Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Forschungsanwendung der laserinduzierten Stoßwelle zur Untersuchung von blast-induzierten Cochlea-Verletzungen

1.2K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/66396

⸱

1. März 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology, Head and Neck Surgery, National Defense Medical College, 2Division of Bioinformation and Therapeutic Systems, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir experimentelle Protokolle zur Erstellung eines Tiermodells für blasteninduzierte Cochlea-Verletzungen mittels laserinduzierter Stoßwelle (LISW). Die Exposition des Schläfenbeins gegenüber LISW ermöglicht die Reproduktion der Blast-induzierten Cochlea-Pathophysiologie. Dieses Tiermodell könnte eine Plattform für die Aufklärung der Cochlea-Pathologie und die Erforschung möglicher Behandlungen für Explosionsverletzungen sein.

Zusammenfassung

Das Ohr ist das Organ, das am anfälligsten für Explosionsüberdruck ist, und Cochlea-Verletzungen treten häufig nach Explosionsbelastung auf. Eine Explosionsbelastung kann zu Schallempfindungsschwerhörigkeit (SNHL) führen, einem irreversiblen Hörverlust, der sich negativ auf die Lebensqualität auswirkt. Detaillierte Blasten-induzierte Cochlea-Pathologien, wie z. B. der Verlust von Haarzellen, Spiralganglienneuronen, Cochlea-Synapsen und Störungen der Stereozilien, wurden bereits dokumentiert. Die Bestimmung der sensorineuralen Verschlechterung der Cochlea-Cochlea nach einer Explosionsverletzung ist jedoch eine Herausforderung, da Tiere, die einem Explosionsüberdruck ausgesetzt sind, in der Regel eine Trommelfellperforation (TMP) erleiden, die gleichzeitig zu Schallleitungsschwerhörigkeit führt. Um die reine sensorineurale Cochlea-Dysfunktion zu bewerten, haben wir ein experimentelles Tiermodell der blasteninduzierten Cochlea-Schädigung unter Verwendung einer laserinduzierten Stoßwelle entwickelt. Diese Methode vermeidet TMP und begleitende systemische Verletzungen und reproduziert den Funktionsabfall der SNHL-Komponente energieabhängig nach LISW-Exposition. Dieses Tiermodell könnte eine Plattform sein, um die pathologischen Mechanismen aufzuklären und mögliche Behandlungen für die blasteninduzierte Cochlea-Dysfunktion zu erforschen.

Einleitung

Hörverlust und Tinnitus gehören zu den häufigsten Behinderungen, die bei bis zu 62 % der Veteranen gemeldetwerden 1. Mehrere durch Explosionen induzierte auditive Komplikationen, einschließlich Schallempfindungsschwerhörigkeit (SNHL) und Trommelfellperforation (TMP), wurden bei Personen berichtet, die einem Explosionsüberdruck ausgesetzt waren2. Darüber hinaus deuten Untersuchungen an Personen, die Explosionen ausgesetzt waren, darauf hin, dass die Exposition gegenüber Explosionen häufig zu Defekten in der auditiven zeitlichen Auflösung führt, selbst wenn die Hörschwellen im normalen Bereich liegen, was als "versteckter Hörverlust (HHL)" bezeichnet wird3. Es ist allgemein bekannt, dass es bei der blastenbedingten Cochlea-Pathologie zu einem erheblichen Verlust von Cochlea-Synapsen zwischen inneren Haarzellen (IHCs) und auditorischen Neuronen (ANs) kommt4. Die synaptische Degeneration führt zu einer Beeinträchtigung der auditiven Verarbeitung und ist ein wichtiger Faktor für die Entwicklung von HHL5. Auditorische Organe sind also fragile Komponenten, die komplexe und hochorganisierte Strukturen enthalten. Der genaue Mechanismus, durch den Druckwellen auf zellulärer Ebene auf das Innenohr einwirken, bleibt jedoch unklar. Dies ist auf die Herausforderungen bei der Replikation der präzisen klinischen und mechanischen Feinheiten von Blastenverletzungen in Laborumgebungen und die Komplexität von blasteninduzierten Cochlea-Pathologien zurückzuführen.

Die Hauptkomponente einer Explosionsverletzung ist die Stoßwelle (SW), die durch einen schnellen und hohen Anstieg des Spitzendrucksgekennzeichnet ist 6. Die Komplexität von Explosionsverletzungen wurde in zahlreichen retrospektiven Studien ausführlich untersucht 7,8,9. Es gibt verschiedene Vorrichtungen zur Explosionserzeugung, wie z. B. Druckgas10, Stoßrohre11 und Sprengstoffe kleiner Stärke12, bei unterschiedlichen Druckniveaus. Die von neu entwickelten Geräten erzeugte Druckwellenform der SW ähnelte stark der einer tatsächlichen Explosion. Ein wichtiges Konzept bei der Etablierung eines Tiermodells für explosionsinduzierten Schallempfindungsschwerhörigkeit besteht darin, Begleitverletzungen, abgesehen von Hörschäden, zu minimieren, um den Tod von Tieren zu reduzieren. So wurden Studien zu Explosionsverletzungen entwickelt, bei denen Schockrohre miniaturisiert wurden und die Leistung präzise gesteuert werden kann, so dass exponierte Tiere selten sterben. Obwohl diese Tiermodelle in der Regel Komplikationen wie TMP entwickeln, ist die Beurteilung der Cochlea-Funktion aufgrund des gleichzeitigen Schallleitungsschwerhörverlusts schwierig2. Wir haben zuvor eine gehörgeschützte Tierstudie zu Explosionsverletzungen mit Ohrstöpseln durchgeführt und keine Inzidenz von TMP13 festgestellt. Die Ohrstöpsel konnten schwere Cochlea-Schäden teilweise abschwächen, nicht aber die zentrale auditorische Neurodegeneration oder die Entwicklung von Tinnitus. So schützen Ohrstöpsel sowohl die Hörschnecken als auch das Trommelfell. Ein Tiermodell für blasteninduzierte reine Cochlea-Schädigung ohne TMP ist jedoch erforderlich, um die Cochlea-Pathophysiologie zu untersuchen, die durch Blastenverletzungen verursacht wird.

Zuvor haben wir ein topisches Blastenverletzungsmodell des Innenohrs bei Ratten und Mäusen mit Hilfe einer laserinduzierten Stoßwelle (LISW) entwickelt14,15. Diese Methode kann sicher und einfach auf Standardlaborniveau durchgeführt werden und wurde zur Erstellung von Modellen von Lungen- und Kopfexplosionsverletzungen verwendet16,17. Die Energie des LISW kann durch Ändern des Lasertyps und der Laserleistung angepasst werden, wodurch der Grad der Cochlea-Schädigung kontrolliert werden kann. Das LISW-induzierte Cochlea-Verletzungsmodell ist wertvoll für die Untersuchung der Mechanismen von SNHL, die durch Blastenverletzungen verursacht werden, und für die Untersuchung möglicher Behandlungen. In dieser Studie beschreiben wir detaillierte experimentelle Protokolle zur Erstellung eines Mausmodells für blasteninduzierte Cochlea-Schäden mit LISW und zeigen die Cochlea-Degeneration, einschließlich des Verlusts von Haarzellen (HCs), Cochlea-Synapsen und Spiralganglien-Neuronen (SGNs), in einer energieabhängigen Weise bei Mäusen nach LISW-Exposition.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee des National Defense Medical College (Genehmigung #18050) genehmigt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien der National Institutes of Health und des japanischen Ministeriums für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie durchgeführt. Es wurden alle Anstrengungen unternommen, um die Anzahl der Tiere und ihr Leid zu minimieren.

1. Tiere

  1. Verwenden Sie 8 Wochen alte männliche CBA/J-Mäuse, um dieses Protokoll zu befolgen. Vor dem Experiment werden die Mäuse einem Hörfunktionstest und einer endoskopischen Beobachtung des Trommelfells unterzogen, um die Normalität sicherzustellen.
  2. 27 CBA/J-Mäuse werden in drei Gruppen eingeteilt: (1) 2,0 J/cm 2 exponierte Gruppe (n = 9 Mäuse); (2) 2,25 J/cm2 exponierte Gruppe (n = 9 Mäuse); und (3) 2,5 J/cm2 exponierte Gruppe (n = 9 Mäuse). Entfernen Sie alle Ohren zur Beurteilung 1 Monat nach der LISW-Exposition.

2. Experimentelle Einstellungen der LISW-Exposition

  1. Das Lasertarget ist eine schwarze Scheibe aus Naturkautschuk mit einem Durchmesser von 10 mm und einer Dicke von 0,5 mm. Um den LISW-Impuls zu erhöhen, wird mit einem Acrylharz-Schweißkleber eine 1,0 mm dicke, transparente Polyethylenterephthalat-Platte (PET) mit der Oberseite des Zielbereichs verklebt. Bestrahlen Sie einen 532 nm gütegeschalteten Nd:YAG-Laser, um das LISW hinter dem Target zu erzeugen (Abbildung 1A).
  2. Fokussieren Sie den Laserpuls mit einer plankonvexen Linse auf einen Punkt mit einem Durchmesser von 3,0 mm auf dem Lasertarget.
  3. Verwenden Sie die LISW-Bestrahlung, um Plasma an der Bindungsfläche der beiden Materialien zu erzeugen und den Gummi zu verdampfen (plasmavermittelte Ablation), wobei der verdampfte Gummi im Hohlraum verbleibt.
  4. Verwenden Sie ein Hydrophon, um die Druckwelle von LISW bei 1,0 mm unter Wasser zu messen, nicht in lebendem Gewebe. Platzieren Sie ein faseroptisches Hydrophon mit einem Durchmesser von 0,25 mm unter dem schwarzen Gummi 1,0 mm unter der Wasseroberfläche, um die LISW-Druckwellenformen aufzuzeichnen und mit einem digitalen Oszilloskop zu messen.
    HINWEIS: Die Druckwellenformen zeigten stabile Eigenschaften mit ähnlichem maximalen Druck und Impuls wie in Abbildung 1B gezeigt.
  5. Führen Sie alle tierischen Eingriffe unter Vollnarkose mit intraperitonealen Injektionen von 1 mg/kg Medetomidinhydrochlorid und 75 mg/kg Ketamin durch. Tragen Sie eine Augensalbe auf beide Augen der Maus auf, um ein Austrocknen zu verhindern und die Wärme zu unterstützen.
  6. Rasieren Sie vorsichtig die postaurikulären Regionen, um zu vermeiden, dass die eingeschlossene Luft im Fell zurückbleibt. Fixieren Sie die Mäuse auf einer Platte und positionieren Sie die postaurikulären Regionen im Fokusbereich des LISW vertikal nach oben.
  7. Befestigen Sie ein schwarzes Gummitarget perkutan an der postaurikulären Region des Mausohrs. Um eine Anpassung der akustischen Impedanz zu gewährleisten, verwenden Sie ein leitfähiges Ultraschallgel zwischen dem Laserziel und der Hautoberfläche.
  8. Wenden Sie einen einzelnen LISW-Impuls über das Schläfenbein an die Cochlea an. Stellen Sie die Ausgänge der Laserpulse auf drei Energiedichten ein: 2,0 J/cm2 , 2,25 J/cm2 und 2,5 J/cm2.

3. Cochlea-Funktionstest

HINWEIS: Die Tests zur auditiven Hirnstammreaktion (ABR) wurden wie zuvor berichtet durchgeführt14,15.

  1. Führen Sie die ABR-Messung 1 Tag vor und 1 Tag und 1 Monat nach der LISW-Exposition durch.
  2. ABR ist ein auditiv evoziertes Potential als Reaktion auf auditive Reize und wird häufig zur Beurteilung von Hörschwellen bei vier Frequenzen (12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz und 24,0 kHz) verwendet.
  3. Präsentieren Sie den Stimulationsklang über einen kleinen Kopfhörer und messen Sie den Schalldruckpegel in der Nähe des Trommelfells der Maus mit einem kleinen Mikrofon, das in der Nähe des Kopfhörers platziert ist. Geben Sie Burst-Stimuli von einem Schallgenerator mit 37 Zyklen/s aus und verstärken Sie den Schalldruck von einem Schalldruckpegel (SPL) von 20 dB auf 80 dB SPL in 5 dB SPL-Schritten.
  4. Führen Sie eine Nadelelektrode aus Edelstahl für die Aufzeichnung von Elektroenzephalogrammen unter den Gehörgang und den Frontalbereich des Ohrs ein und führen Sie eine Masseelektrode unter dem kaudalen Bereich des Schwanzes ein.
  5. Bewerten Sie die Cochlea-Funktionen, indem Sie die Amplitude des ABR-Peaks I (P1) messen. Analysieren Sie die ABR-Wellenformen automatisch in Bezug auf die Hörschwellen und die ABR P1-Amplitude mit der ABR-Peak-Analysesoftware, wie bereits berichtet18.
  6. Berechnen Sie die ABR-Schwellenwertverschiebungen, indem Sie die vor der Exposition erhaltenen Schwellenwerte subtrahieren. Vergleichen Sie die Verschiebungen der ABR-Schwellenwerte in den drei exponierten Gruppen mit denen der nicht exponierten kontralateralen Ohren (Kontrolle). Messen Sie ABR-Amplituden mit der ABR-Wellenform während einer SPL-Stimulation von 80 dB.

4. Histologische Beurteilung

HINWEIS: Die histologische Beurteilung wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt 14,15.

  1. HCs und Cochlea-Synapse
    1. Führen Sie die pathologische Untersuchung der Cochlea 1 Monat nach der LISW-Exposition durch.
    2. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch Zehenkneifen vor der Perfusion. Nach der Hämoperfusion mit Laktat-Ringer-Lösung ist eine transkardiale Perfusion mit 1 ml/g 4% Paraformaldehyd (PFA) durchzuführen. Nach der Enthauptung die Cochlea entfernen und direkt mit 4 % PFA durchbluten, anschließend über Nacht bei 4 °C fixieren.
    3. Nach der Fixierung entkalken Sie die Cochlea, indem Sie 2 Tage lang 0,5 mol/l Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)-Lösung einschütteln.
    4. Teilen Sie die demineralisierte Cochlea in vier Stücke. Nachdem Sie jedes Stück Cochlea 10 Minuten lang auf Trockeneis eingefroren haben, führen Sie eine Blockierung bei Raumtemperatur für 1 h in 5 % normalem Pferdeserum durch, das einfach mit 0,3 % Triton X zur Permeabilisierung konjugiert wurde.
    5. Verwenden Sie Anti-Myosin 7a (Myo7A), Anti-C-terminales Bindungsprotein (CtBP2) und Anti-Neurofilament (NF)-Antikörper als primäre Antikörper und inkubieren Sie sie über Nacht bei 37 °C. Verwenden Sie Myo7A-, CtBP2- und NF-Antikörper, um HCs, präsynaptische Bänder bzw. Cochlea-Nervenfasern zu bewerten.
    6. Waschen Sie den ungebundenen Primärantikörper mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) für 5 x 3 min ab. Die Proben werden mit den entsprechenden Sekundärantikörpern bei 37 °C für 2 h inkubiert. Waschen Sie die Proben nach dem Färben 3 x 5 min lang mit PBS und verkapseln Sie die Proben auf dem Objektträgerglas mit einem wasserlöslichen Verkapselungsmittel unter Verwendung von Deckglas.
    7. Zur Auswertung nehmen Sie das gesamte Bild der Cochlea (in vier Teile unterteilt) bei 10-facher Vergrößerung auf und berechnen die Cochlea-Frequenzkarte mit dem referenzierten ImageJ-Software-Plug-in, um die spezifischen Cochlea-Regionen bei Frequenzen von 12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz und 24,0 kHz präzise zu lokalisieren.
    8. Berechnen Sie die Überlebensraten von HC und die Anzahl der Synapsen bei jeder Frequenz.
      1. Um die Überlebensraten von HC zu berechnen, zählen Sie die Anzahl der überlebenden und fehlenden HCs pro 200 μm Länge bei jeder Frequenz und berechnen Sie die Überlebensrate der HCs mit der unten gezeigten Gleichung (1):
        HC-Überlebensrate (%) = (Anzahl der überlebenden HC / Anzahl der überlebenden und fehlenden HCs) × 100 (1)
      2. Um die Anzahl der Synapsen zu berechnen, erhalten Sie hochauflösende Z-Stapel-Bilder des inneren HC-Bereichs mit einem Öl-Immersionsobjektiv (63×) mit einem 3,1-fachen Digitalzoom und einer Schrittweite von 0,25 μm unter konfokaler Fluoreszenzmikroskopie. Importieren Sie die Bildstapel in ImageJ und zählen Sie automatisch die CtBP2-Puncta pro IHC innerhalb eines Bereichs von 50 μm in jedem Bildstapel. Berechnen Sie die Überlebensrate der synaptischen Bänder mit Hilfe von Gleichung (2):
        Überlebensrate synaptischer Bänder (%) = (Anzahl der synaptischen Bänder in LISW-exponierten Ohren / Anzahl der synaptischen Bänder in Kontrollohren) × 100 (2)
    9. Für die Rasterelektronenmikroskopie (REM) die Cochlea wie zuvor beschrieben entfernen und dann über Nacht mit 2 % PFA und 2,5 % Glutaraldehyd zusammen bei 4 °C fixieren. Nach der Entkalkung der Cochlea durch Schütteln in 0,5 mol/l EDTA-Lösung bei 4 °C für 7 Tage die Cochleae in vier Stücke zerlegen, um sie als Ganzes zu präparieren.
    10. Das Gewebe 30 min lang mit 1 % Osmiumtetroxid bei 4 °C fixieren, 10 min in 50 % Ethanol bei Raumtemperatur dehydrieren, mit 70 %, 80 %, 95 % und dann 100 % Ethanol wiederholen, mit Osmium bestäuben und unter dem Elektronenmikroskop bei 5,0 kV untersuchen, wie bereits berichtet14.
    11. Führen Sie eine quantitative Analyse der Stereozilienbündelstörung in äußeren Haarzellen (OHCs) durch, indem Sie das Verhältnis der gestörten Stereozilien (Anzahl der gestörten OHC-Stereozilien/Gesamtzahl der OHC-Stereozilien) in jeder Energiegruppe unter Verwendung der REM-Bilderberechnen 14. Zählen Sie die Anzahl der Stereozilien pro 100 μm in der Mitte des 16,0- und 24,0-kHz-Bereichs. Kennzeichnen Sie eine oder mehrere Reihen von OHC-Bündeln, die zur Seitenseite gebogen sind, sich verheddern oder denen ihre Basis fehlt, als unterbrochen.
  2. SGNs
    1. Um die Anzahl der SGNs 1 Monat nach LISW-Exposition quantitativ zu bestimmen, führen Sie eine transkardiale Perfusion mit 4 % PBS durch, enthaupten Sie, entfernen Sie die Cochlea und führen Sie eine posteriore Fixation unter den gleichen Bedingungen wie oben beschrieben durch. Entkalken Sie die Cochlea 1 Woche lang in 0,5 M EDTA.
    2. Nach der Entkalkung tauchen Sie die Cochleae über Nacht in 30%ige Saccharose, betten sie in die Kryosektionsmasse ein, frieren sie in flüssigem Stickstoff ein, um Schnitte in der Nähe des Rosenthal-Kanals mit einer Dicke von 15 μm herzustellen, färben Sie sie mit Hämatoxylin und Eosin und betrachten Sie sie unter einem Lichtmikroskop14.
    3. Für die SGN-Dichtemessung zählen Sie die Anzahl der SGNs in der mittleren Windung des Rosenthal-Kanals und berechnen Sie das SGN-Überleben pro Kontrolle.

5. Statistische Analyse

  1. Führen Sie statistische Analysen mit der Software Ihrer Wahl durch.
  2. Analysieren Sie statistische Unterschiede in der ABR-Schwellenverschiebung, HC, SGN und synaptischen Zählung unter Verwendung von Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen ["Häufigkeit oder Cochlea-Anteile (apikal/Mitte/Basis)" × "Tiergruppen"], Zwei-Wege-Varianzanalyse (ANOVA), gefolgt von Post-hoc-Tukey-Mehrfachvergleichstest.
  3. Stellen Sie alle Daten als Mittelwert ± Standardfehler dar, und legen Sie das statistische Signifikanzniveau auf p < 0,05 fest.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

LISW-Wellenform
Die Reproduzierbarkeit der LISW-Druckwellenform wurde 5x bei 2,0 J/cm2 wie folgt gemessen. Die Wellenformen waren im Allgemeinen ähnlich und stabil und zeigten einen starken Anstieg mit Zeitbreite, Spitzendruck und Impuls von 0,43±0,4 μs, 92,1 ± 6,8 MPa und 14,1 ± 1,9 Pa∙s (Median ± SD), was den SW-Eigenschaften entspricht (Abbildung 1B). LISWs zeichnen sich durch eine schnelle Anstiegszeit, einen hohen Spitzendruck, eine kurze Dauer und eine Üb...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Ziel dieser Studie war es, ein Mausmodell für blasteninduzierte Cochlea-Schäden mit LISW zu validieren. Unsere Ergebnisse zeigten, dass das exponierte Ohr der Maus nach der LISW-Applikation durch das Schläfenbein einen konsistenten pathologischen und physiologischen Rückgang der Cochlea aufwies, der mit einem Anstieg des LISW-Überdrucks einherging. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass dieses Mausmodell geeignet ist, verschiedene Cochlea-Pathologien durch Anpassung der LISW-Ausgabe zu...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch zwei Zuschüsse von JSPS KAKENHI unterstützt (Fördernummern 21K09573 (K.M.) und 23K15901 (T.K.)).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
532 nm gütegeschalteter Nd:YAG-Laser QuantelBrilliant b
ABR-Peak-AnalysesoftwareMass Eye and EarN/AEPL Cochlear Function Test Suite
Schweißklebstoff aus AcrylharzAcrysunday Co., LtdN/A
konfokale FluoreszenzmikroskopieLeicaTCS SP8
KryosektionsverbindungSakuraTissue-Tek O.C.T
CtBP2 AntikörperBD Transduktion# 612044
Dielektrische MehrschichtspiegelSIGMAKOKI CO., LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
Digitales OszilloskopTektronixDPO4104B
KopfhörerCUICDMG15008-03A
HydrophoneRP acoustics e.K.
Image J Software-Plug-inNIH-Messliniehttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
LichtmikroskopKeyence CorporationBZ-X700
Myosin 7A AntikörperProteus Biosciences#25– 6790 
Neurofilament-AntikörperSigma#AB5539
Plankonvexe LinseSIGMAKOKI CO.,LTDSLSQ-30-200PM
Prismen-SoftwareGraphPadN/Aver.8.2.1
RasterelektronenmikroskopJEOL LtdJSM-6340F
Kleines digitales EndoskopAVS Co. LtdAE-C1
Ultraschall-GeleeHitachi Aloka MedicalN/A
Variabler DämpferShowa Optronics Co.N/AAktuell verfügbarer Nachfolger: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Wasserlösliches Verkapselungsmittel Dako#S1964
FOPH2000

Referenzen

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190(2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726(2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105(2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001(2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459(2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213(2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273(2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618(2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754(2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704(2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708(2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740(2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703(2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551(2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564(2014).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Weitere Artikel entdecken

Sensorineurale Schwerhörigkeitauditorisch evozierte Hirnstammpotenzialecochleäre HaarzellenSpiralganglionneuronenTrommelfellperforationCochlea-TiermodellZählung der synaptischen Ribbonscochleäre Frequenzkarte
Forschungsanwendung der laserinduzierten Stoßwelle zur Untersuchung von blast-induzierten Cochlea-Verletzungen
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.