Gehirnerschütterungen bei Kindern können zu Langzeitfolgen mit physiologischen und psychologischen Störungen führen. Dieses Mausmodell für pädiatrische Gehirnerschütterungen führt zu langfristigen Neuroinflammationen, Veränderungen der weißen Substanz und neuronalen Modifikationen mit Verhaltensstörungen. Das Modell kann an unterschiedliche Einschlagsstellen oder wiederholte Gehirnerschütterungen angepasst werden, um Veränderungen der Lebensdauer zu bewerten.
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Methodenartikel
Ein pädiatrisches Gehirnerschütterungsmodell bei Mäusen: Geschlossene Kopfverletzung mit Langzeiterkrankungen (CHILD)
* These authors contributed equally
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Gehirnerschütterungen und leichte traumatische Hirnverletzungen (mTBI) in der Kindheit stellen eine erhebliche Gesundheitsgefährdung dar, wobei viele Patienten im späteren Leben schwächende physiologische, neurologische und psychosoziale Folgen aufweisen. Die zellulären und molekularen pathophysiologischen Mechanismen sind relativ unbekannt, und diese signifikante Lücke schließt die Erforschung spezifischer therapeutischer Strategien zur Milderung chronischer Folgeerkrankungen effektiv aus. Kein einzelnes Modell für Gehirnerschütterungen bei Tieren rekapituliert alle Merkmale, die bei menschlichen Probanden berichtet wurden, und die aktuellen Modelle sind so konzipiert, dass sie spezifische Forschungsfragen beantworten. Wir machten uns daran, eine juvenile Gehirnerschütterung zu entwickeln, die die klinische Früh- und Langzeitsymptomatik rekapituliert, die als geschlossene Kopfverletzung mit Langzeitstörung (CHILD) bezeichnet wird. In diesem Modell wird eine Erschütterungskraft über einen elektromagnetischen Impaktor auf den Kopf einer leicht anästhesierten, unkontrollierten Maus nach der Geburt am 17. Tag (P17) abgegeben, wodurch der Kopf frei gedreht werden kann. Die Mäuse werden auf eine straff gespannte Alufolie über einem stereotaktischen Gerät gelegt, und der Impaktor wird sorgfältig auf die anvisierte kortikale Region ausgerichtet. Der elektromagnetische Impaktor erleichtert die Auswahl der Aufpralltiefe, der Verweildauer und der Dauer des Aufpralls, um die Schwere der Verletzung zu bestimmen. Eine Stärke dieses Modells ist, dass es eine Kopfdrehung ermöglicht, ein wichtiges klinisches Merkmal. Nach dem Aufprall werden die Mäuse sofort überwacht, um Zeit und Zeit für die Erkundung ihrer Umgebung zu haben, gefolgt von ihrer Rückkehr zu ihrem Muttertier. Eine Erhöhung des Schweregrads der Gehirnerschütterung führt bei einer Untergruppe der Mäuse zu intrakraniellen Blutungen. Mäuse können routinemäßig über ihre gesamte Lebensdauer auf Verhalten und Neuroimaging überwacht werden, je nach Wunsch. Verschiedene Verletzungsschweregrade ahmen die heterogene Natur jugendlicher Gehirnerschütterungen nach. Das derzeitige Standard-CHILD-Modell zeigt keine Schädelfraktur, keine beobachtbare Veränderung der konventionellen Neurobildgebung (ähnlich wie in der klinischen Bildgebung), führt jedoch zu einem fortschreitenden und anhaltenden neuronalen Tod, einer veränderten Diffusions-MRT, einer modifizierten neuronalen Aktivität und Plastizität, einer erhöhten Gliose und fortschreitenden Verhaltensstörungen mit zunehmendem Alter. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses CHILD-Modell die frühen und langfristigen Merkmale nachahmt, die bei vielen Patienten mit klinischer Gehirnerschütterung beobachtet wurden.
Einleitung
Das pädiatrische Schädel-Hirn-Trauma (TBI) ist ein großes Gesundheitsproblem, da es die Hauptursache für pädiatrische Notarztbesuche darstellt und mit schwächenden gesundheitlichen Folgen im späteren Leben verbunden ist. Selbst ein leichtes SHT (mTBI), das 75 % aller SHT-Fälle ausmacht1, führt zu langfristigen Anomalien, einschließlich physiologischer, psychologischer, neurologischer und kognitiver Funktionsstörungen2. Trotz des hohen Auftretens von mSHT bei Kindern und der damit verbundenen erheblichen Gesundheitsrisiken sind die pathologischen, zellulären und molekularen Mechanismen, die den chronischen Defiziten vorausgehen, noch wenig erforscht. Diese Wissenslücke behindert die Entwicklung wirksamer Behandlungen und Diagnosemethoden für pädiatrisches mTBI.
Zu den SHT-Modellen adulter Nagetiere gehören Gewichtsabfall, kontrollierte kortikale Auswirkungen und Flüssigkeitsperkussionsverletzungen und können titriert werden, um mittelschwere bis schwere Verletzungen hervorzurufen (abhängig von den Ergebnismessungen)3,4. Viele dieser Modelle für Erwachsene wurden für das pädiatrische SHTangepasst 5,6. In den letzten zehn Jahren wurden Modelle des mTBI sowohl bei Nagetieren mit geschlossener Kopfverletzung als auch bei Rotationsmodellen entwickelt7. Die Implementierung dieser Modelle bei der Entwicklung von Nagetieren ist jedoch im Vergleich zur TBI-Literatur für Erwachsenespärlich 8. Um die klinische Relevanz zu untersuchen, die ein breites Spektrum von Schweregraden umfasst, die die klinische Heterogenität von Kindern modellieren, wurde in dieser Studie das SHT-Modell für geschlossene Kopfverletzungen mit Langzeitstörung (CHILD) entwickelt. CHILD ist ein nicht-chirurgisches, nicht fixiertes Gehirnerschütterungsmodell mit P17-Mäusen, einem Entwicklungsalter, das dem bei 2-3-jährigen Kindern beobachteten Höhepunkt der Myelinisierung entspricht9. Eine Erschütterungskraft wird mit Hilfe eines elektromagnetischen Impaktors über den somatosensorischen Kortex einer leicht isoflurananästhesierten Maus abgegeben. Der Aufprall auf den ungebremsten Kopf führt zu Rotationskräften auf das Gehirn10, wie in vielen klinischen Berichten über Gehirnerschütterungen berichtet wird. In Übereinstimmung mit dem klinischen mTBI führt das CHILD-Modell in der konventionellen Neurobildgebung nicht zu Schädelfrakturen oder sichtbaren Anomalien.
Das CHILD-Modell hat mehrere Vorteile. Erstens wurden bei CHILD sowohl frühe als auch langfristige pathologische Merkmale beobachtet, die die pathologischen klinischen Merkmale nachahmen, die bei jugendlichen Gehirnerschütterungspatienten beobachtet wurden. Es wurde zu späten Zeitpunkten eine Gliose, eine veränderte Diffusions-Tensor-MRT und progressive Verhaltensstörungen mit dem Alterbeobachtet 10,11, eine modifizierte neuronale Aktivität und Plastizität11,12. Interessanterweise fanden sich auch bei Herzanomalien langfristig nach einer einzigen pädiatrischen Verletzung unerwartete periphere Folgen13. Zweitens ist dieses Modell replizierbar und zeigte vergleichbare Ergebnisse zwischen Forschern und zwischen Laboren13. Drittens ist das CHILD-Modell flexibel und kann erweitert werden, um die heterogene Natur von SHT zu erfassen. So haben frühere Studien gezeigt, dass unterschiedliche Geschwindigkeiten und Tiefen des Aufpralls zu unterschiedlichen Schweregraden führen10,11. Eine weitere Stärke dieses Modells besteht darin, dass CHILD wiederholt verabreicht werden kann und leicht an unterschiedlichen Stellen angewendet werden kann, um Reaktionen auf wiederholte Verletzungen zu untersuchen und gefährdete Hirnregionen zu identifizieren.
Insgesamt repliziert das CHILD-Modell klinisches pädiatrisches mSHT und Gehirnerschütterung und dient als Forschungsinstrument, um das Verständnis der pathophysiologischen Eigenschaften des pädiatrischen mSHT zu erleichtern. Obwohl kein Modell jeden Aspekt der Merkmale abdeckt, die in realen TBI-Fällen beschrieben werden, kann dieses Modell viele der offenen Forschungsfragen beantworten, die noch unbeantwortet sind.
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Protokoll
Die Experimente wurden an 2 Standorten reproduziert, der Universität von Bordeaux (Frankreich) und der Universität von Kalifornien Riverside (CA, USA).
In Bordeaux wurden alle Versuche an männlichen und weiblichen P17 C57Bl6J-Mäusen durchgeführt, die in der Tiereinrichtung der Universität gezüchtet wurden. Die ersten Züchter wurden aus einer kommerziellen Quelle gewonnen und unter Standardbedingungen mit einem 12/12-stündigen Dunkel-/Hellzyklus, einer Temperatur von 21 °C ± 1 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 55 % ± 10 % aufgezogen, wobei Futter und Wasser ad libitum bereitgestellt wurden. Die Versuchsverfahren entsprechen den Vorschriften des Tierpflegeausschusses der Universität Bordeaux, den französischen Gesetzen zur Verwendung von Versuchstieren (Zulassung #29324-2021012118549817 v3), den Richtlinien des Europäischen Rates (86/609/EWG) und den ANARRIVE-Richtlinien. Da es sich bei diesem Protokoll um ein mildes Modell eines Schädel-Hirn-Traumas handelt, verursacht es keine Schmerzen oder Belastungen. Als solches ist keine spezifische Schmerzbehandlung außerhalb der regulären Schmerztherapie erforderlich. Die Entwöhnung der Jungtiere (TBI, Shams) war bei P25 wirksam.
In Riverside wurden E13-trächtige weibliche C57Bl6J-Mäuse kommerziell erhalten, und alle Experimente wurden an den resultierenden Würfen sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen Welpen im Alter von P17 durchgeführt. Die Tiere wurden mit einem automatisierten 12/12-Stunden-Dunkel-Hell-Zyklus und einer Temperatur von 21 °C aufgezogen. Muttertiere und Jungtiere hatten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser. Alle Versuchsverfahren wurden von der University of California, Riverside Institutional Animal Care and Use Committee, genehmigt und entsprachen dem Tierschutzgesetz und den Richtlinien des öffentlichen Gesundheitsdienstes. Alle Welpen (TBI, Sham) in dieser Einrichtung wurden auf P21 entwöhnt.
Die Einzelheiten zu den Tieren, Reagenzien und Geräten, die in dieser Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Vorbereitende Schritte
- Um eine Unterkühlung zu vermeiden, erwärmen Sie die Kammer für die Narkoseeinleitung und die Aufwachkäfige im Voraus mit Wärmekissen.
- Stellen Sie das stereotaktische Gerät so ein, dass der Impaktor in einem Winkel von 90° montiert ist.
- Vergewissern Sie sich, dass alle Teile richtig angezogen und gesichert sind und dass der Kolben fest mit dem Prallkörper verschraubt ist.
- Schneiden Sie ein Aluminiumblech zu, das zum stereotaktischen Gerät passt (in diesem Fall 18 cm x 30 cm). Das hier verwendete Aluminium ist in Standard-Aluminiumqualität. Wickeln Sie den stereotaktischen Rahmen mit der Folie ein, um ein Polster zu bilden, auf das das Tier gelegt wird. Sichern Sie die Position und Spannung der Folie mit normalem Laborband, um das Gewicht des Tieres zu tragen.
- Schalten Sie den Impaktregler ein und stellen Sie die Aufprallgeschwindigkeit in Abhängigkeit von der Schwere der Verletzung auf 2 m.s-1 für Grad 1 (G1) oder 3 m.s-1 für Grad 2 (G2) für einen schwereren Aufprall ein (die Änderung dieses Parameters wirkt sich auf die Schwere der Gehirnerschütterung aus).
- Wiegen Sie die Tiere aus. Bei P17 muss das Gewicht der Tiere bei C57Bl6-Mäusen über 5,9 g liegen. Tiere, die unter dieses Gewicht fallen, sind ausgeschlossen.
HINWEIS: In einigen Studien wurden CD1-Mäuse verwendet, und für P17 wurde der Schwellenwert auf über 6,5 g (persönliche Daten) festgelegt.
2. Verfahren bei leichten Schädel-Hirn-Verletzungen bei Jugendlichen
- Betäuben Sie die Maus mit einer 5-minütigen Exposition gegenüber Isofluran. Stellen Sie die Gaszusammensetzung auf ein Gemisch von 2,5 % (in diesem Fall ist der Träger ein synthetisches Luftgemisch mit 21 % Sauerstoff) mit einer Durchflussmenge von 1,5 l/min ein.
HINWEIS: Ab diesem Schritt müssen alle Aktionen schnell durchgeführt werden, da nicht betroffene Tiere innerhalb von 5 Minuten aufwachen. - Positionieren Sie den Mauskopf unter dem Impaktor. Der Welpe sollte in allen Längen ausgebreitet werden. Die Spitze hat einen Durchmesser von 3 mm und ist mit Gummi überzogen, um die Wirkung des Metalls auf den Schädel zu minimieren.
- Senken Sie den Schlagkörper ab, indem Sie den Knopf in die Position Verlängern stellen.
- Senken Sie den Impaktor grob ab und positionieren Sie die Maus so, dass sich der Impaktor genau zwischen den Ohren befindet. Schieben Sie dann die Maus so, dass die Kolbenspitze nach vorne auf das Äquivalent einer Kolbenspitze und eine Kolbenspitze links vom Tier bewegt wird (siehe Abbildung 1).
HINWEIS: Scheintiere werden leicht vom Kolben entfernt positioniert (kein Teil des Tieres darf berührt werden). - Senken Sie den Schlagkörper so ab, dass er den Kopf des Tieres berührt (Abbildung 1E2).
- Stellen Sie den Impaktor auf Einzug (Abbildung 1E3).
- Um die Schwere der Verletzung zu bestimmen, den Kolben für die Güteklasse 1 (G1) um 1 mm nach unten bewegen. Für einen stärkeren Aufprall der Klasse 2 (G2) den Kolben um 3 mm nach unten bewegen (Abbildung 1E4).
- Legen Sie die Verweilzeit unabhängig vom Schweregrad auf 0,1 s fest (das Ändern dieses Parameters wirkt sich nicht auf den Schweregrad der Gehirnerschütterung aus).
- Drücken Sie Impact auf dem rechten Knopf (Abbildung 1E5).
- Stellen Sie den linken Knopf schnell in die Aus-Position, damit das System nicht überhitzt. Weitere Informationen finden Sie im Flussdiagramm (Abbildung 2).
Abbildung 1: Positionierung der Impaktorspitze. (A) Die Impaktorspitze wird zunächst auf der Mittellinie zwischen den Ohren positioniert. (B) Die Spitze wird dann um 3 mm nach vorne verschoben (entspricht einem Spitzendurchmesser). (C) Zum Schluss wird die Kolbenspitze auf der linken Seite der Maus um 3 mm verschoben. (D,E) Mögliche Positionen der Impaktorspitze in Bezug auf den Magnetzylinder. (D) Der Schlagkörper hat 3 Positionen in Bezug auf den Kolbenkörper (neutral, eingefahren oder ausgefahren/Schlag) mit einem Abstand von 5 mm zwischen ihnen. (E) Positionen der Schlagkörperspitze in Bezug auf die Schädeloberfläche in den verschiedenen Phasen des Eingriffs. (1) Position des Schlagkörpers in der neutralen Stellung; (2) Der Kolben wird so bewegt, dass er den Schädel des Tieres sanft berührt (Schritt 2.5); (3) Der Schlagkörper wird dann auf Einfahren eingestellt (Schritt 3.6); (4) Der gesamte Körper des Schlagkörpers wird um x mm nach unten bewegt (Schritt 2.7). Für die Sorte G1 eine Schlaggeschwindigkeit (y) von 2 m.s-1 mit einer Tiefe von 1 mm (x) für G1 oder eine Schlaggeschwindigkeit (y) von 3 m.s-1 mit einer Tiefe von 3 mm (x) für G2. (5) Sobald der Hebelstoß gedrückt wird, bewegt sich die Schlagkörperspitze während der Verweilzeit mit einer y-Geschwindigkeit unter die Schädeloberfläche, wenn sie wieder in die neutrale Position zurückkehrt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: CHILD-Flussdiagramm. Flussdiagramm, das die Schritte zur Induktion von CHILD bei PND17-Mäusen detailliert beschreibt, farbcodiert, um verschiedene Phasen der Gehirnerschütterungsinduktion zu kennzeichnen. Zu den Fotos des Aufbaus gehören (A) der gesamte CHILD-Induktionsaufbau (das Anästhesiegerät ist nicht sichtbar), einschließlich des Aufprallreglers, des stereotaktischen Geräts mit dem Impaktor und der Spitze, die über einer gespannten Alufolie positioniert sind, und der Aufwachbox, die sich auf einem Heizkissen befindet. (B) Gummi-Schlagspitze (3 mm) mit Skala. (C) Die stereotaktische Vorrichtung mit Zinnfolie, die über den stereotaktischen Rahmen gespannt ist, und dem Schlagmagneten, bei dem die Schlagspitze über der Folie positioniert ist. (D) Rückgewinnungskammer, die auf dem Wärmekissen sitzt. (E) Der Prallregler mit zwei Steuerschaltern, hervorgehoben wie im Flussdiagramm (rotes Kästchen = ausfahren/einfahren/ausschalten; violettes Kästchen = Aufprallumschalter). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
3. Nachsorge nach einem Trauma
HINWEIS: Die folgenden Schritte können für die Offline-Analyse auf Video aufgezeichnet werden, so dass der Experimentator CHILD an mehreren Tieren hintereinander durchführen kann. Nichtsdestotrotz sollte das Wohlergehen der Tiere regelmäßig und wiederholt bewertet werden.
- Notieren Sie die Dauer der Apnoe, falls vorhanden (unmittelbar nach dem Aufprall) und ob es während des Aufpralls zu einer Kopfdrehung kam.
- Positionieren Sie die Maus auf der rechten Flanke in einem Bergungskäfig.
- Notieren Sie sich die Aufrichtzeit der Maus (Aufbäumen auf 4 Beinen) und die Zeit der Wiederaufnahme eines Erkundungsverhaltens. In der Regel wachen Scheinmäuse innerhalb von 3-4 Minuten auf und nehmen 3-4 Minuten später ein Erkundungsverhalten wieder auf (Abbildung 3). CHILD-Mäuse wachen innerhalb von 7-12 Minuten nach dem Aufprall auf (Abbildung 3A) und setzen die Erkundung innerhalb von 12-18 Minuten nach dem Aufprall fort (Abbildung 3B), je nach Geschlecht und Schwere des Aufpralls (Abbildung 3A,B).
HINWEIS: Wenn das betroffene Tier sein Erkundungsverhalten nicht innerhalb von 30 Minuten wieder aufnimmt, wird das Tier ausgeschlossen. - Sobald sie vollständig genesen sind, bringen Sie die Tiere in ihren Heimatkäfig zurück. Zu diesem Zeitpunkt sollte das Verhalten von Schein- und KINDERMÄUSEN (Schweregrad G1 oder G2) genau ähnlich sein, und Tiergruppen sollten innerhalb des Wurfes nicht unterscheidbar sein.
HINWEIS: Die Tiere können bis zu 18 Monate nach der Verletzung14 unter den zu Beginn der Methoden angegebenen Bedingungen gehalten werden. Die Bewertung der Verhaltensergebnisse kann mit einer Reihe von Tests in Verbindung mit MRT-Messungen, Miniskop-Bildgebung, Histologie und Immunhistochemie durchgeführt werden12. Die Immunhistochemie für GFAP und NeuN kann zu einem frühen Zeitpunkt verwendet werden, um das Modell und das Vorhandensein von Gewebeveränderungen zu validieren.
4. Immunhistochemie
HINWEIS: Einen Tag nach der Verletzung wurden Tiere aus der G2- und der Scheingruppe (n = 4 Mäuse für G2 und n = 4 für Sham) anästhesiert und transkardial mit 4 % Paraformaldehyd (PFA) perfundiert, das in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) 0,1 M, pH 7,4 bei 4 °C hergestellt wurde. Die Gehirne wurden10 aus dem Schädel entnommen und über Nacht in die gleiche PFA-Lösung getaucht und dann vor dem Schneiden mit Natriumazid (0,1%) auf PBS übertragen. Anschließend wurden Koronale Schnitte mit Hilfe eines Vibratoms in 50 μm Dicke präpariert. Für eine lange Lagerung wurden die Schnitte bis zur Verwendung in kryoprotektives Medium (30 % Ethylenglykol und 20 % Glycerin in PBS) bei -20 °C gelegt. Um den Einfluss der Gehirnerschütterung auf die Gliose und den neuronalen Verlust des Gehirns zu charakterisieren, wurde eine Immunhistochemie durchgeführt, die auf GFAP und NeuN abzielt, wie hier unten beschrieben.
- Waschen Sie die Gehirnabschnitte 4 Mal für 10 Minuten in PBS.
- Die Schnitte werden 10 min lang bei Raumtemperatur (RT) in Blockierlösung (1 % BSA, 0,3 % Triton X-100 in PBS) übertragen.
- Inkubieren Sie die Schnitte über Nacht bei 4 °C mit den folgenden Primärantikörpern, die in Blockierungslösung verdünnt sind: Hühner-Anti-GFAP (1:3000) und Kaninchen-Anti-NeuN (1:500).
- Die Scheiben 4 Mal für 10 min in PBS unter Rühren waschen.
- Übertragen Sie dann die Abschnitte in eine Blockierungslösung, die die sekundären fluoreszierenden Antikörper enthält, verdünnt 1:1000 für 1 h bei RT, Alexa-Fluor-488-nm Ziegen-Anti-Kaninchen und Alexa-Fluor-568-nm Ziegen-Anti-Huhn.
- Waschen Sie dann die Abschnitte 4 Mal für 10 min in PBS unter Rühren.
- Montieren Sie die Abschnitte mit einem Montagemedium auf Dias und fügen Sie ein Deckglas hinzu. Halten Sie die Dias bis zur Bildaufnahme bei 4 °C.
- Erfassen Sie Immunfluoreszenz mit einem Epifluoreszenzmikroskop und einer Mikromanager-Software. Verwenden Sie ein Stitching-Plugin mit einer 10-fachen Linse, um gekachelte Bilder von ipsilateralen und kontralateralen Hemisphären zu erhalten.
HINWEIS: Negativkontrollfärbungen, bei denen der Primärantikörper oder Sekundärantikörper weggelassen wurde, zeigten keine nachweisbare Markierung. Für eine detailliertere Bildanalyse kann die Fiji-Software15 verwendet werden, um die Immunfärbeparameter in verschiedenen interessierenden Regionen16 zu quantifizieren.
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Ergebnisse
Das CHILD-Modell ist ein relativ schnelles und reproduzierbares Modell des mTBI bei pädiatrischen Mäusen, das auch Variationen in Schweregrad und Lokalisation zulässt. Die CHILD-Mäuse zeigten erwartungsgemäß signifikant längere Erholungszeiten nach einer geschlossenen Kopfverletzung (Abbildung 3). Bei der Aggregation von Kohorten (n = 36 weibliche Scheine, n = 140 männliche Scheine, n = 30 weibliche G1, n = 55 männliche G1, n = 32 weibliche G2, n = 141 männliche G2) wurde eine Verzögerung de...
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Diskussion
Kritische Schritte im Protokoll
Das hier beschriebene CHILD-Protokoll erfordert die Verwendung eines elektromagnetischen Impaktors (Abbildung 2A), der (1) die Aufprallparameter (Geschwindigkeit, Tiefe, Dauer) standardisiert, (2) die Reproduzierbarkeit innerhalb und zwischen Laboratorien gewährleistet und (3) leicht kommerziell verfügbar ist. Eine weitere kritische Komponente ist die Schlagspitze, die auf den Kopf des Nagetiers trifft. Es ...
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Offenlegungen
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Danksagungen
Dieses Methodenpapier wurde finanziert von Eranet Neuron Neuvasc (Badaut), Agence Nationale de la Recherche Nanospace (Badaut), CNRS IRP IINOVAtion (Badaut) und NIH NINDS Grant No. 1R01NS119605 (Obenaus, Badaut) und 1RF1NS138032 (Obenaus, Territo). Abbildung 1 wird mit BioRender.com erstellt.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| BSA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | A7030 | |
| C57Bl6J Mäuse | Charles River Laboratorium Frankreich CRLF 9 Alle. Moulin Berger, 69130 É cully, Frankreich | Bordeaux | |
| Elektromagnetischer Impaktor | Leica Biosystems, Richmond, IL USA | Impact One stereotaktischer Impaktor | |
| Epifluoreszenzmikroskop | Olympus, BX41, Center Valley, PA | ||
| Ethylenglykol | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | 102466 | |
| GFAP-Primärantikörper | Millipore, Billerica, MA | AB5541 | Hühner-Anti-GFAP |
| GFAP-Sekundärantikörper | Molecular Probes, Invitrogen | A11034 | Ziegen-Anti-Kaninchen AlexaFluor 488 |
| Glycerol | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | G5516 | |
| Hochleistungs-Aluminiumfolie | Kirkland | RK611 | bezogen bei Cosco |
| Micromanager Software | (NIH, USA | ||
| NeuN Primärantikörper | AbCam, Discovery Drive, Cambridge Biomedical Campus, Cambridge, CB2 0AX, UK | AB128886 | Kaninchen Anti-NeuN |
| NeuN Sekundärantikörper | Molekulare Sonden, Invitrogen | A11041 | Ziegen Anti-Hühner AlexaFluor 568 |
| PBS | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | P5493 | |
| PFA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | 1.04003 | |
| Natriumazid | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | 26628-22-8 | |
| Stereotaktischer Rahmen - Basis | KOPF Instrumente 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 900-C | |
| Stereotaktischer Rahmen - Elektrodenmanipulator | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 960 | |
| Stereotaktischer Rahmen - u-Rahmen | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 900-U | |
| Triton x-100 | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l. 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Frankreich | X100 | |
| Vectashield | Vector laboratories | H-1000-10 | Eindeckmedium |
| Vibratome | Leica Biosystems, Richmond, IL USA | VTS1000 | |
| Jackson Labor The Jackson Laboratory 600 Main Street Bar Harbor, ME USA 04609 | UCR |
Referenzen
- Dewan, M. C., et al. Estimating the global incidence of traumatic brain injury. J Neurosurg. 130 (4), 1080-1097 (2018).
- Rivara, F. P., et al. Persistence of disability 24 to 36 months after pediatric traumatic brain injury: a cohort study. J Neurotrauma. 29 (15), 2499-2504 (2012).
- Fesharaki-Zadeh, A., Datta, D. An overview of preclinical models of traumatic brain injury (TBI): Relevance to pathophysiological mechanisms. Front Cell Neurosci. 18, (2024).
- Panchenko, P. E., Hippauf, L., Konsman, J. P., Badaut, J. Do astrocytes act as immune cells after pediatric TBI. Neurobiol Dis. 185, 106231(2023).
- Kochanek, P. M., Wallisch, J. S., Bayır, H., Clark, R. S. B. Pre-clinical models in pediatric traumatic brain injury-challenges and lessons learned. Childs Nerv Syst. 33 (10), 1693-1701 (2017).
- Smith, A. M., Grayson, B. E. A strike to the head: Parallels between the pediatric and adult human and the rodent in traumatic brain injury. J Neurosci Res. 102 (7), e25364(2024).
- McNamara, E. H., Grillakis, A. A., Tucker, L. B., McCabe, J. T. The closed-head impact model of engineered rotational acceleration (CHIMERA) as an application for traumatic brain injury pre-clinical research: A status report. Exp Neurol. 333, 113409(2020).
- Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed-head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Rodriguez-Grande, B., et al. Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury. Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).
- Ichkova, A., et al. Early cerebrovascular and long-term neurological modifications ensue following juvenile mild traumatic brain injury in male mice. Neurobiol Dis. 141, 104952(2020).
- Badaut, J., et al. Endocannabinoid-mediated rescue of somatosensory cortex activity, plasticity and related behaviors following an early in life concussion. bioRxiv. , (2024).
- Leyba, K., et al. Neurovascular hypoxia after mild traumatic brain injury in juvenile mice correlates with heart-brain dysfunctions in adulthood. Acta Physiol. 238 (2), e13933(2023).
- Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
- Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Clément, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
- Drieu, A., et al. Persistent neuroinflammation and behavioural deficits after single mild traumatic brain injury. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (12), 2216-2229 (2022).
- Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
- Ryan, E., et al. Traumatic brain injury in children: Glial fibrillary acidic protein and clinical outcomes. Pediatr Emerg Care. 38 (3), e1139-e1142 (2022).
- Czeiter, E., et al. Blood biomarkers on admission in acute traumatic brain injury: Relations to severity, CT findings and care path in the CENTER-TBI study. EBioMedicine. 56, 102785(2020).
- Edwards, K. A., et al. Serum GFAP, NfL, and tau concentrations are associated with worse neurobehavioral functioning following mild, moderate, and severe TBI: A cross-sectional multiple-cohort study. Front Neurol. 14, 1223960(2023).
- Smith, A. M., et al. High-fat diet consumption negatively influences closed-head traumatic brain injury in a pediatric rodent model. Exp Neurol. 379, 114888(2024).
- Hunniford, V. T., et al. A systematic assessment of preclinical multilaboratory studies and a comparison to single laboratory studies. eLife. 12, e76300(2023).
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