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Methodenartikel

Ferngesteuerter LAD-Verschluss mit einem Ballonkatheter bei spontan atmenden Mäusen

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DOI:

10.3791/66386

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22. März 2024

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1Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven, 2Biomedical MRI, Department of Imaging and Pathology, KU Leuven

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In diesem Artikel wird eine einzigartige Technik mit geschlossener Brust zur Induktion einer myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung (IRI) bei Mäusen vorgestellt. Die vorgestellte Methode ermöglicht es Mäusen, spontan zu atmen, während sie aus der Ferne eine myokardiale Ischämie induzieren. Dies ermöglicht den Zugang zum Tier, um die dynamischen Prozesse von Ischämie und Reperfusion in situ und in Echtzeit mittels nichtinvasiver Bildgebung zu untersuchen.

Zusammenfassung

Der akute Myokardinfarkt (AMI) ist eine weit verbreitete und hochmortale Herz-Kreislauf-Erkrankung. Trotz Fortschritten bei den Revaskularisierungsstrategien für AMI führt sie häufig zu einer myokardialen Ischämie-Reperfusions-Schädigung (IRI), die die Herzschädigung verstärkt. Mausmodelle dienen als wichtige Werkzeuge für die Untersuchung sowohl akuter Verletzungen als auch chronischer myokardialer Remodeling in vivo. Diese Studie stellt eine einzigartige Closed-Chest-Technik zur Ferninduktion von myokardialer IRI bei Mäusen vor, die es ermöglicht, die sehr frühe Phase von Okklusion und Reperfusion mit Hilfe von in-vivo-Bildgebung wie MRT oder PET zu untersuchen. Das Protokoll verwendet eine Remote-Okklusionsmethode, die eine präzise Kontrolle über die Initiierung der Ischämie nach dem Verschluss des Brustkorbs ermöglicht. Es reduziert chirurgische Traumata, ermöglicht die spontane Atmung und verbessert die experimentelle Konsistenz. Das Besondere an dieser Technik ist ihr Potenzial für die gleichzeitige nicht-invasive Bildgebung, einschließlich Ultraschall und Magnetresonanztomographie (MRT), bei Okklusions- und Reperfusionsereignissen. Es bietet eine einzigartige Möglichkeit, Gewebereaktionen nahezu in Echtzeit zu analysieren und so wichtige Einblicke in die Prozesse während der Ischämie und Reperfusion zu erhalten. Es wurden umfangreiche systematische Tests dieses innovativen Ansatzes durchgeführt, wobei Herznekrosemarker für einen Infarkt gemessen, der Risikobereich mittels kontrastmittelverstärkter MRT beurteilt und Infarkte im Stadium der Narbenreifung gefärbt wurden. Durch diese Untersuchungen wurde der Wert des vorgeschlagenen Instruments bei der Weiterentwicklung von Forschungsansätzen bei myokardialer Ischämie-Reperfusionsverletzung und der Beschleunigung der Entwicklung gezielter Interventionen hervorgehoben. Vorläufige Ergebnisse, die die Machbarkeit der Kombination des vorgeschlagenen innovativen experimentellen Protokolls mit nicht-invasiven Bildgebungsverfahren demonstrieren, werden hierin vorgestellt. Diese ersten Ergebnisse unterstreichen den Vorteil der Verwendung der speziell angefertigten Tierwiege zur Ferninduktion von Myokardischämie bei gleichzeitiger Durchführung von MRT-Scans.

Einleitung

Der akute Myokardinfarkt (AMI), eine weltweit weit verbreitete kardiovaskuläre Erkrankung, ist mit hohen Mortalitätsraten und Morbidität verbunden1. Trotz technologischer Fortschritte, die frühe und effektive Revaskularisierungsstrategien für AMI-Patienten ermöglichten, kommt es bei Patienten nach diesen Eingriffen immer noch zu einer myokardialen Ischämie-Reperfusions-Schädigung (IRI)2. Daher ist es von entscheidender Bedeutung, die grundlegenden Mechanismen zu verstehen und Ansätze zur Eindämmung von IRI zu formulieren. IRI stellt einen komplexen pathophysiologischen Zustand dar, der eine Vielzahl komplexer biologischer Prozesse umfasst. Dazu gehören regulierter Zelltod, oxidative Stressreaktionen, Entzündungen, Wundheilung, Fibrose und ventrikulärer Umbau. Tiermodelle, wie z.B. Mäuse, waren für die IRI-Forschung von großer Bedeutung und werden aufgrund ihrer Kosteneffizienz, der schnellen Züchtung und der Fülle an mechanistischen Informationen aus transgenen Modellen ausgiebig eingesetzt3.

Dieses Protokoll stellt eine innovative Technik dar, um IRI bei spontan atmenden Mäusen mit geschlossener Brust aus der Ferne zu induzieren und die menschliche Pathologie besser nachzuahmen. Der Fernverschluss wurde durch die Verwendung eines Ballonkatheters erreicht, der in einiger Entfernung vom Myokard positioniert war, um die linke vordere absteigende Arterie (LAD) zu verschließen. Dieser Ansatz bietet einen kontinuierlichen Zugang zum schlagenden Herzen genau zu den Zeitpunkten der Okklusion und Reperfusion und ermöglicht gleichzeitige Bildgebungsmodalitäten, einschließlich Ultraschall oder Magnetresonanztomographie (MRT). Diese nicht-invasiven Methoden könnten entscheidende Einblicke in die Gewebereaktionen vor, während und nach Okklusions- und Reperfusionsereignissen liefern.

Es gibt verschiedene chirurgische Techniken, um IRI in Mausmodellen zu induzieren. Ein chirurgisches Trauma, das von einer Thorakotomie in offenen Thoraxmodellen der Koronarligatur herrührt, löst eine Immunantwort aus, die verschiedene Mechanismen beeinflusst, die mit Ischämie und Reperfusion verbunden sind. Die Aktivierung des angeborenen Immunsystems birgt das Potenzial, das Ausmaß des Myokardinfarktszu beeinflussen 4. Die vorgeschlagene angepasste Technik bietet einen potenziellen Ansatz zur Erforschung der myokardialen Prä- und Postkonditionierung und möglicherweise zur Verringerung der Auswirkungen der angeborenen Immunantwort auf chirurgische Traumata in murinen IRI-Studien, indem der Zeitrahmen des offenen Thorax auf maximal 5 Minuten minimiert wird. Darüber hinaus könnte die neu entwickelte Technik auch dazu beitragen, die proinflammatorischen Folgeerscheinungen zu reduzieren, die durch beatmungsinduzierte Lungenschäden verursacht werden5. Die kombinierten Effekte dieser neuen Methode des geschlossenen Brustkorbs müssten jedoch noch eingehender untersucht werden.

Die vorgeschlagene Technik wurde gründlich validiert, indem sie mit der traditionellen Methode verglichen wurde, bei der das LAD durch chirurgische Thoraxdissektion und ligaturinduzierten Verschluss für 30 Minuten freigelegt wird. Die Ergebnisse beider Techniken wurden verglichen, darunter Troponinmessungen, die die Größe des Herzinfarkts widerspiegeln, Bewertungen des Risikobereichs mittels MRT mit Gadolinium-Kontrastverstärkung, histologische Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung und die Bestimmung der endgültigen Narbengrößen durch Sirius-Rot (SR)-Färbung. Das Ergebnis zeigt die Robustheit und Wirksamkeit des vorgeschlagenen Ansatzes zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsschäden in Mausmodellen.

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Protokoll

Dieses Tierprotokoll wurde von der Ethikkommission für Tierversuche (ECD) an der Katholischen Universität Leuven genehmigt und steht in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften, die von dieser festgelegt wurden. Alle Richtlinien, die von der lokalen ECD entwickelt werden, folgen den Vorschriften der Europäischen Union zum Wohlergehen von Labortieren, wie sie in der Richtlinie 2010/63/EU festgelegt sind. Alle unten beschriebenen Tests wurden an 8-12 Wochen alten (Körpergewicht = 20-23 g) männlichen C57BL/6-Mäusen durchgeführt. Bei den Akutversuchen handelt es sich um Tiere, die unmittelbar nach der Operation getötet wurden. Die Überlebensexperimente stellten eine vierwöchige Nachbeobachtung dar, einschließlich Troponinmessung, MRT und SR-Färbung.

1. Anästhesie und endotracheale Intubation

  1. Verabreichen Sie Medikamente vor der Anästhesie mit einer Mischung aus Ketamin (7,5 mg/kg; Nimatek 100 mg/ml), Xylazin (1 mg/kg; Rompun, 20 mg/ml) und Acepromazin (0,1 mg/kg; Placivet, 10 mg/mL) (KXA) (siehe Materialtabelle) mit 0,9 % Kochsalzlösung intraperitoneal. Dies ermöglicht eine reibungslosere und weniger invasive Intubation.
  2. Platzieren Sie die Maus in einer Induktionskammer (siehe Materialtabelle) und rufen Sie eine Anästhesie mit 2,5 % Isofluran in reinem Sauerstoff mit einer Flussrate von 1 l/min aus, bis der Aufrichtungs- und Zehenquetschreflex verloren geht.
  3. Bringen Sie das Tier auf ein beheiztes Kissen (±38 °C) und positionieren Sie es in Rückenlage mit dem Kopf in Richtung des Chirurgen. Fixiere den Schwanz und die Vorderpfoten mit Klebeband auf dem Ballen. Achten Sie darauf, dass die vorderen Gliedmaßen nicht überdehnt sind, da dies die Atmung beeinträchtigen kann.
  4. Legen Sie eine 2-0 Seidennaht (siehe Materialtabelle) um die oberen Schneidezähne und kleben Sie die Naht am Rand des Polsters fest, um die Maus straff zu ziehen. Bringen Sie bei Bedarf einen Nadelhalter an, um die Spannung auf der Naht zu halten. Halten Sie das Tier mit 2 % Isofluran in 100 % Sauerstoff mit einem Fluss von 1 l/min mit einem Nasenkonus anästhesiert.
  5. Platzieren Sie eine Lichtquelle direkt rostral des Brustbeins, entfernen Sie den Nasenkonus und platzieren Sie die Isofluranversorgung am Beatmungsgerät. Intubieren Sie die Maus mit einer Pinzette, indem Sie die Zunge nach oben heben und ein selbstgebautes Laryngoskop halten, um den basalen Teil der Zunge weiter anzuheben und die Stimmbänder sichtbar zu machen.
  6. Legen Sie einen selbstgemachten Trachealtubus mit einem 18 G Katheter auf eine stumpfe Nadel zwischen den Stimmbändern. Schieben Sie den Katheter nach oben, ziehen Sie die stumpfe Nadel heraus und verbinden Sie den Schlauch mit dem Mausbeatmungsgerät (siehe Materialtabelle).
  7. Verwenden Sie einen modifizierten Y-förmigen Anschluss (siehe Materialtabelle), um den Intubationsschlauch mit dem Beatmungsgerät zu verbinden. Die korrekte Positionierung des Trachealtubus kann durch die Beurteilung der symmetrischen Thoraxerweiterung bestätigt werden.
  8. Stellen Sie das Atemzugvolumen (ml) auf das Körpergewicht (BW) (g) x 7 und die Beatmungsrate auf 53,5 x (BW (g)-0,26) Hübe pro Minute ein und passen Sie es bei Bedarf an das Körpergewicht einer bestimmten Mausan 6 (z. B. für eine 25 g Maus beträgt das Atemzugvolumen 175 ml bei 140 Hüben pro Minute).
  9. Reduzieren Sie das Isofluran auf 1% in 100% Sauerstoff, da das Tier durch die Prämedikation narkotisiert bleibt. Beurteilen Sie jedoch regelmäßig die Tiefe der Anästhesie, indem Sie eine Zehenkneifung durchführen. Passen Sie die Isoflurankonzentration basierend auf der Anästhesietiefe an.
  10. Tragen Sie einen Tropfen Augensalbe auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.

2. Installation des IRI-Tools

HINWEIS: Entfernen Sie alle Klebebänder und legen Sie das Tier auf die Grundplatte des speziell angefertigten IRI-Werkzeugs. Details zu den Eigenschaften des IRI-Tools sind in der Zusatzdatei 1 aufgeführt.

  1. Fixieren Sie die Grundplatte des speziell angefertigten ferngesteuerten IRI-Werkzeugs in einer seitlichen Position vor dem Chirurgen. Fixiere den Schwanz und die Pfoten mit Klebeband. Fixieren Sie den Kopf mit der 2-0-Seidennaht um die oberen Schneidezähne, um versehentliche Bewegungen zu verhindern (Abbildung 1).
  2. Führen Sie die rektale Wärmesonde (siehe Materialtabelle) ein, um die Körpertemperatur zu überwachen, und verwenden Sie eine Infrarot-Heizlampe über dem Tier, um die Temperatur um 37 °C zu halten. Achten Sie auf ausreichend Abstand zwischen Tier und Lampe, um eine Überhitzung zu vermeiden.
  3. Positionieren Sie die EKG-Nadelelektroden in allen vier Pfoten, um die Herzfrequenz und die EKG-Wellenform zu beobachten und aufzuzeichnen. Befestigen Sie die Rektumsonde und die EKG-Elektroden mit Klebeband an der Plattform.
  4. Tragen Sie Haarentfernungscreme auf die linke Seite des Brustkorbs auf, um Haare zu entfernen und ein klares Operationsfeld zu schaffen.
    HINWEIS: Begrenzen Sie die Einwirkzeit und achten Sie auf die vollständige Entfernung der Creme, um Verätzungen zu vermeiden.

3. Thorakotomie

  1. Führen Sie eine aseptische Vorbereitung der Haut mit Betadine-Lösung durch und legen Sie anschließend ein chirurgisches Abdecktuch auf den linken Thorax, um eine sterile Umgebung zu gewährleisten. Verwenden Sie sterilisierte Geräte, um den Eingriff durchzuführen. Machen Sie einen vertikalen Hautschnitt am mittleren Teil des Brustmuskels, der etwa 1 cm lang und 2 mm vom linken Brustbeinrand entfernt ist.
  2. Spucken Sie den Brustmuskel aus, um die darunter liegenden Rippen freizulegen. Vermeiden Sie versehentliche Verletzungen des Gefäßes. Wenn Blutungen auftreten, verwenden Sie Baumwollapplikatoren, um die Blutung zu stoppen.
  3. Visualisieren Sie die Rippen und identifizieren Sie die Interkostalräume, indem Sie die aufblähende Lunge durch die dünne, halbtransparente Brustwand beobachten. Öffnen Sie die Brusthöhle mit einer chirurgischen Schere, indem Sie einen Schnitt von 6-8 mm im dritten Interkostalraum vornehmen. Stellen Sie sicher, dass der Schnitt mindestens 2 mm von der sternalen Grenze entfernt ist, an der sich die Arteria thoracica interna befindet.
  4. Führen Sie ein kleines Rattenaugenspekulum (siehe Materialtabelle) in den Interkostalraum ein. Dieser fungiert als Rippenaufroller (Abbildung 1A).
  5. Heben Sie das Perikard vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette an und ziehen Sie es auseinander.
  6. Legen Sie ein kleines Stück Watte auf die Lunge und drücken Sie es sanft nach unten.

4. LAD Vorbereitung

  1. Der LAD erscheint hellrot und verläuft von der Aorta unter der linken Ohrmuschel in Richtung Spitze. Die ideale Positionierung der Ligatur liegt ca. 2 mm tiefer als die Spitze der linken Ohrmuschel. Verwenden Sie den Lungenstamm als Marker, um die linke Ohrmuschel zu identifizieren und die LAD-Visualisierung anhand des Lichteinfalls zu optimieren (Abbildung 2).
  2. Verwenden Sie eine konische Nadel, um eine 7-0 Polypropylen-Naht um den LAD herum zu führen. Platzieren Sie die Nadel nicht zu tief, da sie in den linken Ventrikel eindringen kann, und auch nicht zu flach, da sie den LAD beschädigen kann.
  3. Entfernen Sie das kleine Stück Watte und prüfen Sie, ob die linke Lunge noch beatmet ist.
  4. Entfernen Sie den Rippenaufroller.
  5. Stellen Sie sicher, dass die Naht an beiden Enden eine Mindestlänge von 15 cm hat. Schneide die Nadel ab.
  6. Legen Sie ein Stück 1 mm PE-50 Schlauch über ein Stück 15 mm PE-10 Schlauch (siehe Materialtabelle). Führen Sie beide Enden der Naht durch den PE-10-Schlauch und schieben Sie den PE-Schlauch mit seinem dickeren Ende gegen das Herz.

5. Brustverschluss und Extubation

  1. Tragen Sie etwas Fusidinsäure-Gel auf den offenen Interkostalraum auf und lassen Sie die verbleibende intrathorakale Luft sanft entweichen, indem Sie den Abfluss des Beatmungsgeräts kurzzeitig behindern. Zusätzliches Fusidinsäure-Gel kann dem äußeren Teil des PE-Rohrs zugesetzt werden, um das Eindringen von Luft in den Thorax zu verhindern.
  2. Verschließen Sie den Brustmuskel mit einem 5-0 Polypropylen-X-Stich über und unter dem Niveau des PE-Schlauchs und stellen Sie sicher, dass sich der verdickte Teil des PE-Schlauchs unter dem Niveau des Muskels befindet.
  3. Verschließen Sie die Haut mit zwei 5-0 Polypropylen X-Stichen über und zwei unter dem PE-Schlauch (Abbildung 1B und Abbildung 3).
  4. Bei geschlossener Brust kann das Tier spontan wieder atmen. Entwöhnen Sie das Tier vom Beatmungsgerät, indem Sie das Atemzugvolumen und die Atemfrequenz langsam reduzieren. Wenn das Tier zu atmen beginnt, trennen Sie den Beatmungsschlauch von selbst vorsichtig, aber lassen Sie ihn an Ort und Stelle, bis ein stabiles Atemmuster beobachtet wird.
  5. Verbinden Sie die Isofluranversorgung mit einem Nasenkonus, der über die Nase des Tieres gelegt und auf der Grundplatte fixiert wird.

6. Montage des Remote-IR-Tools

  1. Platzieren Sie das vertikale Seitenteil in der Grundplatte, indem Sie es in die Schlitze einsetzen.
  2. Ziehen Sie die beiden Nahtenden mit einem feinen Haken heraus und ziehen Sie sie durch das mittlere Loch im Seitenteil hinter dem Ballon (siehe Materialtabelle).
  3. Führen Sie eines der Nahtenden über und um den Ballon herum. Fahren Sie mit dem anderen Nahtende unter und um den Ballon herum durch. Tragen Sie Fusidinsäure-Gel auf, um die Naht glatter zu führen.
  4. Führen Sie die Nahtanden durch die Schlitze oben am Seitenteil. Tragen Sie auf den distalen Teil der Naht ein Gewicht von 2,1 g auf, um jedes Nahtende an Ort und Stelle zu halten (Abbildung 1C und Abbildung 4).
    HINWEIS: Die Konfiguration der entsprechenden Gewichte kann sich ändern und muss vorher getestet werden. Weitere Informationen finden Sie in der ergänzenden Abbildung 1 und in der ergänzenden Datei 1 . Das Design des Remote-IRI-Tools ist in der ergänzenden Abbildung 2 dargestellt.

7. Induktion von Ischämie und Reperfusion

  1. Induzieren Sie Ischämie, indem Sie den Ballon sofort mit der Gefäßballonpumpe auf bis zu 2 bar aufblasen. Verriegeln Sie die Pumpe. Überprüfen Sie visuell, ob der Ballon aufgeblasen und die Gewichte angehoben sind (Abbildung 4).
  2. Bestätigen Sie die Ischämie, indem Sie die Veränderung der EKG-Spur beobachten.
  3. Lassen Sie den Ballon für die festgelegte Zeit gemäß dem spezifischen Studienprotokoll (30 Minuten in den vorgestellten Experimenten) aufgeblasen.
  4. Stoppen Sie die Okklusion, indem Sie einfach die Pumpe entriegeln. Lassen Sie die Luft aus dem Ballon vorsichtig ab. Überprüfen Sie visuell, ob der Ballon entleert und die Gewichte abgesenkt sind.

8. Demontage des Remote-IR-Tools

  1. Schneiden Sie die Naht und den Schlauch zwischen dem Tier und dem Seitenteil ab und entfernen Sie vorsichtig das Seitenteil.
  2. Tragen Sie Fusidinsäure-Gel an der Einführstelle des Schlauchs in den Thorax auf. Drücke die Haut mit einer gebogenen Pinzette sanft gegen den Schlauch und verwende eine weitere Pinzette, um den Schlauch herauszuziehen. Schneiden Sie alle verbleibenden Nähte in der Nähe der Haut ab.
  3. Legen Sie eine zusätzliche Naht aus 5-0 Polypropylen, um die Austrittsstelle des Schlauchs zu verschließen und das Risiko eines Lufteintritts in den Thorax zu minimieren.

9. Ende der Betäubungsmittel und Wiedereinziehung

  1. Stoppen Sie die Isofluranzufuhr und lassen Sie das Tier in einer ruhigen, warmen und sauerstoffreichen Umgebung aufwachen.
  2. Vergewissern Sie sich, dass die Maus keine Atemnot hat, indem Sie sie bis zur vollständigen Genesung beobachten. Stellen Sie 0,3 ml sterile Kochsalzlösung (bei Körpertemperatur) durch intraperitoneale Injektion bereit, um eine Dehydrierung zu verhindern.
  3. Bei postoperativer Analgesie ist ein Opioid-Analgetikum (Buprenorphin, 0,1 mg/kg) subkutan zu verabreichen, bevor das Tier gehfähig wird. Überprüfen Sie die Mäuse alle 4-6 Stunden für die nächsten 24-48 Stunden, wenn Buprenorphin verabreicht wird, um sicherzustellen, dass die Mäuse auf Schmerzmittel ansprechen und um festzustellen, ob zusätzliche Schmerzmittel erforderlich sind. Zusätzliche Unterstützung sollte eine standardmäßig empfohlene unterstützende Pflege, ein Diätgel oder einen Brei umfassen, der postoperativ auf den Käfigboden gelegt wird.

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Ergebnisse

Die Validierung der Fähigkeit, eine Ischämie zu induzieren, wurde durch vier Tests durchgeführt: Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) und Sirius Red (SR)-Färbung, kardiale Troponin-I-Messung und MRT-Bildgebung mit spätem Gadolinium-Enhancement (LGE). Die statistische Signifikanz wurde mit dem nichtparametrischen Mann-Whitney-Test unter Berücksichtigung der begrenzten Stichprobengrößen bewertet. Die statistische Signifikanz wurde p < 0,05 zugeschrieben.

Akute Versuche (TTC-Färbung, n =...

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Diskussion

Die in dieser Studie vorgestellte neuartige Fernokklusionstechnik bietet eine einzigartige Plattform, um die Forschung auf dem Gebiet der Modellierung von Ischämie-Reperfusions-Verletzungen voranzutreiben, indem sie die Notwendigkeit einer direkten Gefäßmanipulation während der Erstoperation vermeidet und eine gleichzeitige multimodale Bildgebung des früh reperfundierten Myokards ermöglicht. Eine umfassende Charakterisierung, einschließlich Troponin-I-Messungen, LGE-Kontrast-MRT, TTC und...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt offenzulegen.

Danksagungen

Die Experimente wurden an der Core Facility "Molecular Small Animal Imaging Center" (MoSAIC) der KU Leuven durchgeführt. Die Autoren danken Katarzyna Błażejczyk für die technische Unterstützung. Die Forschung wurde durch Forschungsstipendien der KU Leuven (C14/20/095) und der Forschungsstiftung - Flandern (FWO G0A7722N) unterstützt. M. Algoet wird unterstützt durch das Research Foundation - Flanders Fellowship Grant (FWO 11A2423N).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2-0 SeidennahtSharpoint ProductsDC-2515N
5-0 Polypropylen-NahtEthicon8710H
7-0 Polypropylen-NahtEthicon8206H
ACCLARENT Ballon-AufblasgerätJohnson& Johnson MedTechBID30
AcepromazinKela
BD Vialon 18 gBD381347
BD Vialon 20 gBD381334
Betadin-LösungPurdue Pharma25655-41-8
Buprenorphin (Buprenex injizierbar)Reckitt Benkiser HealthcareNDC 12496-0757-1
Carp Zoom Styl Knijplood 2.1 g (Blei Angelgewichte)Visdeal.nl
Dumont #3 PinzettenFine Science Tools11231-30
Dumont #5 PinzettenFine Science Tools11251-30
Feine SchereFine Science Tools14040-10
Fucidin GelLeo Pharma
IsofluranAbbottNDC 5260-04-05
KD Maus-/RattenaugenspekulumWorld Precision Instruments501897
KD Maus-/RattenaugenspekulumWorld Precision Instruments501897
KetaminDechra
LichtquelleZeissKL 1500 LCD
MRT-SystemBruker BioSpin, Ettlingen, DeutschlandBioSpec 70/30
NatriumChlorid 0,9%Baxter
Nacht-Infrarot-WärmelampeZoo Med Laboratories, Inc.RS-75
ParaVision Software Bruker BioSpinVersion 6.0.1 
Polyethylen-Schlauch PE-10SAI InfusionstechnologienPE-10
Polyethylen-Schlauch PE-50SAI Infusion TechnologiesPE-50
Remote IRI Tool (PMMA)selbstgemachter
chirurgischer Monitor für NagetiereIndus Instrumente
Segment v4.0Medviso, segment.heiberg.seR12067
Selbstgesteuerte Gradienten-Echo-SequenzBruker BioSpin, Ettlingen, DeutschlandIntraGate, ParaVision 6.0.1
Schlanker, länglicher NadelhalterFine Science Tools12005-15
Sure-Seal Maus/Ratten-InduktionskammerWorld Precision InstrumentsEZ-178
Schlauchverbinder, Poly, Y-FormWestlab072025-0001
Ultraverse 035 PTA-Dilatationskatheter: 5 mm x 40 mm, 17 ATM RBP-Ballon auf 130 cm langem KatheterBard Peripheral Vascular, Inc.
Veet (Enthaarungscreme)Reckitt Benkiser Beatmungsgerät für das Gesundheitswesen
, MiniVent Modell 845Hugo Sachs73-0043
VidisicBAUSCH & LOMB PHARMA685313
XylazinBayer
00801741092671

Referenzen

  1. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
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