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Methodenartikel

Ein tragbares Echtzeit-Elektromyographie-Messsystem für Kleintiere

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DOI:

10.3791/67418

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15. November 2024

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1Department of Semiconductor Engineering, Gachon University, 2Department of Electronic Engineering, Gachon University, 3Department of Acupuncture and Moxibustion, Gachon University, 4School of Biological Sciences, Seoul National University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Es wird ein Protokoll für die Installation und Vorbereitung von intramuskulären Elektroden vorgestellt, zusammen mit einem tiermontierbaren, miniaturisierten Messgerät für die Elektromyographie (EMG) Analyse in Fortbewegungsstudien. Dieses System ermöglicht die drahtlose Übertragung von Echtzeit-EMG-Daten zur Untersuchung der Wiederherstellung der Fortbewegung bei Schlaganfall-Modellratten.

Zusammenfassung

Die Messmethode der intramuskulären Elektromyographie (EMG) für Versuchstiere wurde auf verschiedene Weise implementiert. Unter diesen Methoden kann das Anbinden von Kabeln an externe Messgeräte die Bewegung von Versuchstieren einschränken, während implantierbare Geräte aufgrund des ständigen Vorhandenseins eines Geräts mit beträchtlicher Größe und Gewicht unerwünschte Nebenwirkungen verursachen können. Um diese Probleme zu lösen, schlagen wir ein kostengünstiges, drahtloses, abnehmbares EMG-Messsystem und ein experimentelles Verfahren vor. Dieser Artikel konzentriert sich auf die chirurgische Installation von intramuskulären Drahtelektroden mit kleinen Steckverbindern und die Entwicklung des drahtlosen Systems. Bemerkenswert ist, dass bei diesem System nur die Drahtelektroden in den Körper des Tieres eingeführt werden. Mit diesem System können EMG-Messungen einfach durchgeführt werden, indem das Schaltsystem an einen am Rücken des Tieres installierten Anschluss angeschlossen wird, wobei eine Echtzeitüberwachung auf einem Laptop möglich ist. Die vorgeschlagene Methode wird detailliert und Schritt für Schritt erklärt, gefolgt von einer Demonstration, bei der intramuskuläre Elektroden in die Hintergliedmaßen einer Ratte eingeführt werden. Für eine Fortbewegungsstudie wird ein Laufbandexperiment durchgeführt, und die daraus resultierenden elektrophysiologischen Signale werden anschließend gewonnen und analysiert.

Einleitung

Elektromyographie beinhaltet die Aufzeichnung von elektrischen Potentialen, die von Muskelfasern während der Kontraktion erzeugt werden. Diese Eigenschaften werden durch neuronale Aktivierungssignale bestimmt, die von Motoneuronen an einzelne Muskeln gesendet werden. EMG wird häufig in Rehabilitations-, Motor-, Gehirn- und Nervenstudien eingesetzt, und die Messmethoden können grob in Oberflächen-EMG (sEMG) und intramuskuläres EMG (iEMG) eingeteilt werden1. Oberflächenelektroden bieten mehrere Vorteile, insbesondere bei tragbaren Anwendungen, da sie nicht-invasiv sind und einen einfachen Vorbereitungsprozess erfordern2. Bei der implantierten sEMG ist der chirurgische Ablauf einfacher als bei der iEMG, bei der die Elektrode nicht in den Muskel eindringen muss. Trotz dieser Vorteile ist sEMG anfällig für Signalverunreinigungen, wie z. B. Störungen an der Muskel-Elektroden-Grenzfläche, Bewegungsartefakte, die Qualität des Elektrodenkontakts und Signalübersprechen von benachbarten Muskeln1. Diese Herausforderungen sind besonders problematisch, wenn die Elektroden in unmittelbarer Nähe platziert werden, wie es bei Studien mit Kleintieren häufig der Fall ist. Auf der anderen Seite erfordert die iEMG einen zusätzlichen chirurgischen Eingriff für die Elektrodenpenetration. Trotz der zusätzlichen Verfahrensschritte ermöglicht diese Methode muskelspezifische EMG-Aufzeichnungen mit höherer Präzision und weniger Übersprechen, da die Elektroden dauerhaft in das Muskelgewebe eingebettet sind3. In motorischen Studien an Kleintieren wird iEMG bevorzugt, da muskelspezifische EMG-Informationen mit zuverlässiger Elektrodeninstallation entscheidend sind4.

Es wurden mehrere Ansätze zur Erfassung von EMG-Aufzeichnungen von Elektroden bei Kleintieren berichtet. Haltekabel werden häufig verwendet, um Elektroden mit externen Messgeräten zu verbinden5,6,7,8,9,10,11, Geräte können in den Körper implantiert werden12, oder eine drahtlose tragbare Plattform kann auf dem Tier platziert werden13. Ether-Kabel sind aufgrund der Verfügbarkeit kompatibler kommerzieller Geräte für diesen Zweck die am weitesten verbreitete Methode; Die Halteseile verursachen jedoch Unbehagen bei den Tieren, und ihre Bewegung wird oft durch die Kabel eingeschränkt, was sich auf die Studie auswirken kann. Implantierbare Geräte bieten drahtlose Lösungen, aber ihre begrenzte Batterielebensdauer kann die Dauer der Experimente einschränken. Darüber hinaus können die Größe und das Gewicht von fest installierten Geräten bei den Tieren Stress und Unbehagen verursachen, was sich auf die Studie auswirken kann. Es wurden drahtlose Energieübertragungstechniken vorgeschlagen, um die Probleme bei implantierbaren Geräten zu lösen, aber die Aufrechterhaltung einer zuverlässigen Energieverbindung zu einem kleinen Gerät ist in der Regel sehr schwierig14. Darüber hinaus kann die Exposition gegenüber hohen elektromagnetischen Feldern zu unvorhergesehenen Folgen führen, wie z. B. einer verminderten Immunfunktion und potenziellen neurodegenerativen Veränderungen im Gehirn15,16.

Das Erfassungssystem kann auch als drahtlose, tragbare Plattform implementiert werden, die die Signalverarbeitung übernimmt und die EMG-Aufzeichnungen drahtlos an eine Basisstation überträgt. Obwohl dies die bevorzugte Methode ist, stellt sie eine technische Herausforderung für die Anwender dar, und experimentelle Details werden in der Literatur oft nicht vollständig behandelt.

In dieser Arbeit stellen wir eine einfache, kostengünstige und zuverlässige EMG-Aufnahmemethode für Fortbewegungsstudien an Kleintieren vor. Ein Paar iEMG-Elektroden wird in die Hintergliedmaßenmuskulatur einer Ratte implantiert, während der Rest des Signalerfassungssystems, einschließlich Verstärkung, Analog-Digital-Wandler und drahtloser Telemetrie, auf dem Rücken des Tieres montiert ist. Die EMG-Daten werden zur Echtzeitüberwachung an einen PC übertragen, wobei die Daten lokal protokolliert werden. Ein Fortbewegungsexperiment auf dem Laufband wird durchgeführt, um das System in einer Studie zur Schlaganfall-Genesung zu demonstrieren.

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Protokoll

Die Genehmigung aller ethischen und experimentellen Verfahren und Protokolle wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee unter der Anwendungsnummer erteilt. CGU1-2021-IA0041. In dieser Studie wurde eine 7 Wochen alte männliche Sprague-Dawley-Ratte verwendet. Die Details zu den Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung von Tieren

  1. Bereiten Sie Ratten im Alter von 7 Wochen vor. Aus Sicherheitsgründen sollten Sie Ratten mit ähnlichem Gewicht zusammen halten, mit maximal drei Ratten pro Käfig.
  2. Stellen Sie sicher, dass sich die Ratten vor der Operation stressfrei anpassen. Stellen Sie regelmäßig Wasser und Futter bereit und tauschen Sie die Einstreu regelmäßig aus.
  3. Trainieren Sie die Tiere während der Eingewöhnungsphase (ca. 7 Tage) jeden Tag 5 Minuten lang mit einer Geschwindigkeit von 16-25 m/min auf einem Laufband, um ihnen zu helfen, sich an das Laufband zu gewöhnen.
    HINWEIS: Wenn eine Ratte stehen bleibt oder sich weigert, sich wie vorgesehen zu bewegen, klopfen Sie sanft auf ihr Gesäß, um sie aufzumuntern.

2. Elektrodenvorbereitung

  1. Bereiten Sie fünf mit Polytetrafluorethylen beschichtete Edelstahldrähte vor, vier davon mit einer Länge von 140 mm und einer mit einer Länge von 60 mm.
  2. Binden Sie drei Überhandknoten an einen 140 mm langen Draht und platzieren Sie sie bei 40 mm und 100 mm relativ zum Knoten (Abbildung 1A).
    HINWEIS: Während des Einführens der Drahtelektrode in den Muskel kann es schwierig sein, einen präzisen Kontakt zu gewährleisten und den freiliegenden Teil der Elektrode richtig zu positionieren. Um dies zu beheben, wird ein Blockierender Knoten im Draht erstellt, der ein weiteres Einführen beim Ziehen verhindert und sicherstellt, dass die Elektrode im Muskel stabil bleibt.
  3. Für die 140 mm Drähte lassen Sie einen Abstand von 2 mm ab dem Knoten an der kurzen Seite und ziehen Sie dann die Isolierung mit einem Lötkolben teilweise für 2 mm ab. Entfernen Sie die Isolierung vom Ende der langen Seite um 2 mm vollständig. Bei den 60 mm Elektroden entfernen Sie die Isolierung an einem Ende um 2 mm und am anderen Ende um 10 mm vollständig (Abbildung 1).
    HINWEIS: Die Spitze des Lötkolbens sollte gründlich gereinigt werden, um eine Kontamination zu vermeiden.
  4. Befestigen Sie den Draht, indem Sie ihn an das Steckerzubehör löten, nachdem Sie die Isolierung vollständig entfernt haben (Abbildung 2B,C).
  5. Montieren Sie das Metallteil, mit dem der Draht verbunden ist, in das Kunststoffgehäuse (Abbildung 2D,E).
  6. Befestigen Sie den Stecker an einer 3D-gedruckten Kunststoffführung (siehe Materialtabelle), die Löcher zur Befestigung an der Haut enthält. Um zu verhindern, dass das Lötteil mit der Inzisionsstelle in Berührung kommt, tragen Sie biokompatibles Cyanacrylat auf (Abbildung 2F).
  7. Schneiden Sie eine 0,2 mm dicke Nickelplatte ab und biegen Sie sie so, dass sie sich um den Verbinder wickelt und ihn abschirmt, um mögliche Schäden durch das Tier zu vermeiden.

3. Chirurgie

  1. Legen Sie die Ratte in eine Induktionskammer (speziell hergestellt aus einem transparenten Kunstharz) und verabreichen Sie die Anästhesie mit einer Mischung aus 70 % Distickstoffmonoxid und 30 % Sauerstoff mit einer Isoflurankonzentration von 2 % bis 3 %. Bereiten Sie die notwendigen chirurgischen Instrumente vor (Abbildung 3).
  2. Entfernen Sie das Fell mit einer elektrischen Haarschneidemaschine und bereiten Sie die Haut mit Chlorhexidin und Alkohol vor, um Infektionen während der Operation zu verhindern (Abbildung 4A).
  3. Machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen Schnitt von ca. 10-15 mm auf der Haut, wo sich der zu messende Zielmuskel befindet. Da die Faszien unter der Haut liegen und die Muskeln darunter, schneiden Sie die Haut zuerst mit einer Schere ab und entfernen Sie dann die Faszie, indem Sie sie vorsichtig mit einem sauberen Tuch abwischen.
  4. Machen Sie einen Schnitt von 5-10 mm um den Lendenbereich, an dem der Verbinder befestigt wird.
  5. Verwenden Sie sterilen Trochar, um einen Durchgang unter der Haut zu schaffen, durch den der Draht vom Anschluss zur Zielmuskelposition gelangen kann (Abbildung 4B).
  6. Führen Sie den Trochar von der Muskelposition unter der Haut in Richtung der Schnittstelle auf der Lendenwirbelsäule durch.
  7. Bereiten Sie die Elektrode und den Stecker aus dem vorherigen Schritt vor. Kneifen Sie die Drahtelektroden mit der Pinzette an der Schnittstelle auf der Lendenwirbelseite ein und ziehen Sie sie vorsichtig bis zum Schnitt am Zielmuskel durch. Sobald der Draht an die Stelle des Zielmuskels herausgezogen wurde, lesen Sie Abbildung 4C.
  8. Wie in Abbildung 4D gezeigt, verwenden Sie eine Nahtnadel, um den Elektrodendraht in den Zielmuskel einzudringen.
    HINWEIS: Der Zielmuskel für dieses Experiment ist der mediale Gastrocnemius (MG), der einer der Schlüsselmuskeln für die Analyse motorischer Aufgaben ist17. Da die Länge des MG bei 7 Wochen alten Ratten etwa 18 mm beträgt, sollten Elektroden mit einem Abstand von etwa 5 mm um die Muskelmitte herum platziert werden, um Muskelschäden zu minimieren und genaue EMG-Messungen zu gewährleisten. Es wird empfohlen, dass die Länge des Drahtes, der in den Muskel eindringt, 5 mm überschreitet, um sicherzustellen, dass der Teil mit der entfernten Isolierung in gutem Kontakt mit dem Muskel steht.
  9. Führen Sie den Draht, der durch den Muskel geführt und wieder ausgetreten ist, zurück zu seinem Ansatzpunkt und sichern Sie ihn mit einem Überhandknoten. Schneiden Sie den restlichen Draht ab (Abbildung 4E).
  10. Nach dem Einsetzen der Drahtelektrode in den Zielmuskel vernähen Sie die Inzisionsstelle mit einer 4-0 monofilen Naht.
  11. Nähen Sie den Schnitt unter dem Konnektor. Stellen Sie sicher, dass der gesamte Draht in den Körper eingeführt und sicher vernäht ist (Abbildung 5A).
  12. Befestigen Sie den Verbinder mit einem Nahtfaden an der Rückenhaut des Tieres, wie in Abbildung 5B gezeigt.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Schild sicher befestigt ist, um zu verhindern, dass das Tier am Stecker kaut. Zur Analgesie wurde Carprofen (5 mg/kg) subkutan verabreicht.
  13. Sobald der chirurgische Eingriff abgeschlossen ist, brechen Sie die Anästhesie ab und bereiten Sie einen Käfig für die Genesung des Tieres vor.
  14. Schalten Sie eine Wärmelampe ein, um zu verhindern, dass die Körpertemperatur des Tieres sinkt, und überwachen Sie die Operationsstelle auf Anomalien wie Anzeichen von Infektionen, Entzündungen oder Schwellungen. Desinfizieren Sie die Inzisionsstelle gründlich und tragen Sie bei Bedarf Salbe auf. Sobald sich die Ratte von der Narkose erholt hat, entfernen Sie die Wärmelampe.
  15. Beobachte das Verhalten der Ratte, einschließlich Appetit, Trinken und Wasserlassen.
    HINWEIS: Lassen Sie das Tier nach der Operation etwa 2 Tage ruhen, bevor Sie Tests durchführen.

4. Design und Herstellung von Leiterplatten (PCB)

  1. Entwerfen Sie die Schaltung für die EMG-Messung und -Digitalisierung so, dass sie zwei analoge Verstärker-, integrierte Schaltkreise (ICs) und eine Mikrocontroller-Einheit (MCU) umfasst. Stellen Sie sicher, dass der Verstärker über eine Bandbreite von 5 bis 740 Hz und eine Verstärkung von 1300 V/V verfügt
    HINWEIS: Ändern Sie bei Bedarf die Verstärkung und Bandbreite des Verstärkers entsprechend den spezifischen Anforderungen des Tieres18.
  2. Integrieren Sie ein integriertes Bluetooth-Modul in die MCU für die drahtlose Kommunikation, um die gemessenen Daten an das Host-Gerät zu übertragen. Für dieses Experiment wurde eine Chipantenne verwendet, die mit 2,4 GHz arbeitet.
  3. Verwenden Sie für diese Studie einen wiederaufladbaren 3,7-V-Li-Po-Akku zusammen mit einem dedizierten Power-Management-IC.
  4. Stellen Sie eine Leiterplatte für die oben genannten ICs auf einem FR4-Substrat her. Erstellen Sie die Leiterplatte in verschiedenen Formen, um spezifische Anforderungen zu erfüllen. Siehe Ergänzende Abbildung 1, Ergänzende Abbildung 2 und Ergänzende Abbildung 3.
  5. Bestücken Sie die elektronischen Bauteile auf der Leiterplatte entweder durch Löten oder mit einer Heißluftpistole.

5. Software-Konfiguration

  1. Firmware
    1. Bereiten Sie die Firmware (Supplementary Coding File 1) vor, um einen 2-Kanal-ADC mit 8-Bit-Auflösung und einer Abtastrate von 2 kSPs zu konfigurieren. Formatieren Sie die digital konvertierten Daten in ein Array und übertragen Sie diese per Bluetooth Low Energy (BLE) mit dem dafür vorgesehenen Software-Entwicklungstool.
    2. Laden Sie die Firmware vor der Bereitstellung auf die MCU hoch.
  2. Echtzeit-Überwachungsprogramm
    1. Bereiten Sie ein Programm vor, um die über BLE empfangenen Daten in Echtzeit darzustellen. Für diese Studie wird eine Python-basierte Plot-Anwendung entwickelt, die die Rohdaten auch an einem bestimmten Ort speichert (Supplementary Coding File 2).
      HINWEIS: Das System kann eine Sampling-Pufferverzögerung von maximal 50 ms und eine Verzögerung bei der drahtlosen Kommunikation von ca. 10 ms feststellen19,20.

6. Laufband-Test

  1. Schließen Sie die Batterie an die vorbereitete Schaltung an und schließen Sie die Leiterplatte an den Steckverbinder an, wie in Abbildung 6A gezeigt.
  2. Führen Sie das Überwachungsprogramm auf dem PC aus und stellen Sie eine drahtlose Verbindung mit der Schaltplatine her.
  3. Setzen Sie die Ratte auf das Laufband und überwachen Sie die EMG-Wellenform. Für diese Studie wird das Laufband auf eine Geschwindigkeit von 25 m/min eingestellt (Abbildung 6B).

7. Datenanalyse

  1. Laden Sie die EMG-Daten, die in gespeichert sind. CSV-Format.
  2. Wenden Sie Signalverarbeitungsmethoden an, um unerwünschtes Rauschen und Störsignale zu entfernen.
    HINWEIS: Hüllkurvenerkennung und Spektralanalyse können weiter durchgeführt werden, um Muskelermüdung und Symmetrie in der motorischen Aktivität zu analysieren.

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Ergebnisse

In dieser Studie wird eine einfache drahtlose Methode zur Ableitung von EMG-Signalen vorgestellt. Obwohl ein chirurgischer Eingriff erforderlich ist, wird lediglich der spezifische Bereich für die Elektrodenplatzierung und die Befestigung des Anschlusses teilweise eingeschnitten, wodurch die Belastung für das Tier deutlich verringert wird. In dieser Demonstration wurden die Elektroden in die unteren Extremitäten eingebracht, doch mithilfe derselben Methode können ähnliche elektrophysiolog...

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Diskussion

In dieser Arbeit wird ein Elektromyographie (EMG)-Erfassungssystem vorgestellt, das klein, einfach zu implementieren, kostengünstig und drahtlos ist. Das System verhindert effektiv eine durch Kabel verursachte Signalverschlechterung, da es nicht auf verdrahtete externe Messgeräte angewiesen ist. Durch die Montage des Konnektors auf der Rückseite statt am Kopf wird der chirurgische Ablauf erheblich vereinfacht und das Risiko von Komplikationen verringert. Dieser Aufbau minimiert auch die Wahrscheinlichkeit, dass die Platt...

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Offenlegungen

Alle Autoren haben keinen Interessenkonflikt.

Danksagungen

Diese Forschung wurde von der National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) und dem Nanomedical Devices Development Project des National Nano Fab Center (Fördernummer: 1711160154) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,2 mm dicke NickelplatteBeliebig lieferbar 3D-Druck
FilamentcubiconA-100
7 Wochen alt RATJABIOSD (DBL) [7W M]
SelbstklebendesOkong1028453zur Sicherung des Schildes
ANT1Johanson Technology Inc.2450AT07A0100001T
C1, C15, C16, C20Vishay1n0201(0603)metrisch
C10, C13Vishay100p0201(0603)metrisch
C11, C12Vishay4p0201(0603)metrisch
C14, C19Vishay0.39n0201(0603)metrisch
C2, C17Vishay22n0201(0603)metrisch
C3, C5, C6Vishay0.1u0201(0603)metrisch
C4, C18Vishay2.2u0201(0603)metrisch
C7Vishay4.7u0402(1005)metrisch
C8, C21Vishay1u0201(0603)metrisch
C9Vishay1p0201(0603)metrisch
KäfigJEUNG DO B& PJD-C-02
Sauberes TuchKimberly41112
SteckverbinderzubehörHarwinM20-1060400Kunststoffgehäuse
SteckverbinderzubehörHarwinM20-1180042Metallteil
Elektrischer HaarschneiderBuzzRFC-928
HeißluftpistoleQUICK861DW
IC1, IC3Analog DeviceAD8232Für EMG-Messungen AFE
IC2Nordic SemiconductornRF52832-CIAA
IsofluranHana Pharm657801261
L1Vishay3.3n0201(0603)metrische
Li-Po-BatterieTheHanTW40202513 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh
StiftleisteHarwinM22-2530505
R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22Vishay10M0201(0603)metrisch
R11, R23Vishay100k0201(0603)metrisch
R12, R24Vishay1M0201(0603)metrisch
R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19Vishay180k0201(0603)metrisch
R6, R18Vishay160k0201(0603)metrisch
R8, R20Vishay768k0201(0603)metrisch
LötdrahtAlpha MetallSACX0307
LötkolbenHakkoFX-951
Edelstahldrähte beschichtet mit TeflonA-M Systems793200
Nahtnadel AILEE301289
NahtdrahtEthicon604G
LaufbandDaejong BioDJ2-243
U1Torex SemiconductorXC6204B332DR-G
Y1Murata ElectronicsXRCTD32M000N1P1AR0

Referenzen

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