Ein neues hybrides quantitatives Bewertungsmodell für axilläre junktionale Blutungen bei Schweinen

Zusammenfassung

Diese Studie stellt ein hybrides quantitatives Modell für axilläre junktionale Blutungen bei Schweinen vor, das die Bewertung der präklinischen hämostatischen Intervention verbessert.

Zusammenfassung

In dieser Studie haben wir ein hybrides quantitatives Modell zur Simulation von junktionalen Blutungen der oberen Extremitäten bei Schweinen entwickelt und validiert, um die Entwicklung von präklinischen hämostatischen Produkten voranzutreiben. Anhand von 12 gesunden, 8 Monate alten männlichen Yorkshire-Schweinen demonstrierten wir die Machbarkeit eines Modells zur Verletzung der Achselarterie von Schweinen zur Bewertung der hämostatischen Wirksamkeit. Die Tiere wurden in drei Gruppen eingeteilt, die sich einer volumenkontrollierten Blutung (VCH) unterzogen, die einen hämorrhagischen Schock der Klassen I-III nachahmte, indem sie unterschiedlich schnell Blut entnahmen. Die anschließende externe Kompression wurde mit einem neuartigen Gerät angewendet, das aus einem mechanischen Arm und einem aufblasbaren hämostatischen Ballon bestand, um einen kontrollierten Druck zu erreichen, um die Gerinnselbildung zu verbessern. Hämodynamische Parameter, einschließlich Herzfrequenz und Blutdruck, wurden kontinuierlich überwacht, wobei der Einfluss von kontrollierten Blutungen und externer Kompression auf die physiologischen Reaktionen hervorgehoben wurde. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Kombination von VCH mit gezielter externer Kompression klinische Szenarien einer Verletzung der Arteria axillaris effektiv simuliert und ein wertvolles Modell für die kontrollierte, standardisierte Prüfung hämostatischer Interventionen darstellt. Diese Studie unterstreicht das Potenzial des Modells bei der Erleichterung der Entwicklung und Evaluierung neuer hämostatischer Mittel und Geräte zur Behandlung von junktionalen Blutungen.

Einleitung

Die Behandlung traumatischer Blutungen, insbesondere in junktionalen Regionen, in denen herkömmliche Tourniquets nicht angewendet werden können, stellt sowohl in der militärischen als auch in der zivilen Traumaversorgung eine große Herausforderung dar. Eine wirksame Kontrolle von Blutungen in Bereichen wie der Achsel- und Leistenregion, die durch eine komplexe Gefäßanatomie gekennzeichnet sind, ist überlebenswichtig. Eine Verletzung der Arteria axillaris ist die Hauptursache für massive Blutungen an der Verbindungsstelle der oberen Extremität¹. Die Packung der Verbände und die externe Kompression sind die wichtigsten Schritte bei der präklinischen Notfallblutungskontrolle. Das Fortschreiten der neuen hämostatischen Verbände hat die hämostatische Effizienz stark verbessert. Eine externe Kompression ist jedoch für eine effektive Blutstillung im Frühstadium unerlässlich ^2,3. In dieser Studie wird ein neuartiges hybrides quantitatives Bewertungsmodell vorgestellt, das ein Schweinemodell zur Simulation von junktionalen Blutungen der oberen Extremitäten verwendet, mit dem Ziel, präklinische hämostatische Interventionen voranzutreiben.

Junctionale Verletzungen erfordern oft konstanten, direkten manuellen Druck, der im präklinischen Umfeld aufgrund des begrenzten Personals und unvorhersehbarer Umstände nur schwer zu erreichen ist⁴. Der Grund für die Entwicklung dieser Technik liegt in den Grenzen der bestehenden Methoden zur Kontrolle von junktionalen Blutungen. Das vorgeschlagene hybride quantitative Bewertungsmodell hat einen deutlichen Vorteil gegenüber alternativen Techniken. Durch die Verwendung eines Schweinemodells, das die menschliche Physiologie genau nachahmt, kann die Studie im Vergleich zu einem perfundierten Leichenmodell zuverlässigere und übersetzbarere Ergebnisse liefern⁵.

Schweinemodelle werden aufgrund ihrer physiologischen und anatomischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen in großem Umfang in der Gefäßtraumaforschung eingesetzt, was sie ideal für die Bewertung von Blutstillungsmitteln und -techniken macht ^6,7. Das Studienprotokoll kombiniert akribisch volumenkontrollierte Blutungen (VCH) mit externer mechanischer Kompression, um das klinische Szenario einer Verletzung der Arteria axillaris genau nachzuahmen und damit dem dringenden Bedarf an zuverlässigen hämostatischen Methoden in Szenarien mit junktionalen Blutungen gerecht zu werden.

Die Integration der Sonographie erhöht die Präzision der Blutungskontrolltechniken und erleichtert die Bildinterpretation, was den interdisziplinären Charakter der modernen Traumaversorgung unterstreicht. Die Entwicklung eines mechanischen externen Kompressionsgeräts stellt einen bedeutenden Fortschritt dar und bietet eine vielversprechende Alternative zur manuellen Kompression und herkömmlichen hämostatischen Methoden. Diese Forschung zielt darauf ab, den optimalen Druck zu bestimmen, der für eine effektive Blutstillung in junktionalen Bereichen erforderlich ist, wodurch möglicherweise eine bedeutende Lücke in der Literatur zur Traumaversorgung geschlossen wird.

Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden von der Labortierschutz- und Ethikkommission der Army Medical University (AMUWEC20201513) genehmigt, die sich an die ethische 3R-Richtlinie hält, die sich für die Reduzierung, Verfeinerung und den Ersatz der Verwendung von Tieren einsetzt. Insgesamt wurden 12 gesunde, 8 Monate alte (49-56 kg) männliche Yorkshire-Schweine als Tiermodell ausgewählt und in drei Gruppen (n=4/Gruppe) randomisiert. Das Gewicht und die anatomische Struktur des Yorkshire-Schweins ähneln denen des Menschen, wodurch es für die biomedizinische Forschung geeignet ist.

1. Chirurgische Vorbereitung

HINWEIS: Ein typisches Experiment dauert 120 Minuten, beginnend mit 30 Minuten für die chirurgische Vorbereitung. Darauf folgt eine Abfolge von Ereignissen in 10-Minuten-Intervallen, die speziell als T0, T10, T20, T30, T40, T50, T60, T70, T80 und T90 definiert sind, um ein akribisches Timing während des gesamten Prozesses zu gewährleisten. Nach dem chirurgischen Aufbau umfasst das Protokoll 20 Minuten für (VCH) und 40 Minuten für die Anwendung externer Kompression. Das Experiment endet mit 30 Minuten, die für die Nachbeobachtung vorgesehen sind, um die Ergebnisse der Interventionen zu bewerten (Abbildung 1).

1. Zubereitung von Tieren
   1. Nach der Ankunft in der Anlage halten Sie jedes Schwein in einem separaten Raum mit einer Temperatur von 24 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 60 %. Trocknen Sie das Schwein 12 Stunden vor der Operation fasten (Verzicht auf Futter, sondern nur auf Wasser), um Übelkeit, Erbrechen und Aspiration zu vermeiden.
2. Vorbereitung am Tag der Operation
   1. Prämedikation des Schweins durch intramuskuläre Injektion von Ketamin (20 mg/kg) und Atropin (0,01 mg/kg) in den lateralen Bereich des Halses. Beurteilen Sie den Grad der Anästhesie anhand des Kiefertonus und der Pedal- und Lidreflexreaktionen.
      HINWEIS: Nach unseren Erfahrungen reichen die verabreichten Anästhesiedosen aus, um das Tier zu sedieren, und die Verwendung von Atropin kann übermäßigen Speichelfluss verhindern. Wenn jedoch die Zeit, die für den Transfer des Tieres aus dem Stall in den Operationssaal benötigt wird, zu lang ist, können zusätzliche Dosen Ketamin (20 mg/kg) sicher injiziert werden. Betäuben Sie das Tier gemäß dem genehmigten IACUC-Protokoll.
   2. Bringen Sie das sedierte Tier in den Operationssaal und befestigen Sie sein Glied in Rückenlage auf einem Operationstisch. Drapieren Sie den OP-Tisch steril und statten Sie ihn mit einer wärmenden Decke aus.
   3. Punktieren Sie die Ohrvene mit einer intravenösen Verweilnadel. Befestigen Sie eine 60-Zoll-Verlängerungsleitung an der Verweilnadel und verbinden Sie das andere Ende mit einer Mikropumpe. Einleitung einer Vollnarkose und Aufrechterhaltung durch kontinuierliche Infusion von Fentanyl (4 μg/kg/h), Midazolam (0,05 mg/kg/h) und Propofol (10 mg/kg/h).
3. Verfahren der Tracheostomie
   1. Desinfizieren Sie den Halsbereich, indem Sie mindestens 3 Runden lang mit Povidon-Jod-Peeling und Alkohol schrubben.
   2. Beurteilen Sie vor dem Schnitt die Tiefe der Anästhesie anhand des Kiefertonus und des Pedalreflexes, um eine angemessene Anästhesie zu gewährleisten. Machen Sie mit einem Skalpell einen 8 cm langen Hautschnitt vom Schilddrüsenknorpel bis zum Manubrium.
   3. Präparieren Sie mit einer chirurgischen Schere mit stumpfer Spitze entlang der medialen Oberflächen der beiden Muskeln sternohyoideus, vertiefen Sie die Dissektion und machen Sie einen 1 cm langen Schnitt an der Luftröhre.
   4. Legen Sie eine Trachealkanüle in geeigneter Größe (7 mm-10 mm) entsprechend der Größe des Molches ein und schließen Sie die andere Seite an das Beatmungsgerät an.
      HINWEIS: Bei diesem Modell werden die Tiere letztendlich auf humane Weise eingeschläfert. Das Intubationsverfahren bei Schweinen ist relativ komplex und zeitaufwändig. Um Operationszeit zu sparen und die Schmerzen der Tiere zu reduzieren, entschieden wir uns für eine schnelle Tracheotomie nach der Anästhesie anstelle einer Intubation vor der Narkoseeinleitung.
4. Mechanische Beatmung
   1. Stellen Sie das Beatmungsgerät auf den intermittierenden Überdruckbeatmungsmodus ein, mit einem Atemzugvolumen von 8 ml/kg, einer Atemfrequenz von 20 Atemzügen pro Minute und einem FiO₂ von 30 %. Stellen Sie das Beatmungsgerät so ein, dass der PCO₂ zwischen 35 und 45 mmHg gehalten wird. Passen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts an, um die Vitalparameter aufrechtzuerhalten und sicherzustellen, dass ETCO₂ und SPO₂ innerhalb des entsprechenden Bereichs liegen.
5. Kanülierung der linken Halsschlagader und der Halsvene
   1. Für die Kanülierung der linken Halsschlagader ist die Cut-Down-Technik anzuwenden, für die mindestens zwei Bediener erforderlich sind.
   2. Stellen Sie sicher, dass wichtige Instrumente für die Kanülierung verfügbar sind, einschließlich Mikroscheren, Nähte mit Nadeln, eine 18G-Nadel, ein Schlauch, eine 5-French-Katheterhülle mit Einführhilfe und ein Seldinger-Führungsdraht.
   3. Präparieren Sie mit dem während der Tracheotomie vorgenommenen Schnitt das Gewebe lateral des Musculus sternohyoideus, um die linke Halsschlagader von der umgebenden Faszie zu isolieren.
   4. Verwenden Sie nicht resorbierbare Seidennähte, um das isolierte Segment der linken Halsschlagader vor der Punktion zu umschließen.
   5. Verwenden Sie Seidennähte, um die Arterie mit einer Hand anzuheben, während Sie sie mit der Nadel in der anderen Hand punktieren. Um die Genauigkeit der Nadelplatzierung zu überprüfen, verabreichen Sie 5 ml 0,9%ige NaCl-Lösung durch die Nadel und achten Sie auf eine Ausdehnung der Arterienwand. Nach Bestätigung der korrekten Positionierung der Nadel schieben Sie den Führungsdraht durch das Rohr und ziehen Sie gleichzeitig die Nadel zurück.
   6. Ziehen Sie das Röhrchen heraus und führen Sie dann den Mantel ein, indem Sie den Einführhebel verwenden, der über den Draht geführt wird. Stellen Sie nach dem Einführen sicher, dass sowohl der Einführkopf als auch der Draht entfernt werden. Befestigen Sie die Hülle auf der Haut, indem Sie die mit 3-0-Seide befestigten Flansche vernähen.
   7. Verwenden Sie die gleiche Technik, um die linke Halsvene freizulegen und zu kanülieren.
6. Kanülierung der rechten Halsschlagader und der Halsvene
   1. Zur Isolierung der rechten Halsschlagader und der Vena jugularis wird eine laterale Dissektion in der Nähe des Musculus sternohyoideus auf der kontralateralen Seite durchgeführt.
   2. Legen Sie einen 7,0 Fr Zentralvenenkatheter mit zwei Anschlüssen in die rechte Jugularvene und verbinden Sie umgehend ein Schallkopfsystem für die Messung des zentralvenösen Drucks.
      HINWEIS: Die Kathetergröße kann je nach Molchgröße variieren.
   3. Schließen Sie die Ringer-Lösung (7 ml/kg/h) an einen Port des zentralen Zugangs an und verabreichen Sie eine Erhaltungsinfusion mit Kochsalzlösung (5 ml/kg/h) über den anderen Port, um das Risiko eines Katheterverschlusses zu verringern.
   4. Führen Sie einen mit einem Thermistor ausgestatteten Arterienkatheter 4,0 Fr in die rechte Halsschlagader ein und verbinden Sie ihn mit dem Herzmonitor, während Sie gleichzeitig die venöse Messeinheit des Monitors mit dem zentralen Venenschallkopf verbinden.
   5. Kalibrieren Sie sowohl den venösen als auch den arteriellen Schallkopf auf Null und beziehen Sie sich dabei auf die Mittelaxillarlinie.
   6. Verwenden Sie eine Wärmedecke, um die Temperatur des Tieres zwischen 37 °C und 39 °C zu halten, wobei die Temperaturüberwachung durch einen Thermistor an der Spitze des arteriellen Katheters erleichtert wird.
   7. Addieren Sie den mittleren arteriellen Druck zu den diastolischen und systolischen Messwerten.

2. Volumenkontrollierte Blutung

1. Gemäß dem skizzierten Protokoll markiert T0 den Beginn der VCH, unmittelbar nach der anfänglichen 30-minütigen chirurgischen Vorbereitungsphase. Verwenden Sie die bei T0 gesammelten Ausgangsdaten für die Einleitung eines hämorrhagischen Schocks, indem Sie Blut aus der linken Halsvene mit spezifischen durchschnittlichen Raten für jede Gruppe entnommen haben: 0,33 ml/kg/min für Gruppe I, 0,67 ml/kg/min für Gruppe II und 1 ml/kg/min für Gruppe III, über einen Zeitraum von 20 min.
2. T20 bedeutet den Abschluss der VCH-Phase. Stellen Sie zu diesem Zeitpunkt sicher, dass die Gruppen I, II und III Blutungswerte von 10 %, 20 % bzw. 30 % bezogen auf das Gesamtblutvolumen (TBV) erreichen.
3. Die TBV des Schweins, ausgedrückt in ml, wird durch manuelle Berechnung unter Verwendung eines geschätzten Blutvolumenparameters von 70 ml/kg^{bestimmt 1,2,3}. Es ist zwingend erforderlich, die spezifische Durchschnittsrate während des Blutentnahmeprozesses beizubehalten.

3. Verletzung der Arteria axillaris

1. Desinfizieren Sie die Achselhöhle, indem Sie mindestens 3 abwechselnde Runden mit Povidon-Jod-Peeling und Alkohol schrubben.
2. Verwenden Sie Ultraschall, um die Oberflächenprojektion der Achselarterie zu kartieren, und verwenden Sie die Dopplersonographie zur Unterscheidung von arteriellen, venösen und neuralen Strukturen innerhalb der Achselgrube. Richten Sie die Sonde senkrecht zur Hautschicht über dem Brustmuskel aus, was eine genaue anatomische Lokalisierung der Achselarterie ermöglicht.
3. Markieren Sie einen 10 cm langen bogenförmigen Schnitt als chirurgischen Zugang basierend auf den anatomischen Orientierungspunkten, die durch ultrasonographische Bildgebung ermittelt wurden (Abbildung 2A). Das Lumen der Arteria axillaris ist reflexionsarm, während die Wand als runde, echoarme Struktur erscheint und vom echoarmen Plexus brachialis umgeben ist.
4. Wenden Sie mit der Sonde eine Kraft von ca. 20 N an und sehen Sie, wie sich die Vene bei der Kompression mit der Ultraschallsonde verschließt. Die axilläre Scheide manifestiert sich als echofreie, lineare Struktur, die das neurovaskuläre Bündel umgibt (Abbildung 2B).
5. Den 10 cm langen bogenförmigen markierten Schnitt mit einem Skalpell in die Haut einschneiden. Fahren Sie mit dem Inzidieren des Unterhautgewebes entlang des Schnitts fort, um die darunter liegenden Strukturen freizulegen. Entfernen Sie teilweise die oberflächlichen und tiefen Brustmuskeln, um die Achselscheide freizulegen (Abbildung 2C).
   HINWEIS: Die Arteria axillaris des Schweins entspringt aus der Arteria subclavia, die vom Musculus subclavia bedeckt ist. Nachdem er den oberen Rand des tiefen Brustmuskels erreicht hat, verläuft er zwischen der oberflächlichen und der tiefen Brustmuskulatur und setzt sich als Arteria brachialis fort. Eine tiefe Achselscheide umgibt die Arteria axillaris, die Vene und den Plexus brachialis.
6. Um die Arteria axillaris freizulegen, präparieren Sie die Achselscheide stumpf mit einer Mikroschere und isolieren Sie ein 6 cm langes Segment der Arterie von der umgebenden Vene und dem Plexus brachialis (Abbildung 2D).
7. Nach der Isolierung schlingen Sie zwei Gefäßblockerbänder um das 6 cm Segment, um das Gefäß zu sichern: Platzieren Sie das rote Band am proximalen Ende und das grüne Band am distalen Ende, bevor Sie die Verletzung verursachen.
8. Binden Sie die beiden Gefäßblockerbänder zusammen, um den Blutfluss vorübergehend zu blockieren. Wenn die Gefäßblockierbänder gelöst werden, kann Blut aus dem Gefäß ausgestoßen werden, wodurch eine unkontrollierte Blutung durch eine Verletzung der Arteria axillaris simuliert wird.
9. Machen Sie mit einer Mikroschere einen 2 mm langen Querschnitt, der etwa 1/3 des Umfangs des Gefäßes betragen sollte.
10. Legen Sie 5 Blätter vorbeschwerte Gaze (6 cm x 8 cm) über den Schnitt an der Achselarterie, wobei jedes Blatt etwa 30 ml Blut aufnehmen kann. Überprüfen Sie die Gefäßblockierbänder, um sicherzustellen, dass beide festgebunden sind und die Spannung aufrechterhalten, um den Blutfluss zu behindern.

4. Externe Kompression

1. Voreinstellung des externen Kompressionsgeräts
   1. Befestigen Sie den mechanischen Arm an der Seite des Operationstisches. Verbinden Sie den aufblasbaren hämostatischen Ballon (Abbildung 3) mit dem Ende des Arms.
      HINWEIS: Die externe Kompressionsvorrichtung besteht aus drei Teilen: einem mechanischen Arm, einem aufblasbaren hämostatischen Ballon und einem Druckmesssystem.
   2. Immobilisieren Sie den flexiblen Filmdrucksensor an der zentralen Stelle auf der Oberfläche des aufblasbaren hämostatischen Ballons, um den direkten Druck zu messen. Schließen Sie den flexiblen Foliendrucksensor an ein elektrisches Kabel an und verbinden Sie das Kabel dann mit einer Datenerfassungskarte.
   3. Schließen Sie die Datenerfassungskarte an ein einkanaliges Signalaufbereitungsmodul an und verbinden Sie es mit der Datenerfassungssoftware.
      HINWEIS: Das Druckmesssystem besteht aus einem flexiblen Foliendrucksensor, einem elektrischen Kabel, einer Datenerfassungskarte, einem Einkanal-Signalkonditionierungsumwandlungsmodul (Abbildung 4) und einer Datenerfassungssoftware.
   4. Öffnen Sie nach der Installation die Software. Klicken Sie auf das verbundene Gerät, wählen Sie die Option Einkanal und wählen Sie 1000 Datenpunkte pro Sekunde aus dem Menü für die Abtastrate. Wählen Sie für den Eingangskanal Bandanzeige; Wählen Sie für den Ausgabekanal die Option Ausgabeanzeige.
   5. Stellen Sie vor der Aufzeichnung sicher, dass das Druckmesssystem auf Null kalibriert ist. Klicken Sie auf die kreisförmige rote Schaltfläche, um die Aufnahme zu starten.
2. Um eine externe Kompression zu simulieren, richten Sie den mechanischen Arm unmittelbar nach dem Lösen der beiden Gefäßblockierungsbänder auf die Achselwunde. Blasen Sie den hämostatischen Ballon manuell auf, um eine lokale Kompression zu erreichen, bis der Druck 210 mmHg erreicht. Zeichnen Sie die Druck-Zeit-Daten auf und geben Sie sie in aus. CSV-Format in Echtzeit.
   HINWEIS: Ein genauer Druck kann durch Softwareverarbeitung nach dem manuellen Aufblasen des Ballons erzielt werden. Der Druck wird in einem Bereich von 0-300 mmHg mit einer Abtastrate von 1000 Abtastpunkten/Sekunde/Kanal gemessen.
3. Warten Sie 40 Minuten für die externe Kompression, um die Bildung lokaler Blutgerinnsel zu ermöglichen. Beobachten Sie das Gerät während der Kompression, um sicherzustellen, dass keine Verschiebung vorliegt.
   HINWEIS: In diesem Versuch wurde eine wirksame Kompression definiert als das Erreichen eines Blutverlusts unter Kompression von weniger als 10 % des Körpergewichts des Tieres.
4. Klicken Sie nach der externen Komprimierung auf die rote quadratische Schaltfläche , um die Datenerfassung zu stoppen. Entfernen Sie das Gerät und wiegen Sie die Gaze, um den Blutverlust unter Kompression zu berechnen (Abbildung 5).

5. Nachsorge und Euthanasie

1. Überwachen Sie das Tier 30 Minuten lang nach dem Entfernen des Geräts.
2. Erhöhen Sie am Ende des Experiments die Anästhesieinfusionsraten auf eine höhere Dosis, z. B. Fentanyl >10 μg/kg/h, Propofol >20 mg/kg/h und Midazolam >0,1 mg/kg/h. Fahren Sie mit der Herzüberwachung fort, bis das EKG keine elektrische Aktivität des Herzens zeigt und die endtidale CO2-Spannung 0 mmHg erreicht.
3. Bestätigen Sie das Fehlen eines pulsierenden Flusses bei der invasiven Überwachung des arteriellen Drucks und das Fehlen anderer Vitalparameter.
   HINWEIS: Befolgen Sie das genehmigte Euthanasieverfahren, das im IACUC-Protokoll beschrieben ist. Es sollte auch eine bestätigende Methode der Euthanasie durchgeführt werden, wie z. B. eine bilaterale Thorakotomie.

Ergebnisse

Alle 12 Tiere überlebten bis zum Ende des Versuchs. Alle statistischen Analysen wurden von einer statistischen Analysesoftware verarbeitet. Das hybride quantitative Modell erzeugt einen quantitativen volumenkontrollierten Blutverlust und einen konsistenten Blutverlust unter Kompression. In Abbildung 6A betrug der mittlere Blutverlust in den Gruppen I, II und III nach VCH 354,2 ml, 714,4 ml bzw. 1064,0 ml, was 10 %, 20 % und 30 % des TBV ausmachte. Diese Ergebnisse zeigen, dass dieses Modell in verschiedenen Versuchsanordnungen verwendet werden kann, so dass ein quantitativer Blutverlust durch VCH erreicht werden kann. Abbildung 6B zeigt, dass es zwischen den drei Gruppen keinen statistisch signifikanten Unterschied im Blutverlust unter Kompression gab (p > 0,05). Dieser gleichmäßige Blutverlust kann erreicht werden, indem mit einer mikroskopischen Schere, die 1/3 des Umfangs der Arteria axillaris beträgt, ein etwa 2 mm großer Schnitt in der Achselarterie vorgenommen wird. In Abbildung 6C betrug der mittlere Gesamtblutverlust für die Gruppen I, II und III am Ende des Experiments 462,9 ml, 893,0 ml bzw. 1213,0 ml, was einen hämorrhagischen Schock der Klassen I, II bzw. III erreichte.

Die in Abbildung 7 dargestellten Daten verdeutlichen den Einfluss einer kontrollierten Blutung auf die hämodynamischen Parameter und deuten auf einen deutlichen Anstieg der Herzfrequenz in allen Gruppen als Reaktion auf einen induzierten Schock hin. Die Eskalation der Herzfrequenz war während der Anwendung der externen Kompression am ausgeprägtesten und zeigte einen Rückgang nach deren Entfernung. Das Ausmaß der Erhöhung der Herzfrequenz war direkt proportional zum Volumen des entnommenen Blutes, wobei Gruppe III den stärksten Anstieg aufwies, gefolgt von Gruppe II und dann Gruppe I. Quantitativ unterstreicht wird dieser Trend durch die maximale Abweichung der Herzfrequenz (ΔHR = HR_peak - HR_baseline), wobei Gruppe III eine signifikant höhere Veränderung verzeichnete (Gruppe I: 11,28 ± 1,2 Schläge pro Minute, Gruppe II: 30,08 ± 2,7 Schläge pro Minute, Gruppe III: 106,80 ± 7,2 Schläge pro Minute, p < 0,0001).

Abbildung 1: Der Versuchsaufbau und der zeitliche Ablauf des Versuchs. (A) Versuchsanordnung mit dem Schwein. (B) Die Schritte der chirurgischen Vorbereitung zusammen mit dem Zeitplan des Experiments. Die Zeitachse des Eingriffs erstreckt sich über 120 Minuten, beginnend mit einer 30-minütigen chirurgischen Vorbereitungsphase, gefolgt von festgelegten Zeitpunkten alle 10 Minuten (T0 bis T90), zu denen spezifische Maßnahmen ergriffen werden, wie z. B. volumenkontrollierte Blutung, Traktion und Freigabe von Gefäßblockierungsbändern, externe Kompression und Nachsorgeüberwachung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Ultraschallgesteuerte Dissektion der axillären Anatomie beim Schwein. (A) Sondenplatzierung zur sonographischen Identifizierung von axillären Strukturen, mit einem 10 cm langen bogenförmigen Schnitt, der für den chirurgischen Zugang markiert ist. (B) Sonographisches Bild, das den Achselraum in 6 cm Tiefe zeigt; (i) Sonoanatomie und (ii) überarbeitete Ultraschallanatomie. Der lineare Schallkopf ist in einer parasagittalen Ebene orientiert. Die Arteria axillaris (A) und die Vene (V) sind neben dem Plexus brachialis (Pfeile), dem tiefen Brustmuskel (DP) und dem oberflächlichen Brustmuskel (SP) indiziert. (C) Anfänglicher Schnitt entlang des projizierten Verlaufs der Arteria axillaris. (D) Freilegung der Arteria axillaris und des neurovaskulären Bündels nach der Inzision, wobei die oberflächlichen und tiefen Brustmuskeln teilweise herausgeschnitten wurden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Komponenten des externen Kompressionsgeräts. Der aufblasbare hämostatische Ballon. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Druckmesssystem. Hardwarekomponenten des Druckmesssystems, einschließlich des flexiblen Foliendrucksensors, der über ein elektrisches Kabel mit einem einkanaligen Signalkonditionierungsumwandlungsmodul verbunden ist. Das Modul wird dann mit einer Datenerfassungskarte verbunden, die mit einem Computer verbunden ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Beurteilung des Blutverlustes unter Kompression über die Mullsättigung. (A) Gaze, die nach äußerer Kompression aus der Operationswunde extrahiert wird. (B) Die blutgetränkte Gaze wurde für das Vorwiegen ausgerichtet, um den Blutverlust unter Kompression zu quantifizieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 6: Beurteilung des Blutverlustes und des Körpergewichts. (A) Balkendiagramm, das den volumenkontrollierten Blutverlust als Prozentsatz des Gesamtblutvolumens (TBV) für drei verschiedene Gruppen darstellt. (B) Balkendiagramm, das den Blutverlust unter Kompression zeigt, ohne signifikanten Unterschied zwischen den Gruppen. (C) Balkendiagramm, das den Gesamtblutverlust am Ende des Versuchs darstellt, entsprechend drei Klassen von hämorrhagischem Schock. Die linke Y-Achse stellt den Blutverlust dar, während die rechte Y-Achse den Prozentsatz der TBV darstellt. Jede Gruppe hat eine Stichprobengröße von N=6. Alle kontinuierlichen Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt, und die Signifikanz wurde auf 95 % Konfidenzintervalle (CIs) festgelegt. Wiederholte Messungen Eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) wurde eingesetzt, um den Einfluss des Blutungsvolumens auf hämodynamische Parameter zu bestimmen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 7: Hämodynamische Reaktionen während des Experiments. (A-C) entsprechen den drei Versuchsgruppen, die unterschiedlichen Volumina der Blutentnahme unterzogen wurden. Die Diagramme verfolgen die Herzfrequenz (rote Linie), den systolischen Blutdruck (blaue Linie) und den diastolischen Blutdruck (schwarze Linie) im Zeitverlauf sowie den prozentualen Verlust des Gesamtblutvolumens (TBV) (schattierter Bereich). Die Daten zeigen den zeitlichen Verlauf der Herzfrequenz und des Blutdrucks vom Beginn der Blutung (T0) bis 90 Minuten nach der Blutung (T90). * zeigt an, dass die hämodynamischen Parameter zu jedem Zeitpunkt innerhalb jeder Gruppe einen statistisch signifikanten Unterschied zu T0 aufweisen (p<0,05). Alle kontinuierlichen Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt, und die Signifikanz wurde auf 95 % Konfidenzintervalle (CIs) festgelegt. Wiederholte Messungen Eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) wurde eingesetzt, um den Einfluss des Blutungsvolumens auf hämodynamische Parameter zu bestimmen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Eine Verletzung der Arteria axillaris ist die Hauptursache für massive Blutungen an der Verbindungsstelle der oberen Extremität¹. Zur aktiven Blutungskontrolle sind manuelle Kompression, Mulltamponade und Blutstillungsmittel häufig eingesetzte Methoden im Kampf oder vor dem Krankenhaus⁸. Während die Kompression allein die junktionale Blutung vorübergehend kontrollieren kann, kann sie die A. axillaris aufgrund der Flexibilität des Schulterblatts nicht vollständig verschließen. Darüber hinaus liegen die meisten lokalen Blutstillungsmittel in Form von Gaze und Membranfolien vor, die eine manuelle Kompression erfordern, um sie an der Blutungsstelle^an Ort und Stelle zu halten 9. Derzeit gibt es keine relevanten klinischen Studien, die einen zuverlässigen Kompressionsdruck in Kombination mit Mulltamponade oder Blutstillungsmitteln bestätigt haben. In dieser Studie wurde ein neues hybrides quantitatives Bewertungsmodell für junktionale Blutungen der oberen Extremitäten bei Schweinen entwickelt, das den Vorteil der Weiterentwicklung von präklinischen hämostatischen Produkten bietet.

Bei der Konstruktion eines hämorrhagischen Schockmodells besteht die primäre Herausforderung darin, das klinische Szenario genau zu replizieren und gleichzeitig eine hohe Reproduzierbarkeit und Standardisierung zu gewährleisten¹⁰. Aus diesem Grund haben wir ein hybrides quantitatives Bewertungsmodell entwickelt, das mehrere Vorteile gegenüber dem traditionellen hämorrhagischen Schockmodell bietet:

In dieser Studie wird zum ersten Mal ein Modell für eine Verletzung der Achselarterie von Schweinen vorgestellt. In neueren Veröffentlichungen hat der Großteil der Forschung das Modell der Verletzung der Oberschenkelarterie verwendet, um die Wirksamkeit neuer hämostatischer Wirkstoffe zu bewerten 11,12,13,14,15. Eingeschränkte Aufmerksamkeit wurde jedoch der Beschreibung der Machbarkeit des Modells der Verletzung der Arteria axillaris gewidmet. Dies wird auf die Herausforderungen zurückgeführt, die mit der Durchführung einer Verletzung der Achselarterie bei Schweinen verbunden sind und sich aus den komplexen anatomischen Merkmalen der Schweineachsel ergeben. Um unbeabsichtigte Verletzungen oder Blutungen zu minimieren, wird ein ultraschallgesteuerter axillärer Zugang bevorzugt, um die Achselarterie vor der Dissektion zu lokalisieren. Diese Wahl wird getroffen, weil die Gefäße tief zwischen der oberflächlichen und der tiefen Brustmuskulatur liegen und von einer Achselscheide umgeben sind. Eine weitere Herausforderung besteht darin, bei allen Tieren durch visuelle Schätzung einen konsistenten Querschnitt von 2 mm zu erreichen.

Die Gefäßblockierungsbänder sorgen für eine Zugkraft, um den Blutfluss in der verletzten Achselarterie (offene Arterie) vorübergehend zu verschließen. In der aktuellen Forschungslandschaft stößt man bei der Entwicklung neuartiger hämostatischer Materialien für junktionale Blutungen auf kritische Herausforderungen. Diese Herausforderungen ergeben sich aus tiefen und schmalen Wunden in den Verbindungsregionen, die zu einem schnellen und unter Druck stehenden Blutfluss führen. Diese Dynamik behindert die Fähigkeit hämostatischer Materialien, Grenzflächenflüssigkeit zu absorbieren und zu steuern, erheblich. Bei massiven Blutungen ist dies besonders nachteilig, da das unter hohem Druck stehende, schnell fließende Blut Blutstillungsmittel wegspülen und unzureichend gebildete Gerinnsel auflösen kann. In der Studie wird die Verwendung von zwei Gefäßblockerbändern vorgestellt, die den unter Druck stehenden Blutfluss vorübergehend steuern. Diese Strategie ermöglicht die Bewertung der Wirksamkeit von hämostatischen Materialien ohne die verwirrenden Effekte einer aktiven Blutung, die dem chirurgischen Eingriff zur Blutungskontrolle vorausgeht.

Der Druckdruck im Experiment kann auf einen bestimmten Wert entsprechend den Anforderungen des Experiments eingestellt und während des gesamten Experiments relativ stabil gehalten werden. Die Verwendung einer externen Kompressionsvorrichtung, um einen einstellbaren Druck auf die Tamponadengaze auszuüben, ist eine wertvolle Entwicklung auf dem Gebiet der junktionalen Blutungsforschung. Der spezifische Kompressionsdruck der junktionalen Blutung der oberen Extremität ist noch nicht geklärt. Nach dem Fallbericht über eine Schusswunde können in der Achselhöhle ein Bauchaorten- und ein junktionales Tourniquet verwendet werden, der erforderliche Kompressionsdruck wurde jedoch nicht eindeutig angegeben¹⁶. Johnson et ^al.5 bestätigten die Wirksamkeit und Sicherheit des Sam-junktionalen Tourniquets in der Leisten- und Achselregion, was darauf hindeutet, dass für einen Verschluss der Arteria axillaris durchschnittlich 739 mmHg erforderlich sind. Im Jahr 2022 dokumentierten Avital et ^al.17 einen Fall, in dem eine manuelle Druckpunkttechnik angewendet wurde, um axilläre Blutungen während eines 21-minütigen Flugtransports zu kontrollieren, nachdem ein hämostatischer Verband wiederholt versagt hatte. Dieser Fallbericht bestätigte, dass die Druckpunkttechnik die Blutung im axillären Verbindungsbereich erfolgreich stoppen und über einen längeren Zeitraum aufrechterhalten werden kann. Die Druckausübung wurde jedoch von einem flugmedizinischen Evakuierungssanitäter durchgeführt, dessen anhaltende Anstrengung zu Ermüdung führte und dadurch die Fähigkeit beeinträchtigte, während des gesamten Eingriffs einen konstanten Druck aufrechtzuerhalten. In diesem Modell wurden die Mulltamponade und die lokale Kompression gleichzeitig verwendet. Wir versuchten nicht, den Fluss der Arteria axillaris vollständig zu blockieren, sondern verwendeten die Methode der Mulltamponade in Kombination mit externer Kompression, um eine lokale Blutstillung zu erreichen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass in Kombination mit einer Mullamponade nur ein äußerer Druck von 210 mmHg erforderlich war, um die Blutung wirksam zu stoppen. Darüber hinaus sorgt der Einsatz eines mechanischen Arms für einen konstanten und unveränderten Druck am Druckpunkt, wodurch die Wirksamkeit dieser Strategie zur Blutungskontrolle erhöht wird. Für weitere Forschungen kann der Kompressionsdruck dieses Geräts basierend auf dem Tamponadenmaterial angepasst und angepasst werden. Wenn verschiedene neu entwickelte druckabhängige hämostatische Verbände auf ihre Wirksamkeit getestet werden müssen, kann der Druck an die Versuchseinstellungen angepasst werden. Wenn beispielsweise der Druck auf einen bestimmten Wert eingestellt wird, kann durch den Vergleich der Zeit bis zur Blutstillung und des Blutverlusts unter Kompression festgestellt werden, welcher hämostatische Verband wirksamer ist.

Der Schock der Klasse I-III wurde durch die Kombination von VCH mit unkontrollierter Blutung induziert, wobei das klinische Szenario einer Verletzung der Achselarterie genau simuliert wurde, während der Gesamtblutverlust auf den erforderlichen Bereich eingestellt wurde. Das hämorrhagische Schockmodell kann in drei Typen eingeteilt werden: volumengesteuert, druckgesteuert und unkontrolliert. Das volumenkontrollierte hämorrhagische Schockmodell simuliert den Prozess des hämorrhagischen Schocks, indem es einen bestimmten Anteil des Blutes freisetzt, der auf dem effektiven zirkulierenden Volumen über einen festgelegten Zeitraum basiert. Dieses Modell hat Vorteile bei der Bewertung der Hämodynamik (z. B. Kompensationsmechanismen), aber es ist schwierig, den Grad der Blutdruckänderungen (z. B. Hypotonie) zu kontrollieren. Es wurde festgestellt, dass ein schneller Blutfluss, gefolgt von einer langsamen Entblutung, eine intensivere physiologische Reaktion (Herzfrequenz, Serummilchsäure und Menge der benötigten Wiederbelebungsflüssigkeit) hervorruft als eine konstante Entblutung (traditionelle Methoden) und den Prozess des hämorrhagischen Schocks realistischer simuliert. Es gibt viele Möglichkeiten, das Modell des unkontrollierten hämorrhagischen Schocks zu etablieren. Zu den häufig verwendeten Modellen des unkontrollierten hämorrhagischen Schocks gehören das Modell der Leber- oder Milztränenblutung, das Modell der Aorten- und Oberschenkelarterienverletzung usw.18,19,20,21,22. Dieses hämorrhagische Schockmodell kommt der klinischen Situation von Patienten mit Trauma oder schweren Blutungen sehr nahe und wird häufig eingesetzt, insbesondere bei der Untersuchung der Flüssigkeitswiederbelebung bei hämorrhagischem Schock. In dieser Studie induzierte die Blutentnahme aus der Oberschenkelarterie von 10 %, 20 % und 30 % TBV in Kombination mit der festen Druckkompression des mechanischen Arms einen hämorrhagischen Schock Grad I-III. Die hämodynamischen Parameter wurden während des gesamten Prozesses alle 10 Minuten überwacht, um die Stabilität des Modells zu gewährleisten.

Dieses Modell weist mehrere signifikante Einschränkungen auf, darunter den Aspekt der unkontrollierten Blutung. Eine wesentliche Einschränkung ist die Präzision, die für den 2 mm Querschnitt in der Achselarterie erforderlich ist. Während unsere Daten einen engen Standardfehler für den Blutverlust unter Kompression zeigen, kann die Variabilität in der Schnittgröße und folglich in der unkontrollierten Blutung zunehmen, wenn verschiedene Personen den Eingriff durchführen. Eine weitere Einschränkung ist die Anästhesie und Schmerztherapie des im Versuch verwendeten Schweins. Angesichts der umfangreichen chirurgischen Eingriffe, die in der chirurgischen Vorbereitungsphase dieses Modells erforderlich sind, ist das Management der Analgesie und der Anästhesietiefe von entscheidender Bedeutung. Es ist wichtig, während der Tracheotomie, der Kanüle und der Verletzung der Arteria axillaris engmaschig auf Anzeichen von Schmerzen zu achten und eine angemessene Behandlung durchzuführen.

Schlussfolgerung
In dieser Studie haben wir ein neuartiges hybrides quantitatives Bewertungsmodell für junktionale Blutungen der oberen Extremitäten bei Schweinen eingeführt, was einen bedeutenden Fortschritt in der Entwicklung von präklinischen hämostatischen Produkten darstellt. Die Verwendung eines Verletzungsmodells der Achselarterie von Schweinen, gepaart mit der Implementierung von Gefäßblockerbändern und einem externen Kompressionsgerät, adressiert kritische Herausforderungen bei der Kontrolle von junktionalen Blutungen, wie z. B. das Erreichen eines konsistenten und kontrollierten Drucks zur Verbesserung der hämostatischen Wirksamkeit. Unsere Ergebnisse zeigen, dass eine Kombination aus Mulltamponade mit einem präzise kontrollierten Außendruck von 210 mmHg, unterstützt durch die konstante Kraft, die von einem mechanischen Arm bereitgestellt wird, die Blutung effektiv stoppt. Dieser Ansatz bietet nicht nur eine praktische Lösung für die Behandlung von Verletzungen der Arteria axillaris, sondern schafft auch die Grundlage für zukünftige Forschungen zu einstellbaren Druckmechanismen für verschiedene hämostatische Verbände. Dies erhöht die klinische Relevanz und Anwendbarkeit der Befunde. Diese Ergebnisse haben ein erhebliches Potenzial zur Verbesserung der menschlichen Traumaversorgung, insbesondere im präklinischen Umfeld.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Datenerfassungssoftware MCC DAQami	Measurement Computing Corporation	4.2.1f0	Fortschrittliche Datenerfassungs- und Überwachungssoftware, die entwickelt wurde, um eine intuitive und effiziente Benutzererfahrung zu bieten, entwickelt von der Measurement Computing Corporation mit Sitz in Norton, MA, USA.
DF9-40 Flexibler Foliendrucksensor	Chengke Electronics	500g	Ein flexibler Schichtdrucksensor für Anwendungen, die eine Kraftmessung erfordern
DuPont Wire, Datenerfassungskarte	J.X.CT	USB-1208LS	Eine Datenerfassungskarte mit DuPont-Steckverbindern für Schnittstellen- und Signalverarbeitungsaufgaben
Einkanaliges Signalkonditionierungsmodul	Risym	IMS-C04A	Ein Modul, das zum Konditionieren und Konvertieren von Signalen in einem Einkanal-Setup verwendet wird