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Methodenartikel

Charakterisierung von Multidrug-Efflux-Systemen in Acinetobacter baumannii unter Verwendung eines Efflux-defizienten Bakterienstamms und eines Single-Copy-Genexpressionssystems

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DOI:

10.3791/66471

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5. Januar 2024

 , 
1Department of Microbiology, University of Manitoba

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein einfaches Verfahren zur chromosomalen Einzelkopie-Komplementierung eines Efflux-Pumpengens unter Verwendung eines mini-Tn7-basierten Expressionssystems in einen gentechnisch veränderten Efflux-defizienten Stamm von Acinetobacter baumannii. Dieses präzise genetische Werkzeug ermöglicht eine kontrollierte Genexpression, die für die Charakterisierung von Effluxpumpen in multiresistenten Krankheitserregern von entscheidender Bedeutung ist.

Zusammenfassung

Acinetobacter baumannii ist aufgrund seiner weit verbreiteten Resistenz gegen Antibiotika als anspruchsvoller gramnegativer Erreger anerkannt. Es ist entscheidend, die Mechanismen hinter dieser Resistenz zu verstehen, um neue und wirksame Therapieoptionen zu entwickeln. Leider wird unsere Fähigkeit, diese Mechanismen bei A. baumannii zu untersuchen, durch den Mangel an geeigneten Genmanipulationswerkzeugen behindert. Hier beschreiben wir Methoden zur Verwendung eines chromosomalen mini-Tn7-basierten Systems, um eine Einzelkopie-Genexpression in einem A. baumannii-Stamm zu erreichen, dem funktionelle RND-Typ-Efflux-Mechanismen fehlen. Einzelkopieninsertion und induzierbare Effluxpumpenexpression sind sehr vorteilhaft, da das Vorhandensein von RND-Efflux-Operonen auf Plasmiden mit hoher Kopienzahl von Bakterienzellen oft schlecht vertragen wird. Darüber hinaus hilft der Einbau rekombinanter mini-Tn7-Expressionsvektoren in das Chromosom eines Surrogat-A . baumannii-Wirts mit erhöhter Effluxempfindlichkeit, Interferenzen durch andere Effluxpumpen zu umgehen. Dieses System ist nicht nur für die Untersuchung uncharakterisierter bakterieller Effluxpumpen wertvoll, sondern auch für die Bewertung der Wirksamkeit potenzieller Inhibitoren, die auf diese Pumpen abzielen.

Einleitung

Acinetobacter baumannii ist aufgrund seiner umfassenden Resistenz gegen alle Klassen von Antibiotika ein Krankheitserreger der Weltgesundheitsorganisation mit höchster Priorität1. Es ist ein opportunistischer Erreger, der hauptsächlich hospitalisierte, verletzte oder immungeschwächte Menschen betrifft. A. baumannii entzieht sich Antibiotika weitgehend über Effluxpumpen, wobei die relevanteste die Exporteursfamilie der Resistance-Nodulation-Division (RND)ist 2. Wenn man versteht, wie diese Effluxpumpen mechanistisch funktionieren, kann man gezielte therapeutische Optionen entwickeln.

Eine gängige Methode, um zelluläre Prozesse spezifisch zu unterscheiden, ist die genetische Manipulation. Die für genetische Studien von A. baumannii verfügbaren Werkzeuge sind jedoch begrenzt, und um das experimentelle Design weiter zu verwirren, sind klinische Isolate oft resistent gegen die Antibiotika, die routinemäßig für die Selektion bei genetischen Manipulationen verwendet werden3. Eine zweite Hürde bei der Untersuchung von Ausflusspumpen besteht darin, dass sie streng reguliert werden - oft durch unbekannte Faktoren -, was es schwierig macht, eine einzelne Pumpe genau zu isolieren und ihrer Funktion zuzuordnen4. Angesichts dieser Notwendigkeit, den Forschungswerkzeugkasten zu erweitern, haben wir ein induzierbares Mini-Tn7-basiertes, induzierbares Expressionssystem mit Einzelkopie-Insertion entwickelt, das eine Flp-Rekombinase-Zielkassette (FRT) enthält, die die Entfernung des Selektionsmarkers 5,6,7 ermöglicht (Abbildung 1). Dieses elegante Klonierungs- und Expressionssystem wurde erstmals für Pseudomonas 8,9,10 entwickelt und verwendet, um Einzelkopie-Effluxpumpenkomplemente in einen RND-Effluxpumpen-defizienten Stamm von A. baumannii (ATCC 17978::ΔadeIJK,Δ adeFGH,Δ adeAB: im Folgenden als A. baumannii AB258 bezeichnet) zu erzeugen, den wir11. Wenn man in der Lage ist, eine Effluxpumpe nach der anderen zu untersuchen und die Bakterienzellen nicht mit einer hohen Kopienexpression zu überfordern (wie es im Allgemeinen bei plasmidbasierten Expressionssystemen der Fall ist), kann man die kritischen, physiologischen Aspekte jeder Effluxpumpe mit minimaler Interferenz und reduzierten Komplikationen besser kennenlernen.

Dieser Artikel beschreibt, wie das Mini-Tn7-System verwendet wird, um ein deletiertes Gen von Interesse, die RND-Effluxpumpe adeIJK, durch eine Reihe von unkomplizierten Schritten, die im Laufe von 9 Tagen durchgeführt werden, in das Chromosom von A. baumannii AB258 zu ergänzen7. Die erste Gruppe von Schritten führt die deletierten Effluxpumpengene, die in das mini-Tn7-basierte Insertionsplasmid kloniert wurden (Abbildung 2A), an der einzelnen att-Tn7-Insertionsstelle stromabwärts des gut konservierten glmS-Gens wieder ein (Abbildung 3A). Dieser Prozess wird durch ein nicht-replikatives Helferplasmid (Abbildung 2B) erleichtert, das für die Transposase-Gene kodiert, die für die Tn7-gesteuerte Insertion benötigt werden. Die zweite Gruppe von Schritten verwendet ein Exzisionsplasmid (Abbildung 2C) zur Flp-Rekombinase-vermittelten Entfernung des Gentamicin-Gens, flankiert von FRT-Stellen (Abbildung 3B), um einen unmarkierten Stamm zu erzeugen. Obwohl dieses System verwendet wird, um die wesentlichen Rollen und möglichen Inhibitoren von RND-Effluxpumpen in Bezug auf Antibiotikaresistenz aufzuklären, kann es zur Untersuchung jedes Gens von Interesse verwendet werden.

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Protokoll

1. Experimentelle Vorbereitung

  1. Reinigen Sie das Plasmid pUC18T-mini-Tn7T-LAC-Gm9 (Insertionsplasmid, Abbildung 2A) mit dem interessierenden Gen.
    HINWEIS: Hier ist das interessierende Gen adeIJK. Die endgültige Plasmidkonzentration sollte ≥100 ng/μl betragen.
  2. Reinigen Sie das Helferplasmid (pTNS2)9 und das Exzisionsplasmid (pFLP2ab)6 (Abbildung 2B, C), idealerweise auf eine endgültige Plasmid-DNA-Konzentration von ≥100 ng/μl.
  3. Bereiten Sie 50 ml steriles Reinstwasser und 25 ml sterile LB-Bouillon (Lennox) vor (siehe Materialtabelle).
  4. Bereiten Sie mindestens 10 LB-Agarplatten vor, die jeweils die folgenden Zusätze enthalten: einfach (ohne Zusatzstoffe), Gentamicin (Gm) mit 50 μg/ml, Carbenicillin (Cb) mit 200 μg/ml (zur Auswahl über das Ampicillin-Resistenzgen) und 5% Saccharose (siehe Materialtabelle).
  5. Streichen Sie den Stamm aus, der zum Einsetzen auf LB-Agar verwendet werden soll, und inkubieren Sie ihn bei 37 °C für 16-18 h. Hier wird A. baumannii AB258 verwendet.
    HINWEIS: Dieses Protokoll muss so weit wie möglich in einer sterilen Umgebung durchgeführt werden, indem ein Bunsenbrenner auf dem Labortisch oder eine biologische Sicherheitswerkbank verwendet wird. Alle Verbrauchsmaterialien (Pipettenspitzen, Impfösen, Mikrofugenröhrchen usw.) müssen steril sein.

2. Vorbereitung der Kultur

  1. Eine einzelne Kolonie von A. baumannii AB258 in 4 ml LB-Bouillon in einem sterilen 13-ml-Kulturröhrchen mit einer sterilen Impföse oder einem sterilen hölzernen Impfstäbchen impfen.
    HINWEIS: Eine einzelne 4-ml-Kultur wird für eine Probe und eine Kontrolle verwendet. Erhöhen Sie die Anzahl der Kulturen in Abhängigkeit von der Anzahl der benötigten Proben.
  2. Über Nacht bei 37 °C unter Schütteln (250 U/min) inkubieren.
  3. Stellen Sie eine Flasche steriles destilliertes Wasser (25-50 ml) über Nacht auf 4 °C, um sie in Schritt 3 zu verwenden.

3. Vorbereitung elektrokompetenter Zellen

  1. Legen Sie alle sterilen 1,5-ml-Mikrofugeröhrchen (zwei pro Kultur) und sterilen Elektroporationsküvetten (zwei pro Kultur) auf Eis (siehe Materialtabelle). Halten Sie die Proben während des gesamten Verfahrens so weit wie möglich auf Eis.
  2. Stellen Sie die Flasche mit sterilem Wasser, die bei 4 °C gelagert wurde, auf Eis.
  3. Übertragen Sie 1,5 ml der Bakterienkultur über Nacht in eines der 1,5 ml-Mikrofugenröhrchen.
  4. Zentrifugieren Sie 2 Minuten lang bei 13.000 x g , um die Zellen zu pelletieren.
    HINWEIS: Die Zentrifugation würde idealerweise bei 4 °C durchgeführt, aber die Zentrifugation bei Umgebungstemperatur ist akzeptabel und nicht schädlich.
  5. Entfernen Sie mit einer 1-ml-Pipette den gesamten Überstand, ohne das Zellpellet zu stören.
  6. Geben Sie weitere 1,5 ml Bakterienkultur in dasselbe Mikrofugenröhrchen. 2 Minuten bei 13.000 x g zentrifugieren und dann den gesamten Überstand entfernen.
  7. Wiederholen Sie Schritt 3.6 ein letztes Mal mit den verbleibenden 1 ml Kultur.
  8. Geben Sie 1 ml eiskaltes, steriles Wasser in das Zellpellet und resuspendieren Sie es durch vorsichtiges Pipettieren, bis das Pellet nicht mehr am Boden des Mikrofuge-Röhrchens sitzt.
  9. Zentrifugieren Sie die resuspendierten Zellen bei 13.000 x g für 2 min.
  10. Entfernen Sie den Überstand vorsichtig mit einer 1-ml-Pipette. Gießen Sie den Überstand nicht ab, insbesondere in den nachfolgenden Waschschritten, wenn die Zellen dazu neigen, weniger kompakte Pellets zu bilden.
  11. Wiederholen Sie diesen Waschschritt mit eiskaltem sterilem Wasser, Schritte 3.8 bis Schritt 3.10, noch zweimal.
  12. Resuspendieren Sie das endgültige Zellpellet vorsichtig in 200 μl eiskaltem, sterilem Wasser.
  13. 100 μl der endgültigen Zellsuspension in das zweite eiskalte 1,5-ml-Mikrofugenröhrchen überführen. Dieses zweite Aliquot wird zur Negativkontrolle für die Elektroporation. Bewahren Sie die Zellproben auf Eis auf.

4. Elektroporation

  1. 1 ml LB-Bouillon und eine LB + Gm50-Agarplatte (hergestellt in Schritt 1.4) für jede Probe vorwärmen und in einem statischen Inkubator auf 37 °C kontrollieren.
  2. In einem kombinierten Volumen von 5 μl oder weniger werden jeweils 100-200 ng des pTNS2-Helferplasmids und des pUC18T-mini-Tn7T-LAC-Gm-adeIJK-Insertionsplasmids zu einem Aliquot elektrokompetenter Zellen hinzugefügt.
  3. Mischen Sie mit sanftem Fingertippen, um eine vollständige Vermischung der Plasmide mit den elektrokompetenten Zellen ohne Blasenbildung zu gewährleisten.
  4. Ein äquivalentes Volumen sterilen destillierten Wassers in das Aliquot der Negativkontrollzelle geben und vorsichtig wie oben beschrieben mischen.
  5. Inkubieren Sie die Proben 20 Minuten lang auf Eis.
  6. Übertragen Sie die gesamte Zellprobe in eine eiskalte Elektroporationsküvette und legen Sie die Küvette dann wieder auf Eis. Wiederholen Sie dies für die Probe der Negativkontrollzelle.
  7. Elektroporate die Zellprobe.
    1. Schalten Sie den Elektroporator ein und stellen Sie ihn auf 2,0 kV (25 μF, 200 Ω) ein (siehe Materialtabelle).
    2. Wischen Sie die Oberfläche der Küvette mit einem weichen Tuch ab, um anhaftendes Eis oder Feuchtigkeit zu entfernen.
    3. Führen Sie die Küvette in den Elektroporator ein und geben Sie den Stromschlag ab.
    4. Geben Sie sofort 0,9 ml vorgewärmte LB-Bouillon zu den Zellen in der Küvette und pipettieren Sie vorsichtig auf und ab, um die Zellen mit dem Medium zu mischen.
    5. Übertragen Sie die gesamte Zellsuspension in ein neues 1,5-ml-Mikrofugenröhrchen (Raumtemperatur).
    6. Überprüfen Sie den Zeitkonstantenwert am Elektroporator. Für beste Ergebnisse sollte dieser Wert zwischen 4 und 6 liegen.
  8. Wiederholen Sie das Elektroporationsverfahren (Schritte 4.7.1 bis Schritt 4.7.6) für die Probe der Negativkontrollzelle.
  9. Inkubieren Sie die elektroporierten Proben bei 37 °C für 1 h bei 250 U/min, um eine Zellrückgewinnung zu ermöglichen.
  10. Verteilen Sie mit einem Impfstreuer 100 μl jeder elektroporierten Zellprobe auf einer vorgewärmten LB + Gm50 Agarplatte.
    1. Zentrifugieren Sie die verbleibenden Proben 2 Minuten lang bei 13.000 x g , um die Zellen zu pelletieren.
    2. Nachdem Sie den gesamten Überstand mit einer Pipette entfernt haben, resuspendieren Sie die Zellen in 100 μl LB-Brühe.
    3. Jede gesamte Probe wird auf einzelne vorgewärmte LB + Gm50 Agarplatten verteilt.
      HINWEIS: Die Effizienz der Elektroporation kann dehnungsabhängig sein. Bei der erstmaligen Elektroporation eines Stammes kann es informativ sein, verschiedene Volumina oder sogar Verdünnungen der Elektroporationsprobe auszuplattieren, um sicherzustellen, dass die resultierenden Platten isolierte Kolonien aufweisen.
  11. Inkubieren Sie die Platten bei 37 °C für 16-18 h.

5. Auswahl transformierter Kolonien für das PCR-basierte Screening

  1. Überprüfen Sie die Elektroporationsplatten. Die Negativkontrolle sollte keine Kolonien haben; Die Probe sollte unterschiedliche Kolonien haben.
    HINWEIS: Platten mit Kolonien können in diesem Schritt und in allen nachfolgenden Schritten, in denen Agarplatten mit Kolonien oder Pflastern hergestellt werden, bis zu 3 Tage bei 4 °C gelagert werden, bevor sie fortfahren.
  2. Entnehmen Sie mit sterilen Zahnstochern bis zu 10 Einzelkolonien von den LB + Gm50 Agarplatten und flicken Sie sie auf eine frische LB + Gm50 Agarplatte.
  3. Inkubieren Sie die Platten bei 37 °C für 16-18 h.

6. Überprüfung der chromosomalen Insertion durch Kolonie-PCR

  1. Entfernen Sie die LB + Gm50 Agarplatten mit den geflickten Kolonien aus dem Inkubator.
  2. Entfernen Sie mit einem sterilen Zahnstocher oder einer sterilen Pipettenspitze eine kleine Portion (etwa die Größe einer großen Kolonie) aus einem Pflaster in 20 μl steriles destilliertes Wasser in einem 0,2-ml-PCR-Röhrchen. Gut mischen. Die Wasserprobe sollte sichtbar trüb werden, wenn die Zellen aus dem Zahnstocher gelöst werden. Bereiten Sie eine beliebige Anzahl von Proben vor, die gescreent werden müssen, aber 6 sollten ausreichen.
  3. Inkubieren Sie das PCR-Röhrchen mit der Bakteriensuspension bei 100 °C für 5-10 Minuten.
  4. Schleudern Sie die Probe mit einer Mini-Zentrifuge (siehe Materialtabelle) 2 Minuten lang mit der festgelegten maximalen Geschwindigkeit, um Zellreste zu pelletieren.
  5. Übertragen Sie den Überstand in ein neues 0,2-ml-PCR-Röhrchen und legen Sie es auf Eis. Diese Probe enthält die Template-DNA für die PCR-Reaktion.
    HINWEIS: Diese Template-DNA kann bei -20 °C gelagert werden, bevor mit der PCR fortgefahren wird.
  6. Bereiten Sie ein PCR-Reaktionsgemisch vor, das 1x Polymerasepuffer, 200 μM dNTPs, 0,18 μM ABglmS2_F_New Forward-Primer, 0,18 μM Tn7R-Reverse-Primer (Tabelle 1), 1 U Taq-DNA-Polymerase und 1 μl der vorbereiteten Template-DNA in einem Gesamtvolumen von 25 μl enthält. Bereiten Sie eine No-Template-Kontrolle (NTC) vor, die alle bis auf die Template-DNA enthält (siehe Materialtabelle).
  7. Geben Sie die Reaktionsbedingungen in einen Thermocycler ein: 95 °C für 2 min; 95 °C für 30 s, 49 °C für 30 s und 72 °C für 30 s für insgesamt 35 Zyklen; 72 °C für 10 min; 12 °C halten. Führen Sie die Beispiele aus.
  8. Nach der Zugabe von DNA-Ladefarbstoff zu einer Endkonzentration von 1x werden 10 μl jeder PCR-Reaktion auf ein 2%iges Agarosegel geladen und 40 Minuten lang bei 80 V ausgeführt. Die erwartete Amplikongröße für dieses Primerpaar beträgt 382 bp. Der NTC sollte keine Bänder haben.
  9. Identifizieren Sie die Proben, die das erwartete PCR-Produkt hergestellt haben. Bereiten Sie eine Streifenplatte auf LB + Gm50-Agarplatten aus einem der PCR-positiven Pflaster vor; Bei 37 °C 16-18 h inkubieren. Ziel ist es, eine Platte mit einzelnen Kolonien für die Herstellung eines Glycerinbestands zu erzeugen, um diesen markierten Stamm zu konservieren und als Ausgangspunkt für die Erzeugung eines unmarkierten Stammes (siehe unten).

7. Entfernung des GMR-Markers mit pFLP2ab

  1. Befolgen Sie das in Schritt 2: Kulturvorbereitung beschriebene Verfahren. Die zur Vorbereitung der Übernachtkultur verwendete Probe ist eine einzelne Kolonie aus den LB + Gm50-Agarplatten , die in Schritt 6.9 zur Erzeugung diskreter Kolonien vorbereitet wurden.
  2. Befolgen Sie das in Schritt 3: Vorbereitung elektrokompetenter Zellen beschriebene Verfahren. Bereiten Sie die Zellen aus der Übernachtkultur für die Elektroporation vor.
  3. Befolgen Sie das in Schritt 4 beschriebene Verfahren: Elektroporation. Hier ist das Plasmid, das in die Zellen eingeführt werden soll, pFLP2ab (100-200 ng), das das Gentamicin-Resistenzgen entfernt und das chromosomal eingefügte Gen von Interesse flankiert.
  4. Nachdem sich die Zellen 1 h lang erholt haben (Schritt 4.9), verteilen Sie 100 μl der elektroporierten Zellprobe auf einer vorgewärmten LB + Cb200-Agarplatte (hergestellt in Schritt 1.4). Dieser Selektionsdruck stellt sicher, dass nur Zellen wachsen, die das pFLP2-Ab-Exzisionsplasmid beherbergen.
  5. Inkubieren Sie die Platten bei 37 °C für 16-18 h.
  6. Überprüfen Sie die Platte auf Kolonien. Die Negativkontrollplatte sollte keine Kolonien haben; die LB + Cb200 Agar-Probenplatte sollte unterschiedliche Kolonien aufweisen.
  7. Mit sterilen Zahnstochern bis zu 20 isolierte Kolonien auf eine LB + Cb200 Agarplatte und eine LB + Gm50 Agarplatte kreuzen.
  8. Inkubieren Sie die Platten 16-18 h bei 37 °C.
  9. Überprüfen Sie die Platten auf Flicken. Bei Klonen, die auf der LB + Cb200-Agarplatte , aber nicht auf der LB + Gm50-Agarplatte wachsen, wurde das Gentamicin-Resistenzgen aus dem ursprünglichen Insert entfernt.
  10. Wählen Sie die Pflaster aus, die Carbenicillin-resistent und Gentamicin sind, die anfällig für Streifen auf einzelnen LB-Agarplatten sind, die mit 5% (w/v) Saccharose ergänzt sind, wodurch die Ausstoßung des pFLP2-ab-Plasmids aus den Bakterien erzwungen wird. Wähle bis zu 10 Kolonien.
  11. Inkubieren Sie die Platten 16-18 h bei 37 °C.
  12. Überprüfen Sie die Platten auf Kolonien.
  13. Als endgültige Bestätigung des pFLP2-ab-Plasmidverlusts werden 4-6 isolierte Kolonien von den 5%igen Saccharoseplatten auf eine LB + Cb200-Agarplatte und eine LB-Agarplatte gepatcht.
  14. Inkubieren Sie die Platten 16-18 h bei 37 °C.
  15. Wählen Sie einen Klon, der auf der LB-Agarplatte wächst und Carbenicillin-empfindlich ist, für die Herstellung eines Glycerinstocks, um diesen unmarkierten Stamm zu erhalten.
    1. Die genetische Überprüfung des unmarkierten Stammes kann mit der Kolonie-PCR (Schritt 6: Überprüfung der chromosomalen Insertion durch Kolonie-PCR) unter Verwendung der Primer durchgeführt werden, die auf das Gentamicin-Resistenzgen abzielen.
    2. Bereiten Sie ein PCR-Reaktionsgemisch vor, das 1x Polymerasepuffer, 200 μM dNTPs, 0,18 μM Gm_F Vorwärtsprimer, 0,18 μM Gm_R Reverse-Primer (Tabelle 1), 1 U Taq-DNA-Polymerase und 1 μl der vorbereiteten Matrizen-DNA in einem Gesamtvolumen von 25 μl enthält. Bereiten Sie eine No-Template-Kontrolle (NTC) vor, die alle außer der Matrizen-DNA enthält. und eine Positivkontrolle unter Verwendung von DNA aus dem markierten Stamm.
    3. Geben Sie die Reaktionsbedingungen in einen Thermocycler ein: 95 °C für 2 min; 95 °C für 30 s, 50 °C für 30 s und 72 °C für 40 s für insgesamt 35 Zyklen; 72 °C für 10 min; 12 °C halten. Führen Sie die Beispiele aus.
    4. Nach der Zugabe von DNA-Ladefarbstoff zu einer Endkonzentration von 1x werden 10 μl jeder PCR-Reaktion auf ein 1%iges Agarosegel geladen und 40 Minuten lang bei 80 V ausgeführt. Die erwartete Amplikongröße für dieses Primerpaar beträgt 525 bp. Die Positivkontrolle sollte ein einzelnes Band haben; die Samples und der NTC sollten keine Bänder haben.

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Ergebnisse

Das Chromosomeninsertionsverfahren dauert insgesamt nur 2 Stunden über 3 Tage, um ein Ergebnis zu sehen - Kolonien wachsen auf einer selektiven Agarplatte (Abbildung 1A-C). Die erwartete Anzahl von Kolonien auf der Transformationsplatte ist stammabhängig: Man kann 20-30 oder sogar Hunderte von Kolonien sehen, da die Insertion von Tn7 an attTn7-Stellen spezifisch und effizient ist9. Das Patchen von Transformationsplattenkoloni...

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Diskussion

Auch wenn dieses Verfahren zur chromosomalen Insertion eines induzierbaren Einzelkopie-Genexpressionssystems in A. baumannii technisch einfach und nicht arbeitsintensiv ist, gibt es einige wichtige Schritte, die hervorgehoben werden müssen. Zunächst muss die Präparation der kompetenten Zellen so weit wie möglich auf Eis erfolgen, da die Zellen beim Austausch des Mediums durch eiskaltes Wasser zerbrechlich werden. Idealerweise werden die Zentrifugationsschritte bei 4 °C durchgeführt, aber eine Zentrifugation bei ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch einen Discovery Grant des Natural Science and Engineering Council of Canada an AK unterstützt. Die in den Abbildungen verwendeten Schaltpläne werden mit BioRender.com erstellt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,2 mL PCR-RöhrchenVWR20170-012Für Kolonie-Kochpräparate und PCR-Reaktionen
1,5 mL Mikrofuge-RöhrchenSarstedt72-690-301
13-ml-KulturröhrchenFisher14-957KFlüssigkulturgefäße
6x DNA-LadepufferFroggabioLD010Agarose-Gelelektrophorese Probenbeladungsfarbstoff
Essigsäure Säure, GletscherFisher351271-212Agarose-Gel-Laufpufferkomponente
AgarBioshopAGR003Feste Wachstumsmedien
AgaroseBioBasicD0012Elektrophoretische Trennung von PCR-Reaktionsprodukten; verwendet in einer Konzentration von 0,8– 2%
Agarose-GelelektrophoreseeinheitFisher29-237-54Agarose-Gelelektrophorese; Trennung von PCR-Reaktionsprodukten
CarbenicillinFisher50841231Selektive Medien
Verschlüsse von KulturröhrchenFisher13-684-138Edelstahlverschluss für 13-ml-Kulturröhrchen
Desoxynukleotidtriphosphat (dNTP) SetBiobasicDD0058PCR-Reaktionskomponente; Lieferung als je 100 mM dATP, dCTP, dGTP, dTTP; gemischt und verdünnt für je 10 mM dNTP
Trockenbad/BlockheizerFisher88860023Isotemp digitales Trockenbad für Kochzubereitungen
ElektroporationsküvettenVWR89047-208mm Elektroporationsküvetten mit runder
Kappe ElektroporatorCole Parmer940000009110 VAC, 60 Hz Elektroporator
EthidiumbromidFisherBP102-1Visualisierung von PCR-Reaktionsprodukten und DNA-Markern in Agarose-Gel
Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)VWRCA-EM4050Agarose-Gel-Laufpufferkomponente
GentamicinBiobasicGB0217Zur Herstellung von selektiven
Medien GlycerinFisherG33Aufbereitung von Bakterienbrühen für die Langzeitlagerung in einem Ultratiefkühl-Inkubator
(Schütteln)New Brunswick ScientificM1352-0000Excella E24 Inkubatorschüttler für das Wachstum von Flüssigkulturen
Inkubator (statisch)Fisher11-690-550DIsotemp Inkubator Ofen Modell 550D für das Wachstum von festen (LB-Agar) Kulturen
ImpfschlaufeSarstedt86.1562.050Streifen von Kolonien auf Agarplatten
ImpfstreuerSarstedt86.1569.005Streuen von Kultur auf Agarplatten
Lysogeny-Bouillon (LB)-Brühe, LennoxFisherBP1427Flüssige Wachstumsmedien (20 g/L: 5 g/L Natriumchlorid, 10 g/L Trypton, 5 g/L Hefeextrakt)
MicrofugeFisher75002431Sorvall Legend Micro 17 zur Zentrifugation von Proben
Mini-ZentrifugeFisherS67601BZentrifugation von 0,2 mL PCR-Röhrchen
PetrischalenSPL Life Sciences10090Für feste Wachstumsmedien (Agarplatten): 90 x 15 mm
Pipetten MandelVariousGilson Einkanalpipetten (P10, P20, P200, P1000)
StromversorgungBiorad1645050PowerPac Basis-Stromversorgung für die Elektrophorese
IDTNA; spezifisch für das gewünschte Gen; hergestellt bei 100 μμ; M wie auf dem Produktdatenblatt angegeben
SaccharoseBioBasicSB0498Zur Herstellung von gegenselektiven Medien zur Entfernung des Plasmids pFLP2ab aus transformierter A. baumannii
Taq-DNA-PolymeraseFroggaBioT-500PCR-Reaktionskomponente; Polymerase mit einem 10-fach-Puffer geliefert
ThermocyclerBiorad1861096Modell T100 für die PCR
ZahnstocherFisherS24559Zum Patchen von Kolonien auf Agarplatten
Trizma baseSigmaT1503Agarose Gel Laufpufferkomponente
ReinstwasserMillipore SigmaZLXLSD51040MilliQ Wasseraufbereitungssystem: Reinstwasser für die Medien- und Lösungsvorbereitung und Zellwäsche
Breitbereichs-DNA-MarkerBiobasicM103R-2Größenbestimmung von PCR-Produkten auf einem Agarose-Gel
Impfstäbchen aus HolzFisher29-801-02Inokulieren von Kulturen mit Kolonien aus Agarplatten
für den allgemeinen Gebrauch, Pyrex 2 Primer PCR-Reaktionskomponente

Referenzen

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