Methodenartikel

In situ Isolierung und Kultivierung von widerspenstigen Bodenbakterien mit Hilfe eines Isolation Chips (iChip)

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DOI:

10.3791/67692

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6. August 2025

 ,  , ADSB-2024 Participant Cohort,  , 
1Department of Bioscience and Bioengineering, Indian Institute of Technology-Jodhpur, 2Department of Microbiology, Molecular Genetics, and Immunology, University of Kansas Medical Center

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt das Design und die Verwendung eines Isolationschips (iChip) für die In-situ-Kultivierung von widerspenstigen Bodenmikroben in ihrer natürlichen Umgebung. Sie beschreibt auch die in situ Kultivierung von antimikrobiell produzierenden Bodenbakterien. Das Protokoll kann angepasst werden, um Bakterien aus verschiedenen Nischen mit anderen wünschenswerten Eigenschaften zurückzugewinnen.

Zusammenfassung

Ökosysteme beherbergen Millionen von Umweltmikroben, von denen einige in der Lage sind, biotechnologisch relevante Produkte wie Enzyme, Vitamine, Aminosäuren, organische Säuren, antiparasitäre Wirkstoffe und antimikrobielle Wirkstoffe herzustellen. Die meisten dieser Umweltbakterien gelten als "nicht kultivierbar", da die Laborkultivierungsmethoden ihre ernährungsphysiologischen/ökologischen Anforderungen nicht erfüllen. Darüber hinaus können sie, da sie in der Natur nebeneinander existieren, auch von einem Nährstoff/Metaboliten abhängig sein, der von einem anderen Mitglied der mikrobiellen Gemeinschaft produziert wird. Das Einbringen der "unkultivierten" mikrobiellen Vielfalt in die Kultur bietet die Möglichkeit, die breite Palette bioaktiver Produkte zu erforschen, die sie kodieren können. Dieser Artikel beschreibt die Implementierung der iChip-Technologie, einer Mehrkanal-Diffusionskammer, die für eine In-situ-Kultivierung von "unkultivierbaren" Bakterien mit hohem Durchsatz entwickelt wurde. Angesichts der globalen Bedrohung durch antimikrobielle Resistenzen bietet der Artikel ein detailliertes Protokoll für die In-situ-Kultivierung und Rückgewinnung von Isolaten aus der mikrobiellen "dunklen Substanz", die in der Lage sind, antimikrobielle Wirkstoffe zu produzieren. Dieses Protokoll beschreibt die Schritte, die von der Entnahme der Bodenproben bis zur Rückgewinnung der Isolate reichen, und zeigt die plausiblen Faktoren auf, die den Erfolg der Isolierung beeinflussen können. Der Einsatz dieser Technologie erleichtert nicht nur die Isolierung von ansonsten "unkultivierbaren" Bakterien für die Entdeckung von Antibiotika, sondern ermöglicht es den Forschern auch, in die komplexe Bodenökologie einzutauchen, die dann für eine Vielzahl anderer Anwendungen genutzt werden kann.

Einleitung

Reichhaltige Repositorien von bisher unerforschten Mikroben existieren in natürlichen Umgebungen wie Böden, Gewässern und extremen Umgebungen. Es ist jedoch eine Herausforderung, diese enorme Artenvielfalt an Mikroben zu erschließen, da die meisten von ihnen mit herkömmlichen Labormedien und -methoden nicht einfach kultiviert werden können. Die große Plattenzahlanomalie beschreibt dieses Phänomen und unterstreicht die unterschiedliche Anzahl von Mikroorganismen, die visuell beobachtet werden können, im Vergleich zu denen, die in Nährmedien wachsen1. Die Umgehung dieser Barriere und der Zugang zu der unkultivierbaren Vielfalt von Mikroben und ihren Produkten könnte möglicherweise verschiedene biotechnologische Bedürfnisse erfüllen.

So ist beispielsweise die Entwicklung von Antibiotikaresistenzen zu einer Bedrohung für die globale öffentliche Gesundheit geworden. Große Pharmakonzerne zögerten, die Entdeckung neuer antimikrobieller Wirkstoffe voranzutreiben, was dazu führte, dass die Entdeckungsrate im Vergleich zur Häufigkeit des Auftretens von Resistenzen gegen bestehende Antibiotika zurückging 2,3. Daher besteht ein dringender Bedarf an der Entdeckung neuartiger antimikrobieller Wirkstoffe4. Da sich mikrobielle Gemeinschaften parallel oder in Konkurrenz5 entwickelt haben, haben sie das Potenzial entwickelt, neuartige chemische Verbindungen zu produzieren, die ihre Überlebenschancen verbessern. Die enorme Vielfalt von Umweltmikroben und ihren Produkten ist bisher nicht vollständig erforscht, da traditionelle laborkulturbasierte Methoden oft zur Isolierung ähnlicher, bekannter Mikroben führen. Dies liegt daran, dass herkömmliche Nährmedien und -methoden auf die Kultivierung von für den Menschen relevanten Mikroben ausgerichtet sind und die natürliche Umgebung nicht nachahmen. Die Entwicklung von Nährmedien für die Kultivierung von Umweltmikroben ist eine Herausforderung, da das Wachstum einiger Arten verschiedene Nährstoffe erfordern kann, die oft von anderen Mikroben in der Umgebung produziert werden, und spezifische Umweltbedingungen.

Um dieses Problem anzugehen und Umweltmikroben in situ zu kultivieren, wurden zunächst Diffusionskammern entwickelt6. Die Diffusionskammer ist ein O-Ring aus Edelstahl. Der Raum innerhalb des Rings wird mit Agar gefüllt, der mit einer geeigneten Probenverdünnung besiedelt wurde. Die Ober- und Unterseite des Rings werden dann mit Polycarbonatmembranen abgedichtet, die die Diffusion von aus dem Boden gewonnenen Nährstoffen und Metaboliten ermöglichen und gleichzeitig das Eindringen anderer Mikroben in die Kammer6 verhindern. Nach der Aussaat wird die Platte in die Umgebung gestellt, aus der die Probe entnommen wird, um eine In-situ-Kultur zu ermöglichen. Die Diffusionskammer war hocheffizient und führte zur Kultivierung zahlreicher zuvor nicht kultivierbarer Mikroben. Das O-Ring-Design mit Agar wurde jedoch mühsam und durchsatzarm, was einen Problemraum für weitere Innovationen offen ließ6. Bald darauf wurde ein Isolationschip (iChip) entwickelt, der in der Lage war, in situ zu kultivieren und gleichzeitig Reinkulturen mit hohem Durchsatz zu gewinnen7. Dieses Design ist konzeptionell identisch mit einer Diffusionskammer, besteht jedoch aus mehreren Kanälen, wobei jeder Kanal als unabhängige Diffusionskammer fungiert, was eine potenzielle Rückgewinnung einer einzelnen Mikrokolonie aus jeder Kammerermöglicht 8. Die Neugestaltung des Designs der Diffusionskammer verbesserte den Durchsatz der Technologie erheblich und ermöglichte die Isolierung und Kultivierung einer größeren Artenvielfalt von Taxa aus Boden, Meerwasser9, heißen Quellen10 usw. Teixobactin, ein kürzlich beschriebenes Antibiotikum, wurde nach der oben beschriebenen Technologie entdeckt11. Es wies einen neuartigen Mechanismus der antimikrobiellen Wirkung auf und erwies sich als tödlich gegen Krankheitserreger, die invasive Infektionen verursachen, was zeigt, dass die Hochdurchsatzisolierung von Mikroben aus mikrobieller "dunkler Materie" mit dieser Technologie effizient für die Entdeckung biotechnologisch relevanter Naturstoffe optimiert werden kann12.

Dieser Artikel dient als Verfahrensleitfaden für die effektive Implementierung dieser Hochdurchsatztechnologie für die in situ Kultivierung und Rückgewinnung von antimikrobiell produzierenden widerspenstigen Bakterien aus mikrobieller "dunkler Materie" im Boden. Das Protokoll beschreibt das Design eines Isolationschips, die Entnahme von Proben, die Probenvorbereitung, die Aussaat, die Inkubation und die Rückgewinnung. Obwohl das vorgestellte Protokoll die In-situ-Kultivierung von Mikroben aus dem Boden zeigt, kann diese leicht für die In-situ-Kultivierung von Mikroben aus jeder Umgebung angepasst werden. Die Hochdurchsatzfähigkeiten dieser Technologie könnten die Wahrscheinlichkeit erhöhen, neue Mikroben zu entdecken und ihr biosynthetisches Potenzial für verschiedene biotechnologische Anwendungen zu nutzen.

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Protokoll

1. Design und 3D-Druck

  1. Wählen Sie das Design und die Größe basierend auf der Art der Probe, dem Volumen pro Diffusionskammer, den Abmessungen der zu verwendenden Membran und dem erforderlichen Durchsatz (Anzahl der Diffusionskammern).
    HINWEIS: Die Dicke der mittleren Platte und der Durchmesser jedes Kanals bestimmen das Volumen jeder zylindrischen Diffusionskammer. Die Größe hängt von der Anzahl der einzelnen Diffusionskammern ab, die untergebracht werden sollen, und die Abmessungen der Membran hängen direkt von der Anzahl der abgedeckten Diffusionskammern ab (Abbildung 1).
  2. Verwenden Sie die Option "Formen einfügen " in einem beliebigen Präsentationssoftwareprogramm, um Kreise mit den erforderlichen Abmessungen einzufügen, die als iChip dienen sollen. Fügen Sie kleinere Kreise ein, um die Kanäle darzustellen. Ordnen Sie die kleineren Kreise im gewünschten Muster an, um einen Vorentwurf für die Ober-/Unterseite und die mittlere Platte vorzubereiten. Wählen Sie den Entwurf aus und verwenden Sie das Kontextmenü, um den vorläufigen Entwurf als Bild zu speichern.
  3. Beginnen Sie mit dem Vorentwurf als Vorlage und beginnen Sie mit der Erstellung eines 2-dimensionalen (2D) Entwurfs mit Hilfe von CAD-Software (Computer Aided Design).
    1. Fügen Sie im Menü Skizze vordefinierte Formen, hauptsächlich Kreise, ein, um das Grunddesign für die Platten und die Anordnung der Kanäle zu erstellen.
    2. Verwenden Sie die Bemaßungsoption, um die tatsächlichen Abmessungen der Platten und Kanäle festzulegen. Klicken Sie auf OK , um das Design fertigzustellen, und verwenden Sie dann die Extrusionsfunktion, um das 2D-Design in ein 3D-Modell mit der gewünschten Dicke umzuwandeln.
    3. Verwenden Sie abschließend das Dateimenü Speichern , um eine Kopie des 3D-Modells im Stereolithographie-Dateiformat (STL) zu speichern, das für den 3D-Druck kompatibel ist.
  4. Wählen Sie das Material für den Druck basierend auf der gewünschten Anwendung unter Berücksichtigung von Faktoren wie der bevorzugten Sterilisationsmethode und dem Pflanzort. Wählen Sie beispielsweise ein temperaturbeständiges Material, wenn das Autoklavieren zur Sterilisation verwendet wird oder wenn sie an einem Ort mit hohen Temperaturen gepflanzt werden.
    HINWEIS: Der 3D-Druck für dieses Experiment wurde mit einem keramikähnlichen Material durchgeführt, das hohen Temperaturen von bis zu 268 °C standhält und daher autoklavierbar ist.
  5. Wählen Sie ein geeignetes 3D-Druckverfahren, abhängig von den Abmessungen (Detail und Auflösung) und dem verwendeten Material.
    HINWEIS: Beim 3D-Druck mit Stereolithographie, einem additiven Fertigungsverfahren, können komplizierte Strukturen erzeugt werden, indem ein duroplastisches Harz mit einem ultravioletten (UV) Laser ausgehärtet wird. Die Stereolithografie kann mit verschiedenen Materialien eingesetzt werden und ermöglicht hervorragende Oberflächengüten und eine hohe Detailauflösung.

2. Entnahme von Bodenproben

  1. Laden Sie eine mobile Geokodierungsanwendung herunter und installieren Sie sie, die die Identifizierung von 3 m x 3 m großen Standorten auf der ganzen Welt ermöglicht, indem eine eindeutige 3-Wörter-Adresse für die Website aus einem beliebigen mobilen App-Store bereitgestellt wird. Identifizieren Sie einen Ort für die Entnahme von Bodenproben. Öffnen Sie dann die mobile Geokodierungsanwendung, um die Site of Interest und ihre eindeutige Adresse mit drei Wörtern zu identifizieren.
  2. Notieren Sie die eindeutige Drei-Wörter-Adresse, das Datum, die Uhrzeit, die Tiefe, in der die Probe entnommen werden soll, die Wetterbedingungen, die Pflanzen- und Tierwelt in der Nähe, die Exposition der Stelle und die Temperatur der Stelle (Oberfläche und Untergrund in der gewünschten Tiefe).
    HINWEIS: Der Boden kann pathogene Bakterien enthalten. Verwenden Sie daher geeignete persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Laborkittel usw.) und befolgen Sie Protokolle, die für die Biosicherheitsstufe 2 geeignet sind. Minimieren Sie den Kontakt, um eine Kontamination und Exposition der Probe zu vermeiden. Desinfizieren Sie die Arbeitsfläche vor und nach dem Umgang mit Bodenproben.
  3. Dekontaminieren Sie die Schaufel, indem Sie sie mit 70% Ethanol besprühen und sauber wischen. Dekontaminieren Sie die Styroporbox, in der die Erde gesammelt werden soll, indem Sie sie mit 70% Ethanol besprühen und sauber wischen. Lassen Sie das restliche Ethanol vollständig austrocknen, bevor Sie fortfahren.
    HINWEIS: Obwohl bei diesem Protokoll eine Styroporbox verwendet wird, um die Probe zu entnehmen und die Inkubation durchzuführen, können auf Wunsch auch Alternativen wie Glas- und Metallbehälter verwendet werden.
  4. Entfernen Sie pflanzliches Material, Laubstreu und/oder Steine von der Oberfläche, um den Mutterboden freizulegen. Dekontaminieren Sie die Schaufel wieder wie zuvor, räumen Sie den Mutterboden aus und beurteilen Sie den Boden in einer Tiefe von 3-6 Zoll unter der Oberfläche. Verwenden Sie ein Lineal, um die Tiefe von der Oberfläche aus zu messen. Sammeln Sie mit der oberflächensterilisierten Schaufel 4-5 kg Erde aus der gewünschten Tiefe in die Styroporbox.
  5. Verschließen Sie die Box mit einem Deckel. Wenn mehr als eine Probe entnommen werden soll, dekontaminieren Sie die Schaufel zwischen zwei Probenahmestellen, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. Sobald alle Proben entnommen wurden, transportieren Sie die Proben sofort zurück ins Labor.

3. Probenvorbereitung für die Aussaat

  1. Wiegen Sie aus der entnommenen Bodenprobe 1 g Erde frei von Ablagerungen, Steinen und Laubstreu in ein steriles 50-ml-Zentrifugenröhrchen mit 10 ml steriler Kochsalzlösung.
    HINWEIS: Bewahren Sie einen Teil der Bodenprobe auf, da Glycerin13,14 bei -80 °C enthält, um die native mikrobielle Population für zukünftige Anforderungen zu erhalten.
  2. Mischen Sie den Boden mit der Kochsalzlösung, indem Sie ihn ca. 10 s lang vortexen, um eine Bodenaufschlämmung zu erhalten. Lassen Sie das Zentrifugenröhrchen 5 Minuten lang ungestört, damit sich die großen Bodenpartikel im Röhrchen absetzen können. Übertragen Sie dann die überstehende Bodensuspension vorsichtig in ein frisches Reagenzglas, das mit "S" gekennzeichnet ist.
  3. Unter Verwendung der Bodensuspension als unverdünnte Probe wird eine serielle Verdünnung durchgeführt, indem 1 ml der Probe in einem frischen Röhrchen in 9 ml sterile Kochsalzlösung überführt wird. Bereiten Sie Verdünnungen von 10-1 bis 10-5 vor.
    HINWEIS: Die Keimzahl der verdünnten Bodensuspensionen auf nicht-selektiven Medien kann einige Einblicke in die Dichte der Bakterien in der Probe geben, die zur Auswahl der geeigneten Verdünnung für die Aussaat verwendet werden können. Beachten Sie jedoch, dass es sich hierbei nur um eine Schätzung der in der Probe vorhandenen kultivierbaren Bakterien handelt.

4. Aussaat und Montage

  1. In einer Biosicherheitswerkbank dekontaminieren Sie die obere Platte, die untere Platte und die mittlere Platte, indem Sie 10 Minuten lang in 70 % Ethanol einweichen. Spülen Sie das überschüssige Ethanol ab, indem Sie die Platten mit sterilem entionisiertem Wasser waschen und in einer sterilen Petrischale an der Luft trocknen lassen.
  2. Legen Sie die mittlere Platte in eine sterile Petrischale, bereit für die Aussaat. Schmelzen Sie dann das SMS-Agar-Medium in einer Mikrowelle, lassen Sie es abkühlen und geben Sie 22,5 mL SMS-Agar bei 45 °C in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen.
  3. Zu dieser werden 2,5 mL einer geeigneten Verdünnung der Bodenprobe hinzugefügt und durch sanfte Inversion gut gemischt, wobei das Einbringen von Luftblasen vermieden wird.
    HINWEIS: Wählen Sie eine geeignete Verdünnung für die Aussaat. Um eine endgültige Aussaatdichte wie bei der 10-4-Verdünnung zu erreichen, wählen Sie die 10-3-Suspension , da die Probe in dem für die Aussaat verwendeten Medium weiter 10-fach verdünnt wird.
    1. Wählen Sie die Aussaatverdünnung, um 1 Zelle pro Kammer zu immobilisieren, die sich dann in situ zu einer Kolonie entwickeln kann.
      HINWEIS: Destilliertes Wasser kann auch anstelle von SMS-Medium verwendet werden, um die Bodenumgebung nachzuahmen und das Wachstum von Mikroorganismen zu ermöglichen, die nur unter solchen Bedingungen wachsen. Optional können dem Saatmedium auch Antimykotika wie Cycloheximid zugesetzt werden, um Pilzwachstum zu vermeiden.
  4. Gießen Sie langsam 3-4 mL des gesäten SMS-Agar-Mediums über die mittlere Platte, wobei die gesamte Oberfläche bedeckt ist. Lassen Sie dann das SMS-Agar-Medium ca. 5-10 min aushärten. Prüfen Sie, ob das SMS-Agar-Medium eingestellt ist. Kratzen Sie dann mit einer sterilen Rasierklinge das überschüssige SMS-Agar von der Oberfläche der Platte ab, wobei die Agar-Pfropfen in den einzelnen Diffusionskammern zurückbleiben.
  5. Nachdem Sie die Schutzfolie von einem der 0,03 μm Polycarbonat-Membranfilter entfernt haben, legen Sie sie vorsichtig mit einer sterilen Pinzette auf die Innenseite der Deckplatte. Platzieren Sie dann mit einer sterilen Pinzette einen weiteren 0,03 μm Polycarbonat-Membranfilter auf der freiliegenden Seite der ausgesäten Mittelplatte.
  6. Platzieren Sie die obere und untere Platte, indem Sie die mittlere Platte und die Polycarbonatmembranen einklemmen, und achten Sie darauf, die Schraubenlöcher in allen Platten auszurichten, um die Montage abzuschließen (Abbildung 1B). Ziehen Sie die Schrauben und Muttern fest, um die Montage zu sichern.
    HINWEIS: Es empfiehlt sich, einen Kontroll-iChip mit nur sterilem SMS-Agar ohne Aussaat parallel zu montieren und ihn zusammen mit dem ausgesäten Agar in die Erde zu pflanzen, um die Versiegelung zu überprüfen. Dies würde den möglichen Eintrag von Mikroben aus der Umwelt ausschließen und als Negativkontrolle wirken.

5. In-situ-Anbau und -Rückgewinnung

  1. Erzeugen Sie mit einer sterilen Schaufel eine Vertiefung, die größer als die Größe des iChips ist, in der Erde, die in der Styroporbox gesammelt wird. Platzieren Sie die Baugruppe senkrecht in der Vertiefung und packen Sie sie fest mit Erde, so dass alle Oberflächen vollständig bedeckt sind. Lassen Sie dann eine In-situ-Kultur für die gewünschte Dauer von 2-4 Wochen zu. Verwenden Sie während der Inkubation steriles destilliertes Wasser, um den Boden regelmäßig zu befeuchten, um zu verhindern, dass die ausgesäten SMS-Agar-Pfropfen in den Diffusionskammern austrocknen.
    HINWEIS: Wenn Sie die Baugruppe in einer vertikalen Position platzieren, wird ein kontinuierliches Eindringen von Wasser durch die Diffusionskammern während der regelmäßigen Bodenbefeuchtung verhindert, wie es bei horizontaler Bepflanzung der Fall sein kann.
  2. Nach der gewünschten Inkubation entfernen Sie vorsichtig die Erde um den gepflanzten iChip, um sie zurückzugewinnen. Waschen Sie es dann mit steriler Kochsalzlösung, um anhaftende Schmutzpartikel zu entfernen, und überführen Sie es zur weiteren Verarbeitung in eine Biosicherheitswerkbank.
  3. Lösen Sie die Schrauben und Muttern von der Baugruppe. Zerlegen Sie es dann vorsichtig. Entfernen Sie mit einer sterilen Pinzette die Polycarbonatmembranen und geben Sie die mittlere Platte in die vorbereitete Petrischale.
  4. Verwenden Sie sterile Holzapplikatoren, um die einzelnen Agarpfropfen in jeder Diffusionskammer zu gewinnen. Impfen Sie die Agarstopfen in geeignete Medien wie SMS-Agar oder 0,1x tryptische Sojabrühe-Agar, um die Laborkultivierung zu versuchen.
    HINWEIS: Kultivierte Isolate können dann mit Routinemethoden wie Agar-Overlay15 auf die antimikrobielle Produktion untersucht werden.
  5. Alternativ können die geborgenen Agarpfropfen, die in situ kultivierte, widerspenstige Bodenbakterien enthalten, gefärbt und abgebildet werden, um das Wachstum von Mikrokolonien unter in-situ-Bedingungen zu bestätigen.
    HINWEIS: Um die Empfindlichkeit der Detektion zu erhöhen, kann der zerkleinerte Agarpfropfen auch mit Fluoreszenzfarbstoffen gefärbt werden, die Bakterien färben können, gefolgt von einer Fluoreszenzmikroskopie.

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Ergebnisse

Der in diesem Protokoll verwendete iChip wurde wie in Abbildung 1 gezeigt entworfen, 3D-gedruckt und zusammengebaut. Die Übersicht über das beschriebene Protokoll ist in Abbildung 2 dargestellt. Die für das Experiment verwendete Bodenprobe wurde auf dem Campus des IIT Jodhpur in Rajasthan, Indien, entnommen. Die eindeutige Drei-Wörter-Adresse des Standorts lautete "communicate.supervising.recurrence". Der gewählte Standort war eine semi-aride Zone mit einer Temp...

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Diskussion

Die zahlreichen einzigartigen Lebensräume auf der Erde beherbergen unterschiedliche mikrobielle Gemeinschaften, die eine enorme Vielfalt repräsentieren. Dies bleibt unerforscht, da die Bereitstellung geeigneter Wachstumsbedingungen, die für ihren Anbau erforderlich sind, begrenzt ist. Einige Bakterien sind für ihr Überleben auf die von anderen freigesetzten Metaboliten angewiesen und können daher unter Laborbedingungen nicht selbstständig überleben. Darüber hinaus spielen Bakterien auch ...

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Offenlegungen

Die Autoren legen keinen Interessenkonflikt offen.

Danksagungen

A.V. wurde durch das Prime Minister's Research Fellowship (PMRF) Programm der indischen Regierung unterstützt. V.V. wurde durch das INSPIRE-Programm (Innovation in Science Pursuit for Inspired Research Fellowship) des Department of Science & Technology der indischen Regierung unterstützt. Der Besuch von I.B. wurde teilweise durch ein Fulbright APE-Stipendium der USIEF finanziert. Die Autoren danken dem Department of Bioscience & Bioengineering und dem Indian Institute of Technology Jodhpur für die logistische Unterstützung und die Bereitstellung der Infrastruktur für diese Arbeit. Die technische Unterstützung von Dr. Sudarshna Negi, Frau Aastha Kapoor, Herrn Tamal Dey, Herrn Bharat Pareek, Herrn Ajeet Singh und anderen Mitgliedern des Mikrobiellen Physiologielabors des IIT Jodhpur wird dankbar gewürdigt.

ADSB-2024 Teilnehmer-Kohorte

Die Kohorte der Teilnehmer des Kurzkurses zur Entdeckung von Antibiotika in Bodenbakterien (ADSB) 2024, der am Department of Bioscience & Bioengineering des Indian Institute of Technology Jodhpur organisiert wurde (Namen alphabetisch aufgelistet):

Abinash Kumar Jena, Banishree Jali, Bharat Gurnani, Bharat Pareek, Dipro Mukherjee, Garima Kanwar Shekhawat, GT Vishnu, Jayita Sarkar, Krishna Saharan, Kriti Singhal, Lekh Raj, Mitta Bindusree, Phulen Sarma, Priyanka Kumari, Rachana Dinesh, Satyendra Singh und Swathi Sujith

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3D-DruckerProtolabs, USA1631-8333D-Druck-Dienstleister
Agarose Himedia, IndienMB002Medienkomponente
Casamino AcidsSisco, Indien68806Medienkomponente
Casein Digest ASES, IndienC5890Medienkomponente
Polycarbonat-MembranSterlitech, USAPCT00347100Verbrauchsmaterial
KartoffelstärkeHimedia, IndienGM403Medienkomponente
PowerPointMicrosoft, USAN/AWird für die Erstellung von iChip-Komponenten verwendet Vorentwurf
PTC CreoPTC, USAN/AWird für 3D computergestützt verwendet Modellierung von iChip-Komponenten
Tryptische SojabrüheHimedia, IndienM011Labormedium
What3WordsWhat3Words, UKN/AWird zur Aufzeichnung der Koordinaten des Probenahmeortes verwendet

Referenzen

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Schlagwörter

In situ KultivierungIsolierung von Bodenbakterienrekalzitrante BakterienUmweltmikrobenEntdeckung von AntimikrobiotikaHochdurchsatz KultivierungDiffusionskammerBodenprobenentnahmemikrobielle dunkle Materie

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