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Methodenartikel

Assemblierung von Netzhaut-Organoiden mit Mikroglia

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DOI:

10.3791/67016

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26. Juli 2024

 ,  , 
1Beijing Institute of Ophthalmology, Beijing Tongren Hospital, Capital Medical University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Mikroglia sind einzigartige residente Immunzellen in der Netzhaut, die eine entscheidende Rolle bei verschiedenen degenerativen Erkrankungen der Netzhaut spielen. Die Generierung eines Co-Kulturmodells von retinalen Organoiden mit Mikroglia kann ein besseres Verständnis der Pathogenese und des Entwicklungsfortschritts von Netzhauterkrankungen ermöglichen.

Zusammenfassung

Aufgrund der eingeschränkten Zugänglichkeit der menschlichen Netzhaut sind retinale Organoide (ROs) das beste Modell für die Untersuchung menschlicher Netzhauterkrankungen, das den Mechanismus der Netzhautentwicklung und das Auftreten von Netzhauterkrankungen aufdecken könnte. Mikroglia (MG) sind einzigartige residente Makrophagen in der Netzhaut und im Zentralnervensystem (ZNS), die wichtige Immunfunktionen erfüllen. Retinalen Organoiden fehlen jedoch Mikroglia, da ihr Differenzierungsursprung der Dottersack ist. Die spezifische Pathogenese von Mikroglia bei diesen Netzhauterkrankungen ist noch unklar; Daher erweist sich die Etablierung eines Mikroglia-eingebauten retinalen Organoidmodells als notwendig. Hier ist es uns gelungen, ein co-kultiviertes Modell von Netzhaut-Organoiden mit Mikroglia zu konstruieren, die aus menschlichen Stammzellen gewonnen wurden. In diesem Artikel haben wir Mikroglia differenziert und dann im Frühstadium zu retinalen Organoiden cokultiviert. Als Integration von Immunzellen bietet dieses Modell eine optimierte Plattform für die Modellierung von Netzhauterkrankungen und das Wirkstoffscreening, um eine eingehende Erforschung der Pathogenese und Behandlung von Netzhaut- und ZNS-bedingten Erkrankungen zu ermöglichen.

Einleitung

Die Differenzierung menschlicher Stammzellen in dreidimensionale (3D) Netzhautorganoide stellt als begrenzte Quelle der menschlichen Netzhaut ein vielversprechendes in vitro Modell zur Simulation der Netzhautdar 1. Es enthält verschiedene Zelltypen in der Netzhaut, darunter Photorezeptoren, retinale Ganglienzellen, bipolare Zellen, Müller-Zellen, horizontale Zellen und Astrozyten2. Dieses Modell ermöglicht die Emulation und Untersuchung sowohl der Entwicklungsmechanismen der Netzhaut als auch der Pathogenese von Netzhauterkrankungen. Aufgrund der gerichteten Differenzierungsmethode wurden jedoch retinale Organoide aus dem Neuroektoderm3 abgeleitet, wobei viele andere Zelltypen, die aus verschiedenen Keimblättern stammen, wie z.B. Mikroglia aus dem Dottersack und perivaskuläre Zellen aus dem Mesoderm 4,5,6, fehlen.

Gegenwärtig ist bei vielen Netzhauterkrankungen wie Retinitis pigmentosa7, Glaukom8 und Retinoblastom9 nachgewiesen, dass sie eng mit den Mikroglia in der Netzhaut zusammenhängen. Aufgrund des Mangels an geeigneten Forschungsmodellen sind die spezifischen Mechanismen, die den Zusammenhang zwischen Mikroglia und diesen Krankheiten veranschaulichen, jedoch noch unklar. Während Mäuse als günstiges Modell für die Untersuchung von Netzhauterkrankungen dienten, haben neuere Studien signifikante Unterschiede zwischen Maus- und menschlichen Mikroglia in Bezug auf Lebensdauer, Proliferationsrate und das Fehlen menschlicher homologe Gene hervorgehoben10,11. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Schlussfolgerungen aus Mausmodellen möglicherweise nicht ganz zuverlässig sind, was die Bedeutung der Konstruktion menschlicher Netzhautorganoide mit Mikroglia unterstreicht.

In den letzten Jahrzehnten wurden verschiedene Methoden zur 3D-Differenzierung von retinalen Organoiden entwickelt12,13. Um den Co-Kulturbetrieb von Mikroglia innerhalb von retinalen Organoiden zu erleichtern, haben wir eine Differenzierungsmethode gewählt, die einen Übergang von adhärenter zu Suspensionskultur beinhaltet. Dieser Ansatz ermöglicht es, Mikroglia erfolgreich in die retinalen Organoide einzubauen und sie mindestens 60 Tage lang zu erhalten14.

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Protokoll

Diese Studie wurde von der institutionellen Ethikkommission des Beijing Tongren Hospital der Capital Medical University genehmigt. Die HESC-Zelllinie H9 stammt aus dem WiCell Research Institute. Erwärmen Sie das Zellkulturmedium vor dem Experiment 30 Minuten lang bei Raumtemperatur (RT).

1. Erzeugung menschlicher Mikroglia

  1. Kultivieren Sie die hES-Zellen in Stammzellmedium, bis die Zelldichte 80%-90% erreicht. Säen Sie mindestens 1 x 106 Zellen in jede Vertiefung.
  2. Aspirieren Sie das Stammzellmedium und spülen Sie die Zellen mit 1x DPBS (1 mL/Well oder 6-Well-Platte). Für den nächsten Schritt werden 2 x 10,7-1 x 10,8 Zellen benötigt. Wenn dies nicht ausreicht, kombinieren Sie Zellen mit 2-5 Vertiefungen, um die folgenden Schritte auszuführen.
  3. Dissoziieren Sie die Stammzellkolonien mit der 0,5 mM EDTA-Lösung für etwa 5 Minuten in einem 37 °C-Inkubator (1 ml/Vertiefung einer 6-Well-Platte).
  4. Überprüfen Sie die Morphologie der Kolonie nach 5 Minuten. Wenn die Kolonieränder leicht zusammengerollt sind und lose Lücken aufweisen, sind die Zellen bereit, sich zu differenzieren und das EDTA abzusaugen. Wenn nicht, inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C für weitere 1-2 Minuten. Nicht länger als 8 Minuten inkubieren.
  5. Spülen Sie die Zellen in jeder Vertiefung vorsichtig mit 6 ml Medium A (Tabelle 1) und 6 μl 10 mM ROCK-Inhibitor Y-27632 Lösung. Klopfen Sie vorsichtig auf den Boden der Schüssel, um die Zellen abzuspülen. Legen Sie den Tag auf Tag 0 fest.
    HINWEIS: Pipettieren Sie die Zellen nicht. Die Zellen bilden am nächsten Tag embryoide Körper (EBs).
  6. Beobachten Sie nach 24 Stunden die Zellen unter dem Mikroskop, um die EB-Bildung zu bestätigen. Sammeln Sie die EBs in einem 15-ml-Zentrifugalröhrchen mit einer 10-ml-Pipette und warten Sie, bis sich die EBs in 5 Minuten am Boden abgesetzt haben.
  7. Der Überstand wird vorsichtig aspiriert, die EBs mit 6 ml frischem Medium A resuspendiert und in eine neue Vertiefung mit geringer Adhäsion aus einer 6-Well-Platte überführt. Kultur in einem 37 °C Inkubator.
    HINWEIS: Der Zweck des Well-Transfers am Tag 1 besteht darin, den Einfluss einer großen Anzahl abgestorbener Zellen während des Prozesses der EB-Bildung zu reduzieren, was den Zustand des Zellwachstums beeinflussen kann.
  8. Frischen Sie das frische Medium A täglich bis zum 4. Tag auf (6 ml/Well 6-Well-Platte).
  9. An Tag 4 wird eine 10 cm große Schale mindestens 1 h lang in einem Inkubator mit 5 % CO2 und 37 °C mit 3 ml 0,1 % Fischgelatinelösung bestreicht.
    HINWEIS: Wenn die Beschichtungszeit weniger als 1 h beträgt, ist es schwierig, die folgenden Schritte durchzuführen.
  10. Sammeln Sie die EBs vorsichtig mit einer 10-ml-Pipette in einem 15-ml-Zentrifugalröhrchen und warten Sie, bis sich die EBs in 5 Minuten am Boden abgesetzt haben.
  11. Entfernen Sie die 0,1%ige Gelatinelösung und spülen Sie die 10 cm lange Schale einmal mit 5-6 mL 1x DPBS aus. Entfernen Sie das DPBS.
  12. Die EBs werden vorsichtig mit 15 mL Medium B (Tabelle 1) im 15 mL Zentrifugalröhrchen resuspendiert und in die beschichtete 10 cm Schale überführt. 1 Woche lang in einem 37 °C heißen Inkubator mit 5 % CO2 kultivieren.
    HINWEIS: Bewegen Sie die Schüssel in den ersten 7 Tagen nicht.
  13. Einmal pro Woche bis zum Tag 49 (15 mL/10 cm Schale) mit frischem Medium B auffrischen und die Zellen einmal pro Woche unter dem Mikroskop untersuchen.
    HINWEIS: Nach Tag 49 können mehrere sekretorische Zellen im Überstand in der Kulturschale gefunden werden.
  14. Die überstehenden Zellen werden bei 200 x g für 5 min bei RT zentrifugiert.
  15. Den Überstand vorsichtig aspirieren und die Zellen mit 2 ml frischem Medium B resuspendieren und in eine neue Vertiefung mit geringer Adhäsion aus 6-Well-Platte überführen. Inkubation in einem Inkubator mit 5 % CO2 und 37 °C.
    HINWEIS: Bewegen Sie die Platte in den nächsten 7 Tagen nicht. Die Mikroglia konnten am Boden der Vertiefung mit geringer Adhäsion haften.
  16. An Tag 56 durch Medium C (Tabelle 1) ersetzen (2 ml/Vertiefung der 6-Well-Platte). Die Mikroglia haften am Boden der Vertiefung mit geringer Adhäsion und sehen unter dem Mikroskop verzweigt aus.
    HINWEIS: Durch einen Wechsel von Medium C alle 3 Tage (2 ml/Vertiefung der 6-Well-Platte) können die Mikroglia etwa 15 Tage lang in Medium C kultiviert werden.

2. Erzeugung humaner ROs und Co-Kultur der ROs mit Mikroglia

  1. Die hES-Zellen wurden in Stammzellmedium kultiviert, bis die Zelldichte 80%-90% erreichte. Säen Sie mindestens 1 x 106 Zellen in jede Vertiefung.
  2. Geben Sie Dispase (1 ml/Vertiefung einer 6-Well-Platte) in die Kulturzelle. Bei 37 °C 5 min inkubieren. Aspirieren Sie die Dispase-Lösung aus der Vertiefung.
  3. Geben Sie Medium D (Tabelle 1) (1 ml/Vertiefung einer 6-Well-Platte) in die Vertiefung. Schneiden Sie die Zelle mit einer 10 μL Pipette in kleine Stücke.
  4. Sammeln Sie vorsichtig alle Zellstücke und das Medium in einem 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen.
  5. Bei 200 x g für 5 min zentrifugieren und den Überstand entfernen.
  6. Resuspendieren Sie die Zellen vorsichtig in 200 μl einer kalten Matrix. Schieben Sie das 1,5-Mikrozentrifugenröhrchen für 20 Minuten in einen Inkubator. Arbeiten Sie schnell, da die Matrix bei Raumtemperatur (RT) erstarrt. Nach 20 Minuten im Inkubator verfestigt sich die Matrix.
  7. Bereiten Sie eine 10 cm Schale mit 15 mL Medium D vor. Resuspendieren Sie die Matrix mit Medium D und schütteln Sie die Petrischale vorsichtig.
  8. Legen Sie das Gericht dann für 5 Tage in einen Inkubator. Bewegen Sie die Platte nicht. Legen Sie den Tag auf Tag 0 (ROs) fest. Die Zellen werden in 3 Tagen haften.
  9. An Tag 5 (ROs) und Tag 10 (ROs) frischen Sie das Medium mit Medium D auf.
  10. Entfernen Sie am Tag 12 (ROs) das Medium und geben Sie 3 ml Dispase für 5 Minuten in jede Schale.
  11. Aspirieren Sie die Dispase und fügen Sie 15 ml Medium E hinzu (Tabelle 1).
  12. Ernte der Mikroglia: An Tag 56 (MGs) das Medium C vorsichtig aspirieren, Accutase (1 ml/Vertiefung einer 6-Well-Platte) hinzufügen und 3 Minuten lang bei 37 °C inkubieren.
  13. Sammeln Sie die Mikrogliazellen in ein 15-ml-Zentrifugalröhrchen mit einer 5-ml-Pipette. Zellen bei 200 x g bei RT für 5 min zentrifugieren.
  14. Aspirieren Sie den Überstand vorsichtig und suspendieren Sie die Mikroglia mit 1 ml Medium E. Fügen Sie Mikroglia zu den verdauten ROs an Tag 12 hinzu.
    HINWEIS: An Tag 12 (ROs) sind die Zellen adhäsiv. An Tag 13 (ROs) werden die Zellen in Medium E suspendiert. Wenn sich das Medium von Tag 12 (ROs) bis Tag 19 (ROs) gelb ändert, aktualisieren Sie das Medium mit Medium E.
  15. An Tag 19 (ROs) aggregieren Sie die Organoide in der Mitte der Schale, indem Sie den Teller vorsichtig schwenken. Saugen Sie Medium E sanft an und erfrischen Sie das Medium mit Medium F.
  16. Übertragen Sie die Organoide mit Medium F in eine neue Suspensionsschale.
  17. Wechseln Sie das Medium einmal pro Woche und wählen Sie Organoide für Experimente aus.

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Ergebnisse

Das Verfahren zur Erzeugung von retinalen Organoiden ist in unserer Vorgängerstudiebeschrieben 15. Hier zeigen wir die repräsentativen Ergebnisse von Mikroglia und Co-Kultur von Mikroglia und retinalen Organoiden.

Hier zeigen wir jedes Stadium der Mikroglia-Differenzierung (Abbildung 1A). Tag 0 stellt das Stadium der Stammzellkultur dar. Dann wurden die Stammzellen verdaut und für die EB-Bildung kultiviert. In den ersten 4 Tagen des Prozess...

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Diskussion

Aufgrund der eingeschränkten Verfügbarkeit der menschlichen Netzhaut stammt unser heutiges Verständnis von retinalen Entzündungsreaktionen fast aus Tiermodellen. Um diese Einschränkung zu überwinden, wurden retinale Organoide differenziert. Die Entwicklung von Netzhaut-Organoidmodellen ist ein aktives Forschungsgebiet, das darauf abzielt, die Komplexität der menschlichen Netzhaut für die Modellierung von Krankheiten und die therapeutische Entwicklung zu rekapitulieren. Mehrere Studien haben über die erfolgreiche Erzeugun...

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Offenlegungen

Den Autoren sind keine Zugehörigkeiten, Mitgliedschaften, Zuschüsse oder finanzielle Beteiligungen bekannt, die die Objektivität dieser Studie beeinträchtigen könnten.

Danksagungen

Diese Studie wird von der National Natural Science Foundation of China (82101145) und der Beijing Natural Science Foundation (Z200014) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AcctuaseStemcell Technologies07920
Advanced DMEM/F12Thermo12634-010
Anti-CRX(M02)abnovaH00001406-M02Antikörper; Verdünnung gemäß Herstellerangaben
Anti-IBA1Abcamab5076Antikörper; Verdünnung gemäß Herstellerangaben
B27Life Technologien17105-041
Dispase (1U/ml)Stammzellentechnologien07923
DMEM basicGibco10566-016
DMEM/F12Gibco10565-042
DPBSGibcoC141905005BT
EDTAThermo15575020
F12Gibco11765-054
FBSBiologische Industrie04-002-1A
GelatineSigmaG7041-100GFestes
GlutamaxGibco35050-061
H9 ZelllinieWiCell Research Institute
IL-3RD Systeme 203-IL-050
IL-34PeproTech200-34-50UG
KSRGibco10828028
MatrixCorning356231
M-CSFRD Systems 216-MC-500 
MEM Nicht-essentielle AminosäurelösungSigmaM7145
N2Life Technologies17502-048
NeurobasalGibco21103-049
Pen/strepGibco15140-122
Stammzellmedium Stemcell Technologies5990
TaurinSigmaT-8691-25G
X-ViVOLONZA04-418Q
Y27632SelleckS1049
β-mercaptoethanolLife Technologies21985-023

Referenzen

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  18. Chichagova, V., et al. Incorporating microglia-like cells in human induced pluripotent stem cell-derived retinal organoids. J Cell Mol Med. 27 (3), 435-445 (2023).

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