Es wird ein Protokoll für die Installation und Vorbereitung von intramuskulären Elektroden vorgestellt, zusammen mit einem tiermontierbaren, miniaturisierten Messgerät für die Elektromyographie (EMG) Analyse in Fortbewegungsstudien. Dieses System ermöglicht die drahtlose Übertragung von Echtzeit-EMG-Daten zur Untersuchung der Wiederherstellung der Fortbewegung bei Schlaganfall-Modellratten.
Methodenartikel
Ein tragbares Echtzeit-Elektromyographie-Messsystem für Kleintiere
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Die Messmethode der intramuskulären Elektromyographie (EMG) für Versuchstiere wurde auf verschiedene Weise implementiert. Unter diesen Methoden kann das Anbinden von Kabeln an externe Messgeräte die Bewegung von Versuchstieren einschränken, während implantierbare Geräte aufgrund des ständigen Vorhandenseins eines Geräts mit beträchtlicher Größe und Gewicht unerwünschte Nebenwirkungen verursachen können. Um diese Probleme zu lösen, schlagen wir ein kostengünstiges, drahtloses, abnehmbares EMG-Messsystem und ein experimentelles Verfahren vor. Dieser Artikel konzentriert sich auf die chirurgische Installation von intramuskulären Drahtelektroden mit kleinen Steckverbindern und die Entwicklung des drahtlosen Systems. Bemerkenswert ist, dass bei diesem System nur die Drahtelektroden in den Körper des Tieres eingeführt werden. Mit diesem System können EMG-Messungen einfach durchgeführt werden, indem das Schaltsystem an einen am Rücken des Tieres installierten Anschluss angeschlossen wird, wobei eine Echtzeitüberwachung auf einem Laptop möglich ist. Die vorgeschlagene Methode wird detailliert und Schritt für Schritt erklärt, gefolgt von einer Demonstration, bei der intramuskuläre Elektroden in die Hintergliedmaßen einer Ratte eingeführt werden. Für eine Fortbewegungsstudie wird ein Laufbandexperiment durchgeführt, und die daraus resultierenden elektrophysiologischen Signale werden anschließend gewonnen und analysiert.
Einleitung
Elektromyographie beinhaltet die Aufzeichnung von elektrischen Potentialen, die von Muskelfasern während der Kontraktion erzeugt werden. Diese Eigenschaften werden durch neuronale Aktivierungssignale bestimmt, die von Motoneuronen an einzelne Muskeln gesendet werden. EMG wird häufig in Rehabilitations-, Motor-, Gehirn- und Nervenstudien eingesetzt, und die Messmethoden können grob in Oberflächen-EMG (sEMG) und intramuskuläres EMG (iEMG) eingeteilt werden1. Oberflächenelektroden bieten mehrere Vorteile, insbesondere bei tragbaren Anwendungen, da sie nicht-invasiv sind und einen einfachen Vorbereitungsprozess erfordern2. Bei der implantierten sEMG ist der chirurgische Ablauf einfacher als bei der iEMG, bei der die Elektrode nicht in den Muskel eindringen muss. Trotz dieser Vorteile ist sEMG anfällig für Signalverunreinigungen, wie z. B. Störungen an der Muskel-Elektroden-Grenzfläche, Bewegungsartefakte, die Qualität des Elektrodenkontakts und Signalübersprechen von benachbarten Muskeln1. Diese Herausforderungen sind besonders problematisch, wenn die Elektroden in unmittelbarer Nähe platziert werden, wie es bei Studien mit Kleintieren häufig der Fall ist. Auf der anderen Seite erfordert die iEMG einen zusätzlichen chirurgischen Eingriff für die Elektrodenpenetration. Trotz der zusätzlichen Verfahrensschritte ermöglicht diese Methode muskelspezifische EMG-Aufzeichnungen mit höherer Präzision und weniger Übersprechen, da die Elektroden dauerhaft in das Muskelgewebe eingebettet sind3. In motorischen Studien an Kleintieren wird iEMG bevorzugt, da muskelspezifische EMG-Informationen mit zuverlässiger Elektrodeninstallation entscheidend sind4.
Es wurden mehrere Ansätze zur Erfassung von EMG-Aufzeichnungen von Elektroden bei Kleintieren berichtet. Haltekabel werden häufig verwendet, um Elektroden mit externen Messgeräten zu verbinden5,6,7,8,9,10,11, Geräte können in den Körper implantiert werden12, oder eine drahtlose tragbare Plattform kann auf dem Tier platziert werden13. Ether-Kabel sind aufgrund der Verfügbarkeit kompatibler kommerzieller Geräte für diesen Zweck die am weitesten verbreitete Methode; Die Halteseile verursachen jedoch Unbehagen bei den Tieren, und ihre Bewegung wird oft durch die Kabel eingeschränkt, was sich auf die Studie auswirken kann. Implantierbare Geräte bieten drahtlose Lösungen, aber ihre begrenzte Batterielebensdauer kann die Dauer der Experimente einschränken. Darüber hinaus können die Größe und das Gewicht von fest installierten Geräten bei den Tieren Stress und Unbehagen verursachen, was sich auf die Studie auswirken kann. Es wurden drahtlose Energieübertragungstechniken vorgeschlagen, um die Probleme bei implantierbaren Geräten zu lösen, aber die Aufrechterhaltung einer zuverlässigen Energieverbindung zu einem kleinen Gerät ist in der Regel sehr schwierig14. Darüber hinaus kann die Exposition gegenüber hohen elektromagnetischen Feldern zu unvorhergesehenen Folgen führen, wie z. B. einer verminderten Immunfunktion und potenziellen neurodegenerativen Veränderungen im Gehirn15,16.
Das Erfassungssystem kann auch als drahtlose, tragbare Plattform implementiert werden, die die Signalverarbeitung übernimmt und die EMG-Aufzeichnungen drahtlos an eine Basisstation überträgt. Obwohl dies die bevorzugte Methode ist, stellt sie eine technische Herausforderung für die Anwender dar, und experimentelle Details werden in der Literatur oft nicht vollständig behandelt.
In dieser Arbeit stellen wir eine einfache, kostengünstige und zuverlässige EMG-Aufnahmemethode für Fortbewegungsstudien an Kleintieren vor. Ein Paar iEMG-Elektroden wird in die Hintergliedmaßenmuskulatur einer Ratte implantiert, während der Rest des Signalerfassungssystems, einschließlich Verstärkung, Analog-Digital-Wandler und drahtloser Telemetrie, auf dem Rücken des Tieres montiert ist. Die EMG-Daten werden zur Echtzeitüberwachung an einen PC übertragen, wobei die Daten lokal protokolliert werden. Ein Fortbewegungsexperiment auf dem Laufband wird durchgeführt, um das System in einer Studie zur Schlaganfall-Genesung zu demonstrieren.
Protokoll
Die Genehmigung aller ethischen und experimentellen Verfahren und Protokolle wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee unter der Anwendungsnummer erteilt. CGU1-2021-IA0041. In dieser Studie wurde eine 7 Wochen alte männliche Sprague-Dawley-Ratte verwendet. Die Details zu den Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Vorbereitung von Tieren
- Bereiten Sie Ratten im Alter von 7 Wochen vor. Aus Sicherheitsgründen sollten Sie Ratten mit ähnlichem Gewicht zusammen halten, mit maximal drei Ratten pro Käfig.
- Stellen Sie sicher, dass sich die Ratten vor der Operation stressfrei anpassen. Stellen Sie regelmäßig Wasser und Futter bereit und tauschen Sie die Einstreu regelmäßig aus.
- Trainieren Sie die Tiere während der Eingewöhnungsphase (ca. 7 Tage) jeden Tag 5 Minuten lang mit einer Geschwindigkeit von 16-25 m/min auf einem Laufband, um ihnen zu helfen, sich an das Laufband zu gewöhnen.
HINWEIS: Wenn eine Ratte stehen bleibt oder sich weigert, sich wie vorgesehen zu bewegen, klopfen Sie sanft auf ihr Gesäß, um sie aufzumuntern.
2. Elektrodenvorbereitung
- Bereiten Sie fünf mit Polytetrafluorethylen beschichtete Edelstahldrähte vor, vier davon mit einer Länge von 140 mm und einer mit einer Länge von 60 mm.
- Binden Sie drei Überhandknoten an einen 140 mm langen Draht und platzieren Sie sie bei 40 mm und 100 mm relativ zum Knoten (Abbildung 1A).
HINWEIS: Während des Einführens der Drahtelektrode in den Muskel kann es schwierig sein, einen präzisen Kontakt zu gewährleisten und den freiliegenden Teil der Elektrode richtig zu positionieren. Um dies zu beheben, wird ein Blockierender Knoten im Draht erstellt, der ein weiteres Einführen beim Ziehen verhindert und sicherstellt, dass die Elektrode im Muskel stabil bleibt. - Für die 140 mm Drähte lassen Sie einen Abstand von 2 mm ab dem Knoten an der kurzen Seite und ziehen Sie dann die Isolierung mit einem Lötkolben teilweise für 2 mm ab. Entfernen Sie die Isolierung vom Ende der langen Seite um 2 mm vollständig. Bei den 60 mm Elektroden entfernen Sie die Isolierung an einem Ende um 2 mm und am anderen Ende um 10 mm vollständig (Abbildung 1).
HINWEIS: Die Spitze des Lötkolbens sollte gründlich gereinigt werden, um eine Kontamination zu vermeiden. - Befestigen Sie den Draht, indem Sie ihn an das Steckerzubehör löten, nachdem Sie die Isolierung vollständig entfernt haben (Abbildung 2B,C).
- Montieren Sie das Metallteil, mit dem der Draht verbunden ist, in das Kunststoffgehäuse (Abbildung 2D,E).
- Befestigen Sie den Stecker an einer 3D-gedruckten Kunststoffführung (siehe Materialtabelle), die Löcher zur Befestigung an der Haut enthält. Um zu verhindern, dass das Lötteil mit der Inzisionsstelle in Berührung kommt, tragen Sie biokompatibles Cyanacrylat auf (Abbildung 2F).
- Schneiden Sie eine 0,2 mm dicke Nickelplatte ab und biegen Sie sie so, dass sie sich um den Verbinder wickelt und ihn abschirmt, um mögliche Schäden durch das Tier zu vermeiden.
3. Chirurgie
- Legen Sie die Ratte in eine Induktionskammer (speziell hergestellt aus einem transparenten Kunstharz) und verabreichen Sie die Anästhesie mit einer Mischung aus 70 % Distickstoffmonoxid und 30 % Sauerstoff mit einer Isoflurankonzentration von 2 % bis 3 %. Bereiten Sie die notwendigen chirurgischen Instrumente vor (Abbildung 3).
- Entfernen Sie das Fell mit einer elektrischen Haarschneidemaschine und bereiten Sie die Haut mit Chlorhexidin und Alkohol vor, um Infektionen während der Operation zu verhindern (Abbildung 4A).
- Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen Schnitt von ca. 10-15 mm auf der Haut, wo sich der zu messende Zielmuskel befindet. Da die Faszien unter der Haut liegen und die Muskeln darunter, schneiden Sie die Haut zuerst mit einer Schere ab und entfernen Sie dann die Faszie, indem Sie sie vorsichtig mit einem sauberen Tuch abwischen.
- Machen Sie einen Schnitt von 5-10 mm um den Lendenbereich, an dem der Verbinder befestigt wird.
- Verwenden Sie sterilen Trochar, um einen Durchgang unter der Haut zu schaffen, durch den der Draht vom Anschluss zur Zielmuskelposition gelangen kann (Abbildung 4B).
- Führen Sie den Trochar von der Muskelposition unter der Haut in Richtung der Schnittstelle auf der Lendenwirbelsäule durch.
- Bereiten Sie die Elektrode und den Stecker aus dem vorherigen Schritt vor. Kneifen Sie die Drahtelektroden mit der Pinzette an der Schnittstelle auf der Lendenwirbelseite ein und ziehen Sie sie vorsichtig bis zum Schnitt am Zielmuskel durch. Sobald der Draht an die Stelle des Zielmuskels herausgezogen wurde, lesen Sie Abbildung 4C.
- Wie in Abbildung 4D gezeigt, verwenden Sie eine Nahtnadel, um den Elektrodendraht in den Zielmuskel einzudringen.
HINWEIS: Der Zielmuskel für dieses Experiment ist der mediale Gastrocnemius (MG), der einer der Schlüsselmuskeln für die Analyse motorischer Aufgaben ist17. Da die Länge des MG bei 7 Wochen alten Ratten etwa 18 mm beträgt, sollten Elektroden mit einem Abstand von etwa 5 mm um die Muskelmitte herum platziert werden, um Muskelschäden zu minimieren und genaue EMG-Messungen zu gewährleisten. Es wird empfohlen, dass die Länge des Drahtes, der in den Muskel eindringt, 5 mm überschreitet, um sicherzustellen, dass der Teil mit der entfernten Isolierung in gutem Kontakt mit dem Muskel steht. - Führen Sie den Draht, der durch den Muskel geführt und wieder ausgetreten ist, zurück zu seinem Ansatzpunkt und sichern Sie ihn mit einem Überhandknoten. Schneiden Sie den restlichen Draht ab (Abbildung 4E).
- Nach dem Einsetzen der Drahtelektrode in den Zielmuskel vernähen Sie die Inzisionsstelle mit einer 4-0 monofilen Naht.
- Nähen Sie den Schnitt unter dem Konnektor. Stellen Sie sicher, dass der gesamte Draht in den Körper eingeführt und sicher vernäht ist (Abbildung 5A).
- Befestigen Sie den Verbinder mit einem Nahtfaden an der Rückenhaut des Tieres, wie in Abbildung 5B gezeigt.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Schild sicher befestigt ist, um zu verhindern, dass das Tier am Stecker kaut. Zur Analgesie wurde Carprofen (5 mg/kg) subkutan verabreicht. - Sobald der chirurgische Eingriff abgeschlossen ist, brechen Sie die Anästhesie ab und bereiten Sie einen Käfig für die Genesung des Tieres vor.
- Schalten Sie eine Wärmelampe ein, um zu verhindern, dass die Körpertemperatur des Tieres sinkt, und überwachen Sie die Operationsstelle auf Anomalien wie Anzeichen von Infektionen, Entzündungen oder Schwellungen. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle gründlich und tragen Sie bei Bedarf Salbe auf. Sobald sich die Ratte von der Narkose erholt hat, entfernen Sie die Wärmelampe.
- Beobachte das Verhalten der Ratte, einschließlich Appetit, Trinken und Wasserlassen.
HINWEIS: Lassen Sie das Tier nach der Operation etwa 2 Tage ruhen, bevor Sie Tests durchführen.
4. Design und Herstellung von Leiterplatten (PCB)
- Entwerfen Sie die Schaltung für die EMG-Messung und -Digitalisierung so, dass sie zwei analoge Verstärker-, integrierte Schaltkreise (ICs) und eine Mikrocontroller-Einheit (MCU) umfasst. Stellen Sie sicher, dass der Verstärker über eine Bandbreite von 5 bis 740 Hz und eine Verstärkung von 1300 V/V verfügt
HINWEIS: Ändern Sie bei Bedarf die Verstärkung und Bandbreite des Verstärkers entsprechend den spezifischen Anforderungen des Tieres18. - Integrieren Sie ein integriertes Bluetooth-Modul in die MCU für die drahtlose Kommunikation, um die gemessenen Daten an das Host-Gerät zu übertragen. Für dieses Experiment wurde eine Chipantenne verwendet, die mit 2,4 GHz arbeitet.
- Verwenden Sie für diese Studie einen wiederaufladbaren 3,7-V-Li-Po-Akku zusammen mit einem dedizierten Power-Management-IC.
- Stellen Sie eine Leiterplatte für die oben genannten ICs auf einem FR4-Substrat her. Erstellen Sie die Leiterplatte in verschiedenen Formen, um spezifische Anforderungen zu erfüllen. Siehe Ergänzende Abbildung 1, Ergänzende Abbildung 2 und Ergänzende Abbildung 3.
- Bestücken Sie die elektronischen Bauteile auf der Leiterplatte entweder durch Löten oder mit einer Heißluftpistole.
5. Software-Konfiguration
- Firmware
- Bereiten Sie die Firmware (Supplementary Coding File 1) vor, um einen 2-Kanal-ADC mit 8-Bit-Auflösung und einer Abtastrate von 2 kSPs zu konfigurieren. Formatieren Sie die digital konvertierten Daten in ein Array und übertragen Sie diese per Bluetooth Low Energy (BLE) mit dem dafür vorgesehenen Software-Entwicklungstool.
- Laden Sie die Firmware vor der Bereitstellung auf die MCU hoch.
- Echtzeit-Überwachungsprogramm
- Bereiten Sie ein Programm vor, um die über BLE empfangenen Daten in Echtzeit darzustellen. Für diese Studie wird eine Python-basierte Plot-Anwendung entwickelt, die die Rohdaten auch an einem bestimmten Ort speichert (Supplementary Coding File 2).
HINWEIS: Das System kann eine Sampling-Pufferverzögerung von maximal 50 ms und eine Verzögerung bei der drahtlosen Kommunikation von ca. 10 ms feststellen19,20.
- Bereiten Sie ein Programm vor, um die über BLE empfangenen Daten in Echtzeit darzustellen. Für diese Studie wird eine Python-basierte Plot-Anwendung entwickelt, die die Rohdaten auch an einem bestimmten Ort speichert (Supplementary Coding File 2).
6. Laufband-Test
- Schließen Sie die Batterie an die vorbereitete Schaltung an und schließen Sie die Leiterplatte an den Steckverbinder an, wie in Abbildung 6A gezeigt.
- Führen Sie das Überwachungsprogramm auf dem PC aus und stellen Sie eine drahtlose Verbindung mit der Schaltplatine her.
- Setzen Sie die Ratte auf das Laufband und überwachen Sie die EMG-Wellenform. Für diese Studie wird das Laufband auf eine Geschwindigkeit von 25 m/min eingestellt (Abbildung 6B).
7. Datenanalyse
- Laden Sie die EMG-Daten, die in gespeichert sind. CSV-Format.
- Wenden Sie Signalverarbeitungsmethoden an, um unerwünschtes Rauschen und Störsignale zu entfernen.
HINWEIS: Hüllkurvenerkennung und Spektralanalyse können weiter durchgeführt werden, um Muskelermüdung und Symmetrie in der motorischen Aktivität zu analysieren.
Ergebnisse
In dieser Studie wird eine einfache drahtlose Methode zur Ableitung von EMG-Signalen vorgestellt. Obwohl ein chirurgischer Eingriff erforderlich ist, wird lediglich der spezifische Bereich für die Elektrodenplatzierung und die Befestigung des Anschlusses teilweise eingeschnitten, wodurch die Belastung für das Tier deutlich verringert wird. In dieser Demonstration wurden die Elektroden in die unteren Extremitäten eingebracht, doch mithilfe derselben Methode können ähnliche elektrophysiologische Untersuchungen auch in verschiedenen anderen Bereichen durchgeführt werden. Der vorgestellte Ansatz bietet den Vorteil, dass kontinuierliche elektrophysiologische Signale ohne Anbindung an Kabel und ohne Verhaltensrestriktionen gemessen werden können. Die Leiterplatte des Schaltkreises hat einen Durchmesser von 9 mm, eine Höhe von 3 mm und wiegt insgesamt 3 g. Der Austausch der Batterie ist unkompliziert, und das vorgeschlagene System ermöglicht die kontinuierliche Überwachung motorischen Verhaltens. Eine Fotografie, die die Befestigung des Anschlusses und des Geräts sowie die EMG-Wellenform zeigt, ist in Abbildung 7 dargestellt.
In dieser Studie wurde ein Laufband verwendet, um die Bewegungsmuster von Ratten zu analysieren. Das Laufband ist ein wirksames Werkzeug zur Untersuchung von Tierbewegungen17, das die Beurteilung muskulärer oder neurologischer Störungen ermöglicht. Obwohl es auch zur Untersuchung freier Bewegung bei Ratten eingesetzt werden kann, zielt dieses Experiment speziell darauf ab, Bewegungsstörungen zu analysieren, die durch verschiedene Bedingungen verursacht werden. Dazu ist eine kontinuierliche und wiederholte Bewegung erforderlich, weshalb das Laufband für unsere Zwecke eine geeignete Wahl darstellt.
Zur Analyse der Fortbewegung von Tieren mittels EMG können verschiedene Methoden angewendet werden. Unter diesen Methoden wurde der Symmetrieindex in der Verhaltensanalyse verwendet21,22. Der Symmetrieindex misst das Aktivitätsgleichgewicht zwischen zwei Muskeln auf gegenüberliegenden Körperseiten, und wir haben ihn zur Bewertung der Erholung nach einem Schlaganfall genutzt.
Abbildung 1: Vorbereitungsverfahren der Drahtelektrode. (A) Darstellung der Drahtstruktur und der Position, an der die Isolierung entfernt wird. Beim Einführen der Drähte in die Muskeln sollten drei Knoten angelegt werden, um eine übermäßige Einführung zu verhindern. (B) Die Isolierung ist vollständig an der Drahtkante entfernt. (C) Die Isolierung ist teilweise entfernt, um den Kontakt mit dem Muskel zu erleichtern. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 2: Montageprozess für Drahtelektrode und Verbinder. (A) Vorbereitung der Materialien für die Montage. (B) Einführen des Drahtes in das metallische Bauteil. (C) Verlöten des Drahtes mit den metallischen Bauteilen. (D) Durchziehen des Drahtes durch die Öffnung des Kunststoffgehäuses. (E) Einsetzen des Drahtes und der metallischen Bauteile in das Kunststoffgehäuse. (F) Vervollständigung der Montage für alle Drähte und Befestigung des Kunststoffgehäuses mit Cyanacrylat-Klebstoff am Nahtführer (grauer Teil). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 3: Für den Eingriff erforderliche chirurgische Instrumente. Eine Sammlung chirurgischer Instrumente, die für den Eingriff benötigt werden, einschließlich (1) Nahtnadel, (2) Pinzette, (3) Pinzette, (4) chirurgische Schere, (5) feine Schere, (6–7) Hämostaten, (8) Nadelhalter und (9) vorbereitete Elektrode. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Ansicht dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Verfahren zur Befestigung der Elektrodenleitung. (A) Einschnittstellen am Rücken und am Bein. (B) Einführen des Nadelhalters durch den Einschnitt, um die Leitung zu erfassen. (C) Herausziehen der Leitung aus dem Einschnitt. (D) Nähtechnik am Zielmuskel, Positionierung der Elektroden um den dicksten Teil des Muskels mit einem Abstand von 5 mm. (E) Endzustand nach Abschluss der Operation. Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 5: Platzierung des Verbinders. (A) Annähen unterhalb des Verbinders. (B) Fixierung des Verbinders mit Nahtmaterial. (C) Auftragen von Klebstoff auf den Verbinder und Anbringen eines Metallschilds zum Schutz. Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.
Abbildung 6: Demonstration der EMG-Aufnahme. (A) Foto des am Tier befestigten EMG-Aufnahmesystems. (B) Durchführung eines Laufbandtests mit einer Geschwindigkeit von 25 m/min. Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Ansicht dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Gemessene EMG- und eingeschlossene EMG-Signalkurve. (A) Die rohe Wellenform des gemessenen EMG-Signals. (B) Gefiltertes EMG-Signal, das zur Gewinnung der Einhüllenden verwendet wurde. (C) Eingeschlossene Wellenform mit einer Schwellenlinie für die Symmetrieindex-Analyse. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Zusatzmaterial Abbildung 1: Schema des Leiterplatten-SchaltungsdesignsEine schematische Darstellung der Leiterplatte (PCB) mit der Schaltungsanordnung, die die Anordnung der Bauteile und Verbindungen veranschaulicht. Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.
Erweiterte Abbildung 2: Leiterplatten-Design der hinteren Schicht. Design der hinteren Schicht der gedruckten Schaltung (PCB), mit detaillierter Darstellung der Bauteilplatzierungen und der Leiterbahnen für die Schaltung. Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.
Zusatzabbildung 3: Schaltplan des Leiterplatten-Oberlayers. Design des Oberlayers der Leiterplatte (PCB), das die Anordnung der Bauteile und elektrischen Verbindungen zeigt. Bitte klicken Sie hier, um diese Abbildung herunterzuladen.
Ergänzende Codedatei 1: Firmware-Vorbereitung zur ADC-Konfiguration. Anweisungen zur Vorbereitung der Firmware zur Konfiguration eines 2-Kanal-Analog-Digital-Konverters (ADC) mit einer Auflösung von 8 Bit und einer Abtastrate von 2 Stichproben pro Sekunde (kSPs). Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Ergänzende Codierungsdatei 2: Auf Python basierende Darstellungsanwendung. Beschreibung der in dieser Studie verwendeten auf Python basierenden Anwendung zur Datenvisualisierung und -analyse. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Diskussion
In dieser Arbeit wird ein Elektromyographie (EMG)-Erfassungssystem vorgestellt, das klein, einfach zu implementieren, kostengünstig und drahtlos ist. Das System verhindert effektiv eine durch Kabel verursachte Signalverschlechterung, da es nicht auf verdrahtete externe Messgeräte angewiesen ist. Durch die Montage des Konnektors auf der Rückseite statt am Kopf wird der chirurgische Ablauf erheblich vereinfacht und das Risiko von Komplikationen verringert. Dieser Aufbau minimiert auch die Wahrscheinlichkeit, dass die Plattform gegen Seitenwände stößt, was zu Signalartefakten führen kann. Zusätzlich lindert es die Ermüdung des Nackens, da das konzentrierte Gewicht nicht auf den Kopf gelegt wird.
Das Protokoll umfasst mehrere kritische Schritte, insbesondere die präzise Vorbereitung der intramuskulären Elektroden und die sorgfältige Platzierung der Konnektoren. Die Sicherstellung, dass die Isolierung genau abisoliert und die Knoten korrekt gebunden werden, ist unerlässlich, um ein übermäßiges Einführen während der Elektrodenplatzierungzu verhindern 1. Darüber hinaus ist die Überwachung der Operationsstelle nach der Operation entscheidend, um mögliche Komplikationen frühzeitig zu erkennen und so das Wohlergehen der betroffenen Tiere zu gewährleisten.
Obwohl die vorgeschlagene Technik robust ist, können bestimmte Modifikationen ihre Wirksamkeit verbessern. So kann beispielsweise die Anpassung der Länge der Elektroden an die jeweilige Muskelgröße die Kontaktqualität verbessern. Darüber hinaus kann die Fehlerbehebung im Falle von Signalverlusten oder Rauschen während der Messungen die Überprüfung der Anschlüsse und die Sicherstellung umfassen, dass das Gerät ordnungsgemäß gegen elektromagnetische Störungen abgeschirmt ist6. Eine angemessene Schulung des Operationsteams kann auch Verfahrensfehler abschwächen und die Gesamterfolgsraten verbessern.
Trotz seiner Vorteile wiegt das Gerät etwa 3 g, was für Ratten nicht problematisch ist, aber bei kleineren oder jüngeren Mäusen zu Beschwerden führen kann. Dieses Unbehagen könnte sich möglicherweise auf ihre Gangmuster auswirken und damit die Verhaltensanalyse mit EMGore beeinträchtigen. Das Gerät oder der Stecker kann nicht geschützt werden, wenn die Ratte unbeaufsichtigt im Käfig gelassen wird, was die Gefahr einer Beschädigung darstellt13. Zum Schutz bei Nichtgebrauch des Gerätes wurde ein Metallgehäuse implementiert, aber weitere Entwicklungen könnten diesen Aspekt verbessern.
Die Bedeutung dieses Systems liegt in seiner Fähigkeit, kontinuierliche, qualitativ hochwertige EMG-Aufzeichnungen ohne die Einschränkungen durch angebundene Geräte zu liefern. Herkömmliche Methoden, einschließlich Halteseile und große implantierbare Geräte, schränken oft die Bewegung der Tiere ein und können Stress verursachen, wodurch die Ergebnisse verzerrtwerden 5. Die Technik bietet einen humaneren Ansatz bei gleichzeitiger Beibehaltung einer hohen Genauigkeit bei der Datenerfassung, was für das Verständnis der Motorik und der Genesung in verschiedenen experimentellen Kontexten entscheidend ist3.
In zukünftigen Arbeiten gibt es zahlreiche Anwendungen für diese Technik. Während sich die aktuelle Studie auf den medialen Gastrocnemius (MG)-Muskel zur Beurteilung der Muskelsymmetrie während des Gangs konzentrierte, kann die Methodik für andere Muskeln angepasst und sogar auf Elektrokardiographie (EKG)-Messungen erweitert werden. Eine Erhöhung der Anzahl der Elektroden würde die gleichzeitige Signalerfassung von mehreren Stellen11 ermöglichen und so umfassende Analysen der Muskelkoordination und -funktion ermöglichen. Dieser Fortschritt könnte zu Erkenntnissen über Rehabilitationsstrategien für die Genesung von Schlaganfällen und anderen neuromuskulären Erkrankungen führen.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das vorgeschlagene EMG-Erfassungssystem einen bedeutenden Fortschritt auf dem Gebiet der Fortbewegungsstudien an Tieren darstellt. Indem es die Grenzen bestehender Methoden überwindet und eine vielseitige Plattform für zukünftige Forschung bietet, ist dieses System vielversprechend, um unser Verständnis der motorischen Funktion und der Genesung in verschiedenen experimentellen Umgebungen zu verbessern.
Offenlegungen
Alle Autoren haben keinen Interessenkonflikt.
Danksagungen
Diese Forschung wurde von der National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) und dem Nanomedical Devices Development Project des National Nano Fab Center (Fördernummer: 1711160154) finanziert.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 0,2 mm dicke Nickelplatte | Beliebig lieferbar 3D-Druck | ||
| Filament | cubicon | A-100 | |
| 7 Wochen alt RAT | JABIO | SD (DBL) [7W M] | |
| Selbstklebendes | Okong | 1028453 | zur Sicherung des Schildes |
| ANT1 | Johanson Technology Inc. | 2450AT07A0100001T | |
| C1, C15, C16, C20 | Vishay | 1n | 0201(0603)metrisch |
| C10, C13 | Vishay | 100p | 0201(0603)metrisch |
| C11, C12 | Vishay | 4p | 0201(0603)metrisch |
| C14, C19 | Vishay | 0.39n | 0201(0603)metrisch |
| C2, C17 | Vishay | 22n | 0201(0603)metrisch |
| C3, C5, C6 | Vishay | 0.1u | 0201(0603)metrisch |
| C4, C18 | Vishay | 2.2u | 0201(0603)metrisch |
| C7 | Vishay | 4.7u | 0402(1005)metrisch |
| C8, C21 | Vishay | 1u | 0201(0603)metrisch |
| C9 | Vishay | 1p | 0201(0603)metrisch |
| Käfig | JEUNG DO B& P | JD-C-02 | |
| Sauberes Tuch | Kimberly | 41112 | |
| Steckverbinderzubehör | Harwin | M20-1060400 | Kunststoffgehäuse |
| Steckverbinderzubehör | Harwin | M20-1180042 | Metallteil |
| Elektrischer Haarschneider | Buzz | RFC-928 | |
| Heißluftpistole | QUICK | 861DW | |
| IC1, IC3 | Analog Device | AD8232 | Für EMG-Messungen AFE |
| IC2 | Nordic Semiconductor | nRF52832-CIAA | |
| Isofluran | Hana Pharm | 657801261 | |
| L1 | Vishay | 3.3n | 0201(0603)metrische |
| Li-Po-Batterie | TheHan | TW402025 | 13 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh |
| Stiftleiste | Harwin | M22-2530505 | |
| R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22 | Vishay | 10M | 0201(0603)metrisch |
| R11, R23 | Vishay | 100k | 0201(0603)metrisch |
| R12, R24 | Vishay | 1M | 0201(0603)metrisch |
| R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19 | Vishay | 180k | 0201(0603)metrisch |
| R6, R18 | Vishay | 160k | 0201(0603)metrisch |
| R8, R20 | Vishay | 768k | 0201(0603)metrisch |
| Lötdraht | Alpha Metall | SACX0307 | |
| Lötkolben | Hakko | FX-951 | |
| Edelstahldrähte beschichtet mit Teflon | A-M Systems | 793200 | |
| Nahtnadel | AILEE | 301289 | |
| Nahtdraht | Ethicon | 604G | |
| Laufband | Daejong Bio | DJ2-243 | |
| U1 | Torex Semiconductor | XC6204B332DR-G | |
| Y1 | Murata Electronics | XRCTD32M000N1P1AR0 |
Referenzen
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Nachdrucke und Genehmigungen
