Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung der chirurgischen Technik, die beim Transfer von geklonten Schweineembryonen mittels Laparotomie bei Jungsauen verwendet wird.
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Methodenartikel
Embryotransfer-Operation mittels Laparotomie bei Jungsauen
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Dieses Protokoll zielt darauf ab, die chirurgische Technik für den Transfer geklonter Schweineembryonen in den Eileiter zu demonstrieren, eine Methode, die bei der Herstellung von genetisch veränderten Schweinen für die biomedizinische Forschung weit verbreitet ist. Neun Jungsauen wurden einer hormonellen Synchronisation und Laparotomie unterzogen, um geklonte Embryonen, die durch somatischen Zellkerntransfer (SCNT) in Stadien von bis zu 4 Zellen am Tag 2 erzeugt wurden, in den Eileiter zu übertragen. Die Schwangerschaftsdiagnose wurde 30 Tage nach der Transferoperation durch Ultraschalluntersuchung durchgeführt. Sechs der neun operierten Jungsauen zeigten bei der Ultraschalluntersuchung Anzeichen einer Trächtigkeit. Da es jedoch keine Fortschritte in der Entwicklung des Fötus gab, die durch eine Ultraschalluntersuchung beurteilt wurden, wurden die Jungsauen nach 60 Tagen einer Autopsie unterzogen, um biologisches Material zu sammeln und das Fortpflanzungssystem zu beurteilen. Adhäsionen wurden in den Gebärmutterhörnern, Eierstöcken und Eileitern beobachtet. Aus dem Uteruslumen von zwei der euthanasierten Jungsauen wurden eine und vier embryonale Strukturen mit einem Gestationsalter zwischen 12 und 20 Tagen gewonnen. Trotz des Fehlens lebender Ferkel, was wahrscheinlich auf die geringe Effizienz des Transfers von geklonten Schweineembryonen zurückzuführen ist, die von verschiedenen Faktoren, einschließlich der Anzahl und Qualität der übertragenen Embryonen, beeinflusst wird, erwies sich die vorgestellte Operationstechnik als schnell und sicher.
Einleitung
Schweine sind aufgrund ihrer anatomischen, physiologischen und genetischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen ein hervorragendes experimentelles Modell für die biomedizinische Forschung1. Diese Tiere wurden häufig in der Forschung im Zusammenhang mit der Xenotransplantation eingesetzt, mit der Absicht, Organe, Zellen oder Gewebe zu produzieren, die bei der Transplantation in den Menschen ein geringes Abstoßungsrisiko aufweisen. Die Xenotransplantationsforschung zielt darauf ab, die Organversorgung für die Transplantation beim Menschen zu erhöhen und so die Warteliste der Patienten zu verkürzen2.
Die Produktion von Schweinen für die Xenotransplantation umfasst mehrere Schritte, einschließlich der Herstellung von Klonen aus genetisch veränderten Schweinezellen. Nach der In-vitro-Produktion von genetisch veränderten geklonten Embryonen werden die Embryonen mit einem synchronisierten Östruszyklus in das Fortpflanzungssystem einer Sau übertragen, um die Uterusphysiologie für die Aufnahme und Trächtigkeit des neuen conceptus3 vorzubereiten.
Der Embryotransfer bei Schweinen kann mit nicht-invasiven oder invasiven Methoden durchgeführt werden4. Zu den nicht-invasiven Methoden gehört der transzervikale Transfer, der keinen chirurgischen Eingriff erfordert. Diese Methode ist jedoch auf den Transfer von Embryonen in späteren Entwicklungsstadien (d. h. Morula- oder Blastozystenstadien) beschränkt und ermöglicht keine genaue Bestimmung der Kathetereinführungsstelle oder der Embryoablagerung5. Laparoskopie und Laparotomie gelten als invasive Methoden des Embryotransfers. Die Laparoskopie ist weniger invasiv, erfordert aber eine spezielle und kostspielige Ausrüstung, und ihre Effizienz variiert erheblich (von weniger als 20 % bis über 80 %), was auf verschiedene Faktoren zurückzuführen ist, wie z. B. die Schwierigkeit bei der Manipulation der Fortpflanzungsstrukturen und die Art des verwendeten Katheters 4,6. Daher ist der Transfer über die Laparoskopie im Vergleich zu chirurgischen Transfermethoden über die Laparotomieimmer noch weniger effizient.
Der Embryotransfer bei Sauen mittels Laparotomie ist ein relativ einfacher und schneller Eingriff, der in der Regel etwa 30 Minuten dauert. Sie sollte jedoch in einem chirurgischen Zentrum durchgeführt werden, das mit einem Inhalationsanästhesiegerät und einem spezialisierten Team ausgestattet ist. Für kommerzielle Schweinestämme (wie z.B. Landrassen, Große Weiße oder deren Kreuzungen) sind aufgrund des hohen Gewichts der Tiere (ca. 130-150 kg) spezielle Geräte wie Hebezeuge zum Heben von Jungsauen und ein breiter, stabiler Operationstisch erforderlich.
Damit die Operation erfolgreich ist, müssen die Embryonen zuvor auf ihr Entwicklungsstadium hin untersucht werden. Es wird empfohlen, Embryonen von bis zu 4 Zellen in die Gebärmutterröhre zu übertragen. Embryonen in Stadien jenseits von 4 Zellen, wie Morulas und Blastozysten, sollten auf das Gebärmutterhorn übertragen werden 7,8.
Obwohl Forschungsgruppen weltweit die Produktion und den chirurgischen Transfer von genetisch veränderten geklonten Schweineembryonen durchführen, gibt es immer noch keine klar definierten Protokolle, die dieses Verfahren durch Videos demonstrieren. Dieser Ansatz ist entscheidend für den Erfolg der Schwangerschaft, da die Technik eine genaue Ablagerung der Embryonen an der genauen Stelle des Eileiters erfordert, was die Lokalisierung des Eileiterostiums und das Einführen der Pipette mit den Embryonen umfasst. Diese Technik kann durch Erklärungsvideos des gesamten Verfahrens besser verstanden werden. Daher zielt dieser Artikel darauf ab, die Laparotomie-Operation für den Transfer geklonter Embryonen in den Eileiter von Jungsauen zu demonstrieren, eine wesentliche Voraussetzung für die zukünftige Produktion von gentechnisch veränderten Schweinen, die für Xenotransplantationen oder andere verwandte Zwecke verwendet werden sollen.
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Protokoll
Diese Studie wurde von der Ethikkommission für die Verwendung von Tieren in der Forschung des Instituts für Veterinärmedizin und Tierwissenschaften der Universität von São Paulo, Protokollnummer 6088030523, genehmigt. Neun sieben Monate alte Jungsauen aus der Kernschweinezucht Água Branca in der Stadt Itu im brasilianischen Bundesstaat São Paulo wurden direkt nach dem zweiten Brunstnachweis verwendet9. Die Einzelheiten zu den Reagenzien und der in der Studie verwendeten Ausrüstung sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Vorbereitung der Tiere
- Fasten Sie die Tiere 12 Stunden lang und schränken Sie den Wasserzugang für 4 Stunden vor dem chirurgischen Eingriff ein.
- Mit einer 40 mm x 12 mm großen Nadel werden 10 mg/kg Ketamin und 0,2 mg/kg Midazolam in dieselbe 50-ml-Spritze entnommen. Befestigen Sie die Spritze an einem Infusionsset, um die Verabreichung von Medikamenten zu erleichtern, einen Sicherheitsabstand zum Tier einzuhalten und ihm freie Bewegung zu ermöglichen.
- Verabreichen Sie das präanästhetische Medikament durch intramuskuläre Injektion in den Trapezmuskel, kaudal zum äußeren Gehörgang.
- Kanülieren Sie die Ohrvene mit einem 20 G Katheter und verbinden Sie sie mit einem Makrotropf-Verabreichungsset für die intraoperative Flüssigkeitstherapie mit 0,9% NaCl-Lösung in einer Menge von 10 ml/kg/h.
- Induzieren Sie die Anästhesie mit 4 mg/kg Propofol intravenös (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen).
- Führen Sie eine orotracheale Intubation des Tieres mit einem Laryngoskop und einem Orotrachealtubus der Größe 9 mit einer Manschette10 durch.
- Halten Sie die Anästhesie mit 1,5 % bis 2 % Isofluran-Inhalation aufrecht. Überwachen Sie zusätzlich die Anästhesie, indem Sie physiologische Parameter wie Herzfrequenz, die zwischen 100 und 120 Schlägen pro Minute gehalten werden sollte, Sauerstoffsättigung, die zwischen 99 % und 100 % gehalten werden sollte, Muskelentspannung, Bewegungsfreiheit und Reflexbewertung bewerten.
HINWEIS: Die Körpertemperatur sollte ebenfalls überwacht und kontrolliert werden und zwischen 37,5 und 38,5 °C liegen. Bei Bedarf kann zusätzlich zu Isofluran Propofol verwendet werden, um die Kontrolle über die Parameter aufrechtzuerhalten. Fentanylhydrochlorid sollte als Analgetikum in einer Dosis von 0,02 mg/kg alle 20 Minuten verabreicht werden. Alle Parameter sollten alle 5 min aufgezeichnet werden. - Verabreichen Sie die perioperative Analgesie mit einer Einzeldosis von 0,002 mg/kg Fentanyl intravenös und 4 mg/kg Tramadolhydrochlorid intramuskulär in den Gesäß- oder Trapezmuskel.
- Platzieren Sie Herzelektroden im Brustbereich zur intraoperativen Überwachung der Herzfrequenz. Zeichnen Sie Herzfrequenz, Rektaltemperatur und Sauerstoffsättigung alle 5 Minuten auf.
2. Chirurgischer Eingriff
- Positionieren Sie die Jungsau in dorsaler Liege auf dem Operationstisch.
- Decken Sie die Beine des Tieres mit Verfahrenshandschuhen ab, um die Kontamination des Operationsfeldes zu minimieren.
- Führen Sie eine ventrale kaudale Bauchhaarentfernung zwischen dem vorletzten Paar Brustdrüsen mit einem chirurgischen Haarschneider durch.
- Führen Sie eine präoperative Hautantisepsis mit einer mit Chlorhexidin imprägnierten antiseptischen Bürste durch und führen Sie kreisende Bewegungen von der Nabelnarbenregion bis zum letzten Paar Brustdrüsen aus. Entfernen Sie Chlorhexidin mit einer sauberen, angefeuchteten Kompresse.
- Stellen Sie sicher, dass der Chirurg und der Assistent eine chirurgische Antisepsis durchführen und sterile OP-Mäntel und Handschuhe für die Operation tragen.
HINWEIS: Das Tier sollte in einem von der Operationsstelle getrennten Vorbereitungsbereich auf die Operation vorbereitet werden. - Bereiten Sie den Operationstisch mit den entsprechenden und zuvor sterilisierten Instrumenten vor, die in der Materialtabelle aufgeführt sind.
- Führen Sie die abschließende Antisepsis im Operationsfeld mit steriler Gaze und Chlorhexidin-Antiseptikum durch und reinigen Sie die Region in einem Fischgrätenmuster, beginnend an der Inzisionsstelle und lateral expandierend.
- Wiederholen Sie diesen Vorgang dreimal mit dem Antiseptikum Chlorhexidin und wiederholen Sie dann den Vorgang mit alkoholischem Chlorhexidin.
- Decken Sie das Tier vollständig mit einem sterilen OP-Tuch ab und schaffen Sie mit einer Schere eine rechteckige Öffnung in das OP-Tuch, ca. 10 x 20 cm², wenn das Tuch nicht gefenstert ist.
- Positionieren Sie das OP-Tuch über dem vorletzten Paar der Leistendrüsen. Platzieren Sie 4 Backhaus-Klemmen, um das OP-Tuch über der Haut des Tieres zu befestigen.
- Mit einem Skalpell die Haut einschneiden und einen etwa 10 cm langen Schnitt machen.
- Erreichen Sie die Blutstillung der subkutanen Gefäße mit einer hämostatischen Pinzette und/oder resorbierbarem Nahtmaterial Größe 2.
- Präparieren Sie das Unterhautgewebe mit den Fingern oder mit Hilfe einer fein spitzen Schere und vertiefen Sie den Schnitt bis zur Linea alba in der Bauchmuskulatur.
HINWEIS: Palpieren Sie die Mittellinie des Bauches, um die Linea alba als einen steiferen und faserigeren Bereich zu empfinden; Beobachten Sie die Trennung der Musculus rectus abdominis und notieren Sie die Veränderung der Gewebekonsistenz während der Präparation, um die Linea alba genau zu identifizieren11. - Fassen Sie mit einer Allis-Pinzette die Muskulatur und heben Sie sie an, um mit einem Skalpell einen Stichschnitt in die Linea alba zu machen.
- Führen Sie den Zeigefinger in den Schnitt ein, um das Vorhandensein von Adhäsionen zu beurteilen. Verlängern Sie den Schnitt über die Linea alba kaudal und kranial mit einer stumpfen/stumpfen oder feinen/stumpfen Schere vorsichtig, um Verletzungen anderer Organe und darunter liegender Strukturen zu vermeiden.
- Machen Sie einen Schnitt von ausreichender Länge, so dass die eine Hand des Chirurgen in die Bauchhöhle eingeführt werden kann, um die Gebärmutterhörner und/oder Eierstöcke zu lokalisieren und nach außen zu entfernen. Ein Gosset-Retraktor kann verwendet werden, um den Eintritt in die Bauchhöhle und das Nähen der Muskulatur in einer einzigen Schicht am Ende des Eingriffs zu erleichtern.
- Wenn sich eines der Gebärmutterhörner vor den Eierstöcken befindet, folgen Sie ihm vorsichtig bis zur Spitze des Gebärmutterhorns und des ipsilateralen Eierstocks. Beurteilen Sie während dieses Eingriffs das Vorhandensein von Flüssigkeit in der Gebärmutter, die die Schwangerschaft beeinträchtigen kann.
- Nachdem Sie den Eierstock lokalisiert haben, ziehen Sie vorsichtig daran und legen Sie ihn vorsichtig frei. Beurteilen Sie das Vorhandensein von präovulatorischen Follikeln, hämorrhagischen Corpora lutea, zyklischen Corpora lutea und Corpus albicans, um zu beurteilen, ob die Synchronisation der Jungsau wie erwartet verläuft.
- Entfernen Sie vorsichtig die Fimbrien des Gebärmutterschlauchs, der den Eierstock bedeckt, kehren Sie seine Schleimhaut um und lokalisieren Sie das Ostium des Gebärmutterschlauchs.
HINWEIS: Wenn der Chirurg Schwierigkeiten hat, das Ostium der Fimbrien zu identifizieren, kann eine Tasche auf der Ampulle des Eileiters mit einer Nahtnadel mit rundem Körper gemacht werden, um Blutgefäße nicht zu punktieren, um den Tomcat-Katheter mit den Embryonen einzuführen. - Führen Sie vorsichtig einen Tomcat-Katheter mit den Embryonen in das Ostium der Fimbrien ein, bis er die Ampullenregion des Uteruskanülenleiters erreicht.
- Setzen Sie eine 1-ml-Spritze auf den Tomcat-Katheter, um die embryonalhaltige Flüssigkeit in den Gebärmutterschlauch zu drücken. Bedecken Sie den Eierstock mit den Fimbrien und führen Sie sie in die Bauchhöhle zurück.
- Lokalisieren Sie das kontralaterale Uterushorn und den Eierstock und wiederholen Sie die Schritte 2.17-2.21.
- Positionieren Sie die Strukturen in der Bauchhöhle neu und fügen Sie 1 l Kochsalzlösung oder erwärmte Ringer-Laktatlösung (39 °C) hinzu, um Adhäsionen zu vermeiden, bevor Sie mit der Bauchmuskelentzündung beginnen.
- Die Bauchmuskulatur mit resorbierbarem Nahtmaterial Größe 2 in "X" Maschen (Sultan) unterbrechen.
- Nähern Sie sich dem Unterhautgewebe mit einer durchgehenden Matratzennaht mit resorbierbarem Nahtmaterial der Größe 2 an.
- Verschließen Sie die Haut mit Nylonnaht der Größe 2 in unterbrochenen einfachen Nähten, chirurgischen Klammern oder Ethyl-Cyanacrylat-Kleber. Bei diesem Verfahren haben wir uns für den Einsatz von Klebstoff entschieden.
- Reinigen Sie die Operationswunde mit in Wasserstoffperoxid getränkter Gaze und trocknen Sie sie mit einer Kompresse, um die Fixierung des chirurgischen Klebstoffs auf der Operationswunde zu verbessern. Tragen Sie Rifamycin oder Pearson-Salbe auf, bedecken Sie sie mit Gaze und tragen Sie schließlich chirurgischen Klebstoff auf.
HINWEIS: Die Wunde sollte 5 Tage lang mit einem Verband verschlossen bleiben.
3. Nachsorge
- Untersuchen Sie die Tiere mindestens an den nächsten 3 aufeinanderfolgenden Tagen auf Anzeichen charakteristischer klinischer Schmerzen, gemäß der von Luna et al.12 vorgeschlagenen Skala.
HINWEIS: Diese Skala basiert auf unterschiedlichen Verhaltensweisen, die Schweine bei unterschiedlichen Schmerzstufen zeigen, wie z. B. Körperhaltung, Interaktion und Interesse an der Umgebung, Aktivität, Appetit und Aufmerksamkeit für den betroffenen Bereich. Die Punktzahl reicht von 0 bis 3, abhängig von der Art des gezeigten Verhaltens, für jeden ausgewerteten Parameter. Am Ende der Bewertung spiegelt die Summe aller Punktzahlen die Intensität des Schmerzes wider, den das Tier erlebt hat, wobei 0 für keinen Schmerz und 18 für sehr starke Schmerzensteht 12. - Verabreichen Sie eine Einzeldosis von 15 mg/kg Amoxicillin und 0,4 mg/kg 2% Meloxicam intramuskulär (im Gesäß- oder Halsmuskel) einmal täglich für 3 Tage als postoperative Versorgung, um Schmerzen, Entzündungsprozesse und Infektionen zu verhindern.
HINWEIS: Wenn der Schmerzwert auf der verwendeten Schmerzskala gleich oder größer als 6 ist (Wert von 0 bis 18), verabreichen Sie einmal täglich 5.000 mg/Tier Natriumdipyron intramuskulär (im Gesäß- oder Halsmuskel) zusätzlich zu den entzündungshemmenden Mitteln und dem Antibiotikum. Alternativ können Sie eine Analgesie durchführen, wie in den lokalen IACUC-Richtlinien beschrieben. - Entfernen Sie am 6. Tag nach der Operation den chirurgischen Klebstoff für die Wundreinigung mit Gaze, die in 2%iger alkoholischer Chlorhexidinlösung getränkt ist, und tragen Sie die topische Pearson-Salbe bis zum 10. Tag auf, wenn eine Nahtentfernung oder die Entfernung von chirurgischen Klammern, falls verwendet, empfohlen wird.
4. Ultraschalluntersuchung der Schwangerschaft
- Führen Sie 30 Tage nach der Embryotransferoperation eine transabdominale Ultraschalluntersuchung der Schwangerschaft mit einem Ultraschallgerät (Frequenzbereich 4,5 bis 8,5 MHz) durch.
- Tragen Sie Ultraschallgel auf die Sonde auf und positionieren Sie sie in der Nähe der leistenden Bauchregion, nach medial gerichtet.
HINWEIS: Die Visualisierung von abgerundeten reflexionsarmen embryonalen Vesikeln aufgrund von Flüssigkeit im Uteruslumen deutet auf eine Schwangerschaft hin. Die Nichtsichtbarkeit von intrauteriner Flüssigkeit oder das Vorhandensein von intrauteriner Flüssigkeit ohne Abgrenzung der embryonalen Vesikel deutet auf das Fehlen einer Schwangerschaft hin.
5. Euthanasie der Tiere
HINWEIS: Euthanasieren Sie die Jungsauen, die bei der sonographischen Untersuchung keine Föten in Größe und Aussehen zeigten, die dem Gestationsalter entsprachen.
- Ziehen Sie mit einer 40 mm x 12 mm großen Nadel 15 mg/kg Ketamin und 2 mg/kg Midazolam in dieselbe 50-ml-Spritze auf, die an einem intravenösen Verabreichungsset befestigt ist, und verabreichen Sie es intramuskulär in den Trapezmuskel im zervikalen Bereich kaudal zum äußeren Gehörgang als präanästhetisches Medikament.
- Kanülieren Sie die Ohrvene mit einem 20 g Katheter und leiten Sie eine Anästhesie mit 4 mg/kg Propofol intravenös in einem Bolus ein, bis eine Bradykardie auftritt (nach institutionell anerkannten Protokollen).
- Verabreichen Sie anschließend 10 bis 20 ml 19,1% Kaliumchlorid intravenös. Bestätigen Sie den Herz-Lungen-Stillstand, indem Sie das Fehlen von Atembewegungen, blasse Schleimhäute, den Verlust des Hornhautreflexes und das Fehlen von Herzschlägen beobachten, indem Sie ein Stethoskop über die Herzregion legen.
- Jegliche Art von intrauterinem Inhalt (embryonales Gewebe, Flüssigkeit oder Schleimsekrete) von sezierten Weibchen13 zu sammeln und zur mikrobiologischen Analyse zum Nachweis möglicher Krankheitserreger und auch zur genotypischen Charakterisierung der Klone (falls erforderlich) weiterzuleiten. Überprüfen Sie visuell das Vorhandensein oder Fehlen von Corpora lutea, Ovarialzysten, abnormalen Sekreten und das Auftreten von Adhäsionen in der Gebärmutter, den Eierstöcken und den Eileitern14.
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Ergebnisse
In diesem Artikel soll die Laparotomie-Operation für den Transfer geklonter Embryonen in den Eileiter von Jungsauen demonstriert werden. Alle Tiere blieben in einer adäquaten Anästhesieebene, ohne dass es zu intraoperativen Zwischenfällen oder Komplikationen während der Narkoseerholung kam. Die Jungsauen brauchten im Durchschnitt 2-3 Stunden, um nach Beendigung der Operation wieder aufzustehen.
Alle chirurgischen Eingriffe dauerten im Durchschnitt 44 Minuten. Neun Jungsauen wurden operiert, wo...
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Diskussion
Die beschriebene chirurgische Methode wurde zuvor von anderen Forschungsgruppen durchgeführt, die sich mit der Produktion von geklonten Schweinen oder genetisch veränderten geklonten Schweinen beschäftigen, mit Berichten über Geburten nach der Implementierung dieser Technik 15,16,17,18,19,20....
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Offenlegungen
Keiner der Autoren legt einen Interessenkonflikt offen
Danksagungen
Wir bedanken uns bei der Tierklinik für Pferde und der Tierklinik für Wiederkäuer der Fakultät für Veterinärmedizin der Universität São Paulo (FMVZ/USP), São Paulo, Brasilien, FAPESP (Stipendium 2022/11459-3, Forschungsstiftung São Paulo), EMS Pharma, CNPq (Stipendium 405254/2022-9) und Água Branca Pig Farming, Itu, São Paulo, Brasilien.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 0,25 mL Strohhalm | generisch | Chirurgisches Material | |
| 1 mL Spritze | Descarpack | 341001 | Chirurgisches Material |
| 10 mL Spritze | Descarpack | 324601 | Chirurgisches Material |
| 20 mL Spritze | Descarpack | 324801 | Chirurgisches Material |
| 3 mL Spritze | Descarpack | 324201 | Chirurgisches Material |
| 5 mL Spritze | Descarpack | 324401 | Chirurgisches Material |
| 60 mL Spritze | Descarpack | 323201 | Chirurgisches Material |
| 9 mm Endotrachealtubus | Rusch | 112482-000090 | Chirurgisches Material |
| Allis Pinzette | generisch | Chirurgisches | Instrument |
| Amox LA | JA Saú de Animal | MAPA Registrierung: 8.781/2004 | Arzneimittel |
| Bakhaus Pinzette | generisch-chirurgisches | Instrument | |
| Katheter 20G | Descarpack | 362401 | Katheter für den intravenösen Zugang |
| Cetamin | Agener Uniã o | MAPA-Registrierung: SP-000292-5.000011 | Anästhetikum |
| Leitfähiges klinisches Gel | RMC | ANVISA-Registrierung: 80122200013 | Chirurgisches Material |
| Dipyron D-500 | Zoetis | MAPA-Registrierung: SP0000728-46 | Arzneimittel |
| Einweg-Skalpell Nr. 22 | Wiltex | ANVISA-Registrierung: 10150470565 | Chirurgisches Instrument |
| Sterile Einweg-Schwammbürste | Rioquimica | 7.89778E+12 | Chirurgische Asepsis |
| Easy-Scan:Go | IMV | ESCG01 | Ultraschall |
| Endozime AW Plus | Ruhof | 34514 | Reinigungsmittel für chirurgische Instrumente |
| Fentanil (Fentanest) | Cristá | Lia ANVISA-Registrierung: 1029800810159 | Anästhetikum |
| Gosset-Retraktor | generisch-chirurgisches | Instrument | |
| Halstead-Moskito-hämostatische Zange | generisch-Chirurgisches | Instrument | |
| Heilsalbe - Unguento Pearson | Pearson SA | MAPA-Registrierung: SP0000094-16 | Arzneimittel |
| Wasserstoffperoxidlösung | Rioquimica | ANVISA-Registrierung: 218690015 | Chirurgisches Material |
| Isofluoran | Biochimico | ANVISA-Registrierung: 100630222 | Anästhetikum |
| IV Tropfset Extensor | generisch-Flüssigkeitstherapie | ||
| IV Makro-Tropfset | Descarpack | 410301 | Flüssigkeitstherapie |
| Lactofur (ceftiofur) | Ourofino SA | MAPA Registrierung: SP0000051-50 | Pharmazeutisches Medikament |
| Laringoskop | - | - | Chirurgisches Instrument |
| Maxicam 2% | Ourofino SA | MAPA Registrierung: SP0000051-69 | Pharmazeutisches Medikament |
| Mikroporenkleber 5 cm x 10 cm | Generikum | 1530 | Chirurgisches Material |
| Midazolam | Hipolabor | ANVISA-Registrierung: 1134301430035 | Anästhesie-Mehrwege-IV-Infusionsset |
| Descarpack | 413201 | Flüssigkeitstherapie-Nadel | |
| 40 mm x 1,2 mm | Descarpack | 353601 | Sterile Nadel zum Auftragen von Medikamenten und Anästhetika. |
| Nadel 40 mm x 1,6 mm | Wiltex | ANVISA Registrierung: 10150470664 | Sterile Nadel zum Auftragen von Medikamenten und Anästhetika. |
| Nadelhalter | generisch-Chirurgisches | Instrument | |
| Nylon 2 Nahtfaden | Shalon Medical | N502CTI40 | Chirurgisches Material |
| Gewöhnlicher Stift | generisch-Regulärer | Stift zum Notieren | |
| Physiologische Lösung 0,9% 500 mL Beutel | JP Farma | MS:1.0491.0070 | Flüssigkeitstherapie |
| Polyglykolsäure 2 Nahtfaden | Atramat | G4099-75H | Chirurgisches Material |
| Kaliumchlorid | Samtec | ANVISA Registrierung: 1559200010139 | Parenteral |
| Arzneimittel Verfahren Handschuhe | Descarpack | 122401 | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) |
| Propofol (Provive) | Uniã o Quí Glimmer | ANVISA Registrierung: 1049714490057 | Anästhetikum |
| Ringer Laktatlösung 500 mL Beutel | JP Farma | MS:1.0491.0061 | Flüssigkeitstherapie |
| Riohex 0,5% Cloverxidinalkohollösung | Rioquimica | 218690356 | Chirurgische Asepsis |
| Riohex 2% Cloverxidinlösung mit Tensid | Rioquimica | 218690356 | Chirurgische Asepsis |
| Kopfhaut 21 G | Descarpack | 421201 | Chirurgisches Material |
| Schuhüberzieher | generisch | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) | |
| Sterile Kompressen | Cremer | ANVISA Registrierung: 10071150065 | Chirurgisches Material |
| Sterile Mullbinde | Procitex | ANVISA Registrierung: 80245210083 | Chirurgisches Material |
| Sterile OP-Abdeckungen 140 cm x 90 cm | Venkuri | 7010003 | OP-Material |
| Sterile OP-Abdecktücher 150 cm x 190 cm | PolarFix | F00208 | OP-Material |
| Sterile OP-Handschuhe | Mucambo | CA: 39.317 | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) |
| Stethoskop | generische | chirurgische Ausrüstung | OP-Kappe |
| Descarpack | 93201 | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) | |
| OP-Kittel | Descarpack | 231101 | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) |
| OP-Maske | Descarpack | 110701 | Persönliche Schutzausrüstung (PSA) |
| Chirurgische Schere stumpf-stumpf | generisch | Chirurgisches Instrument | |
| Chirurgische Schere scharf-scharf | generisch | Chirurgisches Instrument | |
| Chirurgisches Instrument Chirurgisches Tacker | Tradevet-Chirurgisches | Material | |
| Tekbond | Sekundenkleber Tek Bond | 78072720030 | Chirurgisches Material |
| Thermometer | generisch | Chirurgische | Geräte |
| Drei-Wege-Absperrhahn | Solidor | 374 | Chirurgisches Material |
| Tramadolhydroclorid | Agener Uniã o | MAPA-Registrierung: SP-000292-5.000002 | Anästhetikum |
| Transparenter Filmverband | Skinupper | ANVISA-Registrierung: 82307460014 | Chirurgisches Material |
| Wasserfester Klebstoff 10 cm x 4,5 cm; | generisches | 364828 | Chirurgisches Material |
Referenzen
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