Methodenartikel

Messung dynamischer glykosomaler pH-Änderungen bei lebenden Trypanosoma brucei

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DOI:

10.3791/66279

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19. Januar 2024

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1Department Chemistry and Biochemistry, Brigham Young University, 2Eukaryotic Pathogens Innovation Center, Clemson University, 3Department of Genetics and Biochemistry, Clemson University, 4Department of Physics and Astronomy, Clemson University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben eine Methode, um zu untersuchen, wie der pH-Wert auf Umweltreize in den Glykosomen der Blutkreislaufform afrikanischer Trypanosomen reagiert. Dieser Ansatz beinhaltet einen pH-sensitiven Sensor für vererbbare Proteine in Kombination mit Durchflusszytometrie zur Messung der pH-Dynamik, sowohl als Zeitverlaufsassay als auch in einem Hochdurchsatz-Screen-Format.

Zusammenfassung

Der Glukosestoffwechsel ist für das afrikanische Trypanosom, Trypanosoma brucei, als essentieller Stoffwechselprozess und Regulator der Parasitenentwicklung von entscheidender Bedeutung. Über die zellulären Reaktionen, die entstehen, wenn sich der Glukosespiegel in der Umwelt ändert, ist wenig bekannt. Sowohl in Parasiten im Blutkreislauf als auch in prozyklischer Form (Insektenstadium) beherbergen Glykosomen den größten Teil der Glykolyse. Diese Organellen werden als Reaktion auf Glukoseentzug schnell angesäuert, was wahrscheinlich zu einer allosterischen Regulation von glykolytischen Enzymen wie Hexokinase führt. In früheren Arbeiten war die Lokalisierung der chemischen Sonde, die zur Durchführung von pH-Messungen verwendet wird, eine Herausforderung, was ihren Nutzen in anderen Anwendungen einschränkte.

Diese Arbeit beschreibt die Entwicklung und Verwendung von Parasiten, die glykosomal lokalisiertes pHluorin2, einen vererbbaren Protein-pH-Biosensor, exprimieren. pHluorin2 ist eine ratiometrische pHluorin-Variante, die eine pH-abhängige (säureabhängige) Abnahme der Anregung bei 395 nm zeigt, während sie gleichzeitig eine Zunahme der Anregung bei 475 nm ergibt. Transgene Parasiten wurden durch Klonierung des offenen pHluorin2-Leserahmens in den Trypanosomen-Expressionsvektor pLEW100v5 erzeugt, was eine induzierbare Proteinexpression in beiden Lebenszyklusstadien ermöglicht. Immunfluoreszenz wurde verwendet, um die glykosomale Lokalisation des pHluorin2-Biosensors zu bestätigen, indem die Lokalisation des Biosensors mit der glykosomalen residenten Proteinaldolase verglichen wurde. Die Reaktionsfähigkeit des Sensors wurde bei unterschiedlichen pH-Werten kalibriert, indem Zellen in einer Reihe von Puffern mit einem pH-Wert von 4 bis 8 inkubiert wurden, ein Ansatz, den wir zuvor zur Kalibrierung eines pH-Sensors auf Fluoresceinbasis verwendet haben. Anschließend maßen wir die pHluorin2-Fluoreszenz bei 405 nm und 488 nm mittels Durchflusszytometrie zur Bestimmung des glykosomalen pH-Werts. Wir validierten die Leistung der lebenden transgenen pHluorin2-exprimierenden Parasiten und überwachten den pH-Wert im Laufe der Zeit als Reaktion auf Glukoseentzug, einen bekannten Auslöser der glykosomalen Ansäuerung bei PF-Parasiten. Dieses Tool hat eine Reihe potenzieller Anwendungen, einschließlich des potenziellen Einsatzes im Hochdurchsatz-Wirkstoffscreening. Über den glykosomalen pH-Wert hinaus könnte der Sensor an andere Organellen angepasst oder in anderen Trypanosomatiden verwendet werden, um die pH-Dynamik in der lebenden Zellumgebung zu verstehen.

Einleitung

Parasitäre Kinetoplastiden sind wie die meisten lebenden Organismen auf Glukose als grundlegenden Bestandteil des zentralen Kohlenstoffstoffwechsels angewiesen. Zu dieser Gruppe gehören medizinisch wichtige Organismen wie das afrikanische Trypanosom Trypanosoma brucei; das amerikanische Trypanosom, T. cruzi; und Parasiten der Gattung Leishmania. Der Glukosestoffwechsel ist entscheidend für das Wachstum von Parasiten in den pathogenen Lebenszyklusstadien. Wenn beispielsweise Glukose entzogen wird, stirbt die Blutbahnform (BSF) des afrikanischen Trypanosoms schnell ab. Insbesondere dient die Glykolyse als einzige ATP-Quelle in diesem Stadium der Infektion1. Leishmanienparasiten sind ebenfalls von Glukose im menschlichen Wirt abhängig, wobei das Amastigoten-Lebenszyklusstadium, das sich in Wirtsmakrophagen befindet, für das Wachstum auf diese Kohlenstoffquelle angewiesenist 2.

Während diese Parasiten unterschiedliche Lebensstile mit unterschiedlichen Insektenvektoren haben, haben sie viele Gemeinsamkeiten in der Art und Weise, wie sie auf Glukose reagieren und diese konsumieren. Zum Beispiel lokalisieren diese Parasiten die meisten glykolytischen Enzyme in modifizierten Peroxisomen, die Glykosomen genannt werden. Diese Kinetoplastid-spezifische Organelle ist mit Säugetier-Peroxisomen verwandt, basierend auf konservierten Biosynthesemechanismen und Morphologie 3,4,5,6.

Die Kompartimentierung der meisten Enzyme des glykolytischen Signalwegs in das Glykosom bietet parasitenspezifische Mittel zur Regulierung des Signalwegs. Mit Hilfe einer chemischen pH-Sonde konnten wir feststellen, dass Nährstoffentzug eine schnelle Ansäuerung von Parasitenglykosomen in prozyklischer Form (PF) auslöst, die zu einer veränderten glykolytischen Enzymaktivität führt, indem eine allosterische Regulatorbindungsstelle auf dem glykolytischen Schlüsselenzym Hexokinaseexponiert wird 7,8. In unseren früheren Arbeiten musste die chemische Sonde für den Einsatz ständig abgegeben werden, was ihren Nutzen in anderen Anwendungen einschränkte. Darüber hinaus schränkten Herausforderungen bei der Aufrechterhaltung der Sondenverteilung im Glykosom im BSF den Nutzen des Ansatzes zur Untersuchung des glykosomalen pH-Werts in diesem Lebensstadium ein.

In dieser Studie haben wir den fluoreszierenden Protein-Biosensor pHluorin2 verwendet, um die glykosomale pH-Änderung in BSF T. brucei als Reaktion auf Umweltreize wie Glukosemangelzu überwachen 9 (Abbildung 1). Die Ergebnisse dieser Arbeit deuten darauf hin, dass BSF T. brucei Glykosomen als Reaktion auf Hunger schnell reversibel ansäuert, ähnlich wie wir es bei PF-Parasiten beobachtet haben. Wir erwarten, dass dieser Biosensor unser Verständnis der glykolytischen Regulation in T. brucei und verwandten Parasiten verbessern wird.

Protokoll

Die Verwendung von T. brucei brucei 90-13 BSF-Trypanosomen, einer monomorphen Parasitenlinie, erfordert eine Berücksichtigung der Sicherheit, da sie als Organismen der Risikogruppe 2 gelten, die in Einrichtungen der Biosicherheitsstufe 2 gehandhabt werden sollten.

1. Trypanosomenkultur und Transfektion

  1. Kultur T. brucei brucei 90-13 BSF-Trypanosomen in HMI-9-Medium, ergänzt mit 10 % hitzeinaktiviertem FBS und 10 % Nu-Serum bei 37 °C in 5 % CO210.
    HINWEIS: Um die Kultur gesund zu halten, halten Sie die Zelldichte zwischen 2 × 104 und 5 × 106 Zellen/ml.
  2. Klonierung von pHluorin2-PTS1 in pLEW100v5
    1. Synthetisieren Sie den offenen pHluorin2-Leserahmen kommerziell, um das Gen mit einer 3'-Erweiterung zu erhalten, die für einen Zwei-Glycin-Linker kodiert, gefolgt von dem Tripeptid-AKL, einem PTS1-Lokalisierungstag.
    2. Klonen Sie dieses Konstrukt durch Restriktionsverdau in den induzierbaren Trypanosomenexpressionsvektor pLEW100v5. Verdauen Sie sowohl den Klonierungsvektor, der pHluorin2-PTS1 als auch pLEW100v5 enthält, mit HindIII und BamHI11. Führen Sie einen Reinigungsschritt durch, vorzugsweise durch Agarosegelreinigung, um Restriktionsenzyme, das unerwünschte Klonierungsvektor-Rückgrat und das herausgeschnittene Luciferase-Gen-enthaltende Fragment zu entfernen.
    3. Lilaminieren Sie den pHluorin2-haltigen Einsatz in verdautes pLEW100v5 mit T4-DNA-Ligase12. (siehe Ergänzende Abbildung S1 für ein Schema zum Klonen).
  3. Sequenzieren Sie das Plasmid durch Ganzplasmidsequenzierung der nächsten Generation, um zu überprüfen, ob das Insert und der Vektor korrekt ligiert sind und dass während des Klonierungsprozesses keine Mutationen im pHluorin2-PTS1-Gen eingeführt werden.
    HINWEIS: Die vollständige Plasmidsequenz wurde an Addgene.org übermittelt und erhielt die Zuweisung #83680.
  4. Linearisierung von 20 μg des Plasmids durch Verdau mit 40 Einheiten NotI; dann transfizieren Sie in BSF 90-13-Parasiten durch Nukleofektion mit dem referenzierten humanen T-Zell-Kit (siehe Materialtabelle). Wählen Sie für eine stabile Integration, wie von Burkard et al.13 beschrieben.

2. Immunfluoreszenz-Kolokalisation von pHlourin2-PTS1

  1. Mikroskopie-Objektträger vorbereiten, indem sie 10 Minuten lang mit Poly-L-Lysin 0,1 % (w/v) in H2O behandelt werden. Waschen Sie den Objektträger nach dem Entfernen der Poly-L-Lysin-Lösung einmal mit PBS.
  2. Um die pHluorin2-PTS1-Expression zu induzieren, behandeln Sie die Zellen 24 Stunden vor der Ernte bei 2 × 105 Zellen/ml mit Tetracyclin oder Doxycyclin (1 μg/ml). Pellet 2 × 106 elterliche und induzierte pLEWpHluorin2-PTS1 (pHL)-Parasiten durch Zentrifugation (Raumtemperatur [RT], 10 min, 1.000 × g) und einmal mit PBS waschen.
  3. Resuspendieren Sie die Zellen in 200 μl frisch zubereitetem 2%igem Paraformaldehyd in PBS, hergestellt aus handelsüblicher 16%iger EM-Lösung. Tragen Sie die Zellen im Fixiermittel auf den Objektträger auf und lassen Sie die Zellen 30 Minuten lang ruhen. Waschen Sie die anhaftenden Zellen 2x mit Waschlösung (0,1% normales Ziegenserum in PBS).
  4. Die Permeabilisierungslösung (0,5% Triton X-100 in PBS) auf die Zellen auftragen und genau 30 Minuten inkubieren. Entfernen Sie die Permeabilisierungslösung und waschen Sie sie einmal mit reichlich Waschlösung.
  5. Die Blocklösung (10% normales Ziegenserum und 0,1% Triton X-100 in PBS) auftragen und 30 Minuten inkubieren.
  6. Die gegen T. brucei Aldolase erhobenen Antiseren werden 1:500 in Blocklösung verdünnt und auf die Zellen14 aufgetragen. 1 h bei RT inkubieren. Waschen Sie die Objektträger 5x für 3-5 min min mit Waschlösung.
  7. Ziegen-Anti-Kaninchen-Alexa Fluor 568 1:1.000 in Blocklösung verdünnen und auf die Zellen auftragen. 1 h bei RT inkubieren. Waschen Sie die Objektträger 5x für 3-5 min mit Waschlösung.
  8. Tragen Sie Montagemedium auf und versiegeln Sie ein Deckglas auf dem Objektträger.
  9. Bilden Sie die Zellen mit einem 100x-Objektiv (NA 1.4-0.7) ab und analysieren Sie die Bilder mit ImageJ. Führen Sie die Kolokalisierungsanalyse von Pearson mit dem Plug-in "Coloc 2" für ImageJ durch. Siehe Ergänzende Abbildung S2 für ein Feld repräsentativer Zellen. )
    1. Fügen Sie dazu die Bilddatei zu Fiji hinzu und wählen Sie Bilder aus.
    2. Passen Sie Helligkeit und Kontrast für jeden Kanal bis zu einem Punkt an, an dem kein Hintergrund sichtbar ist.
    3. Ändern Sie Bilder von 16-Bit in 8-Bit, führen Sie die Bilder zusammen und schneiden Sie sie dann auf eine einzelne Zelle mit geteilten Kanälen zu.
    4. Wählen Sie unter Analyse und Kolokalisierung das Plug-in Coloc2 aus. Wählen Sie aldolase (der rote Kanal) als Kanal 1 und pHL (der grüne Kanal) als Kanal 2 aus, und klicken Sie auf OK , um die Berechnung der Pearson-Korrelation zu starten.

3. Probenvorbereitung für die Durchflusszytometrie

  1. Induzieren Sie pHL-Zellen über Nacht entweder mit Tetracyclin oder Doxycyclin (1 μg/ml).
  2. Pelletieren Sie die Zellen (~4 × 107 pHL und ~1 × 106 parental) durch Zentrifugation (RT, 10 min, 1.000 × g). Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in 1 ml PBS entweder mit oder ohne 10 mM Glukose, je nachdem, ob die Probe ausgehungert oder nicht ausgehungert ist. Für Zeitverlaufstests resuspendieren Sie in PBS, das mit 10 mM Glukose ergänzt wird, um zu verhindern, dass die Zellen verhungern, bis die Waschungen abgeschlossen sind. Für den Hochdurchsatz-Screening-Assay (HTS) resuspendieren Sie in PBS ohne Glukose, um die Verschleppung von Glukose zu minimieren. Wiederholen Sie die Wäschen noch zweimal.
  3. Zentrifugieren Sie die Zellen ein viertes Mal, entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet je nach Behandlung entweder in PBS, PBS plus 5 mM Glukose oder PBS plus 10 mM Glukose. Ergänzen Sie die Proben entweder mit 1 μg/ml Propidiumiodid (PI) oder 100 nM Thiazolrot (TR) zur Lebend-/Totbestimmung. Übertragen Sie jede Probe in 5-ml-Röhrchen, die mit dem Durchflusszytometer kompatibel sind.

4. Durchflusszytometrie

HINWEIS: Bereiten Sie das Experiment auf einem Durchflusszytometer vor, das die folgenden Laser enthält: 405 nm (violett), 488 nm (blau) und 561 nm (gelb) oder 638 nm (rot). Siehe Ergänzende Tabelle S1 für gebräuchliche Namen für Kanäle, die unten besprochen werden.

  1. Zur Messung der pHL-Fluoreszenz verwenden Sie die Kanäle KO525 (VL2-H, Anregung 405 nm, Emission 542/27 nm) und FITC (BL1-H, Anregung 488 nm, Emission 530/30 nm). Um lebende Zellen von toten Zellen zu unterscheiden, verwenden Sie entweder PI oder TR; PI auf dem YL2-H-Kanal messen (Anregung 561 nm, Emission 620/25 nm). Messen Sie TR auf dem RL1-H-Kanal (638 nm Anregung, 660/10 BP).
    1. Um das Experiment in der Durchflusszytometer-Software einzurichten, erstellen Sie die folgenden Diagramme: 1) YL2-H-Kanalhistogramm (bei Verwendung von PI) oder ein RL1-H-Kanalhistogramm (bei Verwendung von TR), 2) Punktdiagramm von FSC-A vs. SSC-A, 3) Punktdiagramm von FSC-A vs. FSC-H und 4) Punktdiagramm von BL1-H vs. VL2-H.
    2. Setzen Sie zuerst die ungefärbte WT-Steuerung (Parental Cell-Line) auf den Probeninjektionsanschluss (SIP) und heben Sie den Tisch in Position. Beginnen Sie mit der Erfassung von Daten auf dem Zytometer mit der niedrigsten Durchflussrate, um Zeit für die erforderlichen Anpassungen zu haben. Um zu vermeiden, dass falsche Ablagerungen und tote Zellen entstehen, beginnen Sie 5 s nach Beginn der Probenaufnahme mit der Aufzeichnung von Ereignissen.
    3. Stellen Sie die YL2- oder RL1-Spannung so ein, dass der Hauptpeak innerhalb von 103-10 4 relativen Fluoreszenzintensitätseinheiten (RFI) liegt. Passen Sie die FSC- und SSC-Spannungen so an, dass >90 % der Ereignisse in das Punktdiagramm passen. Passen Sie den FSC-Schwellenwert an, um die Trümmerpopulation, aber keine wahrscheinlichen Zellen auszuschließen.
    4. Stellen Sie die VL2- und BL1-Kanäle so ein, dass der primäre Peak innerhalb von 103-10 4 RFI-Einheiten für die nicht gefärbte WT-Steuerung liegt.
    5. Legen Sie die erste Probe mit induziertem pHL, die entweder mit PI oder TR gefärbt ist, auf das SIP und heben Sie den Tisch in Position. Beginnen Sie mit der Datenerfassung mit der niedrigsten Durchflussrate und beobachten Sie die Ereignisse in jedem Diagramm sorgfältig. Stellen Sie sicher, dass sich >90 % der Ereignisse in jedem Diagramm befinden und dass keine Ereignisse die VL2-H- und BL1-H-Kanäle sättigen.
  2. Fahren Sie mit dem Ausführen der Beispiele fort. Achten Sie darauf, mindestens 10.000 Ereignisse pro Probe aufzuzeichnen.
  3. Speichern Sie die Daten aus den Proben im .fcs-Dateiformat und exportieren Sie sie zur Analyse.

5. Datenanalyse der Ergebnisse der Durchflusszytometrie

HINWEIS: Dieser Datenanalyse-Workflow verwendet die FlowJo-Software. Wenn eine andere Durchflusszytometrie-Analysesoftware verwendet wird, befolgen Sie weiterhin die unten beschriebenen wichtigen Schritte mit softwaregeeigneten Tools. Um die Diagramme und das Gating zu visualisieren, siehe Ergänzende Abbildung S3 und Ergänzende Abbildung S4.

  2. Gate für lebende Zellen.
    1. Doppelklicken Sie auf das nicht gefärbte WT-Steuerelement, um ein Fenster für dieses Beispiel zu öffnen.
    2. Zeigen Sie die Daten als Histogramm entweder auf dem YL2-H-Kanal (bei Verwendung von PI) oder RL2-H (bei Verwendung von TR) an. Wechseln Sie zwischen diesem und Proben, die mit dem Viabilitätsfarbstoff gefärbt wurden, um die lebenden und toten Populationen zu identifizieren.
      HINWEIS: Alle Ereignisse sollten nicht gefärbt werden, da dieser Probe kein Viabilitätsfarbstoff zugesetzt wurde.
    3. Schaffung eines Winkelhalbierentors, das die lebende und die tote Bevölkerung trennt; nenne das linke Tor Live und das rechte Tor Dead. Wenden Sie dieses Gate auf alle Samples an und wechseln Sie dann zwischen den Samples, um sicherzustellen, dass dieses Gate für alle Samples richtig gezeichnet wird. Stellen Sie das Tor nach Bedarf ein.
  3. Tor für die Zellen.
    1. Doppelklicken Sie auf dem nicht markierten WT-Steuerelement auf das Live-Gate , um Ereignisse in diesem Gate anzuzeigen. Ändern Sie die x-Achse des Punktdiagramms in FSC-A und die y-Achse in SSC-A.
    2. Verwenden Sie das Werkzeug Polygon-Gate , um ein Gate um die Zellenpopulation zu zeichnen und es Zellen zu nennen. Achten Sie darauf, Trümmer/sterbende Zellen (in der Regel ganz links und unten im Punktdiagramm) und Aggregate (ganz rechts und oben im Punktdiagramm) auszuschließen.
    3. Wenden Sie dieses Gate unter dem Live-Gate für alle Proben an. Wechseln Sie zwischen den Proben, um sicherzustellen, dass das Gate die wahrscheinliche Zellpopulation für alle Proben umfasst, und nehmen Sie die erforderlichen Anpassungen vor. Achten Sie darauf, das Tor nach der Änderung erneut auf alle Proben anzuwenden.
      HINWEIS: Die Verteilung der Zellpopulation ändert sich merklich zwischen ausgehungerten und nicht ausgehungerten Bedingungen bei FSC vs. SSC; Stellen Sie sicher, dass das Cell-Gate die Zellpopulation unter allen Bedingungen umfasst.
  4. Gate für Einzelzellen zur Erhöhung der Qualität von pH-Messungen.
    1. Doppelklicken Sie auf dem nicht gefärbten WT-Steuerelement auf das Cell-Gate , um Ereignisse in diesem Gate anzuzeigen. Ändern Sie die x-Achse des Punktdiagramms in FSC-A und die y-Achse in FSC-H.
    2. Suchen Sie in diesem Punktdiagramm nach einer diagonalen Verteilung einzelner Zellen mit Dubletten, die eine sekundäre Population unten rechts in der Singulett-Population bilden (siehe Ergänzende Abbildung S1 , drittes Diagramm). Zeichnen Sie mit dem Polygon-Gate-Werkzeug ein Gate um die Singulett-Ereignisse mit Ausnahme der Dublett-Population. Nennen Sie dieses Tor Singlets.
    3. Wenden Sie das Singulett-Gate unter dem Cell-Gate für alle Proben an. Wechseln Sie erneut zwischen den Stichproben, um sicherzustellen, dass das Gate die Dublett-Population ordnungsgemäß ausschließt, während die Singulett-Population einbezogen wird. Passen Sie es nach Bedarf an.
  5. Gate für fluoreszierende pHL-Zellen.
    1. Doppelklicken Sie in der ungefärbten WT-Kontrollstichprobe auf das Singulett-Gate , um ein Punktdiagramm für diese Population zu öffnen. Ändern Sie die x-Achse in BL1-H und die y-Achse in VL2-H.
    2. Der pH-Sensor pHluorin2 ist sowohl in VL2 als auch in BL1 fluoreszierend. Zeichnen Sie mit dem Werkzeug Polygontor ein diagonales Tor, das sich nach oben und rechts von der autofluoreszierenden Population unten links im Punktdiagramm erstreckt. Nennen Sie dieses Gatter pHL+.
    3. Wenden Sie das pHL+ -Gate für alle Proben unter dem Singulett-Gate an. Wechseln Sie zu einer pHL-Probe und passen Sie das Gate so an, dass Ereignisse mit höherer Fluoreszenzintensität sowohl in VL2-H als auch in BL1-H als in der WT-Steuerung enthalten sind. Stellen Sie sicher, dass dieses Gate diese fluoreszierende Population für alle Proben umfasst, da sich die Position dieser Population ändert, wenn sich der glykosomale pH-Wert ändert.
      HINWEIS: Diese kleine, aber sichtbare Verschiebung in der pHL+-Population ist auf pH-abhängige Änderungen im Anregungsspektrum des Fluorophors zurückzuführen.
  6. Exportieren Sie die Statistiken.
    1. Klicken Sie auf Tabelleneditor | Bearbeitungsleiste | Spalte hinzufügen , um neue Statistiken für den Export hinzuzufügen.
      HINWEIS: Wählen Sie für jede zu exportierende Statistik die entsprechende Statistik und die Population aus, aus der sie exportiert werden soll. Stellen Sie sicher, dass Sie den entsprechenden Parameter für anwendbare Statistiken auswählen, z. B. Median. Lassen Sie die Probe unverändert.
    2. Fügen Sie Spalten mit den folgenden Statistiken hinzu: Gesamtanzahl (nicht belegt), pHL+-Anzahl, Live-Frequenz der Gesamtsumme (Prozentsatz basierend auf der Gesamtzahl der Ereignisse), pHL+ Frequenz des übergeordneten Elements (Prozentsatz basierend auf dem übergeordneten Gate), pHL+ Median VL2-H und pHL+ Median BL1-H.
    3. Klicken Sie auf den Tabelleneditor und ändern Sie die folgenden Exporteinstellungen: In Datei anzeigen und Text in CSV und wählen Sie dann das Dateiziel und den Namen. Klicken Sie auf Tabelle erstellen.
  7. Berechnen Sie das Fluoreszenzverhältnis.
    1. Speichern Sie die exportierte .csv-Datei als Tabellenkalkulationsdatei.
    2. Führen Sie eine Qualitätskontrollanalyse durch, indem Sie Folgendes über alle Stichproben im Experiment hinweg vergleichen: Anzahl der Ereignisse pro Stichprobe, Prozentsatz der Liveereignisse und Prozentsatz der pHL+-Ereignisse. Vergleichen Sie diese je nach Experiment visuell in Balken- oder Streudiagrammen.
    3. Beschriften Sie eine neue Spalte als pHL+ Median VL2/BL1. Teilen Sie für jede Probe den Medianwert VL2-H durch den Medianwert BL1-H, wie in Gleichung (1) gezeigt.
      figure-protocol-1(1)
  8. Verwenden Sie eine statistische Analysesoftware, um statistische Analysen anhand des Fluoreszenzverhältnisses durchzuführen.

6. pH-Biosensor-Kalibrierung

HINWEIS: Um gemessene Fluoreszenzverhältnisse in pH-Einheiten umzurechnen, kalibrieren Sie pHL-exprimierende Zellen mit Nigericin und Valinomycin. Nigericin ist ein K+/H+-Antiporter, ein Ionophor, das den pH-Wert über Membranen hinweg ausgleichen kann, wenn genügend K+ im Puffervorhanden ist 15. Nigericin wurde häufig zur Kalibrierung von pHluorin und anderen pH-Sensoren verwendet16,17. Da das peroxisomal lokalisierte pHluorin zuvor mit 10 μM Nigericin18 kalibriert wurde, entschieden wir uns für die Behandlung mit dieser Konzentration. Valinomycin ist ein Kaliumionophor und wurde (bei 4 μM) verwendet, um den pH-Wert über Mitochondrienmembranen auszugleichen19. Wir verwendeten 10 μM Valinomycin, um die pH-Gleichgewichtsaktivität von Nigericin zu unterstützen, indem wir sicherstellten, dass K+-Ionen über die Membranen hinweg ausgeglichen wurden. Während wir eine Nigericin-Valinomycin-Kombination verwendeten, kann Nigericin ausreichen, um den organellären pH-Wert auszugleichen.

  1. Bereiten Sie acht Lösungen von universellem Kalibrierpuffer (UCB; 15 mM MES, 15 mM HEPES und 130 mM KCl) mit jeweils einem anderen pH-Wert von 5 bis 8,5 vor.
  2. Zentrifugieren (RT, 10 min, 800-1.000 × g) acht separate Röhrchen mit 2 ml pHL-exprimierender BSF-Kultur (jeweils ~4 × 106 Zellen).
  3. Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie dann jedes Zellpellet in UCB bei unterschiedlichen pH-Werten.
  4. Führen Sie Nigericin und Valinomycin jeweils auf 10 μM ein. PI-Spitze auf 1 μg/ml.
  5. Inkubieren Sie die Zellen in jeder Lösung 15 Minuten lang.
  6. Führen Sie jede Probe auf einem Durchflusszytometer durch, um das Fluoreszenzverhältnis wie in den Schritten 4-5 beschrieben zu messen.
  7. Wiederholen Sie dieses Experiment noch zweimal, um drei biologische Replikate für jeden pH-Wert zu erhalten. Exportieren Sie Daten im .fcs-Format.
  8. Analysieren Sie die FCS-Dateien wie in den Schritten 5.1 bis 5.8 beschrieben. Verwenden Sie das gemessene Fluoreszenzverhältnis für jeden pH-Wert, um den glykosomalen pH-Wert in zukünftigen Experimenten mit Gleichung (2) zu interpolieren.
    figure-protocol-2(2)
    HINWEIS: Ergänzende Abbildung S3 zeigt die Punktdiagramme und das Gating-Schema. Die Ergebnisse sind in der ergänzenden Tabelle S2 zu finden. Im Folgenden wird beschrieben, wie Sie den pH-Wert aus dem Fluoreszenzverhältnis mit GraphPad Prism interpolieren. Wenn Sie eine andere Statistiksoftware verwenden, befolgen Sie die gleichen wichtigen Schritte.
    1. Öffnen Sie GraphPad Prism und erstellen Sie eine XY-Tabelle mit drei Y-Replikaten. Fügen Sie die pH-Werte in die x-Säule und die zugehörigen Fluoreszenzverhältniswerte in die y-replizierten Spalten ein.
    2. Klicken Sie auf das Diagramm, das der Tabelle zugeordnet ist. Wenn Sie das Diagramm anzeigen, klicken Sie auf Analysieren unter dem Menüband Analyse | Interpolieren Sie eine Standardkurve unter XY-Analysen.
    3. Wählen Sie Sigmoidal, 4PL, X ist log (Konzentration), da die pH-Einheiten auf einer logarithmischen Skala liegen. Die Parameter "Oben" und "Unten" sind die geschätzten oberen und unteren Plateaus. Wählen Sie Keine besondere Behandlung von Ausreißern.
      HINWEIS: Die Software versucht, die Daten an das in Gleichung (2) und Schritt 6.9.3 beschriebene Modell anzupassen. Suchen Sie nach Hinweisen auf mangelnde Anpassung in der Ergebnistabelle und der Kurve im Diagramm.
    4. Um den pH-Wert aus den Fluoreszenzverhältnissen in anderen Experimenten zu interpolieren, gehen Sie zur Tabelle mit den pHL-Kalibrierungsdaten. Fügen Sie die Fluoreszenzverhältniswerte unter den Kalibrierungsdaten in die y-Säule(n) ein. Geben Sie jedem y-Wert einen Titel, aber lassen Sie den x-Wert (den pH-Wert) leer, da er unbekannt ist.
    5. Klicken Sie in der Ergebnisgalerie auf die Interpolationsanalyse , und wechseln Sie dann zur Registerkarte Interpolierte X-Replikate . Suchen Sie nach den interpolierten pH-Werten, die neben den eingegebenen Fluoreszenzverhältniswerten aufgeführt werden.
      HINWEIS: Die Software verwendet das Modell und die am besten angepassten Parameterwerte, die aus den Kalibrierungsdaten ermittelt wurden, um den pH-Wert aus den Fluoreszenzverhältnissen für Experimente mit unbekanntem pH-Wert zu interpolieren.

7. Glukosemangel und Addback-Zeitverläufe

  1. Induzieren Sie über Nacht 15 ml BSF pHL-Parasiten mit 1 μg/ml Doxycyclin, das bei 37 °C inkubiert wurde, wie in Schritt 1.1 beschrieben.
  2. Waschen Sie 15 ml induzierte pHL-Kultur in PBS, ergänzt mit 10 mM Glukose. Wiederholen Sie diesen Schritt 3x.
    1. Waschen Sie gleichzeitig 3 ml WT-Kultur in PBS 3x, wie in Schritt 3.2 beschrieben.
    2. Nach dem ersten Waschen, wenn die pHL-Probe in 1 ml PBS resuspendiert wird, entfernen Sie ein 0,1-ml-Aliquot der pHL-Zellsuspension, um 10 mM Glukose als nicht ausgehungerte Kontrolle zu halten.
  3. Nach dem letzten Waschen resuspendieren Sie die pHL-Probe in PBS, ergänzt mit 1 μg/ml PI.
  4. Erfassung von Durchflusszytometriedaten
    1. Beginnen Sie mit der Überwachung des glykosomalen pH-Werts sowohl für die ausgehungerten als auch für die nicht verhungerten Proben, indem Sie jede Probe je nach Experiment und Probe alle 5, 10, 30 oder 90 Minuten auf einem Durchflusszytometer messen. Erfassen Sie Durchflusszytometriedaten wie in den Schritten 4.1 bis 4.3 beschrieben, und stellen Sie sicher, dass die Spannungen und Diagramme vorher vorbereitet sind.
    2. Führen Sie die ungefleckte WEA-Steuerung zuerst bei 0 min aus.
    3. Führen Sie die nicht ausgehungerte Kontrollprobe alle 90 Minuten auf dem Zytometer durch, beginnend bei 0 Minuten. Führen Sie für den Hungerzeitverlaufstest die ausgehungerte Probe alle 10 Minuten ab 0 Minuten durch. Für den Glukose-Addback-Assay führen Sie die ausgehungerte Probe bei 0, 5, 10, 20, 30, 60 und 90 Minuten durch; Wiederholen Sie dann den Vorgang nach der Einführung von Glukose.
    4. Inkubieren Sie die Proben bei Raumtemperatur während des 90-minütigen Hungerzeitkurses und des 180-minütigen Glukose-Addback-Zeitkurses.
  5. Analysieren Sie die FCS-Dateien wie in den Schritten 5.1 bis 5.8 beschrieben.
    HINWEIS: Ergänzende Abbildung S4 zeigt, wie das Gating durchgeführt wird und wie die Punktdiagramme aussehen sollten. Die ergänzende Tabelle S3 und die ergänzende Tabelle S4 zeigen die Ergebnisse des Glukosemangelzeitverlaufstests bzw. des Glukose-Addbackzeitverlaufstests.

8. Optimierung des Assays für das Wirkstoffscreening

  1. Waschen Sie ungefähr 32 ml pHL-exprimierende BSF-Parasiten und 3 ml WT-Zellen, beide bei etwa 2 × 106 Zellen/ml, 2x in PBS, wie zuvor beschrieben.
    HINWEIS: Pro Well müssen mehr als 10.000 Ereignisse aufgezeichnet werden, um die Variabilität der gemessenen Fluoreszenzverhältnisse zu minimieren und die Z-Faktor-Statistik genau zu messen. Die dafür erforderliche Mindestkultur beträgt ca. 26 ml, aber wir empfehlen 32 ml für eine einfache Handhabung.
    1. Nach dem ersten Waschen wird die pHL-Probe gleichmäßig in zwei Mikrozentrifugenröhrchen aufgeteilt.
  2. Nach den Waschungen resuspendieren Sie eine pHL-Probe in 18 ml PBS mit 5 mM Glukose, 0,1 % DMSO und TR. Resuspendieren Sie die andere pHL-Probe in 18 ml PBS plus 0,1 % DMSO und TR.
    HINWEIS: Das DMSO wird verwendet, um die Pufferzusammensetzung in einem Wirkstoffscreening nachzuahmen, da Verbindungen typischerweise in DMSO gelöst werden.
  3. Übertragen Sie diese beiden Zelllösungen in ein 12-Well-Reservoir, 9 ml pro Well.
  4. Verwenden Sie einen Pipettierroboter, um die Zelllösungen in separate Hälften einer 384-Well-Platte zu pipettieren, 80 μl pro Well.
  5. Inkubieren Sie die Platte 1,5 h lang bei Raumtemperatur, schütteln Sie sie leicht und wickeln Sie sie in Aluminiumfolie, um die Fluorophore vor Licht zu schützen.
  6. Führen Sie die Platte mit einem Durchflusszytometer aus, das 384-Well-Platten verarbeiten kann.
    HINWEIS: Der folgende Workflow ist an einen Attune NxT mit Cytkick Max Auto Sampler angepasst. Wenn ein anderes Durchflusszytometer verwendet wird, befolgen Sie die wichtigsten Schritte.
    1. Führen Sie die Platte mit der schnellsten Durchflussrate (1.000 μl/min) aus und aktivieren Sie den Boost-Modus. Erfassen Sie 20 μl/Well. Fügen Sie einen Mischzyklus und einen Spülzyklus zwischen jeder Vertiefung hinzu.
    2. Erstellen Sie Diagramme wie in Schritt 4.1.3 beschrieben.
    3. Führen Sie eine ungefärbte WT-Röhrensteuerung aus und optimieren Sie die Spannungen wie in den Schritten 4.1.3 und 4.1.4 beschrieben. Führen Sie eine ausgehungerte pHL-Röhrenprobe durch und optimieren Sie die VL2- und BL1-Spannungen wie in Schritt 4.1 beschrieben.
    4. Beginnen Sie mit der Erfassung der Platte auf dem Durchflusszytometer. Führen Sie die Platte horizontal, damit es keinen signifikanten Unterschied zwischen der ausgehungerten und der nicht ausgehungerten Probenvertiefung gibt. Stellen Sie sicher, dass die Plattenerfassung in ~1,5 h abgeschlossen ist.
  7. Exportieren Sie die FCS-Dateien, und analysieren Sie die Daten, wie in den Schritten 5.1 bis 5.8 beschrieben. Ermitteln Sie den Durchschnitt (AVG) und die Standardabweichung (SD) der Fluoreszenzverhältnisse für die Proben, die entweder mit Glukose (Glc) oder ohne Glukose (Hunger) behandelt wurden.
    HINWEIS: Die Daten aus unseren Z-Faktor-Experimenten finden Sie in der ergänzenden Tabelle S5.
  8. Berechnen Sie die Z-Faktor20-Statistik mit Gleichung (3).
    figure-protocol-3(3)

figure-protocol-4
Abbildung 1: Diagramm der Methode zur Bewertung des glykosomalen pH-Werts in lebenden BSF-Trypanosomen. (A) Darstellung von Zelllinien, die den glykosomal lokalisierten pHluorin2-Sensor exprimieren. Der Einschluss einer peroxisomalen Targeting-Sequenz ermöglicht die Kontrolle über die Lokalisation. HINWEIS: Wir gehen davon aus, dass die Eliminierung des PTS-1 zu einer zytosolischen Lokalisation führen würde, die eine zukünftige Analyse des pH-Werts in diesem subzellulären Kompartiment ermöglicht. (B) Darstellung des Sensorvalidierungsassays. Abkürzung: BSF = Blutbahnform. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

HINWEIS: Die Z-Faktor-Statistik wird verwendet, um zu bestimmen, wie geeignet ein Assay für HTS ist. Werte zwischen 0,5 und 1,0 bedeuten im Allgemeinen, dass die Assay-Qualität für HTS akzeptabel ist.

Ergebnisse

pHLuorin2-PTS1-Lokalisierung an Glykosomen in BSF T. brucei
Um die subzelluläre Lokalisation des pHluorin2-PTS1 zu beurteilen, wurden die Parasiten Immunfluoreszenz-Assays unterzogen. Signal vom Transgen, das mit Antiseren kolokalisiert ist, die gegen ein Glykosomen-residentes Protein, Aldolase (TbAldolase), erhoben werden (Abbildung 2A). Der durchschnittliche Pearson-Korrelationskoeffizient der Kolokalisation zwischen Anti-TbAldolase und pHluorin2-PTS1 betrug 0,895, was darauf hindeutet, dass pHluorin2-PTS1 hauptsächlich an Glykosomen lokalisiert war. Nachdem pHluorin2-PTS1 im Glykosom lokalisiert war, untersuchten wir den pH-Wert des BF-Glykosoms.

figure-results-1
Abbildung 2: Lokalisation von pHluorin2-PTS1 an Glykosomen in BSF Trypanosoma brucei. (A) Kolokalisation von pHluorin2-PTS1 mit dem glykosomalen residenten Protein TbAldolase. BF 90-13-Parasiten wurden mit pLEWpHluorin2-PTS1 transfiziert und die Expression mit Doxycyclin (1 μg/ml) induziert. TbAldolase wurde mit Anti-TbAldolase-Seren lokalisiert, gefolgt von einer Inkubation mit Ziegen-Anti-Kaninchen Alexa Fluor 568. Der durchschnittliche Korrelationskoeffizient von Pearson betrug 0,895 (30 Zellen). (B) Kalibrierung von pHluorin2-PTS1 in BSF T. brucei. Maßstabsleisten = 4 μm. Abkürzung: BSF = Blutbahnform. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

pHluorin2-PTS1-Kalibrierung
Änderungen des pH-Werts verändern das Anregungsspektrum von pHluorin2-PTS1. Bei neutralem pH-Wert ist die Anregung von pHluorin2-PTS1 bei 405 nm größer als bei 488 nm; wenn der pH-Wert sinkt, ist das Gegenteil der Fall 9,21. Um den relativen pH-Wert des Glykosoms mittels Durchflusszytometrie zu messen, haben wir die Emission bei Anregung durch den 405-nm-Laser (VL2-Kanal) und die Emission bei Anregung durch den 488-nm-Laser (BL1-Kanal) gemessen, wobei das Verhältnis von VL2/BL1 (Fluoreszenzverhältnis) verwendet wurde, um den relativen glykosomalen pH-Wert zu messen. Um das Fluoreszenzverhältnis in pH umzuwandeln, haben wir den intrazellulären und glykosomalen pH-Wert mit dem extrazellulären pH-Wert unter Verwendung der Ionophore Valinomycin und Nigericin17,18 ausgeglichen, gefolgt von einer Durchflusszytometrie-Analyse, um das Fluoreszenzverhältnis zu ermitteln. Wie erwartet nahm das Fluoreszenzverhältnis zu, wenn der extrazelluläre pH-Wert mit einem intrazellulären Kd von pH 6,5 anstieg (Abbildung 2B). Dieser Kd war etwas niedriger als der in vitro berichtete Kd von pHluorin29. Interessanterweise betrug der glykosomale BSF-pH-Wert in Gegenwart von Glukose ~pH 8,0, was basischer war als PF-Glykosomen in Gegenwart vonGlukose 22. Wir haben diese Kalibrierkurve verwendet, um das Fluoreszenzverhältnis in nachfolgenden Experimenten in pH umzuwandeln.

Glykosomenansäuerung durch Glukosemangel
Während T. brucei PF-Parasiten ihre Glykosomen ansäuern, wenn sie an Glukose22 fehlen, ist unbekannt, wie BSF-Glykosomen auf Glukose reagieren. Um dies zu untersuchen, wuschen wir BSF-Parasiten, die pHluorin2-PTS1 in PBS plus 10 mM Glukose exprimieren, um das Kulturmedium zu entfernen, und resuspendierten dann die Zellen in PBS ohne Glukose. Die Sensorreaktion auf diese Störung wurde sofort und danach alle 10 Minuten für 1,5 h durch Durchflusszytometrie gemessen. Die Reaktionen wurden mit Zellen in PBS plus 10 mM Glukose (nicht verhungert) verglichen.

Als Reaktion auf den Hunger beobachteten wir eine allmähliche leichte Versauerung im Laufe der Zeit, die sich um ~90 min stabilisierte (Abbildung 3A). Diese Änderung des glykosomalen pH-Werts war statistisch signifikant (p < 0,0001) und in drei separaten Experimenten wiederholbar. Dies deutet darauf hin, dass BSF-Zellen ihre Glykosomen leicht ansäuern, wenn sie an Glukose verhungern, ähnlich der Reaktion, die im PF-Lebensstadium9 beobachtet wurde.

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Abbildung 3: Reversible Ansäuerung von Glykosomen von BSF T. brucei bei Glukoseentzug. (A) Glykosomaler pH-Wert von Zellen, die in Abwesenheit (ausgehungert, blau) oder in Anwesenheit (nicht ausgehungert, rot) von Glukose gezüchtet wurden. Die ausgehungerten Zellen wurden ~2 min vor der ersten Messung auf einem Attune NxT-Durchflusszytometer ohne Glukose in PBS resuspendiert. Es wurden drei biologische Replikate des Zeitverlaufs durchgeführt. Nicht verhungerte Parasiten wurden in PBS plus 10 mM Glukose inkubiert. Es wurde ein ungepaarter zweiseitiger Student's t-Test durchgeführt, bei dem die ausgehungerten und nicht ausgehungerten 90-Minuten-Zeitpunkte ***p = 0,0001 verglichen wurden. (B) Zeitverlauf der glykosomalen pH-Änderung ausgehungerter (blau) und nicht ausgehungerter (rot) BSF-Parasiten mit 10 mM Glukose, die nach 90 Minuten wieder eingeführt wurden (grüne gestrichelte Linie). Es wurden fünf biologische Replikate des Zeitverlaufs durchgeführt. NS = nicht signifikant (p = 0,25, ungepaarter zweiseitiger Student's t-Test). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Reversible glykosomale Ansäuerung als Reaktion auf Glukose
Als nächstes testeten wir, ob die BSF-Glykosomenansäuerung reversibel war, indem die Zellen ausgehungert und dann Glukose wieder eingeführt wurde. Die Parasiten wurden 90 Minuten lang in Abwesenheit von Glukose inkubiert. Anschließend wurde Glukose (10 mM) zugegeben und die Sensorantwort für weitere 90 Minuten zytometrisch gemessen (Abbildung 3B). Wir beobachteten, dass nach der Wiedereinführung von Glukose der glykosomale pH-Wert in ~30 Minuten auf das Niveau vor dem Hungern zurückkehrte. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass der glykosomale pH-Wert von BSF als Reaktion auf Glukose dynamisch und regulierbar ist, ähnlich wie die pH-Reaktion, die bei PF-Parasiten beobachtet wird.

Anpassung des pHluorin2-Assays für das Hochdurchsatz-Wirkstoffscreening
Glykosomen sind essentielle Organellen für das Trypanosom, da sie wichtige Stoffwechselwege beherbergen. Die Bedeutung von Glykosomen deutet darauf hin, dass Inhibitoren ihrer Homöostase als potenzielle therapeutische Leitstrukturen vielversprechend sein könnten. Hier haben wir den Assay für den glykosomalen pH-Wert an ein Hochdurchsatzformat angepasst, das die Anpassung an Wirkstoff-Screenings ermöglicht, um Inhibitoren des glykosomalen pH-Werts zu identifizieren. Wir gehen davon aus, dass eine Störung der Regulation dieser Reaktion für den Parasiten nachteilig sein könnte, da der pH-Wert einen bekannten Einfluss auf die Funktion des Glykosomen-residenten Proteinshat 7.

Um das Hochdurchsatzformat zu etablieren, bewerteten wir die Robustheit des Assays. Um dies zu vervollständigen, wurden Parasiten, die zur Expression von pHluorin2-PTS1 induziert wurden, in einer 384-Well-Mikrotiterplatte entweder in 5 mM Glukose (hohe Kontrollen) oder keine Glukose (niedrige Kontrollen) plattiert und dann 90 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Die Platte wurde dann mittels Durchflusszytometrie analysiert. Wie in Abbildung 4 gezeigt, gab es eine geringe Variabilität zwischen den Replikationsmessungen und die hohen und niedrigen Kontrollen sind gut getrennt, Merkmale, die zu einem akzeptablen Z-Faktor von 0,645 führten. Assays mit Werten > 0,5 gelten im Allgemeinen als robust genug für die Anpassung an Hochdurchsatz-Screening-Kampagnen. Angesichts des Erfolgs gehen wir davon aus, dass dieser Sensor und Ansatz in zukünftigen Hochdurchsatz-Wirkstoffscreenings eingesetzt wird.

figure-results-3
Abbildung 4: Assay zur Beurteilung der Eignung des pHluorin2-PTS1-sensortragenden BSF für zukünftige HTS-Kampagnen. Die Zellen wurden 90 Minuten lang mit Glukose (hohe Kontrolle, rot, 5 mM Glukose) oder ohne Hexose (niedrige Kontrolle, blau, keine zusätzliche Glukose) inkubiert. Der berechnete Z-Faktor betrug 0,645. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergänzende Abbildung S1: Klonierung des pHluorin2-PTS1-Gens in den induzierbaren T. brucei-Expressionsvektor pLEW100v5. (A) Beide Vektoren wurden von HindIII und BamHI doppelt restriktioniert und dann gereinigt. Das pHluorin2-PTS1-Genfragment wurde unter Verwendung von T4-DNA-Ligase in pLEW100v5 ligiert. (B) pLEW100-pHlourin2-PTS1. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung S2: Kolokalisation von pHL mit TbAldolase BF 90-13-Parasiten, transfiziert mit pLEWpHluorin2-PTS1. Die Expression wurde mit Doxycyclin (1 μg/ml) induziert. TbAldolase wurde mit Anti-TbAldolase-Seren (1:500 im Block verdünnt) lokalisiert, gefolgt von einer Inkubation mit Ziegen-AnG-Kaninchen Alexa Fluor 568. Der durchschnittliche Korrelationskoeffizient von Pearson betrug 0,895 (30 Zellen). Maßstabsbalken = 10 μm. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung S3: Repräsentative Gating- und Punktdiagramme für die Kalibrierung der BSF pHL-Sensorzelllinie am Beispiel der pH 8-Kalibrierungspufferprobe. Die Proben wurden mit dem Viabilitätsfarbstoff PI gefärbt, um zu beurteilen, wie sich der pH-Wert auf die Viabilität unter Verwendung des YL2-H-Kanals auswirkt, aber die Viabilität wurde nicht im Gating-Schema verwendet. Ein breites Gate auf FSC-A vs. SSC-A wurde verwendet, um Zellen anzubinden, da bei der Kalibrierung sowohl lebende als auch tote Zellen verwendet wurden. Nach dem Gating für Zellen wurden Einzelzellen (Singuletts) mit FSC-A vs. FSC-H gegated. Zuletzt wurde ein stringentes Gate für Ereignisse fluoreszierend für pHL in den BL1-H- und VL2-H-Kanälen verwendet. Abkürzungen: BSF = Blutbahnform; PI = Propidiumiodid; FSC-A = Vorwärts-Streu-Peak-Fläche; SSC-A = seitliche Streu-Peak-Fläche; FSC-H = Vorwärts-Streu-Peak-Höhe. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung S4: Repräsentative Gating- und Punktdiagramme für Glukosemangel- und Add-Back-Zeitverlaufs-Assays. Als Beispiel wird die Probe "Ausgehungert 0 min" verwendet. Lebende Zellen wurden auf dem YL2-H-Kanal geschaltet, da PI verwendet wurde. Die Zellen wurden mit FSC-A vs. SSC-A geschlossen, um Trümmer und Aggregate auszuschließen. Unterhemden wurden mit FSC-A vs. FSC-H geschlossen. Die Kanäle BL1-H und VL2-H wurden als Gate für pHL+-Ereignisse verwendet. Ein WT-Regler wurde verwendet, um Autofluoreszenzereignisse beim Setzen dieses Gatters auszuschließen. Abkürzungen: PI = Propidiumiodid; FSC-A = Vorwärts-Streu-Peak-Fläche; SSC-A = seitliche Streu-Peak-Fläche. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle S1: Kanal und gebräuchlicher Name für die Durchflusszytometrie. Der Kanalname, der allgemeine Name sowie der verwendete Laser und Emissionsfilter werden angegeben. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle S2: Ergebnisse der pHL-Kalibrierung mit Nigericin und Valinomycin in verschiedenen pH-Puffern. Diese Tabelle enthält die exportierten Statistiken aus der FlowJo-Analyse der .fcs-Dateien. Diese Werte wurden verwendet, um das Fluoreszenzverhältnis (VL2-H/BL1-H) für die Kalibrierung von pHL zu ermitteln, wie in Abbildung 2 dargestellt. Diese pH-Kalibrierungsergebnisse wurden auch verwendet, um den pH-Wert für die Glukosemangel- und Add-Back-Zeitverlaufsexperimente zu interpolieren (Abbildung 3). Die folgenden Statistiken wurden für die Qualitätskontrolle verwendet: Gesamtereignisanzahl, pHL+-Anzahl, PI- (%), PI+ (%) und pHL+ (%). Die Daten für jedes biologische Replikat befinden sich in einer separaten Registerkarte, und die Registerkarte mit der Bezeichnung "Zusammengefasste Ergebnisse" enthält die Fluoreszenzverhältnisse für jede pH-Behandlung und Replikation. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle S3: Analysierte Daten aus dem BSF pHL-Glukosemangel-Zeitverlaufs-Assay, dargestellt in Abbildung 3A. Diese Tabelle enthält exportierte Statistiken aus .fcs-Dateien, die in der FlowJo-Software analysiert wurden. Die Fluoreszenzverhältnisse wurden berechnet, indem das Verhältnis von medianem VL2-H und medianem BL1-H (beide aus der pHL+-Population) genommen wurde. Diese Verhältnisse wurden auf der Registerkarte "Zusammengefasste Ergebnisse" zusammengestellt. PI- (%) wurde verwendet, um die Auswirkungen von Glukosemangel auf die Lebensfähigkeit im Laufe der Zeit zu bestimmen. Die Gesamtzählung und die pHL+-Anzahl wurden für die Qualitätskontrolle verwendet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle S4: Analysierte Daten aus dem BSF pHL-Glukose-Add-Back-Zeitverlaufs-Assay, dargestellt in Abbildung 3B. Diese Tabelle enthält exportierte Statistiken aus .fcs-Dateien, die in der FlowJo-Software analysiert wurden. Die pHL+ Median VL2/BL1 Werte wurden aus pHL+ Median VL2-H und BL1-H in Excel berechnet. Die anderen Statistiken wurden für die Qualitätskontrolle verwendet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle S5: Resultierende Daten aus der FlowJo-Analyse des Hochdurchsatz-Screening-Assays der Z-Factor-Studie unter Verwendung von pHL. Registerkarten mit der Bezeichnung "0 mM Glukose" (niedrig) und "5 mM Glukose" (hoch) enthalten Daten von Zellen, die mit 0 bzw. 5 mM Glukose behandelt wurden. Diese Fluoreszenzverhältnisse sind in Abbildung 4 dargestellt. Auf der Registerkarte "Gepoolte Analyse" wurden die Fluoreszenzverhältnisse für beide Behandlungen zusammengestellt und der Mittelwert und die Standardabweichung der Probe (SD) für jede Behandlung berechnet. Die Z-Faktor-Statistik wurde mit Gleichung 3 berechnet. Das Verhältnis von Mittelwert Hoch/Tief wurde berechnet, um die Trennung der Mittelwerte zu messen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

Die Umweltwahrnehmung und die Reaktionsmechanismen im afrikanischen Trypanosom sind kaum verstanden. Es ist bekannt, dass Veränderungen der Nährstoffverfügbarkeit verschiedene Reaktionen im Parasiten auslösen, einschließlich der Ansäuerung von Glykosomen. Hier haben wir eine Methode zur Untersuchung der glykosomalen pH-Reaktion auf Umweltstörungen in lebenden Zellen unter Verwendung eines vererbbaren Proteinsensors, pHluorin2, und Durchflusszytometrie beschrieben.

Bei der Verwendung des Sensors gibt es mehrere kritische Schritte. Erstens ist die Charakterisierung von transfizierten Parasiten, die das Transgen exprimieren, wichtig, da es von Zelle zu Zelle Unterschiede in der Expression geben kann. Die Expressionsniveaus einiger Transgene können im Laufe der Zeit sinken. Während dies bei den pHluorin2-tragenden Zellen bisher nicht beobachtet wurde, kann es notwendig sein, die Kultur zu klonen, wenn die Sensorreaktion stark variabel wird (z. B. nach der Induktion ist das Sensorsignal nicht robust), da einige Mitglieder der Population das Protein in höheren Konzentrationen exprimieren können als andere. Alternativ haben sich Retransformation und Selektion als nützlich erwiesen, um neue Zelllinien mit höherer (wenn auch möglicherweise vorübergehender) Expression zu erzeugen. Wenn eine erneute Transfektion erforderlich ist, empfehlen wir, einzelne Linien zu klonen, da die Expression des interessierenden Transgens einen subtilen Wachstumsnachteil mit sich bringen könnte, der im Laufe der Zeit zum Verlust von hohen Exprimatoren in der Population führen könnte.

Darüber hinaus ist es wichtig, die Lebensfähigkeit der Parasiten zu überwachen - sowohl während des Assays als auch während der routinemäßigen Wartung der Kulturen. Wir haben zu diesem Zweck während des Assays entweder PI oder Thiazolrot aufgenommen, und diese Reporter stellen sicher, dass die Daten nur Reaktionen in lebenden Zellen widerspiegeln. Die Sicherstellung, dass die Zellverdopplungszeit während der normalen Kultur konstant ist, insbesondere vor der Initiierung von groß angelegten Assays (z. B. HTS-Assays), begrenzt die Bedenken hinsichtlich der Initiierung von Assays mit Zellen, die nicht gedeihen, was sich negativ auf hohe und niedrige Kontrollsignale auswirken und die allgemeine Robustheit des Screenings beeinträchtigen könnte.

Der hier beschriebene Ansatz zur Messung des glykosomalen pH-Werts ist robust und empfindlich. Der Ansatz hat jedoch Grenzen. Erstens ist der Zugang zu Zytometern mit entsprechenden Funktionen erforderlich, einschließlich Probenehmern, die Mikrotiterplatten aufnehmen können. Während ratiometrische Daten durch Fluoreszenzmikroskopie gesammelt werden können, schränkt die begrenzte Anzahl von Proben, die auf diese Weise analysiert werden können, den Nutzen von Ansätzen wie Bildschirmen (und zeitverlaufsbasierten Assays) ein.

Eine zweite potenzielle Einschränkung besteht darin, dass die Assays einen Wirkstoff beinhalten, der für die biologische Sicherheit von Belang ist. Es ist möglich, dass Kerneinrichtungen, in denen die für die Arbeit benötigten Instrumente untergebracht sind, keine lebenden Parasiten auf ihren Geräten zulassen. Diese Einschränkungen, zusammen mit den technischen Herausforderungen bei der Erzeugung und Aufrechterhaltung transgener Trypanosomen, können durch die Zusammenarbeit von Gruppen mit entsprechendem Fachwissen in der Parasitenbiologie und Zellanalyse überwunden werden.

Die hier beschriebene Arbeit konzentriert sich auf die Verwendung des glykosomalen pH-Sensors in afrikanischen Trypanosomen, aber das Werkzeug könnte für den Einsatz bei anderen Kinetoplastidenparasiten angepasst werden. Während unklar ist, welche Rolle die Versauerung der Organelle in der Biologie von Leishmania spp. oder Trypanosoma cruzi, ist es möglich, dass pHLuorin2-PTS1 als Transgen in den Zellen exprimiert werden könnte, da parasitenspezifische Expressionsvektoren verfügbar sind und die glykosomale Importmaschinerie in den Organismen ähnlich ist 5,23,24.

Eine mögliche Anwendung der sensortragenden Zellen ist die Identifizierung kleiner Moleküle, die die zelluläre Kapazität zur Ansäuerung des Glykosoms verändern. Diese wären wahrscheinlich schädlich für den Parasiten, da sich ein veränderter pH-Wert als mögliches Mittel zur Regulierung der Hexokinase erwiesen hat, einem Glykosomen-residenten Protein, das im pathogenen Lebenszyklusstadium des afrikanischen Trypanosoms unerlässlich ist7. Der hier beschriebene Assay wurde für einen hohen Durchsatz angepasst (Abbildung 4), was die Abfrage großer chemischer Sammlungen für diese Aktivität ermöglicht.

Zusammenfassend bietet dieses Werkzeug die Möglichkeit, Mechanismen zu analysieren, die an dynamischen Reaktionen in einer parasitenspezifischen Organelle beteiligt sind. Durch die Verwendung der Sensorlinien in Kombination mit Vorwärts- und Rückwärtsgenetik ist es wahrscheinlich, dass einzigartige parasitenspezifische Signalwege identifiziert werden. Darüber hinaus bieten die Sensorlinien die Möglichkeit zur Identifizierung von niedermolekularen Inhibitoren der Reaktion und öffnen die Tür zur Entdeckung neuer Wirkstoffziele.

Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

pHluorin2-PTS1 wurde von Twist Bioscience, die das Konstrukt in einem High-Copy-Klonierungsvektor zur Verfügung stellten, in pLEW100v5 kloniert; pLEW100v5 war ein Geschenk von Dr. George Cross. Antiserum gegen T. brucei Aldolase ist auf Anfrage bei Dr. Meredith T. Morris, Clemson University, erhältlich. Die Arbeit der JCM- und KAC-Laboratorien wurde teilweise durch eine Auszeichnung der National Institutes of Health (R01AI156382) unterstützt. SSP wurde von NIH 3R01AI156382 unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
50 mL Gewebekulturflaschen (unbehandelt, steril)VWR10861-572
75 cm2 Gewebekulturflasche (unbehandelt, steril)Corning431464U
80 & micro; L 384-Well-Platte mit flachem BodenMarkeTech 781620
Amaxa Humaner T-Zell-Nukleofektor  KitLonzaVPA-1002
Attune NxT Durchflusszytometerinvitrogen von Thermo Fisher ScientificA24858FlowJo Software
BRANDplates 96-Well, flache BodenplatteMillipore SigmaBR781662
Coloc 2 Plugin von ImageJhttps://imagej.net/plugins/coloc-2
CytKick Max Auto Samplerinvitrogen von Thermo Fisher ScientificA42973
CytoFLEX DurchflusszytometerBeckman-Coulter
Elektronenmikroskopie Sciences 16% Paraformaldehyd wässrige Lösung, EM-Qualität, 10 mL AmpulleFisher Scientific50-980-487
GraphPad Prismstatistische Software
Nigericin (Natriumsalz)Cayman Chemical11437
Nukleofector 2bLonzaAbgekündigtes Produkt
OP2 Liquid HandleropentronsOP2
Poly-L-Lysin, 0,1% (w/v) in H2O Sigma Life ScienceCAS:25988-63-0Pipettierroboter für HTS-Assay
Thiazole Red (TO-PRO-3)biotium#40087Wir haben einen kundenspezifischen Acrylplattenständer entwickelt, damit diese Plattenmarke erkannt und auf unserem CytKick Max Auto verwendet werden kann Probenehmer
ValinomycinCayman Chemical 10009152Pipettierroboter für HTS-Assay
         Für die pH-Kalibrierung
         Für die pH-Kalibrierung

Referenzen

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