile properties of embryonic epithelia measured using a novel instrument. Journal of Biomechanics. 38 (10), 2087-2094 (2005).
  17. Luu, O., David, R., Ninomiya, H., Winklbauer, R. Large-scale mechanical properties of xenopus embryonic epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (10), 4000-4005 (2011).
  18. Maître, J. L., Niwayama, R., Turlier, H., Nédélec, F., Hiiragi, T. Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nature Cell Biology. 17 (7), 849-855 (2015).
  19. Krieg, M., et al. Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish. Nature Cell Biology. 10 (4), 429-436 (2008).
  20. Zamir, E. A., Srinivasan, V., Perucchio, R., Taber, L. A. Mechanical asymmetry in the embryonic chick heart during looping. Annals of Biomedical Engineering. 31, 1327-1336 (2003).
  21. Bambardekar, K., Clément, R., Blanc, O., Chardès, C., Lenne, P. F. Direct laser manipulation reveals the mechanics of cell contacts in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (5), 1416-1421 (2015).
  22. Savin, T., et al. On the growth and form of the gut. Nature. 476 (7358), 57-62 (2011).
  23. Almonacid, M., et al. Active diffusion positions the nucleus in mouse oocytes. Nature Cell Biology. 17 (4), 470-479 (2015).
  24. Campàs, O., et al. Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues. Nature Methods. 11 (2), 183-189 (2014).
  25. Campàs, O. A toolbox to explore the mechanics of living embryonic tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 55, 119-130 (2016).
  26. Christian, Z. D., et al. High-resolution 3D biomechanical mapping of embryos with reverberant optical coherence elastography (Rev-OCE). Proceedings of SPIE. , 123670(2023).
  27. Scarcelli, G., Yun, S. H. J. N. P. Confocal brillouin microscopy for three-dimensional mechanical imaging. Nature Photonics. 1 (1), 39-43 (2008).
  28. Scarcelli, G., et al. Noncontact three-dimensional mapping of intracellular hydromechanical properties by brillouin microscopy. Nature Methods. 12 (12), 1132-1134 (2015).
  29. Prevedel, R., Diz-Muñoz, A., Ruocco, G., Antonacci, G. Brillouin microscopy: An emerging tool for mechanobiology. Nature Methods. 16 (10), 969-977 (2019).
  30. Zhang, J., Scarcelli, G. Mapping mechanical properties of biological materials via an add-on brillouin module to confocal microscopes. Nature Protocols. 16 (2), 1251-1275 (2021).
  31. Boyd, R. W. Nonlinear optics. , Academic press. (2020).
  32. Scarcelli, G., Kim, P., Yun, S. H. In vivo measurement of age-related stiffening in the crystalline lens by brillouin optical microscopy. Biophysical Journal. 101 (6), 1539-1545 (2011).
  33. Scarcelli, G., Pineda, R., Yun, S. H. Brillouin optical microscopy for corneal biomechanics. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 185-190 (2012).
  34. Antonacci, G., Braakman, S. Biomechanics of subcellular structures by non-invasive brillouin microscopy. Scientific Reports. 6 (1), 37217(2016).
  35. Zhang, J., et al. Tissue biomechanics during cranial neural tube closure measured by brillouin microscopy and optical coherence tomography. Birth Defects Research. 111 (14), 991-998 (2019).
  36. Zhang, J., et al. Nuclear mechanics within intact cells is regulated by cytoskeletal network and internal nanostructures. Small. 16 (18), 1907688(2020).
  37. Elsayad, K., Polakova, S., Gregan, J. Probing mechanical properties in biology using brillouin microscopy. Trends in Cell Biology. 29 (8), 608-611 (2019).
  38. Poon, C., Chou, J., Cortie, M., Kabakova, I. Brillouin imaging for studies of micromechanics in biology and biomedicine: From current state-of-the-art to future clinical translation. Journal of Physics: Photonics. 3 (1), 012002(2020).
  39. Handler, C., Scarcelli, G., Zhang, J. Time-lapse mechanical imaging of neural tube closure in live embryo using brillouin microscopy. Scientific Reports. 13 (1), 263(2023).
  40. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 220 (3), 284-289 (2001).
  41. Schmitz, M., Nelemans, B. K. A., Smit, T. H. A submerged filter paper sandwich for long-term ex ovo time-lapse imaging of early chick embryos. Journal of Visualized Experiments. (118), e54636(2016).
  42. Nys, Y., Guyot, N. Improving the safety and quality of eggs and egg products, vol 1: Egg chemistry, production and consumption. Nys, Y., Bain, M., VanImmerseel, F. , 83-132 (2011).
  43. Berghaus, K. V., Yun, S. H., Scarcelli, G. High speed sub-ghz spectrometer for brillouin scattering analysis. Journal of Visualized Experiments. (106), e53468(2015).
  44. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  45. Schlüßler, R., et al. Mechanical mapping of spinal cord growth and repair in living zebrafish larvae by brillouin imaging. Biophysical Journal. 115 (5), 911-923 (2018).
  46. Williams, R. M., Sauka-Spengler, T. Ex ovo electroporation of early chicken embryos. STAR Protocols. 2 (2), 100424(2021).
  47. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental Dynamics. 220 (3), 284-289 (2001).
  48. Edrei, E., Scarcelli, G. Adaptive optics in spectroscopy and densely labeled-fluorescence applications. Optics Express. 26 (26), 33865-33877 (2018).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

GewebemechanikBrillouin MikroskopieEmbryonalentwicklungmechanische BildgebungEx ovo KulturGewebesteifigkeitMorphogenesenichtinvasive Messung

Verwandte Artikel