Methodenartikel

DNAzyme 10-23 - basierte Nanomaschinen zur Nukleinsäureerkennung

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DOI:

10.3791/66461

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9. Februar 2024

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1ITMO University, 2University of Central Florida

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die DNAzyme-basierten Nanomaschinen können für den hochselektiven und sensitiven Nachweis von Nukleinsäuren eingesetzt werden. Dieser Artikel beschreibt ein detailliertes Protokoll für das Design von DNAzym-basierten Nanomaschinen mit einem 10-23-Kern unter Verwendung freier Software und deren Anwendung am Beispiel der Detektion eines Epstein-Barr-Virusfragments.

Zusammenfassung

DNAzym-basierte Nanomaschinen (DNM) zum Nachweis von DNA- und RNA-Sequenzen (Analyten) sind multifunktionale Strukturen aus Oligonukleotiden. Zu ihren Funktionen gehören eine enge Analytbindung, eine hochselektive Analyterkennung, die Verstärkung des Fluoreszenzsignals durch mehrere katalytische Spaltungen eines fluorogenen Reportersubstrats und die Anziehung fluorogener Substrate für eine Erhöhung der Sensorreaktion. Funktionelle Einheiten werden für ihre kooperative Wirkung an ein gemeinsames DNA-Gerüst gebunden. Die RNA-spaltenden 10-23 DNMs weisen eine verbesserte Sensitivität im Vergleich zu nicht-katalytischen Hybridisierungssonden auf. Die Stabilität des DNM und die erhöhten Chancen auf Substraterkennung werden durch ein doppelsträngiges DNA-Fragment, eine Kachel, gewährleistet. DNM kann zwei Analyten mit einem einzigen Nukleotidunterschied in einer gefalteten RNA und einer doppelsträngigen DNA unterscheiden und Analyten in Konzentrationen nachweisen, die ~1000-mal niedriger sind als bei anderen proteinfreien Hybridisierungssonden. Dieser Artikel stellt das Konzept hinter dem diagnostischen Potenzial der DNA-Nanomaschinen-Aktivität vor und gibt einen Überblick über das Design, die Assemblierung und die Anwendung von DNM in Nukleinsäure-Detektionsassays.

Einleitung

Eine der frühesten Methoden zum Nukleinsäurenachweis ist die komplementäre Bindung von selektiven Oligonukleotiden an die analysierten RNA- oder DNA-Sequenzen. Bei diesem Verfahren werden Nukleinsäurefragmente (Sonden) verwendet, die Watson-Crick-Basenpaare mit einem gezielten DNA- oder RNA-Analyten1 bilden können. Der Komplex wird dann durch eine Vielzahl von Techniken vom Analyten und der ungebundenen Sonde unterschieden. Bestimmte Methoden, wie z.B. Northern Blotting, in situ Hybridisierung oder qPCR, basieren auf dem Phänomen der komplementären Bindung2. Die gebräuchlichsten Hybridisierungssonden haben zwei wesentliche Nachteile: eine geringe Empfindlichkeit (sie können mikromolare bis nanomolare Werte erreichen) sowie eine geringe Selektivität gegenüber Einzelnukleotidvariationen (SNV), einschließlich Punktmutationen. Das Problem erfordert einen ausgeklügelten Ansatz, da die Lösungen für diese Nachteile miteinander in Konflikt stehen3. Um die beste Selektivität zu erzielen, sollte das detektierende Oligonukleotid kurz genug gehalten werden, um instabile Hybride mit nicht übereinstimmenden Analyten zu bilden. Solche kurzen Oligonukleotide sind nicht in der Lage, die anvisierten Nukleinsäuren fest zu binden und ihre Sekundärstrukturen abzuwickeln, so dass sie oft kein nachweisbares Signal liefern. Besonders schwierig ist der Nachweis von CG-reichen Fragmenten in biologischer RNA oder doppelsträngiger DNA (dsDNA). Auf der anderen Seite sind lange Sonden unempfindlich gegenüber SNV3. Um den Stillstand zu überwinden, wurde das Konzept einer binären Sonde entwickelt4.

Binärsensoren teilen eine einzelne Nachweissonde in zwei Teile und spezialisieren ihre Fragmente, wobei eines von ihnen lange hält, um die Haarnadeln abzuwickeln oder in die dsDNA einzudringen. Das zweite binäre Sondenfragment bleibt kurz, um empfindlich auf eine nicht übereinstimmende Base reagieren zu können, was ein Mittel zum Nachweis von SNV bietet. Das Signal wird erzeugt, wenn die beiden binären Sensorteilemiteinander verbunden werden 4. Der gesamte Komplex kann über FRET5, die molekulare Beacon-Sonde 6,7 oder G-Quadruplexe mit Peroxidase-ähnlicher Aktivität 8,9,10 oder das RNA-spaltende 11,12,13 DNAzym sichtbar gemacht werden. Binäre Sensoren mit einem 10-23 DNAzyme-Kern wurden ausführlich beschrieben. Sie wurden angepasst, um einzelsträngige Nukleinsäurefragmente, die synthetisch hergestellt wurden11, oder einzelsträngige Amplifikationsprodukte14, 15 zu detektieren. Ein Nachweis ohne Amplifikation ist beispielsweise auch möglich, wenn es sich um 16S rRNA handelt, die aus einer Zellkultur extrahiert wird, da dieses Molekül in den Zellen12,16 reichlich vorhanden ist. Binäre Sensoren mit einem DNAzyme-Kern von 10 bis 23 können auch für die Detektion von Nicht-Nukleinsäuren angepasst werden, z. B. fürBlei-Ionen 17. Nichtsdestotrotz wird die geringe Empfindlichkeit nach wie vor als einer der Hauptnachteile von binären DNAzyme-Sensoren mit 10 bis 23 angesehen, und es wurden verschiedene Ansätze, einschließlich Kaskaden18 oder alternative signalverstärkende Methoden19, entwickelt, um dieses Problem zu lösen. Leider erhöhen die oben genannten Techniken die Kosten und die Instabilität der Sensorkomponenten drastisch und sind daher in der Praxis nicht angekommen.

Das in dieser Arbeit beschriebene Experiment verwendet 10-23 DNAzym-basierte DNA-Nanosensoren, die als DNA-Nanomaschinen (DNM) bezeichnet werden20,21. Zu diesen Strukturen gehören binäre Sensoren und auch (1) DNA-Facilitatoren, die die binäre Sonde flankieren, die strukturierten Regionen abwickeln und in doppelsträngige DNAs eindringen, und (2) eine DNA-Kachel, die alle DNM-Teile in unmittelbarer Nähe zusammenhält und die Chancen auf Signalbildung erhöht (Abbildung 1). Insgesamt senken die DNAzym-basierten DNMs von 10 bis 23 die Nachweisgrenze (LOD) bis in den pikomolären Bereich21; Sie können zum Nachweis von 16rRNA in Zelllysaten verwendet werden22 oder zum Nachweis des Vorhandenseins viraler RNA ohne Amplifikation23,24. Gleichzeitig bleiben die DNMs sensitiv gegenüber der SNV und können sogar zur Genotypisierung von Allelen in heterozygoten Organismen verwendet werden25. Die DNM-Methode kann als ergänzende Technik zu jedem Amplifikationstyp zur Produktvisualisierung oder Identifizierung des Produkts in einem komplexen Gemisch mit hoher Selektivität verwendet werden. Die DNMs erfordern im Gegensatz zu herkömmlichen TaqMan- und Beacon-Sonden keine Erwärmung der Probe und können daher in Endpunkt-Detektionsprotokollen verwendet werden, was die Gesamtdetektion kostengünstig macht.

Dieser Artikel beschreibt die in silico Entwicklung eines DNM und zeigt Verfahren zur Assemblierung und funktionellen Charakterisierung von DNM auf. Die Arbeit wurde an einem synthetischen Fragment des Epstein-Barr-Virus (EBV) durchgeführt, das den Positionen 13972-14154 der viralen DNA (OR652423.1) entspricht (siehe Materialtabelle).

Protokoll

1. DNM-Ausführung

  1. Wählen Sie eine einzigartige Region innerhalb des Genoms von Interesse aus.
    HINWEIS: In dieser Arbeit wird eine Region des Epstein-Barr-Virus (EBV)-Genoms an den Positionen 13972-14154 (OR652423.1) verwendet.
  2. Erstellen Sie ein Primer-Set für die Amplifikation des ausgewählten Fragments, z. B. über das in Ugene26 eingebettete Primer3-Tool.
  3. Öffnen Sie das UNAFold Web Tool27 (siehe Materialtabelle) und fügen Sie den ausgewählten Bereich ein. Ändern Sie die Falttemperatur auf 55 °C und die Ionenbedingungen auf 250 mM monovalenter Ionen und 200 mM Mg2+.
    1. Öffnen Sie die resultierende Sekundärstruktur des ssDNA-Fragments und wählen Sie eine stabile Haarnadel aus. Lokalisieren Sie die Bindungsstelle der DNA-Nanomaschinen in den unstrukturierten Regionen oder alternativ in den Schleifen der Haarnadelstrukturen, um eine stärkere Bindung des Ziels zu erreichen.
  4. Wenn die Zielanalytstelle in einer Stiel-Schlingen-Struktur gefaltet ist, platzieren Sie Arm 1 und 2 wie folgt: Stellen Sie sicher, dass Arm 2 eine Seite des Stiels, die Schlaufe und 3-5 nt der zweiten Stielseite bindet; Arm 1 bindet ein Fragment der zweiten Stielseite.
  5. Öffnen Sie das DinaMelt-Werkzeug28 (siehe Materialtabelle) und analysieren Sie die Sequenzen der Arme und ihre Reverse-Komplement-Sequenzen. Stellen Sie mit dem DinaMelt-Werkzeug sicher, dass der Tm der Arme 2 und 3 über 65 °C liegt: mindestens 10 °C über der Assay-Temperatur (55 °C).
    1. Der Tm von Arm 1 ist mindestens 1-3 °C über der Reaktionstemperatur (55 °C) zu halten, wenn eine hohe Erkennungsselektivität erreicht werden soll29.
  6. Kombinieren Sie die Sequenzen der Arme 1 und 2 mit den Hälften des DNAzyme-Kerns und den F-Sub-Bindungsfragmenten13.
  7. Analysieren Sie die Sekundärstruktur der designten DNA-Stränge mit UNAFold27.
    HINWEIS: 55 °C (Assay-Temperatur), 200 mM Mg2+, 250 mM monovalente Ionen (HEPES, Na+, K+).
    1. Verwenden Sie das Design nur, wenn der Faltwert ΔG kleiner als - 4 kcal/mol ist. Versuchen Sie, lange CG-reiche Sequenzen zu vermeiden. Wenn die Sekundärstruktur zu stabil ist, wird eine Mutation in den Arm eingeführt, um die Faltung ΔG30 zu erhöhen. Alternativ ist das Platzieren von Arm 3 2-3 nt von Arm 2 entfernt eine weitere Strategie, um die Sequenz von Arm 3 zu verändern, um stabile intermolekulare Strukturen zu vermeiden.
  8. Erstellen Sie eine zufällige Sequenz für das DNA-Kachelfragment, das so lang ist wie Arm 3. Kombinieren Sie die Sequenz von Arm 3 mit der DNA-Kachelsequenz über (dT)4-6 oder Ethylenglykol (z. B. Triethylenglykol (TEG) oder Hexaethylenglykol (HEG)). Die im Experiment vorgestellte DNM-Version verwendet (dT)6.
  9. Verknüpfen Sie Arm 2 mit der Sequenz, die komplementär zu dem in Schritt 1.8 ausgewählten DNA-Kachelfragment ist, über einen Linker.
  10. Analysieren Sie die Sekundärstruktur der entworfenen DNA-Stränge mit der UNAFold-Web-App. Stellen Sie sicher, dass die Faltungsenergie jedes DNA-Strangs bei 55 °C über 4 kJ/mol liegt, und vermeiden Sie lange, mit CG angereicherte Sequenzen. Ändern Sie vorzugsweise die Sequenz der DNA-Kachel.
  11. Zeichnen Sie die Struktur mit einer verfügbaren Vektorgrafiksoftware. In diesem Artikel werden Biorender und Pixelmator Pro zur Visualisierung verwendet (siehe Materialtabelle). Überprüfen Sie die Genauigkeit in 5'->3'-Richtungen für jeden Strang.
    HINWEIS: Beziehen Sie die Sequenzen von einem zuverlässigen kommerziellen Anbieter.

2. Funktionstest des DNM

  1. Vorbereitung von Puffer und Reagenzien
    1. Bereiten Sie den Reaktionspuffer vor, der aus 50 mM HEPES (pH 7,5-7,8), 50 mM NaCl, 150 mM KCl und 200 mM MgCl2 besteht. Füllen Sie mit dem entionisierten Wasser bis zu 50 mL.
    2. Bereiten Sie 10 μM Aliquots von Dzb-Tile- und Tile-Arm3-Oligonukleotiden vor. Bereiten Sie 1 μM Lösung des Dza, einen 100 μM F-Sub und 1 nM, 10 nM, 100 nM Analyten in RNase/freiem Wasser oder sterilem deionisiertem Wasser vor. Die Einzelheiten zu den Oligonukleotidsequenzen sind in der Materialtabelle enthalten.
  2. DNM-Montage
    1. Tauen Sie die Oligonukleotidlösungen vor der Verwendung vollständig auf. Vorsichtig durch Klopfen mischen (nicht intensiv vortexen). Schleudern Sie die Lösung mit einer Mikrozentrifuge (schnell, einige Sekunden lang) herunter.
    2. Mischen Sie je 1 μM Dzb-Tile und Tile-Arm3 in 200 μL des Reaktionspuffers in 0,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen.
    3. Mischen Sie das Röhrchen vorsichtig und schleudern Sie die Lösung herunter.
    4. Wickeln Sie den Deckel der geschlossenen Tube mit Paraffinfolie ein. Alternativ können Sie auch Schraubverschlussröhrchen verwenden.
    5. Inkubieren Sie das Röhrchen 2 Minuten lang in einem 500-ml-Becherglas mit kochendem Wasser, schalten Sie dann die Heizung aus und lassen Sie die Temperatur über Nacht passiv abkühlen.
    6. Bereiten Sie die native 12%ige PAGE vor: Mischen Sie 1 ml 10х TBE-Puffer, 3 ml 40% AA:BA, deionisiertes Wasser bis zu 10 ml, 50 μl APS und 5 μl TEMED (siehe Materialtabelle). Bewegen Sie die Mischung in die Gelkassette und lassen Sie sie polymerisieren.
    7. Mischen Sie 1 μL jeder Probe, nämlich den zusammengesetzten DNM, Dzb-Tile und Tile-arm3, mit 1 μL 4x Ladefarbstoff und laden Sie sie in das Gel.
    8. Setzen Sie die Kassette in die Kammer ein, füllen Sie sie mit 1x FSME-Puffer und lassen Sie das Gel 90 min bei 80 V laufen.
    9. Färben Sie das Gel mit Ethidiumbromid und visualisieren Sie es mit einem Gel-Dokumentationssystem (siehe Materialtabelle).
  3. LOD-Assay
    1. Bereiten Sie 160 μl 200 nM F-Sub im Reaktionspuffer vor. Dies geschieht, um den grundlegenden Hintergrund der Substratstabilität zu beurteilen.
    2. Bereiten Sie 7 Aliquots mit 160 μl vorkonfektioniertem DNM, F-Sub und Dza in Konzentrationen von 20 nM DNM und Dza und 200 nM F-Sub im Reaktionspuffer vor. Behalten Sie von den sieben Röhren die Röhre #1 als leeren Hintergrund, um die spontane Assemblierung des DNAzyme-Kerns zu beurteilen.
    3. Geben Sie den Analyten in die Röhrchen #2-7 in den Endkonzentrationen von 1 pM, 10 pM, 100 pM, 200 pM, 500 pM und 1000 pM.
    4. Mischen Sie vorsichtig, schleudern Sie die Röhrchen herunter und klassifizieren Sie die Lösungen in drei 50-μl-Portionen in einer schwarzen 96-Well-Platte. Versiegeln Sie die Platte mit einer optisch transparenten Folie.
    5. Die Platte im Wasserbad bei 55 °C 1 h inkubieren. Schleudern Sie den Teller nach unten.
    6. Messung der Fluoreszenz bei 525 nm (λex = 495 nm). Berechnen Sie den Mittelwert und die Standardabweichung für jeden Punkt.
    7. Berechnen Sie das Verhältnis von Rohton zu Basis, indem Sie das Signal der Röhre, die F-Sub und DNM enthält, durch das Signal der Röhre dividieren, die nur F-Sub enthält. Stellen Sie sicher, dass das Verhältnis im Bereich von 1,1 bis 1,5 liegt.
    8. Berechnen Sie das Signal-zu-Blind-Verhältnis, indem Sie das Signal der Röhre, die F-Sub, DNM und den Analyten enthält, durch das Signal der Röhre dividieren, die nur F-Sub und DNM enthält. Betrachten Sie das Signal als richtig positiv, wenn es höher ist als der Hintergrunddurchschnitt plus drei Standardabweichungen.
    9. Wiederholen Sie den Versuch zweimal, und stellen Sie sicher, dass die Standardabweichung zwischen den analytischen Wiederholungen weniger als 0,5 beträgt.

Ergebnisse

Ziel des ersten Experiments war es, den Aufbau des DNM vor dem synthetischen Fragment des Analyten zu zeigen. Alle DNM-Stränge, aus denen sie bestehen, wurden dem Reaktionspuffer zugesetzt und im Becherglas assembliert. Der assemblierte DNM-Komplex wurde durch natives PAGE auf seine korrekte Größe und Homogenität bewertet. Native PAGE zeigt den assemblierten DNM mit dem Analyten in Spur 1 und zwei DNM-Strängen in den Spuren 2 und 4. Wenn die DNA-Nanomaschine nicht assembliert würde, wären 2 oder 3 separate Banden anstelle einer einzigen Bande mit geringer Mobilität sichtbar (Spur 2 in Abbildung 2A).

Der zweite Teil des Protokolls beinhaltet die funktionelle Charakterisierung der DNM-Leistung und den Nachweis von Zielnukleinsäuren. In dieser Studie wurde das synthetische Fragment von EBV 13972-14154 verwendet. Zu diesem Zweck wurden die Fragmente der vorassemblierten DNMs zusammen mit dem Dza mit verschiedenen Konzentrationen des Analyten für 1 h bei 55 °C inkubiert. Es wurden zwei Kontroll-Fluoreszenzsignalwerte gemessen: der der vorassemblierten DNM-Fragmente und Dzb ohne Analyt (Blind) und der des Hintergrunds von F-Sub (basisch). Es wurden drei technische Messungen durchgeführt. Für die Statistik wurden auch drei unabhängige Studien durchgeführt. Bemerkenswert ist, dass die Magnesiumkonzentration in dieser Studie höher ist als in der Literaturzu finden 30. Ein hoher Gehalt an Magnesiumionen erhöht das Signal in allen Reagenzgläsern, da sie eine spontane F-Sub-Spaltung fördern31. Wir haben die Zusammensetzung des Reaktionspuffers in den Vorstufen der Technologieentwicklung optimiert und diesen Prozess nicht bei jeder Studie wiederholt.

Nach 1 h Inkubation wurde die Fluoreszenz der Probe mit einem Spektrofluorometer gemessen (siehe Materialtabelle). Um die Detektion der analysierten DNA durch das DNM zu bestätigen, verglichen wir das Fluoreszenzsignal des mit der analysierten DNA assemblierten Sensors mit dem der Negativkontrolle, die keinen zugesetzten Analyten enthält. Das Signal-zu-Blind-Verhältnis (ein Verhältnis zwischen den mittleren relativen Fluoreszenzeinheiten der Wells, die den Analyten enthalten, und der Wells ohne Analyt) sollte nicht weniger als 1,5 betragen, um eine erfolgreiche Detektionzu bestätigen 32. Das Blind-zu-Bas-Verhältnis (Fluoreszenz der Sensorreaktion in Abwesenheit von Analyten dividiert durch die Fluoreszenz der reinen F-Sub-Kontrolle) sollte im Bereich von 1,1-1,5 liegen; Dieses Verhältnis kann durch Ändern der DNM- und Dzb-Konzentrationen angepasst werden (der typische Konzentrationsbereich beträgt jeweils 5-20 nM). In unserer Praxis wird die Detailgenauigkeit als Schnittpunkt der Trendlinie und drei Standardabweichungen über dem mittleren Leerwert quantifiziert (Abbildung 2B). Das DNM ist wirksam, wenn die Detailgenauigkeit <100 pM33 beträgt. Das DNM muss neu gestaltet werden, wenn der LOD höher als 100 pM ist.

figure-results-1
Abbildung 1: Das in dieser Studie verwendete dreiarmige DNM. Drei Oligonukleotide, Dza, Dzb-Tile und Tile-Arm3, sind grün, blau bzw. violett markiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: DNM-Charakterisierung. (A) Assemblierung des DNM mittels nativer Elektrophorese in 12 % Polyacrylamidgel, 80 V, 1 h, unter Verwendung einer 50 bp+ DNA-Leiter. (B) Die Nachweisgrenze für synthetische DNA nach einer 60-minütigen Inkubation bei 55 °C. Die horizontale Linie steht für den Schwellenwert und die vertikale Linie für den LOD. Die Durchschnittswerte von drei unabhängigen Messungen werden mit einer Standardabweichung dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Das Design von DNA-Maschinen ist einfach, erfordert aber etwas Erfahrung in der Entwicklung von Hybridisierungssonden oder funktionellen DNA-Nanostrukturen. Es ist angebracht, das Analytfragment so kurz wie möglich zu halten, um die Anzahl möglicher Sekundärstrukturen zu verringern und die DNM-Invasion in die Sekundärstruktur zu vereinfachen. Der CG-Gehalt sollte vorzugsweise unter 60 % liegen, um stabile intramolekulare Strukturen zu vermeiden. Die erfolgreiche Montage des DNM wird bei langsamen Abkühlraten erreicht. In einigen Fällen können DNMs spontan in das Rohr eingebaut werden, und der Glühschritt kann entfallen. Die DNM-Montage kann in einem Thermocycler mit 0,1-0,3 °C/min oder in großen Mengen Kühlwasser durchgeführt werden. Im Falle einer unsachgemäßen DNM-Montage empfehlen wir, die Temperaturänderung während des Glühschritts zu verlangsamen.

Um die LOD zu messen, werden mindestens sieben Analytkonzentrationspunkte benötigt: die Analytkonzentration von 0 pM, die F-sub + DNM ist, und sechs verschiedene Analytkonzentrationen, z. B. im Bereich von 1 nM bis 1 pM, um die lineare Abhängigkeit zu beobachten (Abbildung 2B). Oft wurden mehr als sieben Konzentrationspunkte für eine höhere Genauigkeit verwendet. Für jeden Konzentrationspunkt sollten drei technische Versuche (je 50 μl) durchgeführt werden. Daher betrug das Gesamtvolumen für jede Konzentration 160 μl (10 μl Überschuss unter Berücksichtigung des Pipettenfehlers).

Die DNM-Technik weist eine höhere Sensitivität für SNVs auf als andere auf Hybridisierung basierende Systeme. Eine hohe Selektivität gegenüber SNV kann für bestimmte Ziele relevant sein, wie z. B. die Identifizierung von Punktmutationen, die mit der bakteriellen Genotypisierung assoziiert sind22 oder die Selektion von Heterozygoten in Pflanzen25. Unspezifische Analyten würden das gleiche experimentelle Verfahren erfordern. Um ein Unverständnis der SNV gegenüber einer niedrigen Konzentration des Analyten zu vermeiden, schlagen wir vor, das Signal des experimentellen unbekannten Analyten mit dem Signal eines bekannten vollständig komplementären Analyten der gleichen Konzentration zu vergleichen.

Die Methode kann erfolgreich auf ssDNA-, miRNA-, gefaltete RNA- oder dsDNA-Amplikone angewendet werden. Lange RNA- oder dsDNA-Fragmente, insbesondere CG-reiche, können eine DNM erfordern, die mit 4-6 Analyt-Bindungsarmen ausgestattet ist, während zwei Analyt-Bindungsarme für einzelsträngige Analyten mit einer instabilen Sekundärstruktur (ΔG-Faltung über -10 kcal/mol) ausreichend sind. Die Methode kann für den Nachweis von PCR-, SDA- oder LAMP-Amplikons angewendet werden. DNM kann für den amplifikationsfreien Nachweis von rRNA in gekochten Proben von Bakterienkulturen verwendet werden, ohne die Gesamt-RNA 22,34,35 zu isolieren. Die Technik funktioniert möglicherweise nicht gut bei Konzentrationen so niedrig wie dem femtomolaren Niveau und bei dsDNA-Fragmenten, deren CG-Gehalt in den flankierenden Regionen höher als 65 % ist. Der CG-Gehalt kann z.B. mit dem Biologics CG-Gehaltsrechner36 geschätzt werden. Wir schlagen vor, den DNM-Designs Hakenteile37 hinzuzufügen, um die Empfindlichkeit zu erhöhen oder die dsDNA in Fällen mit hohem CG-Gehalt in ssDNA umzuwandeln. Eine weitere Einschränkung der Methode besteht darin, dass die DNMs empfindlich auf die Qualität der Proben reagieren, so dass die Nukleinsäuren zu sorgfältig gereinigt werden müssen. Gleiches gilt für die Qualität der Oligonukleotidsequenzen von DNMs. Es wird daher vorgeschlagen, die Stabilität und Reinheit jeder Oligonukleotidversorgung zu überprüfen. Im Vergleich zu herkömmlichen Amplifikationstechniken erfordert das Design der DNMs Fähigkeiten und ist zum Zeitpunkt der Veröffentlichung des Artikels fast vollständig manuell. Die DNMs benötigen einige Voruntersuchungen an synthetischen Fragmenten, bevor sie tatsächlichen DNA- oder RNA-Proben unterzogen werden, wodurch die Gesamtdauer der Entwicklung des Testsystems verlängert wird.

Die Methode ist vielseitig und kann verschiedene Arten von Reportersonden verwenden. Es kann gemultiplext werden38, und die Technik kann in eine kolorimetrische Version umgewandelt werden, wenn der F-Sub durch ein G-Quadruplex-bildendes Substrat39 ersetzt wird. Das Vorhandensein von Polymerase ist mit Fehlern im Strangwachstum verbunden; Daher ist dieses Verfahren aufgrund des Mangels an verderblichen Proteinenzymen und des robusten und einfachen Nachweisverfahrens gegenüber der herkömmlichen real-time PCR und der digitalen PCR sowie anderen nukleaseabhängigen Techniken, wie SHERLOCK und DETECTR, vorteilhaft40,41.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Danksagungen

Die Autoren danken Ekaterina V. Nikitina für die freundliche Bereitstellung von gDNA von EBV. Muhannad Ateiah, Maria Y. Berezovskaya und Maria S. Rubel danken dem Ministerium für Bildung und Wissenschaft der Russischen Föderation (Förderkennzeichen FSER-2022-0009) und dem Programm Priority 2030.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,5 mL RöhrchenBiofilCFT011015
100 bp+ DNA LeiterEvrogenNL002
100-1000 µ L PipetteKirgenKG-Pro1000
10-100 µ L PipetteKirgenKG-Pro100
1-10 µ L PipetteKirgenKG-Pro10
20-200 µ L PipetteKirgenKG-Pro200
2-20 µ L-PipetteKirgenKG-Pro20
4x Gel Loading FarbstoffEvrogenPB020
Acrylamid 4KAppliChemA1090,0500
AmmoniumpersulfatCarl Roth2809447
BiorenderBiorenderhttps://www.biorender.com
BisacrylamidMolekula22797959
BorsäureTechSnabH-0202
ChemiDoc BildgebungssystemBioRad12003153
Costar 96-Well Schwarze PolystyrolplatteCorningCOS3915
DinaMeltRNA Institutehttp://www.unafold.org/Dinamelt/applications/two-state-melting-hybridization.php
EDTA AmrescoAm-O105
EthidiumbromidBioLabMixEtBr-10
HEPESAmrescoAm-O485
MagnesiumchloridAppliChem131396
Mini Protean Tetra CellBioRad1658001EDU
Pipette 10 & Mikro; L-SpitzenKirgenKG1111-L
Pipette 1000 & Mikro; L-SpitzenKirgenKG1636
Pipette 200 & Mikro; L SpitzenKirgenKG1212-L
Pixelmator ProPixelmator Teamhttps://www.pixelmator.com/pro/
KaliumchloridCarlRoth 1782751
PowerPac Basic Power SupplyBioRad1645050
RNAse/DNAse freies WasserInvitrogen10977049
Siegelfolie für PCR-PlattenSovtechP-502
NatriumchloridVektonHCh (0,1)
Spark Multimode-Mikroplatten-ReaderTecanSpark- 10M
T100 AmplifikatorBioRad10014822
TEMEDMolekula68604730
Tris(hydroxymethyl)aminomethanAmrescoAm-O497
UNAFoldRNA Institutehttp://www.unafold.org/mfold/applications/dna-folding-form.php
WasserbadLOIPLB-140
Verwendete Oligos
Analyt:Evrogendirekte Ordnung, Standard-Entsalzungsreinigung
GAGCACTTGGTCAGGCACGG
ACAGGGTCAGCGGAGGACGCG
TGGCACAGCAGCCCGGGGTAG
GTCCCCTGGACCTGCCGCTGG
CGGACTACGCCTTCGTTGC
Tile-Arm3:Evrogendirekte Bestellung, Standard-Entsalzungsreinigung
CCG GGCTGCTGTGCCATTTT
TTGCTGACTACTGTCACCTCT
CTGCTAGTCT
Dzb-Tile: AGACTAGCAGAGAGGTGACAG
TAGTCAGCTTTTTTCGCGTCCTC
CGCTGACCACAACGAGAGGAA
ACCTT		Evrogendirekte Bestellung, Standard-Entsalzungsreinigung
Dza: TGCCCAGGGAGGCTAGCTCT
GTCCGTGTGTGCCTGACCA		Evrogendirekte Bestellung, Standard-Entsalzungsreinigung
F-sub Oligonukleotid: AAGGTT(FAM)TCCTCrGrU
CCCTGGGCA-BHQ1		DNA-Syntezdirekte Ordnung, HPLC-Aufreinigung

Referenzen

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