Methodenartikel

Enzymatische Isolierung von interstitiellen extrazellulären Vesikeln der Skelettmuskulatur

DOI:

10.3791/67439

⸱

7. Februar 2025

 ,  ,  , 
1Regenerative Bioscience Center, Department of Animal and Dairy Science, College of Agricultural and Environmental Science, University of Georgia

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll zielt darauf ab, interstitielle extrazelluläre Vesikel (SkM-EVs) der Skelettmuskulatur aus Muskelgewebe von Nagetieren durch mechanische Ablösung, enzymatische Dissoziation, Filtration und differentielle Ultrazentrifugation zu isolieren und zu reinigen. Es zeugt von Beständigkeit und Zuverlässigkeit. Die isolierten SkM-EVs liefern Einblicke in die Muskelhomöostase und -krankheiten, mit potenziellen Anwendungen als diagnostische Biomarker oder therapeutische Vehikel.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Extrazelluläre Vesikel (EVs) sind von Lipiddoppelschichten umschlossene Nanopartikel, die von Zellen freigesetzt werden, um bioaktive Fracht wie Proteine, RNAs und DNAs für die interzelluläre Kommunikation zu transportieren. Die Untersuchung des EV-vermittelten Crosstalks zwischen Zellen bei Muskelhomöostase und -krankheiten bietet ein erhebliches Potenzial, unser Verständnis von Muskelentwicklung, -regeneration und -atrophie zu verbessern. Aktuelle Protokolle zur Isolierung von EVs aus der Skelettmuskulatur (SkM-EVs) stehen jedoch vor Herausforderungen, wenn es darum geht, eine hohe Reinheit und Ausbeute zu erreichen, vor allem aufgrund von Schwierigkeiten bei der Freisetzung von EVs aus Muskelgewebe, ohne die Zellmembranen zu beeinträchtigen. In diesem Artikel wird ein effizientes Protokoll für die SkM-EV-Isolierung vorgestellt, das mechanische Ablösung, enzymatische Dissoziation, Filtration und Ultrazentrifugation umfasst. Diese Schritte sind optimiert, um die EV-Freisetzung aus dem Muskelgewebe zu verbessern und hochreine SkM-EVs zu erhalten. Anschließend werden Nano-Durchflusszytometrie, BCA-Assay und Western-Blot-Assay durchgeführt, um die Quantität und Qualität der isolierten SkM-EVs zu charakterisieren. Dieses Protokoll ist vielversprechend für die Etablierung einer zuverlässigen Plattform zur Gewinnung von aus Gewebe gewonnenen EVs für die Förderung der Grundlagenforschung, der Krankheitsdiagnose und der Arzneimittelverabreichung.

Einleitung

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Extrazelluläre Vesikel (EVs) sind nanogroße, membrangebundene Partikel, die von Zellen an die extrazelluläre Umgebung abgegeben werden. Diese EVs übertragen Nukleinsäuren, Proteine und Lipide, um bei der Aufnahme durch die Empfängerzellen mehrere Signalwege zu modulieren. Insbesondere EVs, die aus dem Skelettmuskel isoliert wurden (SkM-EVs), wurden durch die Übertragung von myogenen regulatorischen microRNAs oderTranskriptionsfaktoren an der Degeneration, Regeneration und dem Wachstum von Muskeln beteiligt 1,2,3,4. Da sich unser Verständnis der SkM-EV-Subpopulationen und -Eigenschaften ständig weiterentwickelt, erweisen sich diese Vesikel als vielversprechende Biomarker für die Frühdiagnostik 5,6 und als therapeutische Ziele für neuromuskuläre Erkrankungen. Dieses expandierende Feld bietet spannende Möglichkeiten sowohl für pathologische Untersuchungen als auch für klinische Anwendungen.

Die derzeitige Forschung zu SkM-EVs konzentriert sich hauptsächlich auf solche, die aus Zellkulturüberständen nach ex vivo-Kultur gewonnen wurden 2,7,8, was Bedenken hinsichtlich der Treue der Zielzelllinien nach aufeinanderfolgenden Passagen und der Anfälligkeit der EV-Eigenschaften für Veränderungen in künstlichen Umgebungen aufwirft. Dies unterstreicht die Notwendigkeit, SkM-EVs direkt aus Muskelgewebe zu isolieren, um ex vivo-Kultureinflüsse zu vermeiden und die In-vivo-Bedingungen besser darzustellen. Obwohl mehrere Ansätze zur Isolierung von EVs aus Muskelgewebe entwickelt wurden 9,10, unterscheiden sich die Studien immer noch erheblich in den Protokolldetails, was sich auf die Konsistenz und Vergleichbarkeit auswirkt. Ein standardisiertes Protokoll für die Isolierung und Charakterisierung von SkM-EV ist dringend erforderlich, um die Zuverlässigkeit verwandter Studien zu gewährleisten.

Unter Berücksichtigung der physiologischen Eigenschaften der Skelettmuskulatur haben wir ein Protokoll zur Isolierung und Reinigung von SkM-EVs aus Skelettmuskelproben von Nagetieren durch mechanische Ablösung, enzymatische Dissoziation, Filtration und differentielle Ultrazentrifugation entwickelt. Durch eine umfassende Analyse mit Nano-Durchflusszytometrie, BCA-Assay und Western-Blot-Assay haben wir festgestellt, dass dieses Protokoll innerhalb eines begrenzten Zeitrahmens konsistent SkM-EVs von hoher Reinheit und Menge liefert. Es kann bei verschiedenen Erkrankungen auf Skelettmuskelproben angewendet werden, einschließlich akuter und chronischer Muskelverletzungen. Darüber hinaus kann diese Methode mit entsprechenden Anpassungen auf Muskelgewebe von menschlichen Patienten oder anderen Tiermodellen zugeschnitten werden. Die Standardisierung des SkM-EV-Isolationsprozesses ist unerlässlich, um die Konsistenz der SkM-EV-Qualität zu gewährleisten, den Vergleich von EV-Eigenschaften wie Ausbeute, Größe, Ladungszusammensetzung und Funktion zu erleichtern und ihre potenziellen Anwendungen als diagnostische Biomarker voranzutreiben sowie unser Verständnis ihrer Rolle bei verschiedenen physiologischen und pathologischen Prozessen zu verbessern.

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Protokoll

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Dieses Protokoll isoliert extrazelluläre Vesikel (EVs) aus Skelettmuskelgewebe durch mechanische Ablösung, enzymatische Dissoziation, Filtration und differentielle Ultrazentrifugation. Es ermöglicht die Isolierung von EVs aus einzelnen oder kombinierten Muskelgruppen der Nagetiergliedmaßen, einschließlich des Tibialis anterior (TA), des Extensor digitorum longus (EDL), des Soleus (SOL), des Gastrocnemius (GAS) und des Quadrizeps (QUA). Die Verwendung von Tieren wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee an der University of Georgia genehmigt, und die Studie entsprach den Richtlinien der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Tieren in der Forschung. Die Tiere wurden in den Tieranlagen des Department of Animal and Dairy Science an der University of Georgia untergebracht. In dieser Studie wurden adulte männliche Wildtyp-Mäuse (C57BL/6J) verwendet, wobei Gewebe von Mäusen entnommen wurde, die im Alter von 3 Monaten getötet wurden. Einzelheiten zu den verwendeten Reagenzien und Geräten finden Sie in der Materialtabelle.

1. Mechanische Ablösung von Muskelgruppen von der Maus

  1. Euthanasieren Sie die Mäuse mit CO2, gefolgt von einer Gebärmutterhalsluxation (gemäß institutionell anerkannten Protokollen). Rasieren Sie beide Hintergliedmaßen.
  2. Befestigen Sie das Mausbein in einer sterilen Platte, wobei die vordere Seite des Beins nach oben zeigt (Abbildung 1A).
  3. Machen Sie mit einer Präparierschere einen kleinen Schnitt (5 mm) in die Haut an der lateralen Seite des Mausknöchels.
  4. Führen Sie eine Klinge der Schere vorsichtig in den Schnitt ein und positionieren Sie sie unter der Haut, aber nicht im darunter liegenden Muskelgewebe. Schneiden Sie dann die Haut nach oben in Richtung Knie, um die Schnittlänge zu verlängern.
  5. Fassen Sie die Haut entlang des Schnitts mit einer rauen Pinzette und erweitern Sie die Öffnung, bis der Muskel sichtbar ist.
  6. Lokalisieren Sie den TA-Muskel, der vom Knie bis zum Knöchel an der lateralen Seite des Schienbeinknochens11 verläuft, und verwenden Sie eine scharfe Pinzette, um die dünne Schicht des Bindegewebes, die den Muskel bedeckt, zu greifen und abzuziehen (Abbildung 1B).
  7. Identifizieren Sie in der Nähe des Knöchels die beiden Sehnen am Ende des TA, von denen eine direkt mit dem TA-Muskel verbunden ist und die andere, die EDL-Sehne, die kleiner ist und sich neben der TA-Sehne auf der lateralen Seite befindet. Beide Sehnen mit einer Präparierschere durchtrennen.
  8. Fassen Sie beide Sehnen mit einer rauen Pinzette. Verwenden Sie dann eine weitere Pinzette mit rauem oder scharfem Ende, um die Sehnen zu trennen und so die TA von der EDL zu trennen (Abbildung 1C).
  9. Heben Sie den TA mit einer rauen Pinzette an der frisch durchtrennten Sehne an. Schneiden Sie dann die TA-Sehne in der Nähe des Knies mit einer Dissektionschere ab und entfernen Sie so den Muskel. Wiederholen Sie diesen Vorgang, um das EDL zu entfernen, und lagern Sie beide Muskeln in PBS auf Eis.
  10. Lassen Sie das Bein los und drehen Sie die Maus um, sodass die hintere Fläche nach oben zeigt.
  11. Nachdem die Haut am Bein nun teilweise entfernt wurde, schneiden Sie die Haut in der Nähe des Knöchels mit einer Präparierschere auf. Fassen und schälen Sie dann mit einer rauen Pinzette die Haut nach oben in Richtung Kniekehle, um das GAS freizulegen.
  12. Durchtrennen Sie die GAS-Sehne in der Nähe des Knöchels mit einer Präparierschere (Abbildung 1D).
  13. Fassen Sie die GAS-Sehne mit einer rauen Pinzette an und heben Sie sie nach oben, um die Unterseite des GAS freizulegen.
  14. Lokalisieren Sie die kleine SOL-Sehne an der Unterseite des GAS in der Nähe des Knies (wo das GAS noch angeschlossen ist). Durchtrennen Sie die SOL-Sehne mit einer Präparierschere, wodurch sich die SOL nach oben zusammenzieht (Abbildung 1E).
  15. Fassen Sie die durchtrennte SOL-Sehne mit einer scharfen Pinzette und heben Sie sie vorsichtig an, um so die SOL von der Unterseite des GAS zu lösen.
  16. Trennen Sie das Ende des SOL an der Stelle, an der es mit dem abgetrennten Ende des GAS ansetzt, mit einer Präparierschere und trennen Sie so die beiden Muskeln. Bewahren Sie das SOL in PBS auf Eis auf.
  17. Schneiden Sie das Ende des GAS in der Nähe des Knies ab und legen Sie es in PBS auf Eis.
  18. Nachdem du die vier aufgelisteten Muskeln unterhalb des Knies entfernt hast, drehst du die Maus um, so dass die vordere Fläche nach oben zeigt.
  19. Bei Bedarf schälen Sie die Haut mit einer rauen Pinzette weiter, um die QUA freizulegen. Positionieren Sie das Mausbein in einem 90°-Winkel, um die QUA zu zwingen, sich zu biegen. Durchtrennen Sie die Sehne, die dem Knie am nächsten liegt, mit einer Präparierschere.
    1. Trennen Sie die QUA vom Femur, indem Sie zwischen Muskel und Knochen schneiden, bis die QUA nur noch durch die proximale Sehne verbunden ist (Abbildung 1E). Durchtrennen Sie dann die proximale Sehne und entfernen Sie die QUA. Lege die QUA in PBS auf Eis.
  20. Stellen Sie sicher, dass nach Muskelablösungen das Schien- und Wadenbein deutlich freigelegt sind (Abbildung 1F).
  21. Spülen Sie die Muskeln mehrmals mit PBS, um Verunreinigungen wie Fell und Blut zu entfernen (Abbildung 1G). Trocknen Sie die Muskeln dann vorsichtig mit Papiertüchern ab. Verwenden Sie eine analytische Waage, um das Muskelgewicht zu messen, die später zur Berechnung des gesammelten EV pro Gramm Muskel verwendet wird.

2. Enzymatische Dissoziation von abgelösten Muskelstücken

  1. Entfernen Sie vorsichtig Muskelsehnen aus der Muskelprobe mit einer Pinzette mit scharfem Ende, einer Splitterpinzette, einem Skalpell oder einer Schere (Abbildung 2A).
  2. Schneiden Sie den Muskel nach der Sehnenentfernung mit einer Schere oder einem Skalpell in Längsrichtung entlang der Muskelfasern (von Sehne zu Sehne) in 1 mm dicke Muskelstücke, um das Verhältnis von Oberfläche zu Volumen zu vergrößern (Abbildung 2B,C).
    HINWEIS: Versuchen Sie, die Schädigung der Myofaser während des Schneidens zu begrenzen. Nehmen Sie bei größeren Muskeln wie TA, GAS und QUA zusätzliche Schnitte im Vergleich zu kleineren Muskeln wie EDL und SOL vor, um ein ungefähr gleiches Verhältnis von Oberfläche zu Volumen über alle Muskelproben hinweg zu gewährleisten (Abbildung 2D).
  3. Bereiten Sie 10 ml frischen Verdauungsenzympuffer (DEB) für jede Maus vor und bewahren Sie ihn bis zur Verwendung auf Eis auf.
    1. Zur Herstellung von DEB mischen Sie 2 mg Kollagenase II-Enzym pro 1 ml Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) mit 1% Penicillin-Streptomycin-Lösung. Die Lösung nach dem Mischen durch einen 0,2 μm Filter filtrieren.
    2. Stellen Sie sicher, dass das DEB eine enzymatische Aktivität von über 250 Einheiten hat. Wirbeln Sie das DEB vortexen, bis die Lösung gründlich gemischt ist und das Kollagenase-II-Enzympulver nicht mehr sichtbar ist.
  4. Trennen Sie das Muskelgewebe in Aliquots, die jeweils 20 mg Muskelgewebe enthalten. Fügen Sie dann 1 ml DEB zu jedem Aliquot für die enzymatische Dissoziation hinzu.
  5. Inkubieren Sie das DEB- und Muskelgemisch auf einem Schüttler im Inkubator bei 37 °C für 12 Stunden bei einer Schüttelgeschwindigkeit von 100 Umdrehungen pro Minute (U/min) (Abbildung 2E).

3. Filtration und Zentrifugation mit niedriger Geschwindigkeit zur Anreicherung von SkM-EV

HINWEIS: Stellen Sie die gekühlte Zentrifuge auf 4 °C ein und lassen Sie sie laufen, bis sie die eingestellte Temperatur erreicht hat. Bewahren Sie alle benötigten Röhrchen und Proben bis zur Verwendung auf Eis auf.

  1. Stellen Sie nach den enzymatischen Verdauungsverfahren sicher, dass keine erkennbaren Muskelstücke sichtbar sind (Abbildung 3A). Vor der gekühlten Zentrifugation werden 10 μl Lösung aus dem DEB-Muskelgemisch extrahiert und in ein 0,2-ml-Röhrchen überführt, um bei Bedarf die Zellviabilität zu testen.
  2. Bereiten Sie neue leere 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen vor und etikettieren Sie sie. Richten Sie einen 0,45-μm-Filter und eine 5-ml-Spritze ein, indem Sie den Kolben entfernen (nicht wegwerfen) und die Nabe in das obere Ende des 0,45-μm-Filters einschrauben. Positionieren Sie den Filter so, dass das untere Ende in ein neu beschriftetes leeres Rohr eingesetzt wird (Abbildung 3D). Filtern Sie das 1x PBS durch einen 0,2 μm Filter.
  3. Zentrifugieren Sie die Mischung 10 Minuten lang bei 1.000 x g und 4 °C, um eventuelle Rückstände zu pelletieren (Abbildung 3B). Übertragen Sie den Überstand (ca. 1 ml) mit einer P200-Mikropipette in die Spritze (Abbildung 3C,E).
  4. Setzen Sie den Spritzenkolben wieder ein und schieben Sie den Überstand langsam durch den Filter, so dass er durch das neu markierte 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen gelangen und sich darin sammeln kann (Abbildung 3F).
  5. Entfernen Sie den Kolben wieder und pipettieren Sie ca. 200 μl 1x PBS in die Spritze.
  6. Setzen Sie den Kolben wieder ein und schieben Sie die 200 μl 1x PBS langsam durch den Filter (Abbildung 3G), um den verbleibenden Überstand aus dem Filter zu entfernen und in das beschriftete 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen zu gelangen.
  7. Wiederholen Sie den Filtrationsprozess für andere Röhrchen und verwenden Sie für jede Gewebeprobe einen neuen Filter.
  8. Stellen Sie nach der Filtration sicher, dass die Lösung transparent und frei von Muskelresten ist (Abbildung 3H).

4. Differentielle Ultrazentrifugation für die SkM-EV-Reinigung

HINWEIS: Stellen Sie die gekühlte Zentrifuge auf 4 °C ein und lassen Sie sie laufen, bis sie die eingestellte Temperatur erreicht hat. Bewahren Sie alle benötigten Röhrchen und Proben auf Eis und gebrauchsbereit auf.

  1. Füllen Sie die gefilterte Lösung in neue 1,5-ml-Mikroröhrchen (geeignet für bis zu 200.000 x g). Gleichen Sie alle Mikroröhrchen mit einem zusätzlichen 1x PBS aus, um ein gleichmäßiges Volumen zu gewährleisten, bevor Sie sie in die Mikro-Ultrazentrifuge geben.
  2. Nachdem Sie sichergestellt haben, dass das Volumen aller Röhrchen gleich ist, schließen Sie die Röhrchen und setzen Sie sie in den Rotor der Mikro-Ultrazentrifuge ein, um sie auszubalancieren (Abbildung 4A).
  3. Schalten Sie die Mikro-Ultrazentrifuge ein und stellen Sie sie auf 1 h bei 100.000 x g und 4 °C ein (Abbildung 4B).
  4. Setzen Sie den mit den Röhrchen beladenen Rotor in die Mikro-Ultrazentrifuge ein, schließen Sie den Deckel und schalten Sie das Vakuum ein (Abbildung 4C).
  5. Sobald das Vakuum Stufe 2 erreicht hat, drücken Sie die Starttaste und warten Sie, bis der Zentrifugationsprozess abgeschlossen ist (Abbildung 4D).
  6. Nachdem der Mikro-Ultrazentrifugenzyklus abgeschlossen ist, klicken Sie auf die Vakuum-Schaltfläche, um die Kammer wieder unter Druck zu setzen, bevor Sie den Rotor und die Röhrchen entfernen. Halten Sie die Röhren auf Eis und stellen Sie sie aufrecht auf, um das Pellet nicht zu stören.
  7. Entfernen Sie den Überstand vorsichtig mit einer P200-Mikropipette, um eine Störung des Pellets zu vermeiden (Abbildung 4E).
  8. Werfen Sie die Spitze aus und geben Sie dann 50 μl 1x PBS in das Röhrchen, nachdem Sie den Überstand mit einer P200-Mikropipette entfernt haben. Bei GAS- und QUA-Proben sind bis zu 500 μl 1x PBS zuzugeben, um die Auflösung zu erleichtern (Abbildung 4F).
  9. Resuspendieren Sie das Pellet, indem Sie es mit einer P20-Mikropipette (oder einer P200-Mikropipette, wenn 500 μl hinzugefügt wurde) vorsichtig auf und ab pipettieren, bis es vollständig aufgebrochen und nicht mehr sichtbar ist.
  10. Verschließen Sie das Röhrchen und lagern Sie es bei 4 °C für die kurzfristige Lagerung (weniger als eine Woche) und -80 °C für die Langzeitlagerung oder stellen Sie das Röhrchen wieder auf Eis, wenn die Probe sofort mit Nano-Durchflusszytometrie, Western Blot oder anderen Assays charakterisiert wird.

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Ergebnisse

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Nach diesem Protokoll wurden erfolgreich extrazelluläre Vesikel (SkM-EVs) der Skelettmuskulatur aus verschiedenen Muskelgruppen extrahiert, darunter der Tibialis anterior (TA), der Extensor digitorum longus (EDL), der Soleus (SOL), der Gastrocnemius (GAS) und der Quadrizeps (QUA) von Wildtyp-Mäusen. Die anschließende Charakterisierung dieser SkM-EVs erfolgte durch Nano-Durchflusszytometrie, wobei ihre unterschiedlichen Merkmale, wie in Tabelle 1 zusammengefasst, erläutert wurden. Bemerkenswert ist, dass ...

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Diskussion

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Das Protokoll beginnt mit der Präparierung von Muskelgruppen der Hintergliedmaßen von Mäusen oder der Gewinnung von postmortalem menschlichem Muskelgewebe auf der Grundlage der verfügbaren Protokolle16. Die folgenden Verfahren zur Isolierung extrazellulärer Skelettmuskelvesikel (SkM-EVs) umfassen drei Hauptabschnitte: die milde enzymatische Verdauung des Gewebes zur Freisetzung interstitieller SkM-EVs, die Filtration und Zentrifugation mit niedriger Geschwindigkei...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde unterstützt von W81XWH2210261 des Verteidigungsministeriums (an Yao Yao).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,6 mL MikrozentrifugenröhrchenThermoFisher Scientific05-408-120
1,5 mL Mikroröhrchen (C)  Eppendorf5720411009
1,5 mL MikrozentrifugenröhrchenThermoFisher Scientific3448Klare, graduierte, unsterile
BD 5 mL SpritzeBecton Dickinson14-827-52 Luer-Lok Tipp
Objektträger für die Zellzählung, Doppelkammer für ZellzählerBio-Rad145-0011
Zentrifuge 5430REppendorf22620667
ReinigungslösungNanoFCM Inc.
Collagenase IIWorthington Biochemical CorporationLS004176
DPBS (10x) Flüssig (-Calcium,-Magnesium)CytivaSH30378.02Die endgültige Verdünnung beträgt 1x
DPBS/Modified (1x)CytivaSH30264.02
Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM)Genesee Scientific25-500
E-POD Rein Wasser-FernspenderMillipore SigmaZRXSP0D01
FA-45-30-11 Mikrozentrifuge RotorEppendorf05-401-503
Fisher Vortex Genie 2ThermoFisher Scientific12-812
Flow NanoAnalyzerNanoFCM Inc.
Heratherm OGS60 General Protocol OvenThermoFisher Scientific51028112Schwerkraftkonvektion, 2,3 cu.ft. 120 V
MemGlow-488 SondeZytoskelett Inc.MG01-02
Millipak Special MilliporeMillipore SigmaTANKMPK02
Penicillin-StreptomycinGibco15070063
Pipet-Lite LTS Pipette L-1000XLS+Rainin17014382
Pipet-Lite LTS Pipette L-200XLS+Rainin17014391
Pipet-Lite LTS Pipette L-20XLS+Rainin17014392
Pipettenspitzen ER LTS 1000µ L F 768G/8Rainin30808038
Pipettenspitzen ER LTS 20µ L F 960G/10Rainin30807966
Pipettenspitzen ER LTS 200µ L F 960G/10Rainin30807967
QualitätskontrollperlenNanoFCM Inc.
S110-AT FestwinkelrotorThermoFisher Scientific455391,10,000 U/min
S16 exo 65-155nm KügelchenNanoFCM Inc.
SchereSPI, USA
Sorvall mX 150+ Mikro-UltrazentrifugeThermoFisher Scientific50135641
TC 20 automatisierter ZellzählerBio-Rad1450102
Trypan Blue SolutionCorning25-900-CI
PinzetteSPI, USA
VWR 15mL ZentrifugenröhrchenAvantor89039-668
Whatman Puradisc 13 FilterCytiva6782-13040.45 µ m Porengröße
Wildtyp C57BL/6J MäuseJackson LaboratoryBestand #000664

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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EVs aus Skelettmuskelnenzymatische DissoziationUltrazentrifugationMuskelgewebeisolationNano Flow ZytometrieWestern BlotBCA Assayinterzellul re Kommunikationdiagnostische Biomarker

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