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Ein Rattenmodell für den Verschluss/die Reperfusion der mittleren Hirnarterie ohne Beschädigung der anatomischen Struktur der Hirngefäße

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DOI:

10.3791/66635

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17. Mai 2024

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1Department of Neurosurgery, The Third Hospital of Hebei Medical University, 2School of Pharmacy, Key Laboratory of Molecular Pharmacology and Drug Evaluation, Ministry of Education, Collaborative Innovation Center of Advanced Drug Delivery System and Biotech Drugs in Universities of Shandong, Yantai University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das aktuelle Protokoll beschreibt ein Rattenmodell des Verschlusses/der Reperfusion der mittleren Hirnarterien, das die anatomische Struktur der Hirngefäße bewahrt, ohne Schäden zu verursachen.

Zusammenfassung

Ischämischer Schlaganfall ist die Hauptursache für langfristige Behinderung und Mortalität bei Erwachsenen weltweit. Tiermodelle des ischämischen Schlaganfalls haben wesentlich zu unserem Verständnis seiner pathologischen Mechanismen und zur Entwicklung potenzieller Behandlungsmethoden beigetragen. Gegenwärtig gibt es zwei gängige Methoden, bei denen Filamenttechniken (endovaskuläre Nahttechniken) verwendet werden, um Tiermodelle für zerebrale Ischämie zu induzieren. Diese Methoden haben jedoch inhärente Einschränkungen, wie z. B. eine verminderte Durchblutung des Gehirns, eine Schädigung des äußeren Halsschlagadersystems, eine gestörte Nahrungs- und/oder Wasseraufnahme und eine sensorische Dysfunktion des Gesichts. In diesem Artikel wird eine neue Methode zur Induktion eines ischämischen Schlaganfallmodells bei Ratten vorgestellt, ohne die zerebrale Gefäßanatomie zu beeinträchtigen. In dieser Studie wurde die Arteria carotis communis (CCA) von Sprague-Dawley-Ratten freigelegt und ein Schnitt gemacht. Anschließend wurde ein Filament durch den Schnitt in die Arteria carotis interna eingeführt, um die mittlere Hirnarterie zu verschließen. Nach 1,5 h induzierter Ischämie wurde das Verschlussfilament sowohl aus der Arteria carotis interna als auch aus der CCA vollständig entfernt. Der Schnitt in der CCA wurde anschließend mit 11-0 mikrochirurgischen Nähten unter dem Mikroskop vernäht (4-fache Vergrößerung). Durch den Einsatz mikrochirurgischer Techniken zur Reparatur der CCA wurde in dieser Studie erfolgreich eine einzigartige Methode entwickelt, um ein ischämisches Schlaganfallmodell bei Ratten zu induzieren und gleichzeitig die anatomische Integrität der zerebralen Blutgefäße zu erhalten.

Einleitung

Schlaganfall, die häufigste Todesursache und langfristige neurologische Dysfunktion bei Erwachsenen weltweit, umfasst verschiedene Arten, wobei ischämischer Schlaganfall etwa 81,9% der Fälle ausmacht, während Hirnblutungen und Subarachnoidalblutungen 14,9% bzw. 3,1% ausmachen1. Ein ischämischer Schlaganfall resultiert häufig aus Arteriosklerose oder einem Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCA), was zu einer Verringerung des lokalen zerebralen Blutflusses und einer anschließenden Hirnschädigung führt. Diese Verringerung der Nährstoffversorgung der ischämischen Zellen löst einen Energiemangel aus, der zu einem Verlust der Membranintegrität, einer Zellschwellung und schließlich zur Lyse führt. Darüber hinaus tragen Faktoren wie erhöhtes intrazelluläres Kalzium, exzitatorische Aminosäurefreisetzung, erhöhte Produktion freier Radikale und Aktivierung von Entzündungszellen zur Schädigung des Hirngewebes nach einem Schlaganfall bei2.

Die Behandlungsziele für ischämische Schlaganfälle sind vielschichtig: Reduzieren Sie laufende neurologische Schäden und senken Sie die Sterblichkeit und langfristige Behinderung; verhindern Sie Komplikationen, die durch Immobilität und neurologische Dysfunktion entstehen; und minimieren Sie das Risiko eines erneuten Schlaganfalls. Angesichts der Komplexität der Pathophysiologie des ischämischen Schlaganfalls ist ein robustes Schlaganfallmodell für die Forschung und Entwicklung von Behandlungen für ischämische Schlaganfälle unerlässlich.

Derzeit ist der Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAo) ein gängiges Tiermodell für ischämischen Schlaganfall3. MCAo wird typischerweise durchgeführt, indem ein Monofilament mit Silikonspitze oder Flamme durch die zervikalen Gefäße eingeführt wird, bis es den Ursprung der mittleren Hirnarterie (MCA) erreicht. Im Jahr 1986 entwickelten Koizumi und Kollegen eine Technik, bei der ein Monofilament mit Silikonspitze durch einen Schnitt in der Arteria carotis communis (CCA) eingeführt wurde, wodurch es den Eingang der MCA erreichen und seinen Blutfluss blockieren konnte4. Im Jahr 1989 berichtete Longas Gruppe über eine weitere MCAo-Methode, bei der ein Monofilament durch einen Schnitt in der Arteria carotis externa (ECA) eingeführt wurde. Das Monofilament durchläuft dann die Bifurkation der Arteria carotis interna (ICA) und der ECA, bevor es den Ausgangspunkt der MCA5 erreicht.

Die Grenzen der beiden bestehenden Methoden zur Induktion von MCAo sind offensichtlich. Koizumis Methode erfordert eine dauerhafte Blockade des ipsilateralen CCA, was zu einer verminderten MCA-Perfusion führt, da die Reperfusion ausschließlich auf dem Kreis von Willis4 beruht. Umgekehrt beinhaltet die Longa-Methode das Schneiden der ECA, was zu einer Schädigung des ECA-Systems und einer anschließenden Beeinträchtigung der Gesichtsmuskelfunktion führt5. Diese Schädigung kann sich auf die Nahrungs- und Wasseraufnahme auswirken sowie sensorische Funktionsstörungen des Gesichts verursachen, die die Rehabilitation und die Beurteilung der neurologischen Funktion nach ischämischem Schlaganfall beeinträchtigen6.

Das aktuelle Protokoll versucht, diese Einschränkungen zu beheben, indem es eine neue Methode entwickelt, um ein ischämisches Schlaganfallmodell zu induzieren, ohne die anatomische Struktur der Hirngefäße zu beschädigen. Dieser neuartige Ansatz nutzt mikrochirurgische Techniken, um die CCA zu reparieren und so die Nachteile früherer Methoden zu vermeiden.

Protokoll

Das experimentelle Verfahren erhielt die Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee an der Yantai University (Zulassungsnummer: YTDX20230410) und entsprach den Richtlinien der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Für diese Studie wurden männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht zwischen 300 und 350 g verwendet. Eine umfassende Liste der verwendeten Tiere, Reagenzien und Geräte finden Sie in der Materialtabelle.

1. Vorbereitung von Tieren

  1. Halten Sie die Tiere in einer Umgebung, in der ein 12-stündiger Hell-Dunkel-Zyklus, kontrollierte Temperatur und Luftfeuchtigkeit eingehalten werden. Stellen Sie sicher, dass sie uneingeschränkten Zugang zu Nahrung und Wasser haben.

2. Anästhesie

  1. Betäuben Sie die Ratten durch intraperitoneale Injektion mit einer Mischung, die Ketamin (80 mg/kg) und Xylazin (20 mg/kg) enthält.
    HINWEIS: Neigen Sie den Kopf und den Körper der Ratten nach unten. Die Injektionsstelle befindet sich im unteren rechten Quadranten des Abdomens des Tieres. Ziehen Sie den Kolben zurück, bevor Sie injizieren. Das durchschnittliche Injektionsvolumen beträgt 0,4 ml.
  2. Bestätigen Sie die Einleitung der Anästhesie, indem Sie den Rückzugsreflex der Hinterpfote und den Blinzelreflex beurteilen. Wenn keine ausreichende Anästhesietiefe erreicht wird, ergänzen Sie während des chirurgischen Eingriffs mit Isofluran.

3. Verfahren zur ischämischen Modellierung

  1. Sterilisieren Sie die chirurgischen Instrumente mit einem Autoklaven. Desinfizieren Sie die Operationstische und die zugehörige Ausrüstung mit 70 % Ethanol.
  2. Bereiten Sie die Operationsstelle vor, indem Sie das Fell um die vorgesehene Inzisionsstelle herum rasieren. Desinfizieren Sie die Haut an der Operationsstelle dreimal mit Betadin und 70% Ethanol.
  3. Machen Sie einen ca. 1,5 cm langen Schnitt in der Mittellinie auf der Bauchseite und öffnen Sie die oberflächliche Faszie.
  4. Führen Sie eine scharfe und stumpfe Dissektion durch, um die Arteria carotis externa (ECA), die Arteria carotis interna (ICA) und die Arteria carotis communis (CCA) gemäß der zuvor beschriebenen Methode freizulegen7.
  5. Platzieren Sie drei 4-0-Seidennähte um die CCA und eine weitere Seidennaht durch die ECA in der Nähe der ICA-Bifurkation. Binden Sie einen lösbaren Schlupfknoten auf den proximalen CCA. Ziehen Sie die Naht an der distalen CCA mit einem Blutstiller fest, um den Blutfluss zu blockieren. Binden Sie während des Nähens einen weiteren Schlupfknoten locker um den CCA, um sicherzustellen, dass das Gefäß nicht verschlossen wird.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Schlupfknoten nicht zu eng ist, sondern nur ausreichend, um den Blutfluss zu blockieren, da er während der Gefäßnaht gelöst werden muss.
  6. Machen Sie mit einer Schere einen 0,5 mm breiten Schnitt zwischen der proximalen Seidennaht und der mittleren Naht auf dem CCA.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Schnitt es dem Filament (silikonbeschichtete Spitze) ermöglicht, in das CCA einzudringen.
  7. Führen Sie ein 3 cm langes 4-0 Filament (silikonbeschichtete Spitze) in den CCA ein. Ziehen Sie die Seidennähte um das CCA fest, um das intraluminale Filament zu sichern und Blutungen zu vermeiden. Entfernen Sie dann die Naht aus dem distalen CCA.
  8. Führen Sie das Filament weiter in das Lumen des MCA ein und kontrollieren Sie die Nähte um das ECA, um sicherzustellen, dass das Filament nicht in das ECA eindringt. Die Einstecklänge beträgt typischerweise 18 mm bis 20 mm.
  9. Starten Sie einen Timer und notieren Sie den Zeitpunkt, zu dem die Okklusion beginnt. Vernähen Sie den Halsschnitt mit 3-0 Seidenfäden und legen Sie das Tier vorsichtig in einen Aufwachkäfig. Verabreichen Sie 0,5 ml normale Kochsalzlösung intraperitoneal.

4. Mikrochirurgisches Nähen des CCA

  1. Betäuben Sie die Ratte 1,5 h nach der Ischämie erneut. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle dreimal mit 70%igem Ethanol und öffnen Sie den Schnitt erneut.
  2. Ziehen Sie das okkludierende Filament vorsichtig zurück, bis die weiße Spitze in der Nähe des CCA-Schnitts deutlich sichtbar ist. Platzieren Sie eine Mikroklemme horizontal in der Nähe des gesicherten intraluminalen Nahtknotens in der Nähe der CCA-Bifurkation.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, die weiße Filamentspitze einzuklemmen, um ein Ablösen des Silikons und eine anschließende Thrombose zu verhindern.
  3. Lösen Sie den gesicherten intraluminalen Nahtknoten und entfernen Sie das Filament vollständig.
  4. Platzieren Sie eine weitere Mikroklemme in der Nähe der Herzseite des proximalen CCA-Knotens. Anschließend entfernen Sie den Nahtknoten um das proximale CCA.
    HINWEIS: Die richtige Platzierung der Klemmen ist entscheidend für die Anhebung fixierter Gefäße in späteren Schritten, um die mikrovaskuläre Naht zu erleichtern. Platzieren Sie die Klammern horizontal auf den umgebenden Muskeln, um ein Verrutschen zu verhindern.
  5. Spülen Sie die Inzisionsstelle mit normaler Kochsalzlösung ab und trocknen Sie den Bereich mit einem sterilen Wattebausch, um das Blut zu entfernen und ein klares Operationsfeld zu erhalten.
  6. Unter einem Mikroskop (4-fache Vergrößerung) nähen Sie den CCA-Schnitt mit 11-0 mikrochirurgischen Nähten in einem unterbrochenen Muster, wobei je nach Schnittgröße in der Regel zwei Stiche erforderlich sind.
  7. Entfernen Sie nach dem Nähen die Mikroklemmen an beiden Enden des CCA, um den Blutfluss wiederherzustellen.
  8. Üben Sie mit einem sterilen Wattebausch 30 s lang Druck auf die CCA-Nahtstelle aus. Beobachten Sie die CCA 2 Minuten lang, um sicherzustellen, dass keine Blutungen auftreten. Nähen Sie den Halsschnitt der Ratte und legen Sie das Tier zur Narkosewiederherstellung in eine 35 °C Pflegebox, bevor Sie es in den Käfig zurückbringen.
    HINWEIS: Intraperitoneal mit Meloxicam in einer Dosis von 2 mg/kg zur postoperativen Analgesie verabreichen.

5. Färben mit 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)

  1. Drei Tage nach der Ischämie-Reperfusion werden die Tiere unter tiefer Narkose mit 4% Isofluran und Zervixluxation eingeschläfert.
  2. Entfernen Sie die Gehirne und schneiden Sie sie mit einer Skalpellklinge in 2 mm dicke Kronenabschnitte8.
  3. Inkubieren Sie die Hirnabschnitte mit 2% TTC für 20 min bei 37 °C.
  4. Spülen Sie die Gehirnabschnitte zweimal mit 10 % Formalin aus und fixieren Sie sie dann 30 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 10 % Formalin.
  5. Nehmen Sie digitale Fotos von aufeinanderfolgenden Schnitten auf und messen Sie die Infarktbereiche quantitativ mit der Image J-Software.

6. Neurologischer Funktionstest

HINWEIS: Die neurologische Funktion wurde mit dem Garcia-Test bewertet, nach einem früheren Bericht9.

  1. Beurteilen Sie die spontane Aktivität, die Symmetrie in der Bewegung aller vier Gliedmaßen, das Ausstrecken der Vorderpfote, das Klettern, die Propriozeption des Körpers und die Reaktion auf Vibrissae-Berührungen. Vergeben Sie Punktzahlen basierend auf den Garcia-Testkriterien, wobei eine maximale Punktzahl von 18 Punkten auf eine normale neurologische Funktion hinweist.

7. Statistische Analyse

  1. Verwenden Sie GraphPad Prism, um statistische Analysen mit dem Student's t-Test durchzuführen. Geben Sie die Daten als Mittelwert ± Standardabweichung aus. Betrachten Sie Unterschiede zwischen den Mittelwerten als statistisch signifikant, wenn P 0,05 <.

Ergebnisse

Der Prozess der Mikronaht
Das Filament wurde in der Nähe des Schnitts des CCA zurückgezogen, bis die weiße Filamentspitze sichtbar war (Abbildung 1A). Anschließend wurden Mikroklemmen auf den CCA aufgesetzt (Abbildung 1B). Unter dem Mikroskop bei 4-facher Vergrößerung wurde der Schnitt des CCA mit mikrochirurgischen Nähten in einem unterbrochenen Muster vernäht (Abbildung 1C). Anschließend wurden die Mikroklemmen aus dem CCA entfernt, wodurch die anatomische Struktur und der Blutfluss wiederhergestellt wurden (Abbildung 1D).

TTC-Färbung und Mortalitätsrate
Insgesamt wurden 12 erwachsene männliche Ratten nach dem Zufallsprinzip in zwei Gruppen eingeteilt: Schein und Modell (n = 6 in jeder Gruppe). Leider starb ein Tier in der Scheingruppe an einer Überdosis Betäubungsmittel, und ein Tier in der Modellgruppe starb innerhalb von 24 Stunden. Die Infarkte infolge einer zerebralen Ischämie wurden sowohl im Striatum als auch im Kortex beobachtet (Abbildung 2A). 3 Tage nach einem ischämischen Schlaganfall wurde der Gesamtinfarktanteil mit 29,3 % ± 1,6 % der Hemisphäre gemessen (Abbildung 2B), mit einer Mortalitätsrate von 16,7 % nach der Operation.

Bewertung der neurologischen Funktion
1 und 3 Tage nach einem ischämischen Schlaganfall sanken die Werte der Modellgruppen signifikant im Vergleich zu denen der Scheingruppen (17,8 ± 0,4 vs. 8,2 ± 1,5, Abbildung 3A; 17,6 ± 0,9 vs. 9,6 ± 1,3, Abbildung 3B).

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Abbildung 1: Der Prozess der Mikronaht. (A) Das Filament wird aus dem CCA herausgezogen. Blaue Pfeile zeigen die mikrovaskulären Klemmen an. (B) Der schwarze Pfeil zeigt den Schnitt an, nachdem das Filament vollständig entfernt wurde. Blaue Pfeile zeigen die mikrovaskulären Klemmen an. (C) Unter einem Mikroskop (4-fache Vergrößerung) wurde der CCA-Schnitt mit 11-0 mikrochirurgischen Nähten in einem unterbrochenen Muster vernäht. Blaue Pfeile zeigen die mikrovaskulären Klemmen an. Der schwarze Pfeil zeigt den vernähten Schnitt an. (D) Die Mikroklemmen werden entfernt und der Blutfluss von CCA wird wiederhergestellt. Der schwarze Pfeil zeigt die vernähte Stelle von CCA an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: TTC-Färbeergebnisse des Ischämiemodells. (A) Repräsentative Bilder von 2,3,5-triphenyltetrazolium chlorid (TTC)-gefärbten Hirnschnitten nach zerebraler Ischämie. In lebendem Gewebe wird TTC enzymatisch durch Dehydrogenasen zu 1,3,5-Triphenylformazan reduziert, das eine rote Farbe hat. Das Gewebe in den nekrotischen Bereichen bleibt weiß, da eine solche enzymatische Aktivität fehlt. (B) Prozentsatz der ischämischen Fläche bei Ratten 3 Tage nach zerebraler Ischämie. Verglichen mit der Scheingruppe < **P 0,01. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. In jeder Gruppe gab es fünf Ratten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 3: Bewertung der neurologischen Funktion. (A) Garcia-Ergebnisse 1 Tag nach zerebraler Ischämie. (B) Garcia erzielt 3 Tage nach zerebraler Ischämie Punkte. Verglichen mit der Scheingruppe < **P 0,01. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. In jeder Gruppe gab es fünf Ratten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

MCAo ist eine weit verbreitete Methode zur Erstellung von Tiermodellen für Schlaganfälle, die den bei Patienten beobachteten Schlaganfallprozess effektiv repliziert, indem der Blutfluss nach Ischämie wiederhergestelltwird 10,11,12. Unser Labor hat ein ischämisches Schlaganfallmodell entwickelt, das eine Reperfusion aus dem CCA ermöglicht, ohne das ECA zu schädigen. Nach der Induktion der Ischämie wird eine mikrochirurgische Reparatur der CCA durchgeführt. Obwohl keine direkte Messung des CCA-Blutflusses durchgeführt wurde, beobachteten die Experimentatoren eine vaskuläre Pulsation in der CCA, bevor sie mit der Reperfusion fortfuhren. Diese Technik bewahrt die anatomische Integrität der Halsgefäße und ähnelt gleichzeitig dem Schlaganfallprozess bei Patienten. Darüber hinaus haben Auswertungen der neurologischen Funktion und des Bereichs der Hirnischämie die Validität des durch diesen chirurgischen Ansatz induzierten Schlaganfalls bestätigt.

Die zuvor beschriebenen ischämischen Schlaganfallmodelle können von verschiedenen Faktoren beeinflusst werden. Bei der Methode von Koizumi et al.4 stützt sich die Blutreperfusion aufgrund der Ligatur des CCA stark auf den Willis-Kreis. Variationen des zerebralen Gefäßsystems können jedoch das endgültige Hirninfarktvolumen beeinflussen und möglicherweise die Mortalitätsrate des Schlaganfallmodells aufgrund der geringen Blutperfusion erhöhen13,14. Darüber hinaus kann eine Ischämie der ECA die Funktion der Gesichtsmuskulatur und der Nerven beeinträchtigen, was sich auf die Beurteilung verschiedener neurologischer Funktionen auswirkt 15,16.

Die aktuelle Methode begegnet diesen Herausforderungen durch drei wichtige Schritte: (1) Halten Sie den CCA-Schnitt so klein wie möglich, nur groß genug für das Einsetzen von Filamenten, wodurch der Zeitaufwand und die mit der Gefäßnaht verbundenen Schäden reduziert werden. (2) Platzieren Sie mikrovaskuläre Klemmen so nah wie möglich an der CCA-Bifurkation, wenn Sie die distale CCA klemmen, um ein Einklemmen der weißen Filamentspitze zu verhindern, das zu Silikonablösung und Thrombose führen könnte. (3) Beobachtung der CCA auf wiederaufgenommene Pulsation und das Fehlen wesentlicher Blutungen vor dem Nähen des Mittellinienschnitts am Hals nach der Gefäßreparatur.

Die aktuelle Methode weist mehrere Einschränkungen auf. Erstens besteht die Möglichkeit, dass sich an der Nahtstelle Embolien bilden, die bei einer Ablösung zu einer weiteren Hirnischämie führen können. Dieses Risiko sollte in zukünftigen Experimenten sorgfältig abgewogen und gehandhabt werden. Zweitens wurde in der Studie das Körpergewicht der Ratten nicht überwacht, was es schwierig macht, festzustellen, ob die Methode ihre Nahrungsaufnahme beeinflusst hat. Die Nahrungsaufnahme ist ein direkter Indikator für die Vorteile der Methode, und ihre Bewertung könnte wertvolle Erkenntnisse liefern. Schließlich erfordert die derzeitige Methode technische Kenntnisse in mikrochirurgischen Operationen, was ihre breite Anwendung ohne angemessene Ausbildung und Fachwissen einschränken kann.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die MCAo-Modellierungsmethode zwar eine hohe physiologische Relevanz und strukturelle Integrität bietet, aber mit Einschränkungen verbunden ist, die für robustere Experimente behoben werden müssen. Die Erhaltung der anatomischen Integrität der Halsgefäße und die genaue Simulation von Schlaganfallprozessen bei Patienten sind wesentliche Stärken der Methode. Dieser Ansatz wird zweifellos wesentlich zur Erforschung des ischämischen Schlaganfalls beitragen und die Zuverlässigkeit und Genauigkeit experimenteller Modelle verbessern. Letztendlich kann dies dazu führen, dass weniger Versuchsgruppen benötigt werden, um therapeutische Wirkungen zu testen, was zu zuverlässigeren experimentellen Ergebnissen führt.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine potenziellen Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde 2023 vom Hebei Province Introducing Foreign Intelligence Project unterstützt. Wir danken Lisa Kreiner, PhD, von Liwen Bianji, (Edanz) (www.liwenbianji.cn), für die Bearbeitung des englischen Textes eines Entwurfs dieses Manuskripts.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10% FormalinBeijing Labgic Technology Co., Ltd.BL913A
11-0 mikrochirurgische NähteNingbo Medical Suture Needle Co., Ltd.3/8 1&mal;
2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)SIGMAT8877
3-0 SeidennahtNingbo Medical Suture Needle Co., Ltd.3-0
4% Isofluran   Verifizierter Lieferant - Tianjin Ringpu Bio-Technology Co., Ltd.
6-0 SeidennahtNingbo Medical Suture Needle Co., Ltd.6-0
70% EthanolShandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd.
FilamentXinong Technologies Co Ltd.2838-A5
Ketamin   Verifizierter Lieferant - Jiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd.230613BL
Männliche Sprague Dawley RattenJinan Pengyue Experimental Animal Breeding Co., Ltd.SCXK (Lu) 20190003
MikroclipsShanghai Jinzhong Medical Device FactoryW40150
MikroskopZEISSS100 OPMI pico
PflegeboxBeijing Fuyi Electrical Appliance Co., Ltd.FYL-YS-100L
XylazinSIGMAPHR3263
52022110220230408

Referenzen

  1. Tu, W. J., et al. China stroke surveillance report 2021. Mil Med Res. 10 (1), 33(2023).
  2. Wu, L., et al. Targeting oxidative stress and inflammation to prevent ischemia-reperfusion injury. Front in Mol Neurosci. 13, 28(2020).
  3. Ringelstein, E. B., et al. Type and extent of hemispheric brain infarctions and clinical outcome in early and delayed middle cerebral artery recanalization. Neurology. 42 (2), 289-298 (1992).
  4. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. E. Experimental studies of ischemic brain edema: A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jap J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Trueman, R. C., et al. A critical re-examination of the intraluminal filament MCAO model: Impact of external carotid artery transection. Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).
  7. Ansari, S., Azari, H., McConnell, D. J., Afzal, A., Mocco, J. Intraluminal middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke with laser Doppler flowmetry guidance in mice. J Vis Exp. (51), e2879(2011).
  8. Yu, Z., et al. Icaritin inhibits neuroinflammation in a rat cerebral ischemia model by regulating microglial polarization through the GPER-ERK-NF-κB signaling pathway. Mol Med. 28 (1), 142(2022).
  9. Garcia, J. H., Wagner, S., Liu, K. F., Hu, X. J. Neurological Deficit and extent of neuronal necrosis attributable to middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 26 (4), 627-634 (1995).
  10. Bracko, O., et al. 3-Nitropropionic acid-induced ischemia tolerance in the rat brain is mediated by reduced metabolic activity and cerebral blood flow. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (9), 1522-1530 (2014).
  11. Goldmacher, G. V., et al. Tracking transplanted bone marrow stem cells and their effects in the rat MCAO stroke model. PLoS One. 8 (3), e60049(2013).
  12. Lee, H. J., et al. The therapeutic potential of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells in Alzheimer's disease. Neurosci Lett. 481 (1), 30-35 (2010).
  13. Connolly, E. S., Winfree, C. J., Solomon, R. A. Procedural and strain-related variables significantly affect outcome in a murine model of focal cerebral ischemia. Neurosurgery. 38 (3), 523-531 (1996).
  14. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  15. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  16. Virtanen, T., Jolkkonen, J., Sivenius, J. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2004).

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Schlagwörter

Isch misches SchlaganfallmodellRatten SchlaganfallmodellIntegrit t der zerebralen Gef eFilament induzierte Isch miemikrochirurgische TechnikenArteria carotis communisReperfusionsschadenTTC F rbungMessung des Infarktvolumens

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