Methodenartikel

Bewertung der Zelltodsignalisierung durch Immunfluoreszenz in einem Rattenmodell für ischämische Schlaganfälle

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DOI:

10.3791/67606

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3. Januar 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Physiology, West China School of Basic Medical Sciences and Forensic Medicine, Sichuan University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ratten-In-vivo-Modelle sind unverzichtbare Werkzeuge, um die pathologischen Mechanismen und therapeutischen Ziele des ischämischen Schlaganfalls zu untersuchen. In dieser Arbeit wird die Durchführung von Immunfluoreszenzfärbungen in infarktierten Hirnschnitten nach einem Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAO) bei Ratten beschrieben.

Zusammenfassung

Schlaganfall ist weltweit eine der Hauptursachen für Tod und Behinderung. Die meisten Schlaganfälle sind ischämisch und resultieren aus dem Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCA). Die derzeitigen pharmakologischen Ansätze zur Behandlung des ischämischen Schlaganfalls sind begrenzt; Daher werden neuartige Therapien, die eine wirksame Neuroprotektion gegen ischämische Verletzungen nach einem Schlaganfall bieten, dringend benötigt. Im Hirngewebe nach einem ischämischen Schlaganfall ist der Bereich der ischämischen Halbschatten noch zu retten, aber es besteht die Gefahr, dass er zu irreversiblen Schäden führt. Der Halbschattenbereich, der den infarktierten Kern umgibt, ist ein konzeptionelles Ziel für die Neuroprotektion. Da der Blutfluss im Halbschattenbereich teilweise aufrechterhalten wird, überleben neuronale und nicht-neuronale Zellen in diesem Bereich nach einem Schlaganfall vorübergehend, und diese Zellen, die noch lebensfähig sind, können durch geeignete medizinische Eingriffe gerettet werden. Das Verständnis der Pathophysiologie der Penumbra ist wichtig für die Entwicklung neuroprotektiver Therapien, da die Zelltodwege, die in der ischämischen Penumbra aktiviert werden, auf therapeutische Ziele wie RUNX1 und Cathepsine hinweisen können. Diese Proteinziele, die als Mediatoren des programmierten Zelltods fungieren, können in der translationalen Forschung weiter genutzt werden. Mit moderater Größe und Ähnlichkeit mit dem menschlichen Gehirn ahmt das in vivo Rattenmodell der MCA-Okklusion (MCAO) den menschlichen ischämischen Schlaganfall nach und bietet ein anwendbares Werkzeug zur Untersuchung der Penumbrapathologie, zur Untersuchung der Zelltodsignalisierung und zur Bewertung der Auswirkungen potenzieller Ziele im Zusammenhang mit MCAO. Hier beschreiben wir, wie man MCAO bei Ratten induziert und wie man Immunfluoreszenzfärbung zum Nachweis von Zelltodsignalen im Rattengehirn nach MCAO durchführt.

Einleitung

Ein Schlaganfall ist weltweit eine der häufigsten Ursachen für Tod und Behinderung1. Die hohe Mortalität und Morbidität von Schlaganfällen führt zu einer immensen Belastung des öffentlichen Gesundheitswesens und zu schwerwiegenden sozioökonomischen Folgen. Obwohl die Rate der Schlaganfallinzidenz und -mortalität stabil bleibt, nimmt die Zahl der Schlaganfallpatienten und der schlaganfallbedingten Todesfälle über Jahrzehnte zu 2,3. Schlaganfälle können als ischämisch oder hämorrhagisch kategorisiert werden. Bei der Mehrzahl der Schlaganfälle handelt es sich um ischämische Schlaganfälle, die durch den Verschluss einer Hauptarterie des Gehirns verursachtwerden 4. Bisher ist der Gewebeplasminogenaktivator (tPA) das einzige von der FDA zugelassene Medikament gegen ischämischen Schlaganfall, aber seine Anwendung ist durch das enge therapeutische Fenster, Komplikationen und Kontraindikationen stark eingeschränkt 5,6,7. Daher ist es dringend erforderlich, neue Behandlungsoptionen mit einem breiteren therapeutischen Fenster zu entwickeln, um die Auswirkungen des Schlaganfalls zu mildern.

Experimentelle Tiermodelle sind nützliche Werkzeuge, um die Pathophysiologie des ischämischen Schlaganfalls zu untersuchen. Bei den meisten menschlichen Patienten wird ein ischämischer Schlaganfall durch die Verstopfung der mittleren Hirnarterie (MCA) verursacht8. Aus diesem Grund wurden Nagetiermodelle für den Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCAO) entwickelt, die dem menschlichen Hirninfarkt ähneln. Es gibt zwar mehrere MCAO-Ansätze, die in Kleintierversuchen verwendet werden, aber die am weitesten verbreitete Methode ist das intraluminale Nahtmodell, bei dem ein Nylonfilament entweder von der äußeren oder der inneren Halsschlagader in die mittlere Hirnarterie eingeführt wird, was zu einem vorübergehenden oder dauerhaften Verschluss des Blutflusses führt 4,9. Dieses Modell führt zu einem großen Volumen an Hirninfarkten und ermöglicht die Untersuchung der Zelltodsignale im infarktierten Hirngewebe mit Immunfluoreszenztechniken.

Der Bereich um den inarktischen Kern, der als Halbschatten bezeichnet wird, ist das Ziel für mögliche Schlaganfalltherapien10,11. Da der Blutfluss im Halbschatten teilweise aufrechterhalten wird, können verletzte Neuronen und nicht-neuronale Zellen in diesem Bereich gerettet werden, indem die Aktivierung der Zelltodsignalisierung gehemmt wird. Die Ausrichtung auf Zelltodwege könnte eine vielversprechende Strategie für die Neuroprotektion nach einem Schlaganfallsein 12. Daher ist die Auswertung der Zelltodsignale für die experimentelle Schlaganfallforschung von entscheidender Bedeutung. In jüngster Zeit wurde gezeigt, dass Cathepsin-B, eine lysosomale Protease, eine Rolle bei der Vermittlung des programmierten Zelltods nach Schlaganfall spielt, und sie hat im neurologischen Bereich erhebliche Aufmerksamkeit erregt13. Cathepsin-B stellt ein potenzielles Ziel für die Neuroprotektion dar, das weitere Untersuchungen verdient.

In diesem Artikel wird gezeigt, wie MCAO mit dem intraluminalen Nahtansatz bei Ratten induziert wird. Wir zeigen auch, wie eine 2,3,5-Triphenyltetrazaliumchlorid (TTC)-Färbung durchgeführt wird, um die Infarktgröße zu bestimmen und apoptotische Zellen mit Hilfe der terminalen Desoxynukleotidyltransferase dUTP-Nick-End-Markierung (TUNEL)-Färbung zu detektieren.

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Protokoll

Dieses Protokoll und die hier berichteten Experimente wurden von der medizinischen Ethikkommission der Universität Sichuan genehmigt. Die Pflege und Verwendung der Tiere erfolgte in Übereinstimmung mit lokalen und internationalen ethischen Kriterien.

HINWEIS: In dieser Studie wurden erwachsene männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von 250-280 g verwendet. Die Ratten wurden unter normalen Umgebungsbedingungen (20-22 °C Temperatur, 12 h Hell-Dunkel-Zyklus) untergebracht und mit einer Standard-Rattennahrung und hochreinem Wasser gefüttert. Der chirurgische Eingriff wurde unter sterilen Bedingungen durchgeführt.

1. Rattenmodell von MCAO

  1. Induzieren Sie die Erstanästhesie mit 4% Isofluran mit Sauerstoff bei 1 l/min. Überwachen Sie die Anästhesietiefe durch Kneifen des Fußes. Verabreichen Sie während der Narkose eine Augensalbe, um Trockenheit zu verhindern. Injizieren Sie der Ratte 1 ml Kochsalzlösung subkutan zur Volumenauffüllung und 5 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin zur präoperativen Analgesie. Reduzieren Sie Isofluran zunächst auf 3,5 % und dann während der Operation schrittweise auf 2 %.
  2. Bringen Sie die Ratte in Rückenlage und halten Sie die Körpertemperatur bei 36,5 ± 0,1 °C auf einer regulierten Heizmatte mit einer rektalen Temperaturüberwachungssonde. Rasieren und desinfizieren Sie die Haut im Nacken mit einer Iodophor-Desinfektionslösung.
  3. Machen Sie einen 2 cm langen Schnitt in der Mittellinie im Hals und ziehen Sie die Weichteile zurück, um die Halsschlagadern freizulegen. Verwenden Sie eine Pinzette, um die rechte Arteria carotis communis (CCA), die Arteria carotis externa (ECA) und die Arteria carotis interna (ICA) zu isolieren.
  4. Verwenden Sie Nähte, um den proximalen rechten CCA zu ligieren, und klemmen Sie den rechten ICA und ECA mit einem Mikroclip an ihrem Ursprung.
  5. Führen Sie ein mit einer runden Silikonspitze beschichtetes Nylon-Monofilament durch einen kleinen Schnitt in das Lumen des CCA ein und binden Sie einen Knoten in das CCA, um ein Ausbluten und Lösen des Nylon-Monofilaments zu verhindern.
  6. Öffnen Sie den rechten ICA-Mikroclip und führen Sie das Nylon-Monofilament durch den ICA-Stumpf in die rechte mittlere Hirnarterie (MCA) ein, bis die Silikonspitze den Ursprung der MCA (~18-20 mm) verschließt.
  7. Schneiden Sie den freiliegenden Teil des Nylon-Monofils ab und schließen Sie den Schnitt in der Mittellinie des Halses.
  8. Nach 2 h Okklusion von MCA öffnen Sie den Halsschnitt und lösen den Knoten im CCA. Ziehen Sie dann das Nylon-Monofil heraus, um das MCA zu reperfusionieren. Lizieren Sie die distale rechte CCA und schließen Sie den Halsschnitt entweder mit kontinuierlichen oder unterbrochenen Nähten.
  9. Postoperativ ist Buprenorphin durch subkutane Injektion alle 8 Stunden in einer Dosis von 0,03 mg/kg zu verabreichen. Beobachten Sie Ratten während der Genesung von der Narkose in einem beheizten Käfig mit einer temperaturgeregelten Heizmatte. Um das Fressen zu fördern, stellen Sie eine Petrischale mit püriertem Chow in den Käfig. Halten Sie nach der Operation eine Ratte pro Käfig.
  10. Setzen Sie die Scheinratten dem gleichen Verfahren ohne Monofilament-Insertion aus.
    HINWEIS: In jeder Gruppe werden insgesamt 9 Tiere für die Messung der Infarktgröße (n = 3), die Immunfluoreszenzanalyse (n = 3) und den Apoptosenachweis (n = 3) verwendet.
  11. Bewerten Sie die neurologische Funktion 2 h nach MCAO und 22 h nach der Reperfusion unter Verwendung der Zea-Longa-Verhaltensbewertungsskala mit einer 0-5-Punkte-Skala14. Schließen Sie Raten mit einer Punktzahl von 0 oder 4 aus.

2. Messung der Infarktgröße (Abbildung 1)

  1. Opfern Sie Ratten unter tiefer Narkose (4% Isofluran) mittels Guillotine und isolieren Sie vorsichtig das gesamte Gehirn vom Schädel.
  2. Frieren Sie das Gehirn bei -20 °C für 20 min ein und schneiden Sie das gefrorene Gehirn in sechs koronale Scheiben mit einem Abstand von 2 mm zwischen den Scheiben. Die Hirnscheiben mit 2% TTC 15 min bei 37 °C im Dunkeln einfärben.
  3. Fixieren Sie die Hirnschnitte mit 4% Paraformaldehyd für 24 h bei Raumtemperatur (RT). Fotografieren Sie die fleckigen Scheiben mit einer Digitalkamera, mit Automatikmodus für Nahaufnahmen.
  4. Übertragen Sie die Bilder auf einen Computer und messen Sie die Infarktgröße mit ImageJ. Stellen Sie die Infarktgröße als das Verhältnis der Summe der Infarktfläche in 6 Schichten zur Summe des gesamten Hirnbereichs in denselben Schichten dar. Express-Daten als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM).

3. Immunfluoreszenzanalyse bei Kryosektion des Gehirns (Abbildung 2)

  1. Induzieren Sie die Anästhesie mit 4% Isofluran und 1 L/min Sauerstoff. Schnitte die Haut und das Unterhautgewebe, um das Herz freizulegen.
  2. Entfernen Sie den Herzbeutel und machen Sie einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof. Perfundieren Sie 200 ml Kochsalzlösung durch den linken Ventrikel, gefolgt von 200 ml 4% Paraformaldehyd.
  3. Öffnen Sie den Schädel und entfernen Sie das intakte Gehirn.
  4. Fixieren Sie das Gehirn in 4% Paraformaldehyd bei RT für mehr als 24 Stunden. Dehydrieren Sie es dann in einer Reihe von Saccharoselösungsgradienten von 10 %, 15 % und 30 %, bis das Gewebe absinkt, etwa 6-8 Stunden für jede Konzentration.
  5. Betten Sie das Gehirn in eine Verbindung mit optimaler Schnitttemperatur (OCT) ein und entfernen Sie Luftblasen, falls vorhanden. Dann frieren Sie das Gehirn in flüssigem Stickstoff ein und lagern Sie es im -80 °C heißen Gefrierschrank.
  6. Schnitt des Gehirns mit einem Kryostaten bei einer Dicke von 5 μm. Stellen Sie während des gesamten Schneidens sicher, dass die Schranktemperatur zwischen -18 °C und -20 °C liegt. Beschriften Sie die Schnittposition basierend auf dem Modellstandort und den Versuchsbedingungen. Bewahren Sie die Abschnitte in einem Gefrierschrank auf.
  7. Lassen Sie die Schnellschnitte ~30 Minuten lang bei RT äquilibrieren, um eine Immunfluoreszenzfärbung durchzuführen. Anschließend tränken Sie die Schnitte 3x für jeweils 5 min mit sterilem PBS.
  8. Umreißen Sie das Gewebe mit einem immunhistochemischen Stift. Inkubieren Sie mit 20 μg/mL Proteinase K (RNase-frei) und 0,3% Triton X-100 bei RT für 10 min.
  9. Weichen Sie die Abschnitte 3x für jeweils 5 min mit sterilem PBS ein. Tragen Sie 3 % BSA auf das umrissene Gewebe auf und inkubieren Sie es 1 h lang bei RT, um es zu blockieren.
  10. Nach dem Blockieren wird die Lösung entfernt, der entsprechende Primärantikörper (rekombinanter monoklonaler Cathepsin-B-Antikörper von Kaninchen, 1:200) zugegeben und die Schnitte über Nacht im Dunkeln bei 4 °C inkubiert.
  11. Entfernen Sie den primären Antikörper und waschen Sie die Schnitte mit sterilem PBS mit 0,1 % Tween-20 3x für jeweils 5 Minuten.
  12. Geben Sie den entsprechenden Sekundärantikörper (Goat Anti-Rat IgG [H+L] [FITC konjugiert], 1:200) mit dem erforderlichen Fluorophor hinzu und inkubieren Sie die Schnitte in einer befeuchteten Kammer bei RT für 1 h, um sie vor Licht zu schützen.
  13. Nach der Inkubation von Sekundärantikörpern werden die Schnitte mit sterilem PBS mit 0,1 % Tween-20 3x für jeweils 5 min gewaschen. Färben Sie die Abschnitte mit einem DAPI-haltigen Eindeckmedium und decken Sie sie mit einem Deckglas ab.
  14. Nehmen Sie Bilder mit einem Fluoreszenzmikroskop mit den folgenden Einstellungen auf: Anregungswellenlänge von 488 nm, Emissionswellenlänge von 520 nm und Belichtungszeit von 500 ms. Lagern Sie die Abschnitte dunkel bei 4 °C für eine Langzeitkonservierung.

4. Nachweis der Apoptose durch TUNEL-Färbung (Abbildung 3)

HINWEIS: Für die TUNEL-Färbung wird ein kommerzielles TUNEL-Assay-Kit verwendet. Dieses TUNEL-Kit enthält eine Arbeitslösung für den DNase-I-Puffer, einen Äquilibrierungspuffer für Desoxynukleotidyltransferase (TdT), eine Arbeitslösung für die Markierung und eine DAPI-Arbeitslösung.

  1. Perfundieren und isolieren Sie das Gehirn mit dem gleichen Verfahren wie oben (Schritte 3.2-3.3). Tauchen Sie das Gehirn für 3-4 Stunden in 4% Paraformaldehyd zur Fixierung.
  2. Schneiden Sie das Gehirn in ca. 2 mm dicke Kronenscheiben, beginnend vom rostralen Ende bis zum kaudalen Ende, und tauchen Sie es für weitere 12 Stunden in 4% Paraformaldehyd. Nach der Fixierung die Hirnschnitten 1 h unter fließendem Wasser waschen.
  3. Tauchen Sie die Gehirnscheiben nacheinander für jeweils 35-50 Minuten in Ethanollösungen mit 50 %, 70 %, 80 %, 90 %, 95 % und 100 % Konzentrationen zur Dehydratisierung.
  4. Behandeln Sie die Hirnschnitte 35-50 Minuten lang mit transparentem biologischem Wirkstoff I vom TO-Typ, gefolgt von einem Clearingmittel II für 35-50 min, bis das Gewebe vollständig transparent ist.
  5. Tauchen Sie die Hirnschnitte nacheinander für 60 min in Embedding-Medium I, 60 min in Embedding-Medium II, 60 min in Embedding-Medium III und 60 min in Embedding-Medium IV ein.
  6. Legen Sie die Gehirnschnitte in eine Einbettkassette. Verschließen Sie die Kassette, beschriften Sie sie deutlich und legen Sie sie zur Erstarrung in einen Kühlraum.
  7. Stellen Sie das Mikrotom auf eine Anfangsdicke von 10 μm ein, um den Gewebeblock zu trimmen. Stellen Sie dann die Dicke zum Schneiden auf 5 μm ein.
  8. Erhitzen Sie das Wasserbad auf 45 °C, lassen Sie die Gewebeabschnitte auf der Wasseroberfläche schwimmen und nehmen Sie sie auf Objektträger auf. Nach ca. 30 s entfernen Sie die Objektträger, trocknen sie bei RT und lagern Sie sie in einer Trockenbox.
  9. Entparaffinieren Sie die eingelagerten Hirnabschnitte, indem Sie sie für 2 Zyklen à 10 min in ein Clearingmittel tauchen.
  10. Um die Abschnitte zu rehydrieren, weichen Sie sie 5 Minuten lang in wasserfreiem Ethanol ein und wiederholen Sie dies 3 Mal. Übertragen Sie die Abschnitte für 3 min auf 90% Ethanol. Weichen Sie die Abschnitte anschließend 3 Minuten lang in 80%igem Ethanol ein. Zum Schluss tauchen Sie die Abschnitte 3 Minuten lang in 70%iges Ethanol.
  11. Spülen Sie die Proben in PBS 3x für jeweils 5 min. Entfernen Sie überschüssige Feuchtigkeit vorsichtig mit Filterpapier.
  12. Jede Probe wird mit 100 μl 1x Proteinase K Arbeitslösung inkubiert und 20 Minuten lang bei 37 °C inkubiert. Nach der Permeabilisierung spülen Sie die Proben 3x für jeweils 5 min in PBS.
  13. Bereiten Sie die Proben für die Positivkontrolle vor.
    1. Geben Sie 100 μl 1x DNase I Puffer Arbeitslösung (TUNEL-Assay-Kit) in die permeabilisierte Probe und lassen Sie sie 5 Minuten lang bei RT äquilibrieren. Entfernen Sie vorsichtig überschüssige Flüssigkeit mit saugfähigem Papier aus der Probe.
    2. Geben Sie 100 μl verdünnte DNase I-Arbeitslösung (200 U/ml) in die Probe und inkubieren Sie sie 10-30 Minuten lang bei 37 °C. Spülen Sie die Proben in PBS 3x für jeweils 5 min.
  14. Bereiten Sie die Proben für die Negativkontrolle vor.
    1. 100 μl 1x DNase I Puffer-Arbeitslösung auf die permeabilisierte Probe auftragen und 5 Minuten lang bei RT äquilibrieren. Inkubieren Sie die negative Kontrollprobe 10-30 Minuten lang mit DNase I Puffer bei 37 °C und stellen Sie sicher, dass kein DNase I-Enzym hinzugefügt wird. Spülen Sie die Proben in PBS 3x für jeweils 5 min.
  15. Tragen Sie 100 μl terminalen Desoxynukleotidyltransferase (TdT)-Äquilibrierungspuffer (TUNEL-Assay-Kit) auf jede Probe auf und inkubieren Sie in einer befeuchteten Kammer bei 37 °C für 10-30 Minuten. Entfernen Sie dann den TdT-Äquilibrierungspuffer mit saugfähigem Papier.
  16. Geben Sie 50 μl Markierungsarbeitslösung (TUNEL-Assay-Kit) zu jeder Probe und inkubieren Sie sie dann 60 Minuten lang bei 37 °C in einer befeuchteten, dunklen Kammer. Wenn die Signalintensität niedrig ist, sollten Sie eine Verlängerung der Reaktionszeit für die DNA-Markierung in Betracht ziehen. Spülen Sie dann die Proben in PBS 3x für jeweils 5 min.
  17. Nach dem Abtupfen von überschüssiger Feuchtigkeit die DAPI-Arbeitslösung (TUNEL-Assay-Kit) auftragen und 5 Minuten lang bei RT im Dunkeln inkubieren, um die Zellkerne gegenzufärben. Spülen Sie dann die Proben in PBS 4x für jeweils 5 Minuten. Entfernen Sie überschüssige Flüssigkeit mit saugfähigem Papier und versiegeln Sie die Dias mit einem lichtbeständigen Eindeckmedium.
  18. Scannen Sie die gefärbten Objektträger mit dem multispektralen Bildgebungssystem Vectra Polaris und analysieren Sie die Daten mit der Systemsoftware.

5. Statistische Analyse

  1. Präsentieren Sie die experimentellen Ergebnisse als Mittel ± SEM und analysieren Sie die Daten mit einem Studenten-t-Test für zwei Gruppenvergleiche mit der GraphPad Prism 10-Software (GraphPad Software, San Diego, CA).
  2. Legen Sie einen p-Wert kleiner als 0,05 als statistische Differenz fest.

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Ergebnisse

Die Ratten werden während der MCAO einer 120-minütigen Ischämie unterzogen, gefolgt von einer 22-stündigen Reperfusion. Die Mortalitätsrate war während der MCAO-Operation minimal und lag innerhalb der Reperfusionsphase bei etwa 25%. In der MCAO-Gruppe wurden signifikante Hirnschäden beobachtet, während im Großhirn der Sham-Gruppe kein Infarkt beobachtet wurde (24,87 ± 1,21 % vs. 0 % Summe der Infarktfläche auf das gesamte Hirnareal; MCAO [n = 3] vs. Sham [n = 3], P < 0,001; Abbildung 1A,B...

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Diskussion

Der Verschluss einer Hirnarterie führt zu einem Mangel an Sauerstoff und Nahrung, gefolgt von der Aktivierung reaktiver Sauerstoffspezies, einer intrazellulären Kalziumüberladung, der Freisetzung von Glutamat und der Induktion von Entzündungsreaktionen15. Diese Reihe von Ereignissen führt zum Zelltod und zu irreversiblen Gewebeschäden im infarktierten Gehirn. Der Halbschatten kann möglicherweise durch medizinische Eingriffe innerhalb eines geeigneten therapeutisch...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Simiao Wu wurde unterstützt von der Abteilung für Wissenschaft und Technologie der Provinz Sichuan (2024YFHZ0330) und dem West China Hospital der Sichuan University. Weihong Er wurde vom Science & Technology Department der Provinz Sichuan (2023YFS0297) und der Sichuan University unterstützt. Wir danken Yi Zhang und Yue Li von der Research Core Facility des West China Hospital der Sichuan University für ihre technische Unterstützung bei der TUNEL-Bildgebung und -Analyse.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Akoya Vectra PolarisAkoya BiosciencesN/AVectra Polaris Multispektrales Bildgebungssystem 
Wasserfreies EthanolChengdu Jinshan Chemisches Reagenz Co.N/A
BuprenorphinWest China HospitalN/A
CarprofenWest China HospitalN/A
Cathepsin-B AntikörperAbcamAb214428
KryostatLEICA &LEICA CM 1950
DigitalkameraOLYMPUSTG-7
Ziege Anti-Ratte IgG (H+L) (FITC konjugiert)Elabscience  E-AB-1021
ZiegenserumSolarbioSL038
GraphPad Prism 10 SoftwareN/Ahttps://www.graphpad-prism.cn/?c=i&a=prismdownload_cn
ImageJN/Ahttps://imagej.net/ij/
ImmunhistochemieStift Biosharphttp://www.biosharp.cn/index/product/details/language/en/product_id/2828.html
InForm-SoftwareAkoya BiosciencesVersion 2.6.0Systemsoftware für das multispektrale Bildgebungssystem 
Iodophor DesinfektionslösungHuatian Technology Industry Co.N/A
IsofluranRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/inhalation-anesthesia-solutions/
Eindeckmedium mit DAPISolarbioS2110
Nylon monofileRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/
Verbindung EprediaN/A
ParaformaldehydBiosharpN/A
Phosphatpufferlösung (PBS)SolarbioN/A
PrismGraphPad Version 10
Proteinase KTiangenRT403-02
KochsalzlösungKelun Co.N/A
Sprague-Dawley RattenHuafukang Co.N/A
SaccharoseBioFroxx1245GR500
Chirurgische InstrumenteRWD Life Science Co.N/A
TO-Typ transparenter biologischer Arbeitsstoff   Beijing Solarbio Wissenschaft & Verifizierter Lieferant - Tecnology Co., Ltd.http://www.solarbio.net/
Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) LösungSolarbioG3005
Triton X-100BioFroxx1139ML100
TUNEL kitElabscience  E-CK-A321
Optimale Schnitttemperatur (OCT)

Referenzen

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