Methodenartikel

Bewertung der Konnektivitätsergebnisse von Ratten-Zwerchfell-Motoreinheiten als quantitative Biomarker für die Degeneration und Kompensation von phrenischen Motoneuronen

1.1K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/66568

⸱

19. April 2024

 ,  ,  ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Biomedical Sciences, University of Missouri, 3Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 4Department of Neurology, University of Missouri, 5Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri, 6Dalton Cardiovascular Research Center, University of Missouri

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Studie stellen wir eine in vivo Methode zur Schätzung der Anzahl und Größe der motorischen Einheiten vor, um die Konnektivität der Motoreinheiten der Rattenmembran zu quantifizieren. Es wird eine Schritt-für-Schritt-Herangehensweise an diese Techniken beschrieben.

Zusammenfassung

Der Verlust der Funktion der Beatmungsmuskulatur ist eine Folge von Motoneuronenverletzungen und Neurodegeneration (z. B. zervikale Rückenmarksverletzung bzw. amyotrophe Lateralsklerose). Phrenische Motoneuronen sind das letzte Bindeglied zwischen dem Zentralnervensystem und den Muskeln, und ihre jeweiligen motorischen Einheiten (Gruppen von Muskelfasern, die von einem einzigen Motoneuron innerviert werden) stellen die kleinste funktionelle Einheit des neuromuskulären Beatmungssystems dar. Das Compound Muscle Action Potential (CMAP), das Single Motor Unit Potential (SMUP) und die Schätzung der motorischen Einheitenzahl (MUNE) sind etablierte elektrophysiologische Ansätze, die die longitudinale Beurteilung der Integrität motorischer Einheiten in Tiermodellen im Laufe der Zeit ermöglichen, aber hauptsächlich auf die Gliedmaßenmuskulatur angewendet wurden. Daher besteht das Ziel dieser Studie darin, einen Ansatz in präklinischen Nagetierstudien zu beschreiben, der longitudinal verwendet werden kann, um die phrenische MUNE, die motorische Einheitengröße (dargestellt als SMUP) und CMAP zu quantifizieren, und dann den Nutzen dieser Ansätze in einem Motoneuronenverlustmodell zu demonstrieren. Sensitive, objektive und translational relevante Biomarker für neuronale Verletzungen, Degeneration und Regeneration bei Verletzungen und Erkrankungen von Motoneuronen können experimentelle Forschungsentdeckungen bis hin zu klinischen Tests erheblich unterstützen und beschleunigen.

Einleitung

Phrenische Motoneuronen (MNs), die sich von den Myotomspiegeln C3 bis C6 erstrecken, bilden das letzte Bindeglied vom Zentralnervensystem (ZNS) zum Zwerchfellmuskel1. Phrenische motorische Einheiten (MUs) bestehen aus einer einzigen spinalen MN und ihren innervierten Zwerchfellmuskelfasern, die die kleinste funktionelle Einheit des respiratorischen neuromuskulären Systems bilden. Die Beatmungsfunktion erfordert eine adäquate Kontraktion des Zwerchfellmuskels, die durch eine koordinierte Aktivierung des phrenischen MU-Pools erreicht wird 2,3. Viele neurologische Erkrankungen, einschließlich der amyotrophen Lateralsklerose (ALS), führen zu schweren Beeinträchtigungen der Beatmung und tragen letztlich zur Todesursache bei4.

Es können verschiedene elektrophysiologische Ansätze eingesetzt werden, um die Integrität des Pools der motorischen Einheit (MU) in vivo zu bewerten und zu überwachen. Das Compound Muscle Action Potential (CMAP) spiegelt die summierte Depolarisation aller Muskelfasern in einem bestimmten Muskel oder einer bestimmten Muskelgruppe nach peripherer Nervenstimulation wider und reagiert empfindlich auf eine Reihe von neuromuskulären Erkrankungen, einschließlich ALS 5,6 und spinaler Muskelatrophie (SMA)7,8,9. Eine Einschränkung der CMAP-Bewertung besteht darin, dass das Keimen von Sicherheiten dazu führen kann, dass die CMAP-Amplitude und -Fläche auch bei MU-Verlust10 erhalten bleibt. Um diese Einschränkung zu überwinden, wurden Änderungen an der CMAP-Technik vorgenommen, um sowohl die Anzahl der Motoreinheiten als auch die Größe11 zu bewerten. Darüber hinaus deutete eine In-vivo-Studie, in der die funktionelle Bewertung von Membran-CMAP durch ein elektrophysiologisches System untersucht wurde, darauf hin, dass es auch machbar sein könnte, die beschriebene Membran-CMAP-Aufzeichnungstechnik für die Schätzung der motorischen Einheitenzahlzu verwenden 12.

Die MUNE-Technik (Incremental Motor Unit Number Estimation) wurde ursprünglich in den frühen 1970er Jahren von McComas et al. für den Musculus extensor digitorum brevis beim Menschen eingeführt13. Der inkrementelle MUNE-Ansatz war eine Modifikation der traditionellen CMAP-Aufzeichnungstechnik, bei der eine allmählich zunehmende Stimulation durchgeführt wurde, um quantenhafte, alles-oder-nichts-submaximale Inkremente als Indizes der Reaktionen einzelner motorischer Einheiten aufzuzeichnen. Die summierten und gemittelten Inkremente wurden verwendet, um eine Schätzung für die Größe eines Potentials für eine einzelne motorische Einheit (SMUP) zu berechnen. Diese berechnete Größe wurde dann in die CMAP-Amplitude dividiert, um die Anzahl der MUs zu schätzen, die den zu untersuchenden Muskel innervieren11. MUNE zeigt eine hohe Sensitivität bei der Erkennung und Überwachung von Verlusten motorischer Einheiten, was die Identifizierung von Funktionsstörungen motorischer Einheiten vor beobachtbaren Änderungen von Messungen wie CMAP-Amplitude oder Fläche14,15 ermöglicht. Bei ALS-Patienten hat sich MUNE als außergewöhnlich sensitiv erwiesen und dient als wichtiger Biomarker für den Beginn, das Fortschreiten und die Prognose der Erkrankung16,17.

Zahlreiche Anpassungen von MUNE wurden entwickelt und häufig verwendet, um die MU-Funktion bei Erkrankungen wie Neurodegeneration, neuronalen Verletzungen und dem natürlichen Alterungsprozess zu beurteilen 18,19,20,21. Seit der Erstbeschreibung wurden verschiedene Anpassungen, die sowohl elektrophysiologische Reaktionen als auch Messungen der inkrementellen Kraft (mechanisch) nutzen, sowohl in Humanstudien als auch in Tiermodellen eingesetzt22. MUNE bietet eine nicht-invasive funktionelle Bewertung der Konnektivität von Motoneuronen mit dem Muskel. Die longitudinale Anwendung von MUNE ermöglicht das Verständnis des Fortschreitens von Krankheiten oder induzierten Phänotypen und die Bewertung von protektiven oder regenerativen Effekten therapeutischer Interventionen, sowohl im klinischen als auch im präklinischen Umfeld. Unabhängig von der Wirksamkeit der MUNE-Messungen der Reproduzierbarkeit und der klinischen Relevanz der Technik für MU-Pools im größten Teil des menschlichen Körpers haben sich die Bemühungen weitgehend auf die Gliedmaßenmuskulatur in Nagetiermuskeln konzentriert 10,23,24,25.

Daher bestand das Ziel dieser Studie darin, einen Ansatz zur Gewinnung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials (CMAP), des SMUP und der phrenischen motorischen Einheitenzahl (MUNE) als In-vivo-Bewertungen zu beschreiben, die in präklinischen Nagetierstudien longitudinal verwendet werden können, um die MUNE, die Größe der motorischen Einheit (dargestellt als SMUP) und CMAP zu quantifizieren. Darüber hinaus präsentieren wir repräsentative Daten, die den Verlust der Zwerchfell-MU-Nummer nach intrapleuraler Verabreichung eines phrenischen MN-Degeneratikums, des an Saporin konjugierten B-Fragments des Choleratoxins (CTB-SAP), hervorheben.

Protokoll

Alle Verfahren wurden genehmigt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee an der University of Missouri durchgeführt. Die Experimente wurden an erwachsenen männlichen Sprague-Dawley-Ratten im Alter von 11 bis 15 Wochen durchgeführt. Diese Ratten wurden paarweise untergebracht und in einem Hell-Dunkel-Zyklus von 12:12 gehalten, wobei jederzeit Zugang zu handelsüblichem pelletiertem Futter und HCl-behandeltem Wasser zur Verfügung stand.

1. Vorbereitung der Tiere und Anästhesieverabreichung

  1. Tragen Sie beim Umgang mit Ratten geeignete persönliche Schutzausrüstung.
  2. Verabreichen Sie ein Inhalationsanästhetikum mit 3-5% Isofluran, um eine ordnungsgemäße Induktion zu gewährleisten. Sobald die Ratte ausreichend betäubt ist, legen Sie sie in Rückenlage und halten Sie die Narkose mit 1-3% inhaliertem Isofluran aufrecht. Überprüfen Sie die ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie mit einer Pinzette sanft Druck auf das Fußpolster der Hintergliedmaßen ausüben, um sicherzustellen, dass es zu keiner Entzugsreaktion kommt.
    HINWEIS: Überwachen Sie basierend auf der Größe und dem Gewicht der Ratte die Anästhesietiefe und passen Sie die Isoflurankonzentration entsprechend an.
  3. Halten Sie die Temperatur mit einer thermostatischen Warmhalteplatte von 37 °C aufrecht, um Temperaturschwankungen zu vermeiden, die sich auf die CMAP-Amplitude und -Latenz auswirken können.
  4. Tragen Sie eine Salbe auf Erdölbasis auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern. Überwachen Sie die Narkosetiefe, indem Sie die Atemfrequenz beobachten und nach Entzugsreaktionen suchen, wenn Sie mit einer Pinzette Druck auf das Fußpolster ausüben.
  5. Entfernen Sie Haare aus dem unteren Drittel der Brust und des Halses, die mit einer Haarschneidemaschine untersucht werden sollen. Überwachen Sie die Atmung der Ratte während des gesamten Experiments.
    HINWEIS: Lassen Sie die Ratte nach den CMAP- und MUNE-Aufzeichnungen und dem Absetzen der Anästhesie nicht unbeaufsichtigt, bis sie wieder ausreichend Bewusstsein erlangt hat. Bringen Sie das Tier nicht in den Heimkäfig zurück, bis es vollständig genesen ist.

2. Platzierung und Einrichtung der Elektrode

  1. Platzieren Sie ein Paar monopolare 28-G-Nadelelektroden, um CMAP, SMUP und MUNE aufzuzeichnen, wie in Abbildung 1 dargestellt.
    1. Die aktive (E1) Nadelelektrode wird subkutan über der mittleren Schlüsselbeinlinie unterhalb des letzten Rippenrandes und die Referenznadelelektrode (E2) subkutan im Winkel zwischen dem Xyphoideusfortsatz und dem letzten sternokostalen Knorpel platziert.
      HINWEIS: Die Nadelelektroden sollten nicht in den Zwerchfellmuskel eingeführt werden. Stattdessen sollten sie im subkutanen Bereich positioniert werden.
  2. Zur Stimulation des Nervus phrenicus an der Halsschlagader wird ein Paar monopolare Nadelelektroden mit einem Durchmesser von 28 G als Kathode und Anode für die Nervenstimulation verwendet und subkutan über dem lateralen Hals zwischen dem vorderen und dem mittleren Skalenmuskel platziert, im Abstand von etwa 1 cm. Achten Sie darauf, dass sich die Stimulationsnadeln auf Höhe unterhalb des vierten Halswirbels (C4) befinden.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Stimulationselektroden zu tief einzuführen, um Verletzungen des Nervus phrenicus oder anderer Strukturen zu vermeiden. Abbildung 1 veranschaulicht die Platzierung der Elektroden.
  3. Platzieren Sie für die Masseelektrode eine Einweg-Oberflächenelektrode am Heck.

3. Datenerfassung

  1. Phrenic CMAP
    1. Zeichnen Sie phrenische CMAP-Reaktionen auf, indem monophasische kathodische Rechteckimpulse mit einer Dauer von 0,1 ms und einer Intensität von 60 bis 100 mA angewendet werden, um den Nervus phrenicus zu stimulieren.
    2. Erhalten Sie CMAP-Reaktionen, während Sie die Stimulusintensität schrittweise erhöhen, bis die Amplitude der Reaktion keinen weiteren Anstieg mehr zeigt. Um eine supramaximale Stimulation zu gewährleisten, erhöhen Sie die Reizintensität auf etwa 120 % des Niveaus, das zur Auslösung einer maximalen Reaktion verwendet wird, und zeichnen Sie eine zusätzliche Reaktion auf. Wenn die CMAP-Größe nicht mehr zunimmt, betrachten Sie diese Antwort als maximalen CMAP.
      HINWEIS: Die Stimulation während der Ausatmung ist vorzuziehen, um das Geräusch der gleichzeitigen Muskelaktivität während der CMAP-Aufzeichnung zu minimieren.
    3. Messen und dokumentieren Sie die Spitze-Spitze-Amplituden des CMAP in Millivolt (mV) (Abbildung 2).
      HINWEIS: Die CMAP-Amplitude kann von Basis zu Spitze und von Spitze zu Spitze bewertet werden. Klinische Elektrodiagnostiksysteme werden häufig standardmäßig verwendet, um den Base-to-Peak zu bewerten, der von der isoelektrischen Baseline bis zum anfänglichen negativen Peak berechnet wird.
  2. Durchschnittliche SMUP-Größe (Single Motor Unit Potential) und MUNE-Berechnung
    1. Berechnen Sie die durchschnittliche SMUP-Größe mit einer inkrementellen Stimulationstechnik.
      1. Um inkrementelle Reaktionen hervorzurufen, verabreichen Sie eine submaximale Stimulation mit einer Dauer von 0,1 ms bei einer Frequenz von 1 Hz und erhöhen Sie die Intensität allmählich in Schritten von 0,03 mA, bis eine minimale Alles-oder-Nichts-Reaktion erreicht ist. Erfassen Sie die erste Reaktion mit einer Reizintensität zwischen 2 mA und 10 mA.
      2. Wenn die erste Reaktion bei einer Reizintensität zwischen 2 mA und 10 mA nicht auftritt, modifizieren Sie die Position der stimulierenden Kathode, indem Sie sie entweder näher an den Nervus phrenicus im Nacken bringen oder weiter davon entfernen, um die erforderliche Reizintensität zu verringern bzw. zu erhöhen.
      3. Wenn die erste inkrementelle Reaktion mit einer Reizintensität von 2 mA bis 10 mA erreicht wird, speichern Sie die erste Reaktion und erfassen Sie zusätzliche Inkremente mit progressiv höheren Reizintensitäten, indem Sie sie in Schritten von 0,03 mA anpassen, um insgesamt 9 zusätzliche Inkremente zu erreichen, die die folgenden Kriterien in Schritt 3.2.2 erfüllen.
        HINWEIS: Jedes SMUP wird quantifiziert, indem jedes Inkrement vom vorherigen Inkrement subtrahiert wird.
    2. Achten Sie beim Messen der inkrementellen Antworten darauf, dass jedes Inkrement die folgenden Kriterien erfüllt:
      1. Stellen Sie sicher, dass der anfängliche negative Peak der inkrementellen Reaktionen zeitlich mit dem negativen Peak der maximalen CMAP-Antwort übereinstimmt.
        HINWEIS: Die leichten Bewegungen, die aufgrund von Hintergrundgeräuschen durch Atemzyklen beobachtet werden, sind Teil der Art des Versuchs. Das konsistente Vorhandensein von SMUPs während der Live-Beobachtung bestätigt jedoch ihre Identität für den jeweiligen CMAP.
      2. Da das Zwerchfell ein dynamischer Muskel ist, der an der Atmung beteiligt ist, kann jeder Atemzyklus eine Grundbewegung induzieren. Überprüfen Sie daher die Stabilität und das Fehlen von Fraktionierung in jeder inkrementellen Antwort, indem Sie die Konsistenz über drei doppelte Antworten hinweg bestätigen.
        HINWEIS: Um evozierte Potentiale mit geringer Amplitude, insbesondere das erste SMUP, von Hintergrundgeräuschen aufgrund der Atmungsaktivität zu unterscheiden, ist es wichtig, wachsam zu bleiben und 3-4 Atemzyklen lang zu beobachten. Stellen Sie auch sicher, dass die Peaks mit denen des CMAP übereinstimmen, um die Genauigkeit zu gewährleisten.
      3. Stellen Sie sicher, dass jedes Inkrement eindeutig und größer als das vorherige ist. Unterscheiden Sie daher visuell zwischen inkrementellen Antworten in Echtzeit und beobachten Sie, wie sie sich mit den zuvor aufgezeichneten Inkrementen überlagern.
        HINWEIS: Es können mehrere Wiederholungen des Stimulus bei jeder Amplitude durchgeführt werden, um die Konsistenz der Inkremente und die Einhaltung der vordefinierten Kriterien zu gewährleisten.
      4. Nachdem Sie jedes Inkrement anhand der oben genannten Kriterien visuell überprüft haben, bestätigen Sie, dass die Inkrementamplitude mindestens 25 μV beträgt. Wenn das Inkrement unter 25 μV liegt, verwerfen Sie die Messung und bewerten Sie die Reaktion neu.
      5. Stellen Sie nach der Aufzeichnung von 10 inkrementellen Antworten sicher, dass die Amplitude jeder inkrementellen Antwort nicht größer als ein Drittel der kombinierten Amplitude aller 10 Inkremente ist, was der Gesamtamplitude der endgültigen Antwort entspricht. Wenn dieses Kriterium nicht erfüllt ist, wiederholen Sie die Messung der 10 inkrementellen Antworten.
        HINWEIS: Der Schwellenwert von einem Drittel basiert auf der Annahme, dass jede inkrementelle Reaktion die Aktivierung einer einzelnen motorischen Einheit darstellt. Wenn die Amplitude einer inkrementellen Reaktion ein Drittel der kombinierten Amplitude aller zehn Inkremente überschreitet, deutet dies darauf hin, dass die Reaktion möglicherweise nicht ausschließlich auf die Aktivierung einer einzelnen motorischen Einheit zurückzuführen ist. Stattdessen könnte sie durch die Rekrutierung zusätzlicher motorischer Einheiten oder das Vorhandensein unspezifischer Aktivität, wie z. B. elektrisches Rauschen oder Artefakte, beeinflusst werden22,26.
      6. Um die durchschnittliche Amplitude der SMUPs zu schätzen, mitteln Sie die Werte der 10 Inkremente. Eine andere Methode zur Messung der durchschnittlichen SMUP-Amplitude besteht darin, die gesamte Amplitude der endgültigen inkrementellen Reaktion durch die Gesamtzahl der Inkremente11 zu dividieren.
    3. Bestimmen Sie MUNE, indem Sie die maximale CMAP-Amplitude (Spitze-Spitze) durch die durchschnittliche SMUP-Amplitude (Spitze-Spitze) dividieren. In bestimmten elektrophysiologischen Systemen werden SMUPs in Mikrovolt (μV) aufgezeichnet, während CMAP normalerweise in Millivolt (mV) ausgedrückt wird. Konvertieren Sie bei Bedarf CMAP- und SMUP-Messungen in dieselben Einheiten, bevor Sie MUNE berechnen.
      HINWEIS: Peak-to-Peak-CMAP, durchschnittlicher SMUP und MUNE werden in der Regel automatisch von klinischen Elektromyographiesystemen berechnet):
      figure-protocol-1
      CMAP = Zusammengesetztes Muskelaktionspotenzial
      SMUP = Potential für eine einzelne Motoreinheit
      MUNE = Schätzung der Anzahl der Motoreinheiten

Ergebnisse

Die in diesem Bericht beschriebenen CMAP-, SMUP- und MUNE-Techniken ermöglichen die Aufzeichnung der neuromuskulären Funktion im Zwerchfellmuskel durch minimalinvasive Elektrodenplatzierung (Abbildung 1). Die Parameter Amplitude und Fläche können zur Charakterisierung der supramaximalen CMAP-Größe verwendet werden, um ein Gesamtmaß für die Muskelgruppenleistung zu liefern (Abbildung 2). In unseren aktuellen Methoden verlassen wir uns jedoch auf die Amplitude, um sowohl CMAP- als auch SMUP-Größen zu quantifizieren. CMAP, SMUP und MUNE können verwendet werden, um die neuromuskuläre Funktion in verschiedenen Rattenmodellen für neuromuskuläre Erkrankungen zu messen. Um den MU-Verlust im Zusammenhang mit der MN-Degeneration nachzuweisen, erhielten Ratten eine bilaterale intrapleurale Injektion mit CTB-SAP (25 μg), um phrenische MNs und zusätzliches CTB (25 μg) zu erhalten, und Kontrollratten erhielten unkonjugiertes CTB (25 μg) und SAP (25 μg)1,27.

In Abbildung 3 werden die Befunde einer adulten Kontrollratte und einer adulten Ratte (12 Wochen) sieben Tage nach intrapleuraler CTB-SAP-Injektion verglichen. Nach intrapleuraler Injektion von CTB-SAP ist die MUNE bei schätzungsweise 60 funktionellen motorischen Einheiten reduziert, verglichen mit normalen Befunden von 74 funktionellen motorischen Einheiten bei der Kontrollratte. Die CMAP-Amplitude in der CTB-SAP-Ratte (14,25 mV Spitze-Spitze) zeigte jedoch minimale Veränderungen im Vergleich zur Kontrolle (14,5 mV Spitze-Spitze), wahrscheinlich aufgrund von Kollateralkeimungen. In Abbildung 4 wurden Zwerchfell-CMAP, SMUP und MUNE bilateral erfasst und zu Studienbeginn/vor der Injektion (n = 14) sowie 7 (n = 14), 14 (n = 14), 21 (n = 6) und 28 (n = 14) Tage nach der Injektion gemittelt. In Abbildung 4 wurden keine Ausgangsunterschiede zwischen den Gruppen gefunden. MUNE zeigte eine signifikante Veränderung der Zeit (p < 0,05), CTB-SAP (p < 0,001) und der Interaktionszeit x CTB-SAP (p < 0,01) mit einer ~40%igen Reduktion von MUNE bei CTB-SAP-Ratten. Die durchschnittliche SMUP von CTB-SAP-Ratten zeigte eine signifikante Veränderung mit der Zeit (p < 0,05) und CTB-SAP (p < 0,01), aber keine signifikante Wechselwirkung mit ~50-60% Zunahme der SMUP-Amplitude. CMAP zeigte keine signifikante Veränderung.

figure-results-1
Abbildung 1: Platzierung der Elektrode. Die (A) stimulierende Kathode und (B) Anode werden subkutan in den lateralen Hals zwischen dem vorderen und dem mittleren Schuppenmuskel im Abstand von etwa 1 cm eingeführt. Die (C) "aktive" Elektrode (E1) und (D) die "Referenz"-Aufzeichnungselektrode (E2) sind über der Mittelklavikularlinie unterhalb der letzten Rippengrenze positioniert, dem Winkel zwischen dem Processus xiphoideus und dem letzten costosternalen Knorpel folgend. Zusätzlich befindet sich (E) eine Einweg-Scheibenelektrode als Masse am Schwanz, um Artefakte zu minimieren. Erstellt mit BioRender.com. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: Zusammengesetztes Muskelaktionspotential. Eine Illustration einer repräsentativen CMAP-Reaktion, die vom linken Hemidiaphragma-Muskel aufgezeichnet wurde. Die CMAP-Spitze-zu-Spitze-Amplitude wird von der negativen Spitzenspannung zur positiven Spitzenspannung bestimmt. Abkürzung: CMAP = Compound muscle action potential. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-3
Abbildung 3: Zwei repräsentative CMAP- und MUNE-Aufzeichnungen von einer Kontrollratte und einer erwachsenen Ratte sieben Tage nach intrapleuraler CTB-SAP-Injektion. (A) Linkes phrenic compound muscle action potential (CMAP) bei einer adulten Kontrollratte (im Alter von 12 Wochen) mit einer Peak-to-Peak-Amplitude von 14,5 mV. Bildschirmempfindlichkeit = 1 mV/Teilung und Bildschirmdauer 1 ms/Teilung. (B) Zehn aufeinanderfolgende inkrementelle Reaktionen mit einer Gesamtamplitude von 1,940 mV werden durch 10 dividiert, um die durchschnittliche SMUP-Größe (0,194 mV) zu bestimmen. Bildschirmempfindlichkeit = 0,2 mV/Teilung und Sweep-Geschwindigkeit von 1 ms/Teilung. Berechneter MUNE = 74 (MUNE=CMAP/durchschnittlicher SMUP (14,5 mV/ 0,194 mV)) (C) Phrenic CMAP sieben Tage nach CTB-SAP-Injektion, der fast keine Änderung der CMAP-Peak-to-Peak-Amplitude von 14,25 mV zeigt. Bildschirmempfindlichkeit = 1 mV/Teilung und Sweep-Geschwindigkeit von 1 ms/Teilung. (D) Zehn aufeinanderfolgende inkrementelle Reaktionen mit einer Gesamt-Spitze-zu-Spitze-Amplitude von 2,360 mV, geteilt durch 10, um eine durchschnittliche SMUP-Größe von 0,236 mV zu erhalten. Bildschirmempfindlichkeit = 0,2 mV/Teilung und eine Sweep-Geschwindigkeit von 1 ms/Teilung. Somit betrug die berechnete MUNE 60. Abkürzungen: CMAP = Compound Muscle Action Potential; MUNE = Schätzung der Anzahl der Motoreinheiten; CTB-SAP = Choleratoxin B-Fragment, konjugiert an Saporin; SMUP = Potential für eine einzelne Motoreinheit. *Veranschaulicht das Artefakt, das durch elektrische Stimulation verursacht wird; Es ist wichtig zu beachten, dass wir aufgrund des Kontrasts zwischen der Amplitude des elektrischen Stimulus und CMAP sowie der inkrementellen Reaktionen nur einen Teil des Stimulus grafisch dargestellt haben. Blindfarben-freundliche Farben wurden verwendet, um die Visualisierung der inkrementellen Reaktionen für eine verbesserte Zugänglichkeit zu verbessern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-4
Abbildung 4: Elektrophysiologische Beurteilung von CMAP, SMUP und MUNE nach CTB-SAP. Es wurden keine Unterschiede zwischen den Gruppen gefunden (sieben 11 Wochen alte männliche Ratten sowohl in der CTB-SAP- als auch in der Kontrollgruppe). (A) CMAP zeigte keine signifikante Veränderung. (B) Die durchschnittliche SMUP von CTB-SAP-Ratten zeigte eine signifikante Veränderung im Laufe der Zeit (p < 0,05) und mit CTB-SAP (p < 0,01), ohne signifikante Wechselwirkung, was auf einen Anstieg der SMUP-Amplitude um 50-60% hinweist. (C) Sieben Tage nach der CTB-SAP-Injektion sank die mittlere MUNE signifikant um 27,07 % von 102,58 ± 20,54 auf 72,43 ± 15,59 geschätzten funktionellen motorischen Einheiten (mittlere ± SD). Dieser Rückgang setzte sich fort, mit einem weiteren Rückgang von 11,75% nach 28 Tagen (MUNE: 60,64 ± 11,33, p < 0,01). Alle Messungen zu Studienbeginn, 7, 14 und 28 Tage nach der Injektion wurden von 14 Ratten durchgeführt, wobei n = 7 Ratten, denen konjugiertes CTB-SAP injiziert wurde, und n = 7 Ratten, die als Kontrollgruppe unkonjugiertes CTB und SAP erhielten. Sechs Ratten wurden an Tag 21 verwendet. CMAP-, SMUP- und MUNE-Daten werden als Mittelwert dargestellt, und die Vergleiche wurden unter Verwendung der bidirektionalen ANOVA durchgeführt. Sternchen zeigen Unterschiede zu verschiedenen Zeitpunkten an: *p < 0,05 und **p < 0,01. Abkürzungen: CMAP = Compound Muscle Action Potential; MUNE = Schätzung der Anzahl der Motoreinheiten; CTB-SAP = Choleratoxin B-Fragment, konjugiert an Saporin; SMUP = Potential für eine einzelne Motoreinheit. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Bei MN-degenerativen Erkrankungen wie ALS ist es entscheidend, die an der Beatmung beteiligten MUs zu beurteilen28. Trotz des Auftretens von respiratorischer MN-Degeneration bei ALS-Patienten sind der spezifische Beginn und das Fortschreiten des MN-Todes nach wie vor unvollständig verstanden 29,30,31. In Anerkennung der Bedeutung dieses Aspekts wurden verschiedene Modelle, sowohl genetisch (z. B. SOD1 2,32) als auch nicht-genetisch (z. B. CTB-SAP intrapleurale Injektion 3,27,33), eingesetzt, um Atemstörungen in Tiermodellen neurodegenerativer Erkrankungen zu emulieren. Dementsprechend ist die Identifizierung eines Biomarkers für die Diagnose, Überwachung und Bewertung potenzieller Behandlungseffekte für diese Modelle von Vorteil. Darüber hinaus können Biomarker die klinische Translation präklinischer Forschungsergebnisse erleichtern.

Um die Anzahl der innervierenden MNs in degenerativen Nagetiermodellen zu quantifizieren, wurden verschiedene Markierungstechniken, einschließlich retrograder Tracer und Adenoviren, eingesetzt 25,34,35,36. Bisher wurde die Immunhistochemie zur Markierung phrenischer Motoneuronen im Vorderhorn des zervikalen Rückenmarks eingesetzt 2,3,33. Markierungstechniken sind zwar für MN-Evaluierungen wertvoll, haben aber Einschränkungen bei der Beurteilung der Funktionalität von MUs und sind nicht für Längsschnittbewertungen geeignet37. Objektive elektrophysiologische Beurteilungen sind entscheidend für eine erfolgreiche Translation zwischen den Spezies, insbesondere unter Berücksichtigung ausgeprägter struktureller Unterschiede in den funktionellen und anatomischen Merkmalen der motorischen Systeme zwischen Mensch und Nagetier38,39. Die Einbeziehung neurobiologischer Unterschiede stellt eine Herausforderung bei der Übertragung von Erkenntnissen aus Nagetiermodellen auf Patienten dar. MUNE überwindet diese Hindernisse, indem es als objektives elektrophysiologisches Maß für die MN-Funktion dient und die Bewertung der funktionellen MU-Konnektivität als Biomarker in degenerativen MN-Modellexperimenten ermöglicht 3,40.

CMAP, SMUP und MUNE werden häufig in Forschungsstudien und zur Bewertung von Patienten mit neuromuskulären Erkrankungen eingesetzt 9,10,11. Diese potenziellen Biomarker sind minimalinvasiv und ermöglichen eine longitudinale Bewertung der Funktion innerhalb desselben Individuums im Laufe der Zeit. Wichtig ist, dass sie zwar nicht direkt die Aktivierung oder Rekrutierung des MU durch kortikale MNs messen, aber eine klinisch relevante Schätzung der MN-Integrität und ihres funktionellen Gegenstücks, der MU, liefern. Nagetiermodelle von MN-degenerativen Erkrankungen sind entscheidend für das Verständnis der physiopathologischen Mechanismen, die menschlichen Krankheiten zugrunde liegen, und für den präklinischen Fortschritt wirksamer Behandlungen. Die Entwicklung von Ergebnismaßen und Biomarkern, die auf alle Spezies übertragbar sind, kann die Translation vielversprechender präklinischer Ergebnisse in klinische Studien rationalisieren und beschleunigen11. Angesichts der relativen Komplexität der Messungen haben wir diese Techniken von den Gliedmaßen der Ratte bis zum Zwerchfellmuskel angepasst und verfeinert. Diese Übersetzung wurde in einem visuellen Format präsentiert, um eine breitere Nutzung und Implementierung in Rattenstudien zu ermöglichen.

Aus unserer Erfahrung sind die klinischen Elektrodiagnostik-Systeme für die in diesem Zusammenhang skizzierten Studien gut geeignet. Diese Eignung ergibt sich aus einer verbesserten Ergonomie an der Schnittstelle zwischen Untersucher und Elektrodiagnosesystem, die eine komfortable Steuerung ermöglicht. In unserer Laborgruppe verwenden wir ein zweikanaliges System mit zwei ungeschalteten Verstärkerkanälen. Diese Kanäle sind mit einem 24-Bit-Analog-Digital-Wandler ausgestattet und arbeiten mit einer Abtastrate von 48 kHz pro Kanal. Die Hardwareverstärkung ist in einem Bereich von 10 nV bis 100 mV pro Teilung einstellbar. Wir verwendeten ein Tieftonfilter mit einem Bereich von 0,2 Hz bis 5 kHz, und die Einstellungen für Hochfrequenzfilter deckten einen Bereich von 30 Hz bis 10 kHz ab. Zusätzlich haben wir einen Konstantstromstimulator mit einstellbarer Intensität von 0 bis 100 mA und Dauer von 0,02 bis 1 ms verwendet. Die meisten klinischen Systeme bieten vergleichbare Funktionen, die für die Aufzeichnung von CMAP-, SMUP- und MUNE-Reaktionen geeignet sind. Diese Systeme können entsprechend angepasst werden, um eine genaue Aufzeichnung der gewünschten Daten zu gewährleisten. Zum Beispiel kann die CMAP-Amplitude von der Basis bis zum Peak und von der Spitze bis zum Peak bewertet werden. Klinische Elektrodiagnostiksysteme werden häufig standardmäßig verwendet, um den Base-to-Peak zu bewerten, der von der isoelektrischen Baseline bis zum anfänglichen negativen Peak berechnet wird.

Der Prozess der Gewinnung von CMAP-, SMUP- und MUNE-Antworten aus dem Zwerchfell umfasst mehrere entscheidende Schritte. Eine konsistente und genaue Elektrodenplatzierung zusammen mit einer angemessenen Elektrodentiefe ist unerlässlich, um Amplituden zuverlässig zu messen und Hintergrundgeräusche während der Aufnahme zu minimieren. Eine falsche Platzierung von Stimulationselektroden kann zu unbeabsichtigten Folgen führen. Eine zu hintere Platzierung der Stimulationselektroden kann zu übertriebenen Muskelkontraktionen der Vordergliedmaßen zur Erregung des Plexus brachialis führen, während eine Platzierung auf einem höheren Niveau als C4 die Stimulation des Nervus phrenicus erschweren kann. Eine tiefere Platzierung birgt das Risiko, die Halsschlagader zu verletzen oder den Vagusnerv heraufzubeschwören, was möglicherweise zu Problemen mit der Herzleitfähigkeit führen kann. Wenn die Aufzeichnungselektroden höher oder tiefer als die letzte Rippe platziert werden, können Messungen der Interkostal- bzw. Rectus-abdominis-Stimulation erfolgen. Um eine Aufzeichnung von anderen Muskeln zu vermeiden, beachten Sie, dass der negative Spitzenwert der Membranlatenz bei CMAP typischerweise 1,5 bis 3,5 ms liegt und seine charakteristische Form in Abbildung 2 dargestellt ist. Unsere Beobachtungen zeigten, dass Nadelelektroden im Vergleich zu scheibenförmigen Elektroden für den Zwerchfellmuskel konsistentere CMAP-, SMUP- und MUNE-Aufzeichnungen liefern. Diese verbesserte Konsistenz wird auf die Kuppelform des Zwerchfellmuskels und das Vorhandensein anderer Muskeln in der Nähe, wie z. B. des Interkostalmuskels und des Musculus rectus abdominis, zurückgeführt. Zusätzlich ist die flexible Platzierung der Nadelelektroden ein weiterer vorteilhafter Faktor. In Bezug auf die Intensität der elektrischen Stimulation verwendeten wir einen Bereich von 60 bis 100 mA, um den Nervus phrenicus zu stimulieren, was über den für andere motorische Systeme berichteten Bereichen liegt. Dieser Unterschied ergibt sich aus der tieferen Lage des Nervus phrenicus im Nacken im Vergleich zu den oberflächlicheren Lokalisationen des Nervus ischiasis und des Plexus brachialis in der Hinter- bzw. Vordergliedmaße.

Die Ermittlung des durchschnittlichen SMUP stellt im Vergleich zu CMAP größere technische Herausforderungen dar. Die kleinere Ansprechgröße im Mikrovolt-Bereich statt im Millivolt-Bereich macht die Auswirkungen von Hintergrundgeräuschen ausgeprägter. Um Hintergrundgeräusche zu verringern, sollten Sie die Elektrodenplatzierung optimieren, indem Sie die Masseelektrode, die Kathode und die Anode anpassen. Stellen Sie außerdem sicher, dass es im Versuchsaufbau nur minimale Interferenzen durch elektrische Geräte in der Nähe gibt. Ein Faradayscher Käfig, der üblicherweise in intrazellulären Elektrophysiologie-Anwendungen verwendet wird, ist für diesen Aufbau nicht erforderlich. Die visuelle Identifizierung einzelner SMUP-Antworten ist eine herausfordernde Fähigkeit, die Übung erfordert, um konsistente und wiederholbare Ergebnisse zu erzielen. Da es sich bei dem Zwerchfell um einen dynamischen Muskel handelt, kann sich die Grundlinie mit jedem Beatmungszyklus verschieben. Die Beachtung der SMUP-Inkremente und die Sicherstellung der Übereinstimmung mit dem vorherigen SMUP ist ein entscheidender Faktor bei der Bewältigung dieser Herausforderung. Darüber hinaus ist es für genaue Aufzeichnungen wichtig, sicherzustellen, dass die SMUPs innerhalb des Latenzzeitrahmens des maximalen CMAP initiiert werden.

Eine weitere Herausforderung bei der Zwerchfellaufzeichnung ist die asymmetrische Natur dieses Muskels, die durch unterschiedliche Dicken von links nach rechts gekennzeichnet ist und durch den Druck beeinflusst wird, den die Leber auf die rechte Seite ausübt41. Um dies zu adressieren, führten wir elektrophysiologische Messungen getrennt am linken und rechten Hemidiaphragm durch. Anschließend berechneten wir die Durchschnittswerte für CMAP-, SMUP- und MUNE-Antworten separat.

Da die CMAP-Reaktion die kollektive Depolarisation der Muskelfasern in einem bestimmten Muskel widerspiegelt, kann jede Pathologie, die das phrenische MN zur Zwerchfellmuskelfaser beeinflusst, zu einer Verringerung der CMAP-Größe führen. Daher bietet die Berechnung des durchschnittlichen CMAP aus bilateralen Hemidiaphragmen eine hervorragende Beurteilung des allgemeinen Funktionsstatus des respiratorischen neuromuskulären Systems. Kompensatorische Veränderungen, wie z. B. das Keimen von Kollateralen, können zur Erhaltung der CMAP-Größe führen, selbst wenn MN oder motorischer axonaler Verlustvorhanden ist 11. Die Aufzeichnung einzelner Inkremente ermöglicht die Abschätzung der durchschnittlichen Leistung einzelner MUs (SMUP-Größe) und bietet so detailliertere Einblicke in den Funktionsstatus von MUs des Atmungssystems. Daher wird die MUNE-Technik für die Bewertung des Eingangs der phrenischen MN oder Axone zum Zwerchfell unerlässlich. Die Anwendung dieser Biomarker in präklinischen Experimenten von Therapien zur Untersuchung von MN-Erkrankungen birgt das Potenzial, die Translation in klinische Studien zu verbessern.

Offenlegungen

WDA erhielt Forschungsgelder von NMD Pharma, Avidity Biosciences und Beratungshonorare von NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics, Catalyst Pharmaceuticals und Novartis.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss des Forschungsprogramms für Rückenmarksverletzungen und -krankheiten des Missouri Spinal Cord Injury/Disease Research Program (NLN und WDA) finanziert.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2 mL GlasspritzeKent Scientific CorporationSOMNO-2ML
50 mL, Modell 705 RNSpritze Hamilton Company7637-01Zur Durchführung einer intrapleuralen
Injektion 5008 - Formulab DietLabDiet0001325
Autoklavierbare 26 G Nadeln (26S RN 9,52 mm 40°)Hamilton Company7804-04Wird zur intrapleuralen Injektion verwendet
Choleratoxin B-Untereinheit (CTB)MilliporeSigmaC9903Wird für die intrapleurale Injektion verwendet, um überlebende Motoneuronen zu markieren
Choleratoxin B-Untereinheit, die an Saporin konjugiert ist (CTB-SAP)Advanced Targeting SystemsIT-14Wird für die intrapleurale Injektion verwendet, um den Tod von Motoneuronen zu verursachen
Abnehmbares KabelTechnomed202845-0000zum Anschluss der Rekorderelektrode an das Elektrodiagnosegerät
Einweg-Scheibenelektrode 2" x 2" mitElektroden Cadwell302290-000Erdungselektrode
monopolare Einwegnadeln 28 GTechnomed202270-000Kathoden- und Anodenstimulationselektroden - Aufzeichnungselektroden
EMG-Nadelkabel (Amp/Stim-Schaltkasten)Cadwell190266-200zum Anschluss monopolarer Elektroden an den elektrodiagnostischen Stimulator
Helping Hands Krokodilklemme mit EisensockelRadio Shack64-079Beibehaltung der Platzierung der Aufnahmeelektrode 
Isofluran (250 mL Flasche)Piramal Healthcare
monoject Bewässerungsspritze mit gebogener SpitzeCovidien81412012für die Anwendung von Elektrodengel verwendet
PhysioSuite Physiologisches Überwachungssystem mit RightTemp Homöotherme ErwärmungKent Scientific CorporationPS-RTEnthält Infrarot-Wärmekissen, Rektalsonde und Pad-Temperatursonde
Pro Trimmer Haustier PflegesetOster078577-010-003Haarschneidemaschine zur Haarentfernung
Saporin (SAP)Advanced Targeting SystemsPR-01Wird für die intrapleurale Injektion verwendet (Kontrollmittel, wenn es selbst injiziert wird)
Sierra Summit EMG-SystemCadwell Industries, Inc., Kennewick, WAtragbares Elektrodiagnosesystem
SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia SystemKent Scientific CorporationSOMNOEnthält einen Anti-Auslauf- und Anti-Dampf-Flaschenaufsatzadapter; Y-Adapter-Schlauch; Aktivkohle-Aasfresserfilter
Sprague-Dawley-RatteEnvigo-Kolonie 208a, Indianapolis, IN
Tierarzt auf Erdölbasis Augensalbe Puralube26870wird während der Anästhesie angewendet, um Hornhautverletzungen zu vermeiden

Referenzen

  1. Mantilla, C. B., Zhan, W. -Z., Sieck, G. C. Retrograde labeling of phrenic motoneurons by intrapleural injection. J Neurosci Methods. 182 (2), 244-249 (2009).
  2. Nichols, N. L., Satriotomo, I., Harrigan, D. J., Mitchell, G. S. Acute intermittent hypoxia induced phrenic long-term facilitation despite increased sod1 expression in a rat model of als. Exp Neurol. 273, 138-150 (2015).
  3. Nichols, N. L., Craig, T. A., Tanner, M. A. Phrenic long-term facilitation following intrapleural ctb-sap-induced respiratory motor neuron death. Respir Physiol Neurobiol. 256, 43-49 (2018).
  4. Kiernan, M. C., et al. Amyotrophic lateral sclerosis. Lancet. 377 (9769), 942-955 (2011).
  5. Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant sod1g93a model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
  6. Shibuya, K., et al. Motor cortical function determines prognosis in sporadic als. Neurology. 87 (5), 513-520 (2016).
  7. Lewelt, A., et al. Compound muscle action potential and motor function in children with spinal muscular atrophy. Muscle Nerve. 42 (5), 703-708 (2010).
  8. Mcgovern, V. L., et al. Smn expression is required in motor neurons to rescue electrophysiological deficits in the smnδ7 mouse model of sma. Hum Mol Genet. 24 (19), 5524-5541 (2015).
  9. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological biomarkers in spinal muscular atrophy: Preclinical proof of concept. Ann Clin Transl Neurol. 1 (1), 34-44 (2014).
  10. Harrigan, M. E., et al. Assessing rat forelimb and hindlimb motor unit connectivity as objective and robust biomarkers of spinal motor neuron function. Sci Rep. 9 (1), 16699(2019).
  11. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological motor unit number estimation (mune) measuring compound muscle action potential (cmap) in mouse hindlimb muscles. J. Vis. Exp: JoVE. (103), e52899(2015).
  12. Martin, M., Li, K., Wright, M. C., Lepore, A. C. Functional and morphological assessment of diaphragm innervation by phrenic motor neurons. J. Vis. Exp: JoVE. (99), e52605(2015).
  13. Mccomas, A., Fawcett, P. R. W., Campbell, M., Sica, R. Electrophysiological estimation of the number of motor units within a human muscle. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 34 (2), 121-131 (1971).
  14. Felice, K. J. A longitudinal study comparing thenar motor unit number estimates to other quantitative tests in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Muscle Nerve. 20 (2), 179-185 (1997).
  15. Vucic, S., Rutkove, S. B. Neurophysiological biomarkers in amyotrophic lateral sclerosis. Curr Opin Neurol. 31 (5), 640-647 (2018).
  16. Carleton, S., Brown, W. Changes in motor unit populations in motor neurone disease. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 42 (1), 42-51 (1979).
  17. Yuen, E. C., Olney, R. K. Longitudinal study of fiber density and motor unit number estimate in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Neurology. 49 (2), 573-578 (1997).
  18. Gooch, C. L., et al. Motor unit number estimation: A technology and literature review. Muscle Nerve. 50 (6), 884-893 (2014).
  19. Henderson, R. D., Ridall, P. G., Hutchinson, N. M., Pettitt, A. N., Mccombe, P. A. Bayesian statistical mune method. Muscle Nerve. 36 (2), 206-213 (2007).
  20. Shefner, J., et al. Multipoint incremental motor unit number estimation as an outcome measure in als. Neurology. 77 (3), 235-241 (2011).
  21. Stein, R. B., Yang, J. F. Methods for estimating the number of motor units in human muscles. Ann Neurol. 28 (4), 487-495 (1990).
  22. Shefner, J. M. Motor unit number estimation in human neurological diseases and animal models. Clin Neurophysiol. 112 (6), 955-964 (2001).
  23. Ahad, M., Rutkove, S. Correlation between muscle electrical impedance data and standard neurophysiologic parameters after experimental neurogenic injury. Physiol Meas. 31 (11), 1437(2010).
  24. Kasselman, L. J., Shefner, J. M., Rutkove, S. B. Motor unit number estimation in the rat tail using a modified multipoint stimulation technique. Muscle Nerve. 40 (1), 115-121 (2009).
  25. Ngo, S., et al. The relationship between bayesian motor unit number estimation and histological measurements of motor neurons in wild-type and sod1g93a mice. Clin Neurophysiol. 123 (10), 2080-2091 (2012).
  26. Feasby, T., Brown, W. Variation of motor unit size in the human extensor digitorum brevis and thenar muscles. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 37 (8), 916-926 (1974).
  27. Nichols, N. L., Vinit, S., Bauernschmidt, L., Mitchell, G. S. Respiratory function after selective respiratory motor neuron death from intrapleural ctb-saporin injections. Exp Neurol. 267, 18-29 (2015).
  28. Nichols, N. L., et al. Ventilatory control in als. Respir Physiol Neurobiol. 189 (2), 429-437 (2013).
  29. Cifra, A., Nani, F., Nistri, A. Respiratory motoneurons and pathological conditions: Lessons from hypoglossal motoneurons challenged by excitotoxic or oxidative stress. Respir Physiol Neurobiol. 179 (1), 89-96 (2011).
  30. Kobayashi, Z., et al. Fals with gly72ser mutation in sod1 gene: Report of a family including the first autopsy case. J Neurol Sci. 300 (1), 9-13 (2011).
  31. Su, M., Wakabayashi, K., Tanno, Y., Inuzuka, T., Takahashi, H. An autopsy case of amyotrophic lateral sclerosis with concomitant alzheimer's and incidental lewy body diseases. No to shinkei= Brain and nerve. 48 (10), 931-936 (1996).
  32. Lladó, J., et al. Degeneration of respiratory motor neurons in the sod1 g93a transgenic rat model of als. Neurobiol Dis. 21 (1), 110-118 (2006).
  33. Borkowski, L. F., Smith, C. L., Keilholz, A. N., Nichols, N. L. Divergent receptor utilization is necessary for phrenic long-term facilitation over the course of motor neuron loss following ctb-sap intrapleural injections. J Neurophysiol. 126 (3), 709-722 (2021).
  34. Nicolopoulos-Stournaras, S., Iles, J. F. Motor neuron columns in the lumbar spinal cord of the rat. J Comp Neurol. 217 (1), 75-85 (1983).
  35. Tosolini, A. P., Morris, R. Targeting motor end plates for delivery of adenoviruses: An approach to maximize uptake and transduction of spinal cord motor neurons. Sci Rep. 6 (1), 33058(2016).
  36. Mchanwell, S., Biscoe, T. The localization of motoneurons supplying the hindlimb muscles of the mouse. Phil. Trans. R. , 477-508 (1981).
  37. Nair, J., et al. Histological identification of phrenic afferent projections to the spinal cord. Respir Physiol Neurobiol. 236, 57-68 (2017).
  38. Courtine, G., et al. Can experiments in nonhuman primates expedite the translation of treatments for spinal cord injury in humans. Nat Med. 13 (5), 561-566 (2007).
  39. Friedli, L., et al. Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates. Sci Transl Med. 7 (302), 134(2015).
  40. Arnold, R., et al. Nerve excitability in the rat forelimb: A technique to improve translational utility. J Neurosci Methods. 275, 19-24 (2017).
  41. Boriek, A., Rodarte, J., Reid, M. Shape and tension distribution of the passive rat diaphragm. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 280, R33-R41 (2001).

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Phrenicusnerv MotoneuronenZwerchfell MotorikzentrenSch tzung der Motoneuronzahlzusammengesetztes MuskelaktionspotentialEinzelmotoneuronenpotentialelektrophysiologische Beurteilungneuromuskul re FunktionKollateralsprossungRattenmodell f r Neurodegenerationlongitudinale Biomarker
Bewertung der Konnektivitätsergebnisse von Ratten-Zwerchfell-Motoreinheiten als quantitative Biomarker für die Degeneration und Kompensation von phrenischen Motoneuronen
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.