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Isolierung von primären retinalen glialen Müller-Zellen der Maus

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DOI:

10.3791/66237

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30. August 2024

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1Eye Research Institute, Oakland University, 2Eye Research Center (OUWB)/ERC, William Beaumont School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Manuskript beschreibt ein detailliertes Protokoll zur Isolierung retinaler glialer Müller-Zellen aus Mausaugen. Das Protokoll beginnt mit der Enukleation und Dissektion von Mausaugen, gefolgt von der Isolierung, Aussaat und Kultivierung von Müller-Zellen.

Zusammenfassung

Die primäre Stützzelle der Netzhaut ist die retinale gliale Müllerzelle. Sie bedecken die gesamte Netzhautoberfläche und befinden sich in unmittelbarer Nähe sowohl der retinalen Blutgefäße als auch der retinalen Neuronen. Aufgrund ihres Wachstums erfüllen Müller-Zellen mehrere entscheidende Aufgaben in einer gesunden Netzhaut, darunter die Aufnahme und das Recycling von Neurotransmittern, Retinsäureverbindungen und Ionen (wie Kalium K+). Neben der Regulierung des Blutflusses und der Aufrechterhaltung der Blut-Netzhaut-Schranke regulieren sie auch den Stoffwechsel und die Nährstoffversorgung der Netzhaut. In diesem Manuskript wird ein etabliertes Verfahren zur Isolierung primärer Müller-Zellen der Maus vorgestellt. Um die zugrundeliegenden molekularen Prozesse in den verschiedenen Mausmodellen für Augenerkrankungen besser zu verstehen, ist die Müller-Zellisolierung ein hervorragender Ansatz. Dieses Manuskript beschreibt ein detailliertes Verfahren zur Isolierung von Müller-Zellen aus Mäusen. Von der Enukleation bis zur Aussaat dauert der gesamte Prozess etwa einige Stunden. Für 5-7 Tage nach der Aussaat sollte das Medium nicht gewechselt werden, damit die isolierten Zellen ungehindert wachsen können. Als nächstes folgt die Zellcharakterisierung mit Hilfe von Morphologie und eindeutigen Immunfluoreszenzmarkern. Die maximale Anzahl von Durchgängen für Zellen beträgt 3-4 Mal.

Einleitung

Müller-Zellen (MCs) sind die wichtigsten und am häufigsten vorkommenden Gliazellen im Netzhautgewebe. Sie sind die Hauptakteure bei der Gewährleistung der strukturellen Integrität und der Stoffwechselfunktionen in der Netzhaut1. Die strategische Struktur der MCs erstreckt sich über die gesamte Netzhautdicke und bietet so Unterstützung für die Netzhaut. Zusätzlich zu ihren gerüstartigen Eigenschaften haben sie metabolische Funktionen für retinale Neuronen und versorgen sie mit Energiesubstraten, darunter Glukose und Laktat. Diese Funktionen sind entscheidend für die Aufrechterhaltung einer gesunden neuronalen Funktion. Es wurde berichtet, dass beeinträchtigte MCs zu verschiedenen Netzhauterkrankungen beitragen, darunter altersbedingte Makuladegeneration, diabetische Retinopathie und Glaukom 2,3. MCs können endogene zelluläre Quellen für die regenerative Therapie in der Netzhaut sein1. Sie machen auch einen bedeutenden Teil der Netzhaut aus, und es gibt starke Hinweise darauf, dass diese Zellen bei mehreren Spezies stimuliert werden können, um fehlende Neuronen zu ersetzen2. Sie arbeiten vorteilhaft mit Neuronen zusammen, und die konisch verzweigten Endfüße der Müller-Zellen schließen die Blutgefäße dicht aus und verbinden die neuronalen Komponenten der Netzhaut. Um die neuronale Entwicklung und die neuronale Plastizität aufrechtzuerhalten, fungieren Müller-Zellen als weiches Substrat für Neuronen und schützen sie vor mechanischen Traumata3. Darüber hinaus können sich Müller-Zellen unter pathologischen Umständen in neurale Vorläuferzellen oder Stammzellen differenzieren, die die verlorenen Photorezeptoren und Neuronen replizieren oder regenerieren 2,3,4. Müller-Zellen behalten die Eigenschaften retinaler Stammzellen bei, einschließlich unterschiedlicher Potenziale zur Selbsterneuerung und Differenzierung 5,6. Die Müller-Gliazelle hat eine bedeutende retinale Abstammung, die neurotrophe Faktoren produziert, Neurotransmitter aufnimmt und recycelt, Ionen räumlich puffert und die Blut-Netzhaut-Schranke aufrechterhält, um die Netzhaut in Homöostase zu halten 7,8,9. Dies unterstreicht das Potenzial von Müller-Zellen als vielversprechendes Werkzeug in zellbasierten Therapien zur Behandlung von Krankheiten, die mit Netzhautdegeneration in Verbindung stehen. Müller-Zellen sind die primären Gliazellen, die über die Netzhaut verteilt sind und sowohl mit Neuronen als auch mit Blutgefäßen verbunden sind. Sie spielen eine entscheidende schützende Rolle und bieten eine wesentliche strukturelle und metabolische Unterstützung, um die Lebensfähigkeit und Stabilität der Netzhautzellen zu erhalten. Leider gibt es in der Literatur nur sehr wenige Protokolle für die primäre Müller-Zell-Isolierung aus der Netzhaut10,11.

Wir stellen einen verbesserten Ansatz zur zuverlässigen Isolierung und Kultivierung von primären Müller-Zellen der Maus vor. Dieses Protokoll wurde in unserer Gruppe verwendet, um Müller-Zellen aus den Wildtyp-Mäusen C57BL/6 und transgenen Mäusen12,13 zu isolieren. Für dieses Protokoll werden Mäuse im Alter zwischen 5 und 11 Tagen ohne Geschlechtspräferenz verwendet. Die Zellen wurden bis zu 4 Mal durchquert; Bei P4 halten sie sich jedoch nicht mehr an den Kolben, und es wird schwierig, eine gesunde Kultur aufzubauen. Die Kultur ist oft mit retinalen pigmentierten Epithelzellen (RPE) kontaminiert, daher sollten die Zellen mindestens einmal durchgelassen werden, bevor weitere Experimente an der Zelllinie durchgeführt werden. Die Passage ermöglicht eine weitere Isolierung von Verunreinigungen. Daher bietet das vorgestellte Protokoll eine schnelle und effektive Möglichkeit, Müller-Zellen der Maus zu isolieren, die dann als zuverlässige Plattform zur Erforschung therapeutischer Ziele und zur Bewertung potenzieller Behandlungen für Netzhauterkrankungen verwendet werden können14.

Protokoll

Alle Tierversuche entsprachen der ARVO-Erklärung für die Verwendung von Tieren in der Augen- und Sehforschung und wurden nach unserem Tierprotokoll durchgeführt, das vom Institute for Animal Care and Use Committee (IACUC) und den Richtlinien der Universität Oakland (Protokollnummer 2022-1160) genehmigt wurde

1. Vorbereitung von Medien und Lösungen

  1. Bereiten Sie die Müllerzell-Augenlösung her, indem Sie das Dulbecco Modified Eagle Medium (DMEM, Details in der Materialtabelle) mit Penicillin/Streptomycin in einer Verdünnung von 1:1000 ergänzen. Fügen Sie beispielsweise für 10 ml DMEM 10 μl Penicillin/Streptomycin hinzu.
    HINWEIS: Dies ist ein einfaches, serumfreies Medium, das vorbereitet wurde. Erwärmen Sie außerdem das gesamte Medium in einem 37 °C heißen Wasserbad, bevor Sie es für Zellkulturen verwenden.
  2. Bereiten Sie das komplette primäre Müller-Zellwachstumsmedium vor, indem Sie DMEM mit 10 % fötalem Rinderserum (FBS, hitzeinaktiviert) und 1 % Penicillin/Streptomycin ergänzen. Zum Beispiel (500 ml DMEM-Medien + 50 ml FBS + 5 ml Penicillin/Streptomycin).
  3. Bereiten Sie eine 0,05%ige Trypsin-EDTA-Lösung mit Kollagenase IV in einer Konzentration von 200 U/ml vor (Trypsin-EDTA wird verwendet, um die berechnete Menge an Kollagenase-IV-Pulver aufzulösen, um die erforderliche Konzentration zu erreichen).

2. Enukleation

  1. Ethische Einschläferung der Maus durch Inhalation von CO2 gemäß den IACUC-Richtlinien.
    1. Setzen Sie das/die Tier(e) kurz in die CO2 -Kammer, um 100 % CO2 bei einer Füllrate von 30-70 % der Kammer Vol/min mit CO2 einzuführen, um das Ziel einer schnellen Bewusstlosigkeit innerhalb von 2-3 Minuten mit minimalem Stress für die Mäuse zu erreichen.
    2. Da sich Mäuse in einem jungen Alter (~10 Tage) befinden, führen Sie als sekundäre Methode eine Gebärmutterhalsluxation durch, um eine angemessene Euthanasie zu gewährleisten.
  2. Nachdem Sie den Arbeitsbereich mit 70%igem Ethanol sterilisiert haben, legen Sie die Maus auf ein steriles Unterpolster.
  3. Extrahieren Sie die Augen, indem Sie die Arme der Pinzette auf den hinteren Teil des Auges legen, sanft aus dem Orbitabereich ziehen und die Augen enukleieren, indem Sie mit einer 5/45-Pinzette Druck auf den Orbitalbereich ausüben, um eine Proposis zu verursachen.
    HINWEIS: Sterilisieren Sie die Präparierwerkzeuge vor der Dissektion mit 70% Ethanol, gefolgt von Phosphatpuffer-Kochsalzlösung.
  4. Stellen Sie sicher, dass der Sehnerv noch mit dem Auge verbunden ist, indem Sie das Auge langsam enukleieren. Achte darauf, den Sehnerv (visuell als weißer Strang erkennbar) hinter das Auge zu ziehen.
    HINWEIS: Dieser Schritt muss nicht unter einem Mikroskop durchgeführt werden, sondern kann auf einer sterilisierten Bank durchgeführt werden.

3. Behandlung der enukleierten Augen

  1. Decken Sie ein 15 mL Zentrifugenröhrchen mit Alufolie ab und füllen Sie das Röhrchen mit 10 mL der Müller Cell Eye Lösung.
  2. Legen Sie die präparierten Augen in das 15-ml-Röhrchen mit der Müller-Zell-Augenlösung und lassen Sie sie über Nacht oder etwa 18 Stunden bei Raumtemperatur ruhen.
  3. Nach 18 h die Augenlösung umfüllen und die Augen kurz mit 2-3 mL erwärmter (37 °C) phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) ausspülen.
  4. Dekantieren Sie das PBS und bringen Sie die Augen in eine 100 mm Petrischale mit 10 ml Trypsinlösung. (vorbereitet in Schritt 1.3).
    HINWEIS: Trypsin wird auf das gesamte enukleierte Auge aufgetragen und wirkt als dissoziatives Mittel, um die Zelltrennung von den Netzhautschichten während der Dissektion zu erleichtern. Die präparierte Netzhaut enthält viele Zellen, darunter auch RPE-Zellen, die klebrig sind und am ehesten die Müller-Zellkulturkontaminieren können 14. Die mikroskopische Untersuchung zeigte eindeutig, dass sich nach 5 Tagen Isolation (während des ersten Medienwechsels) RPE-Zellen von der Platte lösten und13 Jahre starben. Das für die RPE-Isolierung verwendete Medium ist DMEM/F-12 mit einer anderen Zusammensetzung als DMEM (wird bei der Isolierung von Müller-Zellen verwendet und enthält Natriumpyruvat und niedrige Glukose.
  5. Stellen Sie das Gericht in einen Inkubator und inkubieren Sie es 1,5 bis 2 h bei 37 °C und 5 % CO2.
  6. Nach der Inkubation werden die Augen in eine 60-mm-Petrischale mit etwa 5 ml vollständigem primärem Müller-Zell-Wachstumsmedium gegeben.

4. Präparieren

HINWEIS: Dieses Verfahren muss in der sterilen Umgebung der Kulturhaube durchgeführt werden. Daher ist es unerlässlich, die Oberflächen der Haube zusammen mit allen Werkzeugen und dem Seziermikroskop gründlich mit 70%igem Alkohol zu sterilisieren. Es ist erwähnenswert, dass das Video außerhalb der Motorhaube aufgenommen wurde, um eine bessere Sichtbarkeit und klarere Demonstrationszwecke zu gewährleisten.

  1. Legen Sie ein kleines Stück sterilisiertes Gewebe in Laborqualität in die Schale, um die Augen während der Dissektion zu stabilisieren. Lege die Augen unter ein Präpariermikroskop, um die Dissektion zu starten.
    HINWEIS: Die Verwendung von Gewebe in Laborqualität erleichtert das Manövrieren der Augen in einer mit Flüssigkeit gefüllten Schale (vollständiges Medium) und gewährleistet eine präzise Dissektion.
  2. Verwenden Sie eine Vannas-Schere und eine Pinzette im M5S-Stil, um das Bindegewebe, die extraokulären Muskeln und den Sehnerv zu entfernen.
    1. Fassen Sie das Auge mit einer Pinzette im M5S-Stil und machen Sie mit einer Vannas-Schere oder einer Spritzennadel einen Schnitt in den Ora-Serrata-Bereich.
      HINWEIS: Zwischen dem vorderen und hinteren Teil des Auges befindet sich eine hellblaue kreisförmige Linie, die als Ora serrata bezeichnet wird und als Orientierungspunkt für eine genaue Richtung während der Dissektion verwendet werden kann.
    2. Fassen Sie den Schnitt mit einer Pinzette im M5S-Stil und ziehen oder reißen Sie die Hornhaut aus dem hinteren Teil des Auges. Ziehen Sie in kleinen Schritten, um sicherzustellen, dass die Integrität der Netzhaut intakt bleibt.
      HINWEIS: Bei diesen Schritten wird der vordere Teil des Auges (Hornhaut, Iris und Linse) vom hinteren Teil der Augenmuschel (neurale und pigmentierte Netzhaut) entfernt.
    3. Um die Integrität der Netzhautschichten zu erhalten, ziehen Sie vorsichtig und entfernen Sie das pigmentierte Epithel der Netzhaut aus der Neuralnetzhaut. Die neuronale Netzhaut sollte frei von schwarzen Flecken sein, um die Reinheit der Isolierung so weit wie möglich zu gewährleisten, da die RPE-Schicht in der Regel klebrig und mit der neuronalen Netzhaut verbunden ist.
    4. Schneiden Sie die präparierte neurale Netzhaut in kleine Stücke, bevor Sie sie in einer Platte sammeln, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen auf der Platte zu gewährleisten.
  3. Die neurale Netzhaut wird in einen T25-Kolben mit 4 ml vollständigem primärem Müllerzell-Wachstumsmedium eingefüllt.
  4. Zum Schluss wird der Kolben in einen Brutschrank gestellt und bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert.

5. Kultivierung von primären Müller-Gliazellen

  1. Bewegen Sie den Kolben 3-5 Tage lang nicht, um das Zellwachstum zu fördern.
  2. Wechseln Sie das Medium nach dem fünften Tag und danach jeden zweiten Tag, bis die Zellen zu 90 % konfluiert sind.

6. Passage von primären Müller-Gliazellen

  1. Aspirieren Sie das Müller-Zellkulturmedium, gefolgt von 2 mL Wash in PBS, und aspirieren Sie das PBS heraus. Fügen Sie 2 ml 0,25 % Trypsin-EDTA (1x) hinzu oder genug, um die Platte zu bedecken.
  2. 5-10 min bei Raumtemperatur inkubieren.
  3. Stellen Sie sicher, dass sich die Zellen unter dem Mikroskop von der Platte lösen. Entnehmen Sie dann die Zellsuspension und geben Sie 4 ml vorgewärmtes (37 °C) vollständiges primäres Müller-Zellwachstumsmedium (hergestellt in Schritt 1.2) in das Entnahmeröhrchen.
  4. 7 min bei 300 x g zentrifugieren. Nach dem Aspirieren des Überstands resuspendieren Sie das Pellet in 10 mL vollständigem primären Müller-Zell-Wachstumsmedium. Da die Zellzahl je nach Anzahl der präparierten Augen variieren kann, ist es besser, die Zellen vor der Aussaat und Inkubation zu zählen. Die empfohlene Aussaatdichte beträgt 3,0 x 106 Zellen in einem T75-Kolben.
    HINWEIS: Die Zellen können bis zu 4-5 Mal durchlaufen werden. Die konsistentesten Versuchsergebnisse finden sich jedoch nach 1-2 Passagen.

7. Immunfluoreszenz

HINWEIS: Verwenden Sie das Immunfluoreszenzprotokoll, um die Müller-Zellspezifität zu färben und zu validieren. Hier finden Sie einen kurzen Überblick über das Immunfluoreszenzprotokoll. Dieser Schritt wird nach der ersten Passage12 ausgeführt.

  1. Aussäen Sie die Zellen in einen Zellkulturkammer-Objektträger (30.000 Zellen pro Well für einen 8-Well-Kammer-Objektträger).
  2. Die isolierten Zellen werden 24-48 h lang in einem vollständigen Müller-Zellkulturmedium (hergestellt in Schritt 1.2) bei 37 °C und 5 % CO2 kultiviert.
  3. Aspirieren Sie das Medium und waschen Sie den Kammerobjektträger mit 250-300 μl 1x PBS auf jeder Vertiefung, wenn die Zellen zu 80-90 % konfluent sind.
  4. Befestigen Sie den Objektträger 10 bis 15 Minuten lang in 250-300 μl 4%igem Paraformaldehyd auf jeder Vertiefung, anschließend mit PBS/TX-100 (jeweils 5 Minuten/3x) waschen.
  5. Blockierenden Puffer für 1 h bei 37 °C zugeben (siehe Materialtabelle).
  6. Aspirieren Sie die Blockierungslösung und fügen Sie dann die für Müller-Zellen spezifischen Primärantikörper hinzu, um die Reinheit der isolierten Zellen unter Verwendung von Glutaminsynthetase und Vimentin 5,12 zu bestätigen. 3 h bei 37 °C inkubieren (mit einer Antikörperkonzentration von 1:100-1:200 in Blockierungspuffer in einem Volumen von 150-200 μl/Objektträger). Waschen Sie den Objektträger mit PBS/TX-100-Wäschen (jeweils 5 und 10 Minuten).
    HINWEIS: Diese Antikörper wurden ausgewählt, da sie Kennzeichen für die Identifizierung von Müller-Zellen und die Sicherstellung des Erfolgs und der Reinheit der Müller-Zellkultur sind.
  7. Den Sekundärantikörper (mit einer Antikörperkonzentration von 1:1000 in Blockierungspuffer in einem 150-200 μl/Objektträger) zugeben und 1 h bei 37 °C inkubieren. Dann dreimal (jeweils 5-10 Minuten) mit PBS/Triton X-100 waschen.
  8. Tragen Sie einen Tropfen DAPI-Eindeckmedium auf, um die Kerne zu markieren, bevor Sie den Objektträger mit einem Deckglas abdecken. Vermeiden Sie Luftblasen beim Anbringen des Deckglases.
  9. Verwenden Sie ein Fluoreszenzmikroskop, um den Objektträger zu überprüfen und Bilder aufzunehmen (siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: Die Zellen werden mit DAPI bei ex/em 359/461 bei 10-facher Vergrößerung lokalisiert, um Zellen zu lokalisieren. Durch eine höhere Vergrößerung können Zellen eingefangen werden. Andere Wellenlängen hängen von der gewählten Farbe ab. Grüne Farbe (GFP)- ex/em 488/510. Rote Farbe (Cy3)- ex/em 555/569.

Ergebnisse

Validierung der Spezifität, Reinheit und Barrierefunktion von isolierten Müller-Zellen
Um die Lebensfähigkeit, Morphologie und charakteristischen Eigenschaften der isolierten Müller-Zellen zu bestätigen, wurden die Zellen unter einem Lichtmikroskop untersucht. Es wurden P0- und P1-Bilder aufgenommen (Abbildung 1A). Um die Kontamination der isolierten Müller-Zellen mit RPE-Zellen zu überprüfen und ihre Reinheit zu bestätigen, wurde eine Immunfluoreszenzfärbung (IF) mit Antikörpern durchgeführt, die spezifisch für den RPE-Zellmarker RPE65 sind. Als Positivkontrolle wurden humane retinale pigmentierte Zellen (ARPE -19) verwendet. RPE65-gefärbte RPE-Zellen (rot und blau für die Kernfärbung) sind in Abbildung 1B (unteres Bild) dargestellt. RPE65-spezifische Antikörper färbten die isolierten Müller-Zellen nicht (Abbildung 1B, oberes Bild). Die Tatsache, dass das RPE65 die ARPE-19-Zellen (rot) gefärbt hat und die isolierten Zellen nicht gefärbt hat, deutet darauf hin, dass es sich bei den isolierten Zellen nicht um RPE-Zellen handelt. Das Vorhandensein von Pyruvat und niedriger Glukose in den Medien schafft ungünstige Bedingungen für das Wachstum von RPE-Zellen. Folglich lösen sie sich auch im Falle einer Kontamination der RPE-Zellen schließlich vom Kolben.

Darüber hinaus wurde zur Bestätigung der Identität isolierter Zellen eine Müller-Zell-Immunfluoreszenzfärbung für Müller-Zell-spezifische Marker verwendet, um die erfolgreiche Isolierung von Müller-Zellen zu bestätigen. Das Zytoskelett-Zwischenfilamentprotein namens Vimentin wurde verwendet12,13. Darüber hinaus wurde auch die Glutaminsynthetase (GS) verwendet, die die Reaktion der Kondensation von Glutamat und Ammoniak zu Glutamin katalysiert, als Schlüsselfunktion der retinalen glialen Müller-Zellen.

Insgesamt wurden die isolierten Zellen negativ für RPE65 (rot, Abbildung 1B), positiv für Vimentin (grün, Abbildung 1C) und GS (grün, Abbildung 1D) gefärbt. Die IF-Färbung bestätigt die erfolgreiche Isolierung (Reinheit und Spezifität) der isolierten Müller-Zellen. Abbildung 1E zeigt eine Negativkontrolle für Vimentin (oberes Feld) und GS (unteres Feld), die die Spezifität der Antikörper bestätigt.

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Abbildung 1: Validierung der Müller-Zellisolierung (Reinheit und Spezifität). (A) Lichtmikroskopisches Bild für die Passagen: Passage Null(P0)und (P1)Morphologie. (B) RPE65-Immunfärbung in Kombination mit DAPI-Kernfärbung. (C) Vimentin-Immunfärbung mit DAPI-Kernfärbung bei hoher Vergrößerung. (D) GS-Immunfärbung bei gleicher hoher Vergrößerung. (E) Negativkontrollen zur Bestätigung der Spezifität der Vimentin- und GS-Antikörperfärbung. Maßstabsleiste = 300 μm, 300 μm, 50 μm, 20 μm, 20 μm, 50 μm bzw. 50 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Die Isolierung von primärem retinalem pigmentiertem Epithel (RPE) aus Mäusen wurde zuvor von unserem Labor dokumentiert. Dieses Manuskript beschreibt ein detailliertes Demonstrationsprotokoll für die Isolierung von primären Müller-Zellen. Dieses Verfahren umfasst die Enukleation, Behandlung, Dissektion, Sammlung, Aussaat, Kultur und Charakterisierung von Müller-Zellen, die aus Mausaugen isoliert wurden. Es basiert auf einem bereits erfolgreichen Protokoll, das in früheren Publikationen gefunden wurde, und unserem modifizierten Protokoll, das wir in einer kürzlich erschienenen Veröffentlichung verwendet haben1, 2,13. Die Schritte sind zwar einfach, aber eine erfolgreiche Müller-Zellisolierung erfordert die Einhaltung spezifischer Einschränkungen und grundlegender Anforderungen. Nach zahlreichen Versuchen und Irrtümern, dieses Protokoll zu optimieren, wurden mehrere Faktoren identifiziert, die den Erfolg beeinflussen.

Das ideale Alter der Maus, wie es in unseren Experimenten beobachtet wurde, lag zwischen 5 und 11 Tagen, um die isolierten Zellen auf bis zu vier Passagen wachsen zu lassen. Die Kultur wird auch davon beeinflusst, wie viele Augen isoliert und kultiviert sind. Für die einfache Isolierung sind mindestens zwei Augen erforderlich, um eine ausreichende Anzahl von Zellen zu erhalten, um wachsen und sich vermehren zu können. Ein weiterer wichtiger Aspekt ist die Dauer zwischen Enukleation und Plattierung; Daher muss dieser Schritt relativ schnell durchgeführt werden. Es wurde beobachtet, dass sich eine längere Manipulation des Augengewebes nachteilig auf die Fähigkeit der Zellen auswirkt, am Kolben zu haften und sich zu vermehren. Um sicherzustellen, dass die Nähe der isolierten Zellen nahe genug ist, um die Proliferation zu fördern, empfehlen wir die Verwendung eines T25-Kolbens. Sobald der erste Durchgang erfolgt ist, können die Zellen auf einem T75 plattiert werden. Auch sollten die Zellen nach der Isolierung und Aussaat nicht gestört werden, indem der Gewebekulturkolben aus dem Inkubator genommen oder das Medium für mindestens 5 Tage gewechselt wird. Schließlich können Zellen nur etwa viermal passiert werden, bevor sie nicht mehr anhaften. Obwohl dieses Verfahren unkompliziert und einfach durchzuführen ist, weist es einige Einschränkungen auf, darunter das Alter der Mäuse, die begrenzte Anzahl von Zellpassagen usw.

Es gibt nicht viele Protokolle für die Isolierung von Müller-Zellen, aber es gibt einige bemerkenswerte Unterschiede zwischen diesem Protokoll und den verfügbaren Protokollen 5,14. Erstens ist die Zeit zwischen Enukleation und Isolierung deutlich unterschiedlich. Andere Protokolle schlagen eine Dissektion kurz nach der Enukleation vor, typischerweise innerhalb von 10 Minuten. Das derzeitige Protokoll schlägt eine Ruhephase von mindestens 18 Stunden vor, da dies die besten Ergebnisse für die Isolierung in diesem Protokoll lieferte. Ein weiterer wesentlicher Unterschied zwischen diesem Protokoll und anderen Protokollen ist der Punkt, an dem die Augen mit Enzymen behandelt werden. Bei diesem Protokoll werden die Augen behandelt, bevor eine Dissektion durchgeführt wurde, noch bevor das Bindegewebe und die extraokulare Muskulatur entfernt werden. Während andere Protokolle die Netzhaut vor der Enzymbehandlung vom Auge isolieren. Darüber hinaus ist auch die Enzymrezeptur anders. In diesem Protokoll besteht die Enzymlösung aus Trypsin und Kollagenase Typ IV. In ähnlichen Protokollen werden Papain und DNase für die Gewebeverdauung verwendet. Darüber hinaus ist das Kulturgefäß anders, dieses Protokoll schlägt vor, nach der ersten Passage auf einem T25 und dann auf einem T75 zu kultivieren. Während andere Protokolle Petrischalen oder Multi-Well-Platten verwenden. Schließlich schlägt dieses Protokoll vor, dass der Kolben nicht gestört werden sollte (für 5-7 Tage), um das Zellwachstum zu fördern. Während bei anderen Protokollen der Medienwechsel nach einem Tag durchgeführt wird.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären, die für den Inhalt dieses Artikels relevant sind.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt durch das National Eye Institute (NEI), den Fonds R01 EY029751-04 des National Eye Institute (NEI). Wir möchten uns bei Dr. Sylvia B. Smith bedanken, da es sich bei diesem Protokoll um eine modifizierte Version handelte, die auf ihrem Protokoll der Müller-Zellisolierung basierte.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Becher : 100 mlKIMAX14000
Kollagenase IV Worthington 
Einweg-Messpipetten: 3,2 ml steril13-711-20
DMEM (1X)  Thermo Scientific11885084Media wächst Mü Zellen 
Fötales Rinderserum (FBS)gibco26140079Für vollständige Müller-Zellkulturmedien
GlutaminsynthaseZellsignalisierung80636
Heracell VISO 160i CO2-InkubatorThermo Scientific50144906
KimwipesKimberly-Clark34155
Luer-Lok Spritze mit aufgesetzter Nadel 21 G x 1 1/2 Zoll, steril, Einmalgebrauch, 3 mLB-D
Mikrozentrifugenröhrchen: 2 mLGrainger11L819
Pen Strepgibco15140-122Für komplette Mü Zellkulturmedien
Phosphatpuffer-Kochsalzlösung (PBS)Thermo ScientificJ62851.
Pinzette mit positiver Wirkung, Typ 5/45Dumont72703-DZ
Schere Iris Standard Gerade 11,5 cmGARANA INDUSTRIES2595
Sorvall St8 ZentrifugeThermoScientific75007200
Stemi 305 MikroskopZeissn/a
Chirurgische Klinge, #11, EdelstahlBard-Parker371211
Suspension Kulturschale 60mm x 15mm StyleCorning430589
Gewebekulturschale: 100x20mm StyleCorning353003
Tornado Röhrchen: 15mLMidsciC15B
Tornado Tubes: 50mLMidsciC50R
Pinzette 5MS, 8,2cm, gerade, 0,09x0,05mm SpitzenDumont501764
Pinzette Positive Action Style 5, biologisch, Dumostar, poliertes Finish, 110 mm OALElektronenmikroskopie Sciences Dumont50-241-57
Unterlagepolster, Moderate : 23" x 36"McKesson4033
Vannas Federschere - 2,5mm SchneideFST15000-08
Vimentin invitrogenMA5-11883
Zeiss AxioImager Z2Zeissn/a
Zeiss Zen Blue 2.6Zeissn/a
LS004188309577AP

Referenzen

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