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Methodenartikel

Raumzeitliche Steuerung der Proteinaktivität durch optogenetische allosterische Regulation

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DOI:

10.3791/67261

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4. Oktober 2024

 ,  , 
1Department of Pharmacology and Regenerative Medicine, University of Illinois at Chicago

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung einer technisch hergestellten Blue-Light-aktivierten allosterischen Schalterdomäne (LightR) zur reversiblen raumzeitlichen Kontrolle der Proteinaktivität. Unter Verwendung der Src-Tyrosinkinase als Modell bietet diese Studie ein ausgeklügeltes Protokoll zur Entwicklung und Charakterisierung von lichtreguliertem Src (LightR-Src). Es zeigt die Vielseitigkeit dieses Ansatzes über Enzymklassen hinweg.

Zusammenfassung

Die Optogenetik bietet das Potenzial, eine komplexe raumzeitliche Steuerung der Enzymaktivität bis hin zu einer subzellulären Auflösung nachzuahmen. Die meisten optogenetischen Ansätze stehen jedoch oft vor erheblichen Herausforderungen, wenn es darum geht, mehrere Fähigkeiten in einem einzigen Werkzeug zu integrieren, das auf eine Vielzahl von Zielproteinen anwendbar ist. Die präzise Kontrolle der EIN/AUS-Kinetik, die Gewährleistung minimaler Leckagen im Dunkeln und der Nachweis einer effizienten Leistung in Säugetierzellen mit subzellulärer Präzision sind einige der häufigsten Herausforderungen in diesem Bereich. Eine vielversprechende Lösung liegt in der Anwendung von rational gestalteten lichtempfindlichen Domänen zur allosterischen Kontrolle der Proteinaktivität. Mit dieser Strategie haben wir eine optogenetische Methode entwickelt, die alle gewünschten Merkmale kombiniert. Der Ansatz beinhaltet den Einbau des lichtregulierten allosterischen Schaltmoduls (LightR) in das Zielprotein, um die Enzymaktivität mit blauem (465 nm) Licht zu regulieren. Die LightR-Domäne wird durch die Verknüpfung von zwei Vivid-Photorezeptordomänen (VVD) erzeugt, wodurch eine lichtempfindliche Klemme entsteht, die in eine kleine flexible Schleife innerhalb der katalytischen Domäne eines Enzyms eingebaut werden kann. Im dunklen Zustand ist die LightR-Klemme offen, wodurch die katalytische Domäne des Enzyms verzerrt und inaktiviert wird. Bei Einwirkung von blauem Licht schließt sich die LightR-Domäne und stellt die Struktur und Enzymaktivität der katalytischen Domäne wieder her. In diesem Manuskript diskutieren wir Designstrategien zur Erzeugung einer lichtregulierten Proteinkinase und demonstrieren ihre Kontrolle durch blaues Licht, Reversibilität, Kinetik und präzise Regulation auf subzellulärer Ebene, was eine enge räumlich-zeitliche Präzision ermöglicht. Unter Verwendung der Src-Tyrosinkinase als Modell präsentieren wir ein Protokoll zur effektiven Regulierung der LightR-Src-Kinase-Aktivität. Wir demonstrieren auch die Anwendbarkeit von LightR über verschiedene Enzymklassen hinweg, was den Nutzen des Werkzeugsystems bei der Beantwortung mechanistischer Fragen der Signalwege bei verschiedenen Krankheiten erweitert.

Einleitung

Die Fähigkeit der Zelle, externe Signale zu interpretieren und sie in physiologischen oder pathologischen Kontexten in spezifische Reaktionen umzuwandeln, wird durch spezielle Gruppen von Proteinen gesteuert. Der Beitrag eines Proteins zu solch komplexen Reaktionen wird oft durch seine subzelluläre Lokalisation, das Expressionsniveau und den Zeitpunkt der vorübergehenden, anhaltenden oder oszillatorischen Aktivierung definiert. Um die Rolle dieser einzelnen Parameter bei der Regulation der Signalübertragung zu untersuchen, sind Methoden erforderlich, die in der Lage sind, eine komplexe raumzeitliche Kontrolle der Proteinaktivität auf subzellulärer Ebene zu replizieren. Traditionelle Techniken wie genetische Manipulation und niedermolekulare Inhibitoren greifen in dieser Hinsicht zu kurz. Im Gegensatz dazu versprechen optogenetische Verfahren das Potenzial für die Zerlegung biologischer Prozesse, indem physiologische und pathologische Prozesse manipuliert oder nachgeahmt werden. Aktuellen Tools fehlt es jedoch oft an breiter Anwendbarkeit oder subzellulärer Kontrolle. Mehrere bestehende Strategien erreichen eine strenge Regulierung der Proteinlokalisierung und -interaktionen; aber es fehlt die direkte Kontrolle über die enzymatische Aktivität 1,2,3,4. Andere ermöglichen die Regulierung der enzymatischen Aktivität, können aber keine subzelluläre Kontrolle haben oder sind nur begrenzt anwendbar über verschiedene Enzymklassenhinweg 5,6,7,8,9. In diesem Protokollpapier beschreiben wir eine neuartige Protein-Engineering-Methode, die die Vorteile der Optogenetik in einem Werkzeug vereint: strenge zeitliche Regulierung, einstellbare Kinetik, subzelluläre Kontrolle und breite Anwendbarkeit vonEnzymen 10. Wir haben eine lichtregulierte (LightR) Domäne entwickelt, die als allosterischer Schalter fungiert, wenn sie in das Zielprotein von Interesse eingefügt wird. Diese Strategie ermöglicht eine enge raumzeitliche Kontrolle der Aktivierung und Deaktivierung eines Proteins von Interesse in lebenden Zellen.

Hier wird die Design- und Anwendungsstrategie für das optogenetische LightR-Werkzeug über mehrere Enzymklassen hinweg diskutiert. Diese Studie bietet ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Entwicklung, Charakterisierung und Anwendung der lichtregulierten Tyrosinkinase Src (LightR-Src). Die Studie zeigt außerdem die Abstimmbarkeit der Inaktivierungskinetik von LightR-Schaltern. Der langsam inaktivierende LightR-Schalter kann die Enzymaktivität bei reduzierter Beleuchtungsfrequenz aufrechterhalten, während die schnell zyklische Version, FastLightR, eine häufigere Beleuchtung zur Aktivierung erfordert, aber eine schnelle Inaktivierung anzeigt, wenn die Beleuchtung ausgeschaltet ist. Die Aktivierung/Inaktivierung von FastLightR-Src in lebenden Zellen induziert Zyklen der Zellausbreitung und -retraktion. Die FastLightR-Src-induzierte Zellausbreitung stimmt mit der physiologischen Rolle der Src-Kinaseüberein 11,12. Aufgrund der schnellen Inaktivierungskinetik kann FastLightR-Src auch auf subzellulärer Ebene reguliert werden, was zu einer Stimulation lokaler Vorsprünge und der Zellpolarisation führt. Um die Anwendbarkeit des LightR-Tools auf andere Arten von Enzymen zu demonstrieren, führen wir die Leser kurz durch einen ähnlichen Erfolg mit der manipulierten lichtregulierten Kinase bRaf (LightR-bRaf, FastLightR-bRaf) und einer ortsspezifischen DNA-Rekombinase Cre (LightR-Cre). Insgesamt hat dieser Ansatz das Potenzial, unser Verständnis der komplexen Signalwege, die die Pathophysiologie verschiedener Krankheiten prägen, zu verbessern.

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Protokoll

1. Design und Entwicklung von LightR ( Abbildung 1)

  1. Strategische Planung
    HINWEIS: Die LightR-Domäne besteht aus zwei tandemartig verbundenen Vivid (VVD) Photorezeptordomänen von Neurospora crassa13,14,15,16. VVDs homodimerisieren in Gegenwart von Licht, und eine solche Dimerisierung beinhaltet eine Konformationsänderung, die den N-Terminus eines VVD-Monomers neben den C-Terminus eines anderen VVD-Monomers bringt (Abbildung 1A). Durch die Verbindung von zwei VVD-Domänen mit einem flexiblen Linker entsteht eine clamp-artige Domäne, die im Dunkeln offen und bei Beleuchtung mit blauem Licht geschlossen ist. Die Integration dieser Klemme in die katalytische Domäne eines Enzyms ermöglicht eine lichtvermittelte Regulation der Aktivität. Bei Dunkelheit verzerrt die offene Klemme die Domäne und deaktiviert das Enzym; Die Beleuchtung mit blauem Licht bewirkt, dass sich die Klemme schließt, wodurch die Aktivität des Enzyms wiederhergestellt wird (Abbildung 1B). Dieses Konzept kann auf Enzyme aus verschiedenen Familien angewendet werden, darunter Proteinkinasen und DNA-Rekombinasen10 (Abbildung 1C).
    1. Aufbau von LightR
      1. Um zwei VVD-Moleküle zu verbinden, verwenden Sie einen flexiblen 22-Aminosäure-Linker (GGS)4G(GGS)3 zwischen jedem Monomer.
        HINWEIS: Der Linker bietet ausreichend Flexibilität und Länge, um die Assoziation und Dissoziation von VVD-Monomeren zu ermöglichen.
      2. Fügen Sie GPGGSGG- und GSGGPG-Linker zu den N- bzw. C-Termini der LightR-Domäne hinzu.
        HINWEIS: Die Länge und die Zusammensetzung der Linker müssen möglicherweise für ein bestimmtes Protein angepasst werden. Kürzere GSG- und Single-Gly-Linker werden routinemäßig verwendet, wenn eine strengere Regulierung erforderlich ist. Die Größe der Insertionsschleife und ihre Nähe zu katalytischen Rückständen beeinflussen ebenfalls den dynamischen Bereich der Regelung. Kürzere Schleifen bieten mit größerer Wahrscheinlichkeit eine strengere Regulierung der katalytischen Aktivität, können jedoch zu einer geringeren Aktivität nach der Beleuchtung führen. Die Sequenz der LightR-Domäne ist in der ergänzenden Tabelle 1 aufgeführt.
    2. Einfügen von LightR
      HINWEIS: Eine geeignete LightR-Insertionsstelle ermöglicht eine strenge Regulierung der Zieldomänenfunktion, ohne ihre Wechselwirkungen sterisch zu blockieren oder irreversible strukturelle Veränderungen zu verursachen, die ihre biologische Rolle beeinträchtigen. Eine Kristallstruktur des Zielproteins ist ein idealer Anhaltspunkt bei der Identifizierung solcher flexiblen Schleifenbereiche für die Insertion von LightR. Falls erforderlich, kann die Kristallstruktur eines engen Homologs ausreichen. Im Folgenden finden Sie einige allgemeine Kriterien, die zu berücksichtigen sind.
      1. Stellen Sie sicher, dass die Insertionsschleife strukturell an die kritischen katalytischen Elemente des Enzyms gekoppelt ist. Stellen Sie sicher, dass die ausgewählte Insertionsschleife keine vorhandene Bindungsstelle für das Protein ist und dass die Insertion von LightR möglicherweise keine funktionellen Wechselwirkungen aufgrund sterischer Effekte stört.
      2. Als erste Strategie ersetzen Sie beim Einführen von LightR eine Aminosäure in der Einführschlaufe. Zielt auf die Mitte der Insertionsschleife ab, die eine polare oder kleine Aminosäure (z. B. Glu, Arg, Lys, Gly) enthält, die dem Lösungsmittel ausgesetzt und nicht an intramolekularen Wechselwirkungen beteiligt ist.
        HINWEIS: Wenn ein Aminosäureersatz nicht zu einem funktionsfähigen Protein führt, erfordert die Optimierung des LightR-Konstrukts den Ersatz mehrerer Aminosäuren oder der gesamten Insertionsschleife. Evaluieren Sie die Funktionalität mehrerer Einfügestellen für LightR innerhalb der definierten Schleife.
      3. Stellen Sie sicher, dass das Zielenzym unabhängig von der endogenen Regulation arbeitet. Dies wird erreicht, indem eine konstitutiv aktive mutierte Version des Enzyms für die Insertionsvorlage verwendet wird.
        HINWEIS: Wildtyp-Enzyme können auch zur Erzeugung von LightR-Konstrukten verwendet werden, aber dies kann zu einem AND-gesteuerten System führen, das durch endogene Mechanismen und Licht reguliert wird.
      4. Positiv- und Negativkontrollen sind für die Analyse der LightR-Enzymaktivität von entscheidender Bedeutung. Verwenden Sie konstitutiv aktive Mutanten endogener Proteine als Positivkontrollen und katalytisch inaktive mutierte Versionen des Ziel-LightR-Enzyms als Negativkontrollen.
        HINWEIS: Bei der Auswahl inaktivierender Mutationen ist es wichtig sicherzustellen, dass die Mutation ausreichend von der LightR-Insertionsstelle entfernt ist, um eine Störung der Irreversibilität der LightR-Enzymfaltung zu vermeiden. Basierend auf den oben genannten Kriterien wird die LightR-Insertionsstelle in der Src-Kinase in einer flexiblen Schleifenregion ausgewählt, die strukturell über einen Beta-Strang an das hochkonservierte GXGXXG-Motiv in der ATP-bindenden G-Schleife/glycinreichen Schleifenregion gekoppelt ist. Wichtig ist, dass es von der ATP-Bindungstasche und der Substratbindungsregion10,17 entfernt positioniert ist (Abbildung 1C (i)).
        HINWEIS: Aufgrund der strukturellen Homologie zwischen den Kinasen wird die LightR-Insertionsstelle in bRaf in derselben strukturellen Schleife wie die Insertionsstelle in Src ausgewählt (Abbildung 1C (ii)).
        ANMERKUNG: Basierend auf den in Abschnitt 1.1.2 beschriebenen Grundsätzen wird die LightR-Insertionsstelle in Cre-Rekombinase, einer Nicht-Kinase, in einer der flexiblen Schleifen ausgewählt, die vom katalytischen Kern entfernt ist, d. h. an der DNA-Bindungsstelle. Die Insertionsschleife ist jedoch immer noch strukturell über eine α-Helix an kritische katalytische Reste innerhalb der DNA-Bindungsdomäne gekoppelt, um den Erfolg der LightR-Cre-Funktionalität sicherzustellen (Abbildung 1C (iii)). Alle im aktuellen Protokoll beschriebenen Insertionsstellen mit Positiv- und Negativkontrollen für verschiedene Enzyme sind in der ergänzenden Tabelle 2 aufgeführt.
    3. Entwicklung von FastLightR.
      HINWEIS: Die Einführung einer I85V-Mutation in beide VVDs in LightR ermöglicht eine schnellere Aktivierungs-Inaktivierungsdynamik, die auf die schnelle Umwandlung der Mutante in den dunklen Zustandzurückzuführen ist 18,19. Die Generierung von FastLightR-Src und FastLightR-bRaf mit schneller Inaktivierungskinetik ermöglicht eine enge zeitliche Kontrolle von Aktivierung und Inaktivierung. Es ermöglicht die subzelluläre Regulation von LightR-Src in lebenden Zellen.
      HINWEIS: Die Aktivität der Cre-Rekombinase führt zu einer irreversiblen DNA-Rekombination; Daher sind die Reversibilitätseigenschaften von LightR nicht anwendbar.
      HINWEIS: Um die Detektion des LightR-Konstrukts zu vereinfachen, kann ein fluoreszierendes Protein oder ein anderer geeigneter Tag an den N- oder C-Terminus des Zielproteins angehängt werden. In dieser Studie wurde mCherry-myc für LightR-Src, Venus für LightR-bRaf und miRFP670 für LightR-Cre-Rekombinase verwendet.
  2. Strategie zum Klonen
    HINWEIS: Der Klonierungsansatz basiert im Gegensatz zu herkömmlichen Ansätzen auf einer ortsgerichteten Mutagenese, die nicht auf spezifischen Restriktionsstellen beruht10,20.
    1. Generierung eines "Megaprimers"
      1. Codon-Optimierung der LightR-Gene, um eine stabile Expression der beiden Tandem-VVD-DNA-Sequenzen pilzlichen Ursprungs in Säugetierzellen zu gewährleisten und die Sequenzen für eine fehlerfreie Klonierung mittels PCR so unterschiedlich wie möglich zu machen. Um die Codon-Optimierung durchzuführen, führen Sie die Schritte 1.2.1.2-1.2.1.3 aus.
      2. Richten Sie die Aminosäuresequenz von VVDs und die ausgewählten Linker nebeneinander aus, um die theoretische Sequenzkarte von LightR zu erstellen.
      3. Fügen Sie die Sequenz in eine beliebige Online-Codon-Optimierungsplattform ein, die einen fortschrittlichen Algorithmus für die Codon-Optimierung verwendet, um die beste Sequenzoption mit minimaler Komplexität zu bestimmen. Stellen Sie sicher, dass der Zielorganismus ausgewählt ist, der Leserahmen beibehalten wird und die VVD-Sequenzen für die Optimierung ausgewählt sind.
      4. Gewinnung von LightR-DNA als benutzerdefiniertes synthetisiertes Fragment (siehe Ergänzende Tabelle 1) oder aus einem zuvor veröffentlichten LightR-Konstrukt10.
      5. Amplifizieren Sie das LightR-Gen, um einen "Megaprimer" zu erzeugen, indem Sie die zuvor beschriebene20-Strategie verwenden, die in Abbildung 1D dargestellt ist. Synthetisieren Sie den LightR "Megaprimer" mittels PCR gemäß den Empfehlungen des Herstellers für die spezifische DNA-Polymerase und unter Verwendung des folgenden PCR-Reaktionsgemisches:
        5x DNA-Polymerase-kompatibler Puffer: 10 μL
        100 μM Vorwärts-Megaprimer: 0,5 μL
        100 μM Reverse Megaprimer: 0,5 μL
        10 nM dNTP-Mix: 2 μL
        DNA-Polymerase (2000 Einheiten/ml): 1 μl (0,02 U/μl)
        50 ng Template-DNA: 1 μL
        Wasser in PCR-Qualität: 35 μL
        HINWEIS: Hier wird eine hochgenaue Heißstart-DNA-Polymerase mit universellen Primer-Glühtemperaturen verwendet.
      6. Trennen Sie den resultierenden Megaprimer durch Agarose-Gelelektrophorese. Das Produkt wird eine Länge von etwa 1000 Nukleotiden haben. Schneiden Sie den Megaprimer aus dem Agarosegel heraus und reinigen Sie ihn mit einem Gelextraktionskit, gemäß den Empfehlungen des Herstellers oder mit einer analogen Technik.
    2. Insertion des LightR-Gens mittels ortsgerichteter Mutagenese: Setzen Sie das LightR ein und ersetzen Sie eine gewünschte Aminosäure oder eine Länge von Aminosäuren. Das Template-Plasmid ist dasjenige, in das die LightR-Domäne eingefügt wird. Führen Sie die PCR-Reaktion wie zuvor beschrieben20 mit der folgenden Mischung durch.
      5x DNA-Polymerase-kompatibler Puffer: 5 μL
      10 nM dNTP-Mix: 1 μL
      DNA-Polymerase (2000 Einheiten/ml): 1 μl (0,02 U/μl)
      50 ng Ziel-Template-DNA: 1 μL
      Extrahierter Megaprimer (berechnete Masse): 10 μL
      DMSO: 2,5 μL
      Wasser in PCR-Qualität: 2,5 μl
      HINWEIS: Megaprimer-Masse (ng) = gewünschtes Einsatz-/Vektormolverhältnis x Masse des Vektors x Verhältnis von Einsatz- zu Vektorlängen. Das gewünschte Verhältnis von Einsatz zu Vektor beträgt 3/1.
    3. Nach Abschluss der PCR-Reaktion wird 1 μl DpnI-Enzym (2000 Einheiten/ml) hinzugefügt, um selektiv nur die überschüssige und methylierte DNA zu verdauen, und das Gemisch bei 37 °C für 1-1,5 h inkubieren. Dadurch wird die Ausbeute des modifizierten Konstrukts deutlich erhöht.
    4. Transformieren Sie 1-2 μl der PCR-Reaktion in DH5α-kompetente Zellen gemäß den Herstellerprotokollen.
    5. Platte transformierte Bakterien auf Luria Broth (LB)-Agarplatte mit geeignetem Antibiotikum zur Selektion. Die Platte über Nacht bei 37 °C oder 72 h bei Raumtemperatur (RT; 25-30 °C) inkubieren.
      HINWEIS: LB-Platten mit darauf gewachsenen Bienenvölkern können bis zu 1 Monat bei 4 °C gelagert werden, und das Protokoll kann pausiert werden.
    6. Kolonie-Screening-PCR
      1. Für das PCR-basierte Kolonie-Screening entwerfen Sie Primer, die im LightR-Insert und in der Ziel-DNA annehmen, um etwa 400-700 bp-Fragmente zu erzeugen.
      2. Geben Sie eine kleine Menge einer Kolonie aus der LB-Platte in den unten angegebenen PCR-Mix und fahren Sie mit dem Thermocycling gemäß den Empfehlungen des Herstellers für die spezifische DNA-Polymerase fort.
        2x Taq RED Mastermix: 5 μL
        Wasser in PCR-Qualität : 5 μL
        100 μM Vorwärts-Grundierung : 0,5 μL
        100 μM Reverse Primer: 0,5 μL
      3. Prüfung auf positive Kolonien durch Agarose-Gelelektrophorese.
      4. Wählen Sie die Kolonien aus, die die gewünschte PCR-Produktgröße erzeugt haben, und impfen Sie sie einzeln in 3 ml LB-Bouillon mit dem Antibiotikum, passend zur Antibiotikaresistenz im Plasmidrückgrat. Dann inkubieren und über Nacht bei 37 °C schütteln.
      5. Extrahieren Sie Plasmid-DNA aus der Flüssigkultur gemäß den Anweisungen des Herstellers des Plasmid-Aufreinigungskits für die Plasmid-DNA-Extraktion und überprüfen Sie das Vorhandensein des Inserts durch Sequenzierung.
        HINWEIS: Klonierungsprimer sind in der ergänzenden Tabelle 3 zusammengefasst.

2. Zellplattierung und biochemische Analyse der LightR-Enzymaktivität (Abbildung 2A)

  1. Für die biochemische Analyse von LightR-Kinasen (LightR Src, FastLightR Src, LightR bRaf) wird für jede Versuchsgruppe 1 x 106 LinXE-Zellen pro 3,5 cm Zellkulturschale platte. Siehe Ergänzende Tabelle 4.
  2. Die Zellen werden bei 37 °C und 5 % CO2 16-18 h inkubiert.
  3. Am nächsten Tag transfizieren Sie die Zellen mit dem ausgewählten DNA-Konstrukt unter Verwendung eines geeigneten Transfektionsreagenzes gemäß den Empfehlungen des Herstellers (Ergänzende Tabelle 4).
    HINWEIS: Das optimale Transfektionsreagenz hängt vom Konstrukt, dem Vektor und dem Typ der verwendeten Zellen ab. In dieser Studie wurden 2 μg DNA in einer 3,5 cm großen Schale unter Verwendung eines Transfektionsreagenzes verwendet. Es sollten empirische Tests durchgeführt werden, um das optimale Transfektionsreagenz zu bestimmen. Da transfizierte Konstrukte Proteine exprimieren, die durch blaues Licht reguliert werden, müssen alle nachfolgenden Schritte, die mit transfizierten Zellen umgehen, unter rotem Licht durchgeführt werden. Wickeln Sie die Platten mit durchtrennten Zellen mit Aluminiumfolie ein, bevor Sie sie in den Inkubator legen, um ein versehentliches Aufleuchten zu vermeiden.
  4. Nach 16-18 h Transfektion werden die Zellen blauem Lichtausgesetzt 10. Platzieren Sie dazu ein 465-nm-Leuchtdiodensystem (LED) in den Gewebekultur-Inkubator. Platzieren Sie eine perforierte Plexiglasscheibe 10 cm über der Lampe, um die gewünschte Ausleuchtung von 3 mW/cm2 zu erhalten (Zusatzdatei 1). Eine perforierte Platte wird benötigt, um eine ununterbrochene Luftzirkulation im Inkubator aufrechtzuerhalten. Beleuchten Sie Zellen für den gewünschten Zeitraum.
  5. Verwenden Sie für die Aktivierung von LightR-Src und LightR-bRaf eine kontinuierliche Beleuchtung. Für eine kontinuierliche Beleuchtung schalten Sie das LED-Panel manuell ein und aus.
  6. Um den Aktivierungs-/Inaktivierungszyklus von FastLightR Src aufrechtzuerhalten, verwenden Sie EIN/AUS-Zyklen, die entweder manuell oder von einem Mikrocontroller gesteuert werden.
    HINWEIS: Es können mehrere Software-Toolkits verwendet werden, die eine integrierte Entwicklungsumgebung (IDE) zum Schreiben und Hochladen des erforderlichen Codes bereitstellen. Diese Toolkits unterstützen die C/C++-Programmierung und bieten einen GPIO-Zugriff (General Purpose Input/Output), der für die Steuerung der gepulsten Beleuchtung unerlässlich ist. Eine detaillierte Beschreibung der zu diesem Zweck verwendeten Protokolle und Codes ist in der Zusatzdatei 1 beschrieben.
  7. Am Ende der jeweiligen Zeitpunkte des Versuchs (Ergänzende Tabelle 4) ernten Sie die Zellen unter sicherem rotem Licht. Aspirieren Sie das Medium und waschen Sie die Zellen mit kaltem PBS.
  8. Um das Protein zu isolieren, lysieren Sie die Zellen mit 500 μl 2x Laemmli-Probenpuffer, ergänzt mit 5 % v/v 2-Mercaptoethanol. Inkubieren Sie das Lysat 5 Minuten lang bei 100 °C. Analyse von Zelllysaten mittels Protein-Gelelektrophorese und Western Blot21.
    HINWEIS: Die Zusammensetzung von 2x Laemmli-Puffer ist wie folgt: Für 500 ml: 5,18 g Tris-HCL, 131,5 ml Glycerin, 52,5 ml 20% SDS, 0,5 g Bromphenolblau, endgültiger pH-Wert 6,8.
  9. Beurteilen Sie die LightR-Src-Aktivität durch Bewertung des Phosphorylierungsniveaus von endogenen p130cas auf Tyr249 und Paxillin auf TyrY11822,23 (Abbildung 2). Bewertung der LightR-bRaf-Aktivität durch Bewertung des Phosphorylierungsgrades von MEK1 auf Ser217/221 und ERK1/2 auf TyrY202/20424,25.

3. Funktionelle Analyse der LightR-Cre-Aktivität

  1. Für die funktionelle Analyse der LightR-Cre-Aktivität wird 1 x 106 LinXE-Zellen pro 3,5 cm Zellkulturschale platte. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5 % CO2 für 16-18 h.
  2. Transfizieren Sie die Zellen gemäß dem in Abschnitt 2, Abbildung 2A und ergänzender Tabelle 5 beschriebenen Protokoll. Co-transfizierte insgesamt 2 μg DNA mit einem Verhältnis von 1:9 aus LightR-Cre-iRFP670 und einem Reporter-Plasmid Floxed-STOP-mCherry2.
  3. Nach 16-18 Stunden nach der Transfektion die Zellen beleuchten. Eine effiziente LightR-Cre-Aktivierung erfordert eine längere Beleuchtung. Um Phototoxizität zu vermeiden, verwenden Sie daher eine gepulste Beleuchtung für 8 Stunden mit 2 s EIN- und 20 s AUS-Zyklen unter Verwendung eines 465-nm-LED-Flächenlampensystems, das von einem Mikrocontroller gesteuert wird, wie in Abschnitt 2 und Ergänzende Datei 1 beschrieben.
  4. Führen Sie die Bildgebung mittels Epifluoreszenzmikroskopie mit einem 20-fach-Luftobjektiv durch. Für die Visualisierung von LightR-Cre-iRFP670 verwenden Sie den Cy5-Filtersatz, und für die Visualisierung von mCherry aus dem Floxed-mCherry-Ausdruck verwenden Sie den RFP-Filtersatz.
    HINWEIS: Für die Bildgebung wird ein Epifluoreszenzmikroskop verwendet, das mit Cy5/RFP-Lichtwürfeln ausgestattet ist.

4. Vorbereitung der Proben für die Bildgebung lebender Zellen

  1. 2 x 105 HeLa-Zellen pro 35 mm Gewebekulturschale in Zellkulturmedien laben und 2 h bei 37 °C und 5 % CO2 inkubieren.
  2. Sobald sich die Zellen anheftet haben und die Konfluenz etwa 60 % bis 70 % beträgt, werden die HeLa-Zellen mit einer der folgenden Mischungen co-transfiziert: (i) 0,85 μg FastLightR-Src-mCherry-myc/0,15 μg Stargazin-iRFP oder (ii) 0,75 μg FastLightR-bRaf-Venus/0,25 μg mCherry-ERK2
    HINWEIS: In FastLightR-Src-Experimenten wird das Stargazin-iRFP verwendet, um die Plasmamembran für die Zellausbreitungsanalyse zu markieren. Wenn eine höhere FastLightR-Src-Expression gewünscht wird, kann stargazin-iRFP weggelassen und stattdessen 1 μg FastLightR-Src verwendet werden. In diesen Fällen sollte ein Membranfarbstoff verwendet werden, um die Zellen sichtbar zu machen. Plasmamembranfärbungen werden routinemäßig zur Markierung von Zellmembranen verwendet.
  3. Decken Sie die Schale mit Alufolie ab, um ein versehentliches Aufleuchten der Zellen zu vermeiden, und inkubieren Sie sie 16-18 h bei 37 °C und 5 % CO2.
  4. Führen Sie alle folgenden Schritte unter roter Lichtbeleuchtung aus, um eine versehentliche Aktivierung der Konstrukte zu vermeiden. Die Exposition gegenüber weißem Licht induziert die Aktivierung von LightR-Kinasen und kann die nachfolgenden Ergebnisse beeinflussen.
  5. Am selben Tag 3 runde Glasdeckgläser (25 mm Durchmesser, 0,17 mm Dicke) über Nacht mit 5 mg/L Fibronektin in PBS bei 37 °C bestreichen.
  6. Spülen Sie die Deckgläser 16-18 h nach der Transfektion mit PBS aus und geben Sie ~1 x 105 transfizierte HeLa-Zellen auf jedes Deckglas. 2 h in Zellkulturmedien bei 37 °C und 5 % CO2 inkubieren.
    HINWEIS: Die niedrige Seeding-Dichte ist notwendig, um sicherzustellen, dass sich die Zellen im Sichtfeld nicht berühren.
  7. Bereiten Sie das Bildgebungsmedium vor, indem Sie FBS zu den L-15-Bildgebungsmedien von Levobitz bis zu einer Endkonzentration von 5 % hinzufügen. Die Lösung durch einen 0,22 μm Filter filtrieren und auf 37 °C erwärmen.
  8. Mineralöl auf 37 °C vorwärmen.
  9. Waschen Sie die Deckgläser mit den Zellen zweimal mit PBS. Wenn Sie einen Membranfarbstoff verwenden, färben Sie die Zellen gemäß den Anweisungen des Herstellers, bevor Sie die Deckgläser waschen.
  10. Legen Sie das Deckglas vorsichtig in eine Bildgebungskammer für lebende Zellen. Geben Sie 1 ml L-15-Bildgebungsmedium in die Kammer.
  11. Geben Sie 1 ml Mineralöl auf das Medium, um eine Verdunstung während des Bildgebungsprozesses zu verhindern.
  12. Bewahren Sie die Kammer bis zur Vorbereitung des Bildes vor Licht bei 37 °C auf.

5. Globale Aktivierung und Bildgebung von FastLightR-Src (Abbildung 3)

  1. Befestigen Sie ein blaues LED-Mikroskopie-Ringlicht an dem Mikroskopkondensor und positionieren Sie es ca. 1,5 cm über dem Probenhalter. Verbinden Sie das AC/DC-Steuerrelais für das Ringlicht mit dem Mikroskopcomputer.
    HINWEIS: Für die Experimente in dieser Studie wurde die Beleuchtung über eine Transistor-Transistor Logic (TTL)-Schnittstelle über die Bildgebungssoftware gesteuert. Epifluoreszierende Beleuchtung kann auch verwendet werden, um LightR-Konstrukte global zu aktivieren, wenn keine externe Beleuchtungsquelle verfügbar ist. GFP-Anregungswellenlängen, wie z. B. der 490/20-nm-Anregungsfilter, sind wirksam bei der Aktivierung von LightR.
  2. Stellen Sie die Kammer auf einen auf 37 °C vorgeheizten Mikroskoptisch und wählen Sie Zellen aus, die FastLightR-Src-mCherry und Stargazin-iRFP exprimieren (Abbildung 3B) oder FastLightR-bRaf-Venus und mCherry ERK-2 (Abbildung 5B).
  3. Verwenden Sie für die Untersuchung von globalen Beleuchtungs- und Bildgebungsexperimenten mikroskopkompatible Hochleistungsobjektive (40x) mit apochromatischer Korrektur, Flat-Field-Korrektur und hoher numerischer Apertur.
    1. Für globale beleuchtungsbasierte Studien der Src-Kinase verwenden Sie 561/10 nm Anregungs- und 595/40 nm Emissionsfilter, um FastLightR-Src-mCherry zu visualisieren, und verwenden Sie 640/20 nm Anregung und 655LP Emissionsfilter, um Stargazin-iRFP zu visualisieren.
    2. Für globale beleuchtungsbasierte Studien der bRaf-Kinase verwenden Sie 514/10 nm Anregungs- und 540/21 nm Emissionsfilter, um FastLightR-bRaf-Venus zu visualisieren, und verwenden Sie 561/10 nm Anregungs- und 595/40 nm Emissionsfilter, um mCherry-ERK-2 zu visualisieren.
    3. Verwenden Sie einen polychroitischen Multiband-Spiegel in allen fluoreszierenden Bildgebungskanälen.
  4. Berücksichtigen Sie je nach Versuchsbedingungen die folgenden Empfehlungen.
    1. Bilden Sie die Zellen mindestens 10 Minuten vor der Beleuchtung ab, um eine Ausgangsaktivität der Zellen zu ermitteln.
      HINWEIS: Diese Baseline ist erforderlich, um zu bestimmen, ob die Aktivierung der FastLightR-Kinase durch Beleuchtung Veränderungen im Zellverhalten oder in der Proteinlokalisierung hervorruft. Man kann auch längere Zeiträume der basalen Bildgebung durchführen, um eine größere statistische Signifikanz zu erzielen.
    2. Aufgrund der schnellen Inaktivierungskinetik von FastLightRs kann die Einbeziehung vieler Zellen für die Bildgebung zur Deaktivierung von Src/bRaf zwischen den Stadienpositionen führen und seine Reaktion abschwächen. Um einen solchen Fehler zu vermeiden, bilden Sie 4 Zellen/min ab, während Sie die FastLightR-Kinase-Aktivität im beschriebenen Protokoll analysieren, und bilden Sie jede ausgewählte Zelle jede Minute für insgesamt 110 Minuten ab (Ergänzende Datei 2).
    3. Verwenden Sie gepulste Beleuchtung anstelle von Dauerbeleuchtung, um die potenziellen phototoxischen Auswirkungen von blauem Licht zu reduzieren. Eine Beleuchtung von 12 s für jede der 4 Zellen/min ist wirksam (Zusatzdatei 2, Abbildung 3A).
      HINWEIS: Die Beleuchtungszyklen sollten für verschiedene Konstrukte und Beleuchtungsquellentypen empirisch bestimmt werden.
    4. Schalten Sie die Beleuchtung während der Zellbildgebung aus, um ein Durchscheinen in den Fluoreszenzkanälen zu vermeiden.
      HINWEIS: Die gleichzeitige Bildgebung von zu vielen Zellen verringert die für die Probe verfügbare Gesamtbeleuchtungszeit, was zu einer abgeschwächten Reaktion durch unzureichende Aktivierung führt.
  5. Speichern Sie die Filme nach dem Imagevorgang als . TIF-Stack-Dateiformat für die Analyse.
    HINWEIS: Aufgrund der weniger gleichmäßigen Beleuchtung mit GFP-Epifluoreszenz im Vergleich zu Ringlicht erfordern Experimente mit GFP-Epifluoreszenz eine häufigere Beleuchtung. Dies führt dazu, dass weniger Zellen pro Experiment abgebildet werden.

6. Subzelluläre Aktivierung und Bildgebung von FastLightR-Src (Abbildung 4)

  1. Stellen Sie die Kammer auf einen auf 37 °C vorgeheizten Mikroskoptisch und wählen Sie eine einzelne Zelle aus, die sowohl FastLightR-Src-mCherry als auch Stargazin-iRFP exprimiert.
  2. Wählen Sie die spezifischen Bereiche (ROI) innerhalb der Zelle aus, die beleuchtet werden sollen. In dieser Studie wird ein kleiner Bereich an der Peripherie der ausgewählten Zelle ausgewählt.
    HINWEIS: Für die lokale Beleuchtung wird ein 445-nm-Laser verwendet, der von einem TIRF-Modul im FRAP-Modus fokussiert wird, oder ein Mikrospiegelgerät, das über die TTL-Schnittstelle über die Bildgebungssoftware gesteuert wird. Jedes gemusterte Beleuchtungssystem funktioniert für diese Experimente. Wenn ein scanbasiertes System verwendet wird, bestimmen Sie die Laserintensität und -homogenität für eine ausreichende Aktivierung ohne Beschädigung der Zelle.
  3. Bilde die ausgewählte Zelle jede Minute für 20 Minuten im basalen Zustand vor der Beleuchtung, 50 Minuten bei lokaler Beleuchtung und dann 20 Minuten nach der Aktivierung für insgesamt 90 Minuten ab (Ergänzungsdatei 2).
  4. Für die Aktivierung und Deaktivierung ist eine angemessene Zeitspanne für das Zielprotein bereitzustellen, um eine vollständige Deaktivierung des LightR-Proteins zu ermöglichen. Für FastLightR-Src ist eine Deaktivierung von mindestens 10 Minuten für die Abtragung der Restaktivität und eine Deaktivierung von 20 Minuten im demonstrierten Versuchsaufbau für die lokale Beleuchtung zu ermöglichen.
  5. Speichern Sie die Filme nach dem Imaging unter . TIF-Stack-Dateiformat für die Analyse.

7. Analyse der Zellausbreitung

  1. Bereiten Sie Bilder für die Datenverarbeitung und -analyse vor. Stellen Sie sicher, dass sich die Bilder in einer . TIF-Stack-Format. Speichern Sie diese direkt aus der Imaging-Software oder konvertieren Sie sie mit einem Open-Source-Programm.
  2. Laden Sie das CellGeo-Skriptpaket aus den ergänzenden Daten-ZIP-Dateien26 herunter.
    HINWEIS: Das CellGeo-Paket enthält mehrere verschiedene Skripte. Wählen Sie das gewünschte Paket aus der Liste aus, basierend auf der Art der Analyse, die in den Protokollabschnitten 7-9 behandelt wird.
  3. Öffnen Sie das Skript mit dem Namen MovThresh , und führen Sie es aus, um eine Maske der Zelle zu erstellen.
    1. Wählen Sie Datei > Importieren (.tif) und wählen Sie die Stargazin-iRFP-Bilder der Zellen aus.
    2. Durchsuchen Sie die Frames mit der Bildlaufleiste in der unteren linken Ecke. Wenn der vorgeschlagene Schwellenwert angemessen ist, fahren Sie mit Schritt 7.4 fort.
    3. Wenn der vorgeschlagene Schwellenwert nicht mit dem Verhalten der Zelle übereinstimmt, wählen Sie unter "Kurvenauswahl" die Option "Geglättete oder benutzerdefinierte Kurven" aus. Erstellen Sie die benutzerdefinierte Kurve, indem Sie durch die Frames scrollen und dann den Schwellenwert auf der rechten Seite des Fensters anpassen.
    4. Klicken Sie auf Schwellenwert zurücksetzen.
    5. Klicken Sie auf Datei > Speichern unter Masken, ändern Sie den Namen der Datei und speichern Sie sie mit der Option Speichern unter .
  4. Öffnen Sie die neu erstellte Stack-Datei in einem Open-Source-Bildanalyseprogramm.
  5. Wählen Sie Bild aus > passen Sie > Schwellenwert an > Anwenden an.
  6. Wählen Sie Analysieren > Partikel analysieren > Anzeigeergebnisse überprüfen -> OK.
  7. Berechnen Sie die Flächenänderung für jede Zelle, indem Sie die Fläche zu einem bestimmten Zeitpunkt durch die durchschnittliche Fläche derselben Zelle vor der Bestrahlung mit blauem Licht dividieren.
  8. Stellen Sie die Flächenänderung als Linien- oder Balkendiagramm dar.
  9. Berechnen Sie den Durchschnittswert und die 90 %-Konfidenzintervalle für jeden Zeitpunkt aller Zellen, die unter denselben Bedingungen behandelt wurden.

8. Analyse der Zellkantendynamik

  1. Bereiten Sie die Stack-Dateien mit den in Protokollabschnitt 7 beschriebenen Schritten vor.
  2. Öffnen Sie das Skript mit dem Namen ProActive, und führen Sie es aus.
    1. Wählen Sie Datei > Importieren > Masken (.tif) und wählen Sie die Maske aus, die mit dem MovThresh-Skript erstellt wurde.
    2. Wählen Sie in der unteren rechten Ecke die Aktivität aus, die bei der Analyse relevant ist (Vorstehend, Retraktiv oder Gesamt).
    3. Wählen Sie den Typ der Normalisierung aus. In der Regel wird für diese Analysen die Flächennormalisierung verwendet.
    4. Wählen Sie den Anfangsbezugsrahmen mit dem Schieberegler auf der linken Seite aus. Der Schieberegler für die Verzögerung auf der rechten Seite bestimmt die Zeitverzögerung zwischen zwei Zeitpunkten, die zur Messung der von der Zelle gewonnenen und verlorenen Fläche verwendet wird.
    5. Wenn die ausgewählte Bild- und Verzögerungszahl additiv größer ist als die Anzahl der Bilder im Film, wird das Vorschaubild nicht angezeigt. Setzen Sie diese Werte auf einen Wert zurück, der kleiner als die Gesamtzahl der Frames ist.
  3. Ändern Sie den Schwellenwert für Protrusion oder Retraktion, indem Sie das Kontrollkästchen für Kurve glätten im Abschnitt Ergebnisse aktivieren. Dadurch werden die Schwellenwerte über ein bestimmtes Fenster gemittelt, wodurch Probleme behoben werden können, bei denen geringfügige Schwankungen als Aktivität erkannt werden.
  4. Wählen Sie Bereich ausführen aus, um die Aktivität über den Zeitraum zu berechnen, der durch die Schieberegler Frame und Verzögerung angegeben wird.
  5. Speichern Sie die numerischen Daten, indem Sie Datei > Speichern unter > Ergebnisse(.mat) auswählen, und verwenden Sie sie, um die mittlere protrusive oder retraktive Aktivität zu bestimmen.
  6. Bestimmen Sie die 90 %-Konfidenzintervalle für jeden Zeitpunkt.
    HINWEIS: Dadurch wird ein Array mit mehreren verschiedenen Werten gespeichert. Die im Skript enthaltene Textdatei "How to use ProActive" enthält eine detaillierte Beschreibung, was die einzelnen Werte darstellen und wie sie bestimmt wurden26.
  7. Speichern Sie die visuelle Darstellung der Aktivität, indem Sie Datei > Speichern als > Bilder (.tif) auswählen.

9. Analyse der Schwerpunktverschiebung

  1. Verwenden Sie für die Analyse der Schwerpunktverschiebung eine beliebige Software, die Schwerpunktkoordinaten bestimmen kann.
  2. Öffnen Sie in der Analysesoftware den maskierten Bildstapel der interessierenden Zelle, wie in Protokollabschnitt 7 beschrieben.
  3. Wählen Sie Messen > Integrierte Morphometrie-Analyse aus, klicken Sie dann auf Einstellungen > Schwerpunktmarkierung > -prüfung zeichnen und wählen Sie dann Messen.
    1. Erfassen Sie die Schwerpunktkoordinaten vor der Bewegung (A).
    2. Notieren Sie die Schwerpunktkoordinaten am Ende des Experiments (B).
    3. Notieren Sie die Koordinaten für den Mittelpunkt des Beleuchtungsmusters (C).
  4. Nachdem nun die drei Punkte gesammelt wurden, bestimmt man den Winkel figure-protocol-1BAC8. θ1 entspricht dem Winkel figure-protocol-2ABC und θ2 entspricht dem Winkel figure-protocol-3CBA (Abbildung 4Cii). Verwenden Sie dazu die folgende Gleichung:
    cosθ = cos(θ1 - θ2) = cosθ1cosθ2 + sinθ1sinθ2
    HINWEIS: Ein Taschenrechner kann verwendet werden, um die Winkel und Entfernungen direkt von den Koordinaten zu bestimmen, um die Verwendung zu vereinfachen.
  5. Bestimmen Sie die Schwerpunktverschiebung, indem Sie die Entfernung, die der Zellschwerpunkt in Pixeln zurückgelegt hat, mit dem Umrechnungsfaktor multiplizieren, wobei 1 Pixel 0,4 μm entspricht. Die spezifische Umrechnung von Pixeln in Entfernung hängt von der Vergrößerung und der Kameraeinstellung des Systems ab.
  6. Nachdem der Schwerpunktverschiebungswinkel und der Abstand bestimmt wurden, öffnen Sie eine Grafiksoftware, die Bilder von Polarkoordinaten erstellen kann.
  7. Geben Sie den Schwerpunktverschiebungswinkel als θ-Maß und die zurückgelegte Strecke als Radius ein. Nutzen Sie die ANOVA, um auf Konfidenzintervalle von 95 % zu testen.
  8. Plotten Sie die Ergebnisse und speichern Sie das Bild.

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Ergebnisse

Der LightR-Src wird nach der in Abbildung 1A,B beschriebenen Strategie entworfen und generiert. Die biochemische Analyse von LightR-Src greift auf die Phosphorylierung der bekannten endogenen Src-Substrate p130Cas (Y249)22 und Paxillin (Y118)23 als Reaktion auf blaues Licht bei 60 min kontinuierlicher Beleuchtung zu (Abbildung 2B). Bemerkenswert ist, dass keine Hintergrundaktivierung der Src-Kinase...

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Diskussion

Unsere Studie stellt einen optogenetischen Ansatz zur Untersuchung verschiedener Signalwege vor und zeigt seine breite Anwendbarkeit bei der Beantwortung verschiedener biologischer Fragestellungen. Das LightR-Werkzeugsystem bietet mehrere wesentliche Vorteile: (1) Allosterische Regulation der Proteinaktivität, (2) Enge zeitliche Kontrolle der Aktivität, die abgestimmt werden kann, um unterschiedliche Kinetiken der Aktivierung und Inaktivierung zu erreichen, (3) Räumliche Auflösung der Ak...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Dr. Mark Shaaya für seinen Beitrag zur Entwicklung von LightR-Enzymen und den damit verbundenen Protokollen. pCAG-iCre war ein Geschenk von Wilson Wong (Addgene Plasmid #89573), pcDNA3.1 Floxed-STOP mCherry war ein Geschenk von Mositoshi Sato (Addgene Plasmid #122963), bRaf-Venus Konstrukt mit V600E-Mutation war ein Geschenk von Dr. John O'Bryan (MUSC); Das ERK2-Gen von pCEFL-ERK2 (ein Geschenk aus dem Labor von Dr. Channing Der, UNC) wurde in das mCherry-C1-Rückgrat kloniert, um das mCherry-ERK2-Plasmid zu erhalten. und pmiRFP670-N1 war ein Geschenk von Vladislav Verkhusha (Addgene Plasmid # 79987). Die Arbeit wurde durch NIH-Zuschüsse R33CA258012, R35GM145318 und P01HL151327 an AK unterstützt. Diese Arbeit wurde auch durch das T32 VBST Training Fellowship T32HL144459 nach NL unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
#1.5 Glas-Deckgläser 25 mm RundWarner Instruments 64-0715 
1,5 mL Röhrchen USA Wissenschaftlich cc7682-3394
2x Laemmli Pufferfür 500 mL: 5,18 g Tris-HCL, 131,5 ml Glycerin, 52,5 ml 20 % SDS, 0,5 g Bromphenolblau, endgültiger pH-Wert 6,8
4-20 % Mini-PROTEAN TGX Precast GelBiorad4561096
5x Phusion Plus PufferThermo Scientific F538L
60 LED Mikroskop RinglichtBoli OptikML46241324Blaue LED, 60 mm Durchmesser, 5 W
Agarose GoldBiotechA-201
Anti-Erk 1/2 AntikörperZellsignalisierung9102
Anti-GAPDH AntikörperInvitrogenAM4300
Anti-GFPClontech632380
Anti-mCherry AntikörperInvitrogenM11217
Anti-MEKZellsignalisierung9122
Anti-p130CasBD Biosciences610271
Anti-Paxillin-Zell-Signalweg2542
Anti-Phospho-Erk 1/2 T202/Y2049101
Anti-Phospho-pY249 p130Cas-Zell-Signalweg4014
Anti-Phospho-Y118 Paxillin-Zell-Signalweg2541
Anto-Phospho-S217/221 MEK-Zelle Signalisierung9121
Arduino Compatable Power SupplyCorporate ComputerLJH -186
Arduino Uno Rev3Arduino‎
Attofluor Cell ChamberInvitrogenA7816
Benchmark Fötales Kälberserum (FBS)  Gemini Bio-Produkte100-106Hitzeinaktiviert Triple 0,1 & Mikro; m sterilfiltriert 
bRaf-V600E-VenusGeschenk von Dr. John O'Bryan, MUSC
BSA GoldBiotechA-420 
Carbenicillin (Dinatrium)Gold BiotechnologieC-103-25
CellMask Deep Red PlasmamembranfarbstoffInvitrogenc10046
Colony Screen MasterMix Genesee42-138
DH5a-kompetente Zellen NEB C2987H
DMEM Corning 15-013-CV
DNA-Leiter GoldBio D010-500
dNTPs NEBN04475
Dpn1 Enzym NEBR01765
DVB-TGoldBioDTT10DL-Dithiothreitol, Clelands Reagenzien 
EGTAAcros 
FastLightR-bRaf-mVenusAddgen#162155
Fibronektin aus Rinderplasma Sigma F1141
FuGENE(R) 6 Transfektionsreagenz PromegaE2692Transfektionsreagenz
Gel Grüne Nukleinsäure-Färbung GoldBioG-740-500
Gel Loading Farbstoff Lila 6x NEBB7024A
GeneJET Gel-Extraktionskit Thermo Scientific K0692Gel-Extraktions-Kit 
GeneJET Plasmid Miniprep KitThermo ScientificK0502
GlutamaxGibco35050-061GlutaMAX-l (100x) 100 mL 
HEK 293T Zellen ATCC CRL-11268
HeLa-Zellen ATCC CRM-CCL-2
HEPESFischer BP310-500
Iot RelaisDigital LoggerDLI 705020645490AC/DC Steuerrelais für Beleuchtung
Kanamycin MonosulfatGold BiotechnologieK-120-25
KClSigma P-4504
L-15 1xCorning 10-045-CV 
LB Agar FisherBP1425-2
LED Grow Light SystemHQRPLED-Panel-Lampensystem 
LightR-bRaf-mVenusAddgene#162154
LightR-iCre-miRFP670Addgene#162158
MATLABMathworksR2024aSoftware zum Ausführen von CellGEO-Skripten
MetamorphMolecular DevicesImaging Analysis
Software MgCl2 Fisher ChemicalM33-500
MineralölSigma M5310
MiniPrep Bausatz Wahl der Gene 96-308
Mini-PROTEAN TGX Fertiggele 12 WellBio-Rad4561085
Molekularbiologie Qualität Wasser Corning 46-000-CV 
Polychroitischer Multiband-Spiegel89903BSChroma
NaCl Fisher ChemicalS271-3 
PBS ohne Ca und Mg Corning 21-031-CV
pCAG-iCreAddgen#89573
pcDNA3.1_Floxed-STOP mCherryAddgene#122963
pCEFL-ERK2Geschenk aus dem Labor von Dr. Channing Der, UNC
PCR Röhrchen labForce1149Z650,2 mL 8-Streifen-Röhrchen und -Kappen, starre Streifen, einzeln angebrachte Domkappen 
Phusion Plus DNA-PolymeraseThermo ScientificF630S
pmiRFP670-N1Addgene#79987
Polygon 400 Patterned IlluminatorMightexDSI-G-00C
Primer IDT
PVDF MembranenBioRad1620219Immun-Blot PVDF/Filterpapier Sandwiches 
T0,25% Trypsin, 2,21 mM, eDTA, 1x [-] NatriumCorning 25-053-CI
Tris-Acetat-EDTA (TAE) 50x Fischer BP1332-1 Für die Elektrophorese 
UPlanSApo 40x Mikroskop ObjektivOlympus1-U2B828
USB TTL BoxNational Instruments6501Für TTL-Schnittstelle
β-MercaptoethanolFisher Chemical O3446I-100
Antikörper-Zell-Signalweg A000066409910250 884667106091218

Referenzen

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