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Methodenartikel

Kombination von Bildgebung und Elektrophysiologie zur Visualisierung und Aufzeichnung von sich ausbreitenden Depolarisationen bei Mäusen

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DOI:

10.3791/67032

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4. Oktober 2024

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1Department of Neurosciences and The Center for Brain Recovery and Repair, University of New Mexico School of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll demonstriert die Kombination von Bildgebung und Elektrophysiologie, um sich ausbreitende Depolarisationen bei erwachsenen Mäusen nach einem leichten Schädel-Hirn-Trauma zuverlässig zu erkennen.

Zusammenfassung

Spreading Depolarisations (SDs) sind massive Ereignisse im Gehirn, die aufgrund ihrer langsamen Ausbreitung durch die graue Substanz oft unentdeckt bleiben. Da die SD-Erkennung schwer fassbar sein kann, wird sie mit mehreren Methoden optimal bestätigt. Dieses Protokoll beschreibt Methoden zur Kombination von Bildgebung und Elektrophysiologie, um SDs auf eine Weise zu detektieren, die die meisten Laboratorien zuverlässig und einfach anwenden können. SDs treten nach traumatischen Hirnverletzungen, Schlaganfall, Subarachnoidalblutungen, Ischämie und Migräneaura auf. In der Vergangenheit wurden SDs mit Gleichstromverstärkern aufgezeichnet, die die langsame extrazelluläre Verschiebung und die Depression der hochfrequenten Aktivität auflösen können. Gleichstromverstärker sind jedoch für chronische In-vivo-Aufnahmen kaum zu verwenden. Dieses Protokoll verwendet einen gemeinsamen AC-Verstärker für In-vivo-Elektrophysiologie-Aufzeichnungen zur Bestätigung hochfrequenter Depressionen sowie eine nicht-invasive Bildgebung, die zum Nachweis der sich ausbreitenden Welle von SD erforderlich ist. Diese Methoden können zuverlässig für die meisten experimentellen Ansätze übernommen und/oder modifiziert werden, um das Vorhandensein oder Fehlen von SDs nach einer Hirnverletzung zu bestätigen.

Einleitung

Spreading Depolarisations (SDs) sind mit verschiedenen neurologischen Erkrankungen verbunden, darunter Schädel-Hirn-Trauma (TBI), Schlaganfall, Subarachnoidalblutungen, Ischämie und Migräneaura1. SDs wurden mit dem Fortschreiten der Gewebeschädigung bei Schlaganfällen und SHT in Verbindung gebracht2. Der genaue Mechanismus, der dem Fortschreiten des Gewebeverlusts zugrunde liegt, bleibt unklar3,4. SDs treten jedoch auf, wenn der metabolische Bedarf der Neuronen nicht mit ausreichend Sauerstoff und Glukose gedeckt wird, da die Funktion der ATP-abhängigen Natrium-Kalium-Pumpe nicht mehr ausreicht, um Ionengradienten aufrechtzuerhalten. Um die Rolle von SDs beim Gewebeverlust zu verstehen, sind präzise Techniken erforderlich, um sie zu messen und zu untersuchen, was für den Fortschritt der wissenschaftlichen Erkenntnisse von entscheidender Bedeutung ist. SDs sind signifikante neurologische Ereignisse, die aufgrund des experimentellen Designs und/oder der Einschränkungen der Instrumentierung oft unentdeckt bleiben können.

Die Rolle von sich ausbreitenden Depolarisationen (SDs) beim Fortschreiten von Verletzungen wird derzeit geklärt, aber ihre Rolle bei leichten traumatischen Hirnverletzungen (mTBIs) bleibt unklar. Neuere Studien mit den in diesem Manuskript beschriebenen Techniken haben gezeigt, dass SDs in geschlossenen Schädel-mTBI-Mausmodellen initiiert werden, auch wenn es keine offensichtlichen Gewebeschäden oder Blutungen gibt5, 6. Diese Studien deuten darauf hin, dass SDs zu akuten neurologischen Beeinträchtigungen und Neuroinflammation beitragen können. Darüber hinaus wurde das Vorhandensein von mTBI-induzierten SDs eng mit akuten Verhaltensdefiziten in Verbindung gebracht6,7. Daher ist es wahrscheinlich, dass SDs in allen SHT-Modellen initiiert werden, aber ihre Rolle bleibt ohne Bestätigung schwer zu bestimmen. Die Bestätigung des Vorhandenseins von SDs ist entscheidend für die genaue Beurteilung der Ergebnisse von mSHT.

Sich ausbreitende Depolarisationen (SDs) werden durch einen signifikanten Abfall des extrazellulären Potentials gekennzeichnet, der als "DC-Verschiebung" bekannt ist, und durch eine Verschlechterung der hochfrequenten Aktivität8. Die Auflösung der "DC-Verschiebung" dauert in der Regel Sekunden (~10 s)9. Um die "DC-Verschiebung" zu erfassen, werden ein DC-Verstärker und Silberdrahtelektroden benötigt. In vivo wird die Elektrophysiologie jedoch in der Regel mit AC-Verstärkern durchgeführt, die darauf ausgelegt sind, niederfrequente Ereignisse herauszufiltern und Bewegungsartefakte zu reduzieren. Leider beseitigt diese Tieftonfilterung auch die "DC-Verschiebung". Außerdem ist Silber giftig und für chronische Aufnahmen ungeeignet. Häufig verwendete AC-Verstärker können die Depression der hochfrequenten Aktivität erkennen, jedoch ohne die damit einhergehende "DC-Verschiebung", die das Vorhandensein einer SD-Karte bestätigt, ist eine Herausforderung.

Spreading Depolarisations (SDs) können auch mit verschiedenen bildgebenden Verfahren nachgewiesen werden. Am häufigsten werden SDs mit Laser-Speckle-Kontrastbildgebung abgebildet, die den zerebralen Blutfluss durch den intakten Schädel misst10. SDs beeinflussen die zerebralen Gefäße und den Blutfluss erheblich. Bei den meisten Spezies außer Mäusen induzieren SDs eine sich ausbreitende Welle der Hyperperfusion, die sich mit der Vorderkante der SD11 ausbreitet. SDs können auch mit Calcium- oder Glutamat-Fluoreszenzindikatoren abgebildet werden12, obwohl dies die Beladung des Gewebes mit Farbstoffen oder genetisch kodierten Fluoreszenzindikatoren erfordert12,13. Interessanterweise können SDs aufgrund von intrinsischen optischen Signalen (iOS), die mit dem SD14 verbunden sind, mit bloßem Auge beobachtet werden. iOS sind komplexe Signale, die aus autofluoreszierenden Molekülen wie NAD(P)H und FADH15,16, Gewebeschwellungen17 und möglichen Veränderungen des zerebralen Blutflusses bestehen. Trotz ihrer Komplexität sind iOS-Signale zuverlässig und können in Wildtyp-Mäusen erfasst werden18. Dieses Protokoll beschreibt die Methode zur Bildgebung von iOS, da diese Technik in jedem Labor implementiert werden kann, ohne dass spezialisierte Viren oder transgene Tiere erforderlich sind.

Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, das Vorhandensein oder Fehlen einer sich ausbreitenden Depolarisation (SD) nach einem leichten Schädel-Hirn-Trauma (mTBI) experimentell mit gleichzeitiger Bildgebung und Elektrophysiologie zu bestätigen. Die In-vivo-Elektrophysiologie, die durch fortschrittliche Verstärker ermöglicht wird, ist eine häufig verwendete Technik. Diese Verstärker sind jedoch nicht in der Lage, die charakteristische "DC-Verschiebung" zu detektieren. Daher werden bildgebende Verfahren, wie sie in diesem Protokoll beschrieben werden, eingesetzt, um das Vorhandensein oder Fehlen von SDs sicher zu bestätigen. Der Vorteil der Kombination von Bildgebung und Elektrophysiologie besteht darin, dass die Bildgebung die Ausbreitung der SD erkennen kann, während die Elektrophysiologie die damit verbundene hochfrequente Depression identifizieren kann.

Insgesamt eignet sich diese Methode zur Untersuchung des Vorhandenseins von sich ausbreitenden Depolarisationen (SDs) nach einem Schädel-Hirn-Trauma (SHT). Seine Anwendung könnte das Verständnis der kortikalen Netzwerkfunktion nach SHT und SD verbessern. Dieses Protokoll kann von einem geschlossenen Schädelaufprallmodell auf andere Modelle übertragen werden, wie z. B. kontrollierte kortikale Auswirkungen, flüssige Perkussion oder Gewichtsabfall. Die Implementierung dieses Protokolls in mehreren Labors könnte die Rolle von SDs bei unterschiedlichen SHT-Schweregraden aufklären. Jedes etablierte TBI-Modell kann verwendet werden, gefolgt von den in diesem Protokoll beschriebenen iOS-Bildgebungs- und Elektrophysiologieverfahren.

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Protokoll

Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Animal Care and Use Committee (IACUC) des Instituts an der Universität von New Mexico durchgeführt. C57BL/6J-Mäuse wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen. Es wurde die gleiche Anzahl von männlichen und weiblichen Mäusen im Alter von 8-14 Wochen verwendet. Alle Mäuse wogen ca. 20 g. Einzelheiten zu den Tieren, Reagenzien und Geräten, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt. Die Zusatzdatei 1 enthält die Liste der Abkürzungen.

1. Vorbereitung des Schädels für Bildgebung und Elektrophysiologie

  1. Betäuben Sie das Tier in einer Isofluran-Induktionsbox mit 2%-3% Isofluran in 100% Sauerstoff, um die richtige Anästhesietiefe zu gewährleisten, ohne dass Sie durch ein Pfotenkneifen
    2. zusammenzucken müssen.
  2. Verabreichen Sie präoperative Analgetika (Buprenorphin mit langsamer Freisetzung, 3,25 mg/kg, SQ), bevor Sie das Tier in einen stereotaktischen Rahmen setzen und die Narkose (2% Isofluran) aufrechterhalten.
  3. Fügen Sie eine Augensalbe hinzu und halten Sie die Körpertemperatur des Tieres mit einem Heizkissen aufrecht, das eine Rückmeldung der Körpertemperatur hat.
  4. Rasieren Sie die Haare oberhalb des Schädels, wo der Schnitt sein wird, entlang der Mittellinie von der Augenfissur bis zum Lambda.
  5. Entfernen Sie die abgeschnittenen Haare, bevor Sie die Haut mit einem antiseptischen und desinfizierenden Peeling und einer Lösung sterilisieren. Mit 70 % Ethanol abschließen und dreimal wiederholen, um eine sterile Operationsstelle zu gewährleisten.
  6. Machen Sie mit einer Skalpellklinge #10 einen Schnitt in der Mittellinie von rostral nach kaudal, unmittelbar gefolgt von dem Auftragen von medizinischem Cyanacrylatkleber auf den Schnitt. Spreize die Haut seitlich, um den Schädel freizulegen.
  7. Geben Sie noch ein oder zwei Tropfen Cyanacrylatkleber auf den Schädel, um den Schädel zusätzlich zu schützen.
    HINWEIS: Das Auftragen von Klebstoff ist zeitkritisch, da der Schädel undurchsichtig wird, wenn er länger als 10 s der Luft ausgesetzt wird. Dadurch wird die Visualisierung der SD durch bildgebende Verfahren verschleiert.
  8. Während der Kleber trocknet, verwenden Sie eine sterile chirurgische Schere, um die Schnittgröße über dem Kleinhirn zu erhöhen. Sobald der Kleber ausgehärtet ist, beginnen Sie mit der Implantation von Schädelschraubenelektroden.
    1. Sterilisieren Sie die Schädelschrauben vor der Implantation 20-30 s lang mit einem Bead-Sterilisator.
    2. Platzieren Sie die Schädelschrauben in einer Region, die weit von der SD-Initiationsstelle entfernt ist, um ein offenes Sichtfenster zu erhalten.
      HINWEIS: Für chronische Aufzeichnungen im primären visuellen Kortex werden drei Schädelschrauben verwendet. Die erste Schraube wird etwa in y = -6,00 mm vom Bregma entfernt im Kleinhirn platziert und dient als Referenzelektrode. Die Aufzeichnungselektroden sind in einem Abstand von y = -2,79 mm vom Bregma und x = ±2,5 mm von der Mittellinie entfernt, innerhalb der linken und rechten Hemisphäre positioniert.
    3. Bohren Sie mit einem Bohrer der Größe 0,8 mm Pilotlöcher durch den Schädel. Um sicherzustellen, dass das darunterliegende Gewebe nicht beschädigt wird, sind -0,5 mm in z ideal. Verwenden Sie #00-90 Schrauben, die mit Edelstahldraht auf Goldstifte vorgelötet sind.
    4. Drehen Sie die Schrauben nach unten in den Schädel.1,5-2 volle Umdrehungen bringen die Schraube durch den Schädel und in Kontakt mit der kortikalen Oberfläche.
    5. Wickeln Sie überschüssigen Draht um die Schraube und lassen Sie den Draht etwas locker, um ihn später auf der Bühne platzieren zu können.
    6. Setze auf die gleiche Weise die anderen Schädelschrauben ein.
    7. Sobald alle Schädelschrauben an Ort und Stelle sind, stecken Sie alle goldenen Stifte in den gewünschten Headstage-Anschluss. Halten Sie den Stecker mit dem stereotaktischen Arm an Ort und Stelle und halten Sie die Steckerstifte dicht über die Schraubenköpfe, während Sie darauf achten, dass sich die Drähte nicht berühren.
    8. Versiegeln Sie den gesamten Bereich mit Cyanacrylatkleber und achten Sie darauf, den Bildgebungsbereich vor den Schädelschrauben nicht zu stören.
    9. Bauen Sie Zahnzement um die Basis der Goldstifte auf und stellen Sie sicher, dass die Goldstifte von den Schädelschrauben nicht mit den Goldstiften im Kopfstadium verbunden werden.
    10. Lassen Sie den Zahnzement aushärten, bevor Sie den Kopftischverbinder entfernen.
    11. Nehmen Sie das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen und setzen Sie es zurück in den Heimkäfig, um sich zu erholen. Befolgen Sie die postoperative Standardversorgung und halten Sie die Tiere auf einem Heizkissen, während sie sich von der Narkose erholen.
      HINWEIS: Nach der Operation wurden die Tiere in Einzelunterkünften untergebracht und täglich auf Schmerzen überwacht. Befolgen Sie die lokalen institutionellen Richtlinien für die Analgesie. Wenn Sie ein Buprenorphin mit langsamer Freisetzung verwenden, überwachen Sie die Schmerzen und geben Sie möglicherweise eine zusätzliche Dosis nach 72 Stunden.
  9. Entfernen Sie alle Gegenstände, die sich an den Elektroden verfangen könnten, einschließlich Gehäuse und Anreicherung. Verwenden Sie Standardbettwäsche mit Ad-libium-Zugang zu Futter und Wasser.
    HINWEIS: Rechnen Sie mit einer zweitägigen Erholungsphase zwischen Operation und Aufnahme.

2. Detektion von sich ausbreitenden Depolarisationen mit intrinsischer optischer Signalbildgebung (iOS) und AC-Elektrophysiologie

  1. Betäuben Sie die Tiere mit 2% Isofluran in 100% Sauerstoff.
    HINWEIS: Der bildgebende Teil dieses Verfahrens sollte ~5 Minuten dauern, und die Menge der Isofluran-Exposition sollte konsistent sein.
  2. Setzen Sie das Tier in einen stereotaktischen Rahmen. Halten Sie durch den Nasenkonus 1%-2% Isofluran in Sauerstoff.
    HINWEIS: Es ist wichtig, die richtige Anästhesietiefe beizubehalten, da Isofluran dafür bekannt ist, SDs zu reduzieren. Während des gesamten Experiments wird empfohlen, 60-70 Atemzüge/min aufrechtzuerhalten.
  3. Platzieren Sie das Tier unter der Kamera und stellen Sie sicher, dass die Kamera auf die kortikale Oberfläche fokussiert ist, indem Sie den Fokusring einstellen.
  4. Tragen Sie Mineralöl auf den Bildgebungsbereich auf, um die Transparenz zu erhöhen.
  5. Schalten Sie die Computer, die LED-Tafel und die elektrophysiologischen Geräte ein.
    HINWEIS: Die LED-Tafel funktioniert am besten, wenn sie vor dem Tier positioniert wird, um das Bildgebungsfenster zu beleuchten, wenn die Deckenbeleuchtung ausgeschaltet ist. Das Licht wurde auf ~2.400 Lux (95 % Leistung) mit einer kühlen Temperatureinstellung von 4000 K eingestellt.
  6. Ladeeinstellung für iOS mit Micro-Manager19,20,21,22.
    1. Drücken Sie Live, um die Maus unter der Kamera anzuzeigen und den Schädel des Tieres unter der Kamera zu zentrieren. Schließen Sie das "Live"-Fenster.
    2. Drücken Sie Multi-D Acq.
    3. Wählen Sie im Fenster "Mehrdimensionale Erfassung" die gewünschten Zeitpunkte aus.
      HINWEIS: Es wird empfohlen, 750 Bilder in einem Intervall von 250 ms zu zählen.
    4. Speichern Sie Bilder im gewünschten Dateipfad und Namenspräfix.
  7. Verbinden Sie die goldenen Stifte vom Tier mit dem Kopfbühnenstecker und dann mit dem Kopftisch.
  8. Ladeeinstellung für die Intan-Software.
    1. Klicken Sie auf das Symbol Dateiformat auswählen und wählen Sie im Popup-Fenster das Format Eine Datei pro Signaltyp aus. Dadurch wird die Datei als ".dat" für die weitere Verwendung in MATLAB gespeichert.
    2. Wählen Sie auf der Registerkarte BW unter Hardwarebandbreite die Verstärkerbandbreite von 0,13 bis 500 Hz aus.
    3. Wählen Sie unter Filter Display Selector die Option WIDE aus, um den größtmöglichen Signalbereich abzudecken.
    4. Um den gewünschten Dateipfad zum Speichern auszuwählen, klicken Sie auf das Symbol Dateiname auswählen.
  9. Führen Sie den Aufprall mit einem elektromagnetischen Impaktor aus.
    HINWEIS: Die Schlagkörpereinstellungen betragen 4 m/s Aufprallgeschwindigkeit und 5 mm Durchbiegung.
    1. Schalten Sie den Schlagkörper ein und stellen Sie sicher, dass die Spitze richtig ein- und ausfährt, indem Sie den 3-Wege-Schalter betätigen, um die Spitze zurückzuziehen und die Spitze zu verlängern. Die Spitze sollte ausgestreckt werden, bevor Sie das Tier unter die Spitze setzen.
    2. Legen Sie das Tier schnell auf ein Schaumstoffbett und schieben Sie das Bett unter die Spitze.
    3. Richten Sie die Schlagkörperspitze an der Mittellinie und 1 mm rostral des Bregmas aus.
    4. Senken Sie die Schlagkörperspitze ab, bis sie die Oberseite des Kopfes des Tieres fest berührt.
      HINWEIS: Schieben Sie die Spitze nicht nach unten in den Kopf.
    5. Drücken Sie den Hebel, um die Schlagdüse zurückzuziehen, und senken Sie sie dann manuell um 5 mm ab, bevor Sie den Schlaghebel betätigen.
    6. Nehmen Sie das Tier sofort aus dem Schaumstoffbett und legen Sie das Tier innerhalb von 5 s zur Bildgebung unter die Kamera, da die SD nach dem Aufprall ausgelöst wird.
  10. Starten Sie die iOS-Bildgebung, indem Sie im Fenster Multidimensionale Erfassung auf Erwerben! klicken. Bild für 4 Minuten, um die gesamte SD-Karte zu erfassen.
  11. Starten Sie die elektrophysiologische Aufnahme, indem Sie auf das Aufnahmesymbol in der Intan-Software klicken.
  12. Nehmen Sie das Tier aus der Schaumstoffunterlage und lassen Sie es sich in einer offenen Arena oder einem Heimkäfig erholen.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, die Elektrophysiologie mindestens 1 Stunde lang aufzuzeichnen, damit sich die Funktion des kortikalen Netzwerks erholen kann.
  13. Wenn die Aufnahme abgeschlossen ist, ziehen Sie den Netzstecker des Tieres aus der Kopfbühne und dem Stecker und setzen Sie das Tier wieder in seinen Käfig ein.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, zwischen jedem Aufprall und der Aufnahmesitzung 24 Stunden zu vergehen. Das Tier kann die gesamte Zeit außerhalb der Aufnahmesessions in seinem Käfig bleiben.

3. Visualisierung und Quantifizierung von iOS-Bildern

  1. Öffnen Sie in ImageJ19,20,21,22, den Bildstapel, indem Sie auf die Sequenz Datei > Importieren > Bild klicken.
  2. Scrollen Sie manuell durch die Bilder, um sicherzustellen, dass keine Bewegung oder andere Artefakte vorhanden sind.
  3. Um den Plot des SD zu generieren, erstellen Sie einen ROI, indem Sie mit dem Cursor ein Quadrat zeichnen.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, ein Quadrat mit 30 x 30 Pixeln zu verwenden. Man kann jede beliebige Form und Größe verwenden, aber stellen Sie sicher, dass sich die ROI-Größe nicht zwischen den Tieren ändert.
  4. Erstellen Sie einen Plot, indem Sie auf Bild > Stapel > Z-Achsen-Profil plotten. Klicken Sie in der neu erstellten Grafik auf den Live-Button. Kehren Sie zum Bildstapel der SD zurück und verschieben Sie den ROI, bis das Diagramm die SD-Kurve zeigt. Das Diagramm sollte wie eine Sündenwelle aussehen, mit einem anfänglichen Anstieg, gefolgt von einem Rückgang unter die Grundlinie und einer langsamen Rückkehr zur Basislinie innerhalb weniger Minuten.
    HINWEIS: Die Diagramme können als beliebige Einheiten (AU) oder als prozentuale Basislinie ausgedrückt werden, wobei die ersten Bilder als Basisliniendurchschnitt verwendet werden.
  5. Klicken Sie im generierten Diagramm auf Liste, um eine Liste von Werten zu generieren, die in einer anderen Diagrammgenerierungssoftware oder Matlab dargestellt werden können.
  6. Verwandeln Sie zur Visualisierung das Graustufenbild in eine Nachschlagetabelle in ImageJ von Image > Lookup Tables > Fire.

4. Elektrophysiologische Analyse

HINWEIS: Es wird empfohlen, dass die Expertise des Buzsaki-Labors und ihr MATLAB-generierter Code stark für die Visualisierung und Analyse elektrophysiologischer Daten genutzt werden. Für die Analyse müssen Sie MATLAB mit einem institutionellen Aktivierungscode und die Zip-Datei "Buzcode" des Buzsaki-Labors über GitHub (https://github.com/buzsakilab/buzcode) herunterladen.

  1. Stellen Sie in der Intan-Elektrophysiologie-Software sicher, dass die exportierten Rohdaten im Format ".dat" gespeichert werden.
    HINWEIS: Matlab kann von der MathWorks-Website installiert werden. Für den Kauf und die Nutzung von Matlab ist ein institutioneller oder individueller Aktivierungscode erforderlich. Für die Durchführung dieser Analyse sind einige Vorkenntnisse mit dem Ausführen von Code in Matlab erforderlich.
  2. Verwenden Sie die Funktion Buzaki Code bz_LoadBinary, um die Daten in Matlab zu laden.
    HINWEIS: Beispiel "'data' = bz_LoadBinary ('vollständiger Dateipfad','frequency', Abtastfrequenz, nKanäle, Anzahl der Kanäle);
  3. Filtern Sie das AC-Rauschen mit einem Kerbfilter, der bei 60 Hz zentriert ist.
    HINWEIS: Beispiel notch_freq = 60; [b,a] = iirnotch(notch_freq/(sampling_frequency/2), notch_bandwidth/(sampling_frequency/2)); filtered_data = filtfilt(b, a, Daten);
  4. Isolierung der hochfrequenten Aktivität mit einem Bandpassfilter mit einem Bereich von 0,5-100 Hz, gemäß den Empfehlungen der COSBID-Gruppe zur Analyse und Visualisierung von sich ausbreitenden Depolarisationen (SDs).
  5. Berechnen Sie das Leistungsspektrogramm mit dem Befehl pspectrum in MatLab.
  6. Zur Visualisierung stellen Sie das Hochfrequenz- und das Leistungsspektrogramm auf derselben Zeitskala und in einer Spalte dar.
    HINWEIS: Von den Diagrammen aus wird es eine Verlängerung der hochfrequenten Depression und des Leistungsverlusts geben.

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Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt eine schematische Darstellung des experimentellen Aufbaus. Die Aufzeichnungsschrauben werden im primären visuellen Kortex positioniert, wobei eine Schraubenelektrode im Kleinhirnläppchen als Bezugselektrode platziert wird. Die Schädelschrauben und Goldstifte werden mit Cyanacrylat-Kleber und Zahnzement am Schädel befestigt. Es ist entscheidend, den Zahnzement auf den kaudalen Teil des Schädels zu beschränken, um Platz für den Aufprall und die Bildgebung freizuhalten. Die Au...

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Diskussion

Sich ausbreitende Depolarisationen sind bei verschiedenen Krankheitsmodellen von entscheidender Bedeutung, darunter Schädel-Hirn-Trauma (TBI), Schlaganfall und Migräne1. Die genaue Detektion von SDs ist essentiell für das Verständnis ihrer Rolle bei akuten Verhaltensdefiziten und/oder der Aktivierung des Neuroimmunsystems nach leichten traumatischen Hirnverletzungen (mTBIs)23,24. Um das Risiko zu verringern, dass SDs bei Verwendung einer e...

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Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch NIGMS P20GM109089 und PR200891 Zuschüsse des Verteidigungsministeriums unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#00-90 x .118 MaschinenschraubeUS Micro Screw00.90-118-M-SS-P, Amazon
Bohrer mit 0,8 mm DurchmesserPCB-BohrerWYTP21, Amazon
16-A HeadstageIntan C3335
2,1 mm Fräser MikrobohrerFine Science Tools19007-21
AC-VerstärkerIntanRHD Aufnahmesystem
C57BL/6J Mäuse Jackson Laboratorium Jax#000664
CCD-KameraMightexTCE-1304-U
VerlängerungsobjektivZeikos ZE-ETN
Ethiqa XR (Slow Release Buprenorphin)Midwest Veterinary SupplyProduktnummer 267.10000.3
Gold-Anschlussstift (weiblich)A-M Systems520100
Gold-Steckerstift (männlich)A-M Systems520200
ImageJ2/FijiImage JNA
Impactor OneLeica39463930
LED-Panel-PlatineSuponL122t
MATLABMathWorksInstitutioneller oder individueller Aktivierungscode
Cyanacrylatkleber in medizinischer QualitätMasterBondMB287
Micro-Manager Kamera SoftwareImage JNA
Nagelbohrer/-poliererMakartt Nagelbohrer Elektrische NagelfeileJD700
Omnetic SteckverbinderOmneticsA79014-001
RHX DatenerfassungssoftwareIntanNA
Edelstahl unbeschichteter Draht (0,005")A-M Systems792800
Stereotaxic Frame KopfIntruments1923-B
Teets 'kalthärtende' ZahnzementA-M Systeme525000, 526000
XLR KameraobjektivNikonNIKKOR 50 mm f/1.8-16

Referenzen

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Kombination von Bildgebung und Elektrophysiologie zur Visualisierung und Aufzeichnung von sich ausbreitenden Depolarisationen bei Mäusen
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