Für die Implantation von Telemetriegeräten bei Schweinen wurde eine neue Operationstechnik entwickelt, die eine kontinuierliche Überwachung ohne Beschwerden ermöglicht. Das Gerät wird auf der Rückseite platziert, wodurch Reizungen und Infektionsrisiken minimiert werden.
Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.
Methodenartikel
Operationstechnik zur Implantation eines drahtlosen Telemetriegeräts auf den Rücken von Schweinen
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Telemetriegeräte sind für die präklinische kardiovaskuläre Forschung unerlässlich und ermöglichen eine kontinuierliche Überwachung physiologischer Parameter wie Elektrokardiogramm, Temperatur und Atmung bei Versuchstieren, ohne Störungen zu verursachen. Traditionelle Methoden, wie z. B. die intraabdominale Platzierung, können zu Beschwerden führen, insbesondere bei Schweinen, da sie die Gewohnheit haben, in Bauchlage zu liegen. Um dieses Problem anzugehen, wurde eine neuartige Operationstechnik für die Implantation von drahtlosen Telemetriegeräten bei Schweinen entwickelt, die darauf abzielt, den Komfort der Tiere zu verbessern und die Signalqualität zu erhalten. An dieser Studie nahmen 40 Yorkshire-Schweine (20-30 kg) teil. Das Telemetriegerät wurde in den Rücken implantiert. Ein 2-Zoll-Schnitt wurde lateral der Wirbelsäule gemacht, gefolgt von einer stumpfen Dissektion, um eine Tasche unter der Latissimus-Dorsi-Faszie zu schaffen. Die Tasche wurde mit einer Vancomycin-Lösung behandelt, um eine Infektion vor dem Einsetzen des Geräts zu verhindern. Die Leitungen wurden gesichert und die Baustelle in Schichten geschlossen. Alle Schweine zeigten nach der Operation starke, kontinuierliche Telemetriesignale. Während der Nachbeobachtungszeit von 180 Tagen traten nur zwei Infektionsfälle auf: Einer wurde mit Antibiotika behandelt, der andere erforderte die Entfernung des Geräts. Es wurden keine signifikanten Blutungen oder ein Verlust des Telemetriesignals beobachtet, und alle Tiere überlebten bis zum Ende der Studie. Diese neue Technik bietet eine zuverlässige Methode zur Implantation von Telemetriegeräten bei Schweinen, die Beschwerden und Infektionsrisiken reduziert und gleichzeitig qualitativ hochwertige physiologische Daten liefert. Es verspricht einen breiteren Einsatz in der präklinischen kardiovaskulären Forschung und verbessert sowohl den Tierschutz als auch die Zuverlässigkeit der Daten.
Einleitung
Telemetriegeräte spielen eine entscheidende Rolle bei der Verbesserung des Verständnisses der kardiovaskulären Physiologie, insbesondere in Studien mit einem Tiermodell für Myokardinfarkt. Durch die kontinuierliche Überwachung physiologischer Signale, einschließlich Vitalparameter und Elektrokardiogramm-Messwerte (EKG), bieten diese Geräte unschätzbare Einblicke in die dynamischen Veränderungen, die bei kardialen Ereignissen auftreten. In präklinischen Studien, in denen Tiermodelle wie Schweine maßgeblich dazu beitragen, die kardiovaskulären Reaktionen des Menschen nachzuahmen, sind Telemetriegeräte zu unverzichtbaren Werkzeugen geworden1. Die Möglichkeit, EKGs bei ungebundenen, frei beweglichen Tieren kontinuierlich aufzuzeichnen, bietet eine nuancierte Perspektive auf die Auswirkungen eines Myokardinfarkts und ermöglicht es den Forschern, Veränderungen der Herzfunktion in Echtzeit zu erfassen.
In Studien mit Tiermodellen für Myokardinfarkt bieten implantierbare Telemetriegeräte deutliche Vorteile. Sie erleichtern die Messung kritischer Parameter wie der Herzfrequenz mit minimaler Beeinträchtigung des natürlichen Verhaltens der Tiere und eliminieren potenzielle Störfaktoren, die durch externe Geräte eingeführt werden2.
Diese Geräte werden oft mit einem Handbuch mit Anweisungen für ihre chirurgische Implantation geliefert, aber verschiedene Studien und Tiermodelle können andere Implantationstechniken als die im Handbuch erfordern. Herkömmliche Telemetrie-Implantationsstellen, wie z. B. die intraabdominale oder Halsplatzierung, weisen Nachteile in Schweinemodellen auf, die in erweiterten kardiovaskulären Studien verwendet werden, einschließlich potenzieller Beschwerden, Beeinträchtigungen des Femurzugangs, eingeschränkter Bewegung und erhöhtem Infektionsrisiko 1,2,3. Daher wurde ein alternativer Ansatz benötigt, der mit der Langzeitüberwachung bei nicht fixierten Schweinen vereinbar war.
Im Vergleich zur traditionellen intraabdominalen Platzierung, die zu Beschwerden führen kann, oder der Halsplatzierung, die in einigen anderen Studien niedrigere Erfolgsraten bei Schweinen aufwies, zielt dieser dorsale Ansatz darauf ab, das Wohlergehen bei gleichzeitiger Beibehaltung der Datenqualität zu verbessern.
Das primäre Ziel dieser Studie war die Entwicklung und Validierung einer neuartigen chirurgischen Technik zur Implantation von drahtlosen Telemetriegeräten in den Rücken von Schweinen, um den Komfort und die Zuverlässigkeit der Tiere zu gewährleisten. Ziel war es, die Vorteile einer kontinuierlichen EKG-Überwachung über einen längeren Zeitraum (bis zu 180 Tage) zu nutzen. Diese Technik wurde als Reaktion auf die Einschränkungen entwickelt, die bei herkömmlichen Implantationsmethoden (z. B. intraabdominale, Leisten- und Halsplatzierungen) beobachtet wurden, die bei Schweinen mit einem erheblichen Risiko für Beschwerden, eingeschränkte Mobilität, Beeinträchtigung des Gefäßzugangs und Infektionen verbunden sind. Wir haben diesen neuartigen dorsalen Ansatz entwickelt, um das Wohlergehen der Tiere zu verbessern, postoperative Komplikationen zu reduzieren und eine zuverlässige Signalqualität während der Langzeitüberwachung bei nicht fixierten Tieren aufrechtzuerhalten.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Protokoll
Alle tierexperimentellen Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Texas Heart Institute genehmigt. Den Tieren wurde das EMKA easyTEL+L-EEEETA Digitalsystem (https://www.emkatech.com/product/easytel-large-animals/) implantiert.
1. Präoperative Vorbereitungen für Versuchstiere
- Verwenden Sie Yorkshire-Schweine beiderlei Geschlechts mit einem Gewicht zwischen 20 kg und 30 kg. Füttern Sie die Schweine nicht 12-24 h vor Narkosebeginn, sondern lassen Sie den Zugang zu Wasser zu.
2. Sedierung und Anästhesie
- Verabreichen Sie Telazol (Tiletamin und Zolazepam; 2-6 mg/kg intramuskulär [IM]) und Atropinsulfat (0,02-0,05 mg/kg IM). Warten Sie 10-15 Minuten, bis die Medikamente eine Sedierung ausgelöst haben, und transportieren Sie dann das Schwein in den Vorbereitungsraum. Bestätigen Sie eine adäquate Anästhesie durch das Fehlen eines Kiefertonus und das Fehlen einer Reaktion auf das Einklemmen der Zehen. Tragen Sie eine Augensalbe auf beide Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut während der Narkose zu verhindern.
- Legen Sie eine Gesichtsmaske auf, um Sauerstoff und Isofluran bei 3 % zu verabreichen, bis eine ausreichende Entspannung des Kiefertonus eine endotracheale Intubation ermöglicht.
- Intubieren Sie das Schwein mit direkter Sicht auf die Stimmlippen. Schließen Sie das Schwein an ein Volumenbeatmungsgerät an und halten Sie die Anästhesie durch Isofluran-Inhalation (0,5 %-3,0 %) in O2 (40 %-100 %) aufrecht.
- Legen Sie einen intravenösen (IV) Katheter in eine Ohrvene. Rasieren Sie den Bereich über der Vena auricularis lateralis und desinfizieren Sie ihn mit 70%igem Isopropylalkohol, gefolgt von Povidon-Jod-Lösung. Führen Sie einen 20- bis 22-G-Katheter mit aseptischer Technik in die Vene ein, sichern Sie den Katheter mit medizinischem Klebeband und spülen Sie ihn mit steriler Kochsalzlösung, um die Durchgängigkeit zu bestätigen.
- Verabreichen Sie Buprenorphin (Buprenex; 0,005-0,015 mg/kg i.m.), Flunixin-Megluminin (1,1-2,2 mg/kg i.v. oder i.m.) und Ceftiofur (Naxcel; 3-5 mg/kg i.m.).
- Rasieren Sie die Brust, den oberen Rücken, den unteren Rücken und die distalen Teile aller vier Gliedmaßen, insbesondere die Bereiche über der vorderen Seite der Hufe, mit elektrischen Schermaschinen, um die Haut für die Elektrodenplatzierung vollständig freizulegen. Reinigen Sie alle rasierten Bereiche mit steriler Gaze, die in 70%igem Isopropylalkohol getränkt ist, und wischen Sie in kreisenden Bewegungen von der Mitte nach außen, um Schmutz und Öle zu entfernen, um sie für das sterile Drapieren vorzubereiten. Platzieren Sie selbstklebende EKG-Elektroden an allen vier Gliedmaßen und sorgen Sie für einen festen Hautkontakt, um Signalartefakte zu minimieren.
3. Chirurgischer Eingriff
- Legen Sie das Schwein im Operationssaal in Bauchlage auf den Tisch. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran-Inhalation (0,5%-3,0%) aufrecht. Beginnen Sie mit der intravenösen Infusion von Plasmalyt bei 10-15 ml/h.
- Vorbereitung der Operationsstelle
- Reinigen Sie die vorgesehene chirurgische Schnittstelle am linken oberen Rücken und den umliegenden rasierten Bereich (ca. 15 cm x 15 cm) mit steriler Gaze, die in 70%igem Isopropylalkohol getränkt ist. Wischen Sie von der Mitte nach außen, bis kein sichtbarer Schmutz oder Ablagerungen mehr auf der Gaze zurückbleibt. Lassen Sie den Alkohol vollständig an der Luft trocknen.
- Führen Sie ein steriles chirurgisches Peeling mit Povidon-Jod-Peelinglösung und steriler Gaze durch. Tragen Sie das Peeling mit festen, kreisenden Bewegungen auf, beginnend an der Schnittlinie und bewegen Sie sich in sich erweiternden Kreisen nach außen. Schrubben Sie mindestens 5 Minuten lang und verwenden Sie bei Bedarf frische Gaze.
- Tragen Sie die Povidon-Jod-Lösung mit sterilen Mull- oder Schwammstäbchen auf und bewegen Sie sie wieder von der Mitte nach außen. Lassen Sie diese abschließende Farbschicht vollständig an der Luft trocknen; Wischen Sie es nicht ab.
- Isolieren Sie den vorbereiteten Operationsbereich mit sterilen OP-Abdeckungen.
- Identifizieren Sie die anatomischen Orientierungspunkte für den Schnitt. Diese Orientierungspunkte bilden ein Dreieck, das aus der Wirbelsäule (oberer Rand), dem Schulterblatt (linker Rand) und dem unteren Rand des Trapezmuskels (rechter Rand; Abbildung 1).
- Machen Sie mit einer Klinge mit der Nummer 10 einen 2-Zoll-Längsschnitt etwa 2 Zoll seitlich von der Wirbelsäule entfernt.
- Nachdem die Epidermis eingeschnitten wurde, dringen Sie mit einem Elektrokauter durch das Unterhautgewebe vor und teilen Sie dann den Trapezmuskel. Achten Sie besonders darauf, alle Faszienschichten zu unterteilen.
- Sobald die innere Faszienschicht geteilt ist, verwenden Sie eine stumpfe Dissektion mit dem Zeige- und Mittelfinger, um eine Tasche in dieser Schicht zu erstellen. Vergewissern Sie sich, dass sich die Spitze des Schulterblatts in Reichweite der Fingerspitzen befindet. Nach der Dissektion ist die Spitze des Schulterblatts in der Ausdehnung der Tasche tastbar (Abbildung 2).
- Vergewissern Sie sich, dass das Telemetriegerät mit minimaler Spannung auf den Hautschnitt in die Tasche passt. Nehmen Sie das Gerät aus der Tasche.
- Mischen Sie Vancomycin (1 g) mit 50 mL 0,9% Kochsalzlösung und geben Sie ca. 10 mL der Mischung für 1-2 min in die Tasche. Entfernen Sie überschüssige Lösung mit einem Mullkissen.
- Verwenden Sie einen 14 Fr Angiokath, um Drähte zu platzieren, wie in Abbildung 2 gezeigt.
- Führen Sie den Angiokath ein, indem Sie von lateral nach medial, von außen nach innen gehen. Richte die Nadel unter dem Muskel in Richtung Tasche. Schieben Sie die Nadel so lange vor, bis nur noch ein Drittel ihres Körpers sichtbar ist. Entfernen Sie die Nadel und fädeln Sie die Elektrode von der Spitze des Katheters zur Katheternabe durch den Katheter.
- Lassen Sie zwischen 1 und 2 Zoll Blei frei. Eine ausreichend freiliegende Elektrode verhindert, dass sie während der Platzierung anderer Elektroden im Unterhauttrakt verloren geht. Entfernen Sie den Katheter.
- Führen Sie eine farbige Mine (gelb, rot, grün oder blau) ein, gefolgt von der entsprechenden kontralateralen transparenten Mine auf der gegenüberliegenden Seite der Tasche. Fügen Sie jedes Paar zusammen ein, ein Paar, um die Anordnung auf dem Telemetriegerät anzupassen und Verwechslungen während der Platzierung zu vermeiden. Die farbigen und transparenten Ableitungen bilden ein differentielles Paar für jeden EKG-Kanal, das eine bipolare Signalerfassung ermöglicht und elektrisches Rauschen reduziert. Wiederholen Sie diesen Vorgang nacheinander für alle Lead-Paare. Setzen Sie zuletzt das schwarze Massekabel ein. Dieser Ansatz gewährleistet eine konsistente Leitungsausrichtung und eine genaue Signalübertragung (Abbildung 3).
- Sobald alle Leitungen platziert sind, ziehen Sie die Drähte so, dass die Spitzen der Leitungen kaum unter der Haut liegen. Stellen Sie sicher, dass auf Hautebene keine Ableitungen sichtbar sind (Abbildung 3).
- Sammle alle Drähte in einer Schlaufe, wobei du dich an der Hand orientierst, und binde sie zu einem Bündel mit schwerer Seide zusammen.
- Legen Sie das Gerät und das Leitungsbündel in die Tasche. Stellen Sie sicher, dass das Gerät flach sitzt und richtig ausgerichtet ist. Eine Seite des Gerätes ist mit der Anweisung beschriftet: Diese Seite zeigt nach außen.
- Positionieren Sie das Gerät in der Tasche so, dass sein seitlicher Rand mindestens 1-2 cm medial zum tastbaren Schwanzrand des Schulterblatts liegt. Bevor Sie fortfahren, manipulieren Sie vorsichtig die linke Vordergliedmaße des Schweins durch ihren Bewegungsbereich, um sicherzustellen, dass das Gerät nicht signifikant auf das Schulterblatt aufprallt oder daran reibt.
- Stellen Sie sicher, dass die Gerätemesswerte an den Empfänger und den Computer übertragen werden (Abbildung 4).
HINWEIS: Eine erfolgreiche Übertragung ist definiert als eine Übertragung, die die Herzfrequenz genau misst, den Rhythmus bewertet und QRS-Komplexe identifiziert. Das Rohsignal ist möglicherweise nicht perfekt isoelektrisch oder artefaktfrei. - Stellen Sie die Blutstillung sicher. Verschließe die Muskelschicht mit 1-0 Vicryl. Tragen Sie die Vancomycin-Mischung auf die Muskelschicht auf. Lassen Sie 1-2 Minuten einziehen.
- Die subkutane Schicht mit 2-0 Vicryl verschließen. Tackern Sie den Schnitt und tragen Sie Gewebekleber auf.
4. Nachsorge
- Überwachen und aufzeichnen Sie die Vitalparameter - Herzfrequenz, Atemfrequenz und Temperatur - stündlich, beginnend mit dem Zeitpunkt der Aufnahme auf die Intensivstation. Das Schwein wird kontinuierlich untersucht, bis die Extubationskriterien erfüllt sind, einschließlich spontaner Atemanstrengung während des Beatmungsgeräts, Vorhandensein eines Kaureflexes und der Fähigkeit, sternale Liege aufrechtzuerhalten. Die Extubation sollte auf diesen klinischen Indikatoren basieren und durch arterielle Blutgasmessungen unterstützt werden.
- Fortsetzung der stündlichen Überwachung nach der Extubation; Auf alle 4 h reduzieren, sobald das Schwein physiologische Stabilität zeigt. Stellen Sie sicher, dass der Molch während der Genesung nie unbeaufsichtigt bleibt. Ein ausgebildeter Veterinärtechniker muss während der gesamten Erholungsphase jederzeit anwesend sein.
- Halten Sie die Schweine einzeln in nebeneinander liegenden Buchten, die einen visuellen, aber keinen physischen Kontakt mit Artgenossen ermöglichen, und bringen Sie das Schwein erst dann in die Gruppenhaltung zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.
- Verabreichen Sie eine postoperative Analgesie, die Buprenorphin (0,05-0,1 mg/kg IM oder PO) alle 6-12 Stunden oder nach Anweisung des behandelnden Tierarztes umfasst, und Flunixin-Meglumin (1,1-2,2 mg/kg i.v., IM oder PO), das bei Bedarf alle 6-8 Stunden verabreicht wird.
- Verabreichen Sie eine antimikrobielle Prophylaxe, beginnend mit Naxcel (Ceftiofur; 3-5 mg/kg IM) einmal täglich für 24 Stunden, beginnend am Tag nach der Operation, gefolgt von Baytril (Enrofloxacin; 2,5-5,0 mg/kg PO, BID) für bis zu 14 Tage.
- Halten Sie die aseptische postoperative Versorgung aufrecht, indem Sie alle 8 Stunden Jodspray auf die Inzisionsstelle auftragen, bis die Wundheilung abgeschlossen ist und die Klammern am postoperativen Tag 14 entfernt sind. Tragen Sie bei Bedarf eine dreifache antibiotische Salbe auf die Inzisionsstelle auf.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Ergebnisse
Die in Tabelle 1 dargestellten Daten zeigen die Zuverlässigkeit und Sicherheit der Operationstechnik für die dorsale Implantation von Telemetriegeräten bei Schweinen. Bei allen 40 Schweinen (100%) wurde eine erfolgreiche EKG-Übertragung aufgezeichnet, was bestätigt, dass die Positionierung des Geräts und die Elektrodenkonfiguration konsistent eine effektive Langzeitsignalerfassung ermöglichten. Das Fehlen schwerwiegender Blutungsereignisse (0%; definiert als ≥10 ml Blutverlust) deutet auf die Sicherheit ...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Diskussion
Als neues invasives telemetrisches Verfahren zur kontinuierlichen EKG-Überwachung wird ein Verfahren zur Geräteimplantation beschrieben. Diese Methode sorgt für zuverlässige Aufzeichnungen im Tierversuch. Obwohl in der Bedienungsanleitung für das EMKA-Gerät4 ein chirurgisches Verfahren zur Implantation des Geräts in den Bauch von Großtieren wie Hunden und Schweinen beschrieben wird, wurde eine intraabdominale Platzierung als nicht wünschenswert angesehen, da Schwe...
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Offenlegungen
Keiner hat erklärt.
Danksagungen
Stephen N. Palmer, PhD, ELS, von der Abteilung für wissenschaftliche Veröffentlichungen am Texas Heart Institute, trug zur Redaktion des Manuskripts bei.
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 1 cc Spritze | Vetone | V1 670097 | |
| 10 cc | Spritze Medline | SYR110010 | |
| 12 cc | Spritze Vetone | V1 670065 | |
| 20 cc Spritze | Nipro | JD+20L | |
| 20G Nadel | Medline | SYR100205 | |
| 3 cc Spritze | Nipro | JD+03L-NIJ | |
| ACT Kartusche | Medtronic | 402-03 | |
| Alkohol | Vetone | V1 500205 | |
| Anästhesiekreislauf | Fisher & & Paykel | RT210 | |
| Angiocath 14 Fr | BD | 382269 | |
| Atropinsulfat | Vetone | V1 510221 | |
| Bariatrisches Tuch | Medline | DYNJP3105 | |
| Blade 10 | Medline | MDS15010 | |
| Blade 11 | Medline | MDS15011 | |
| Buprenorphin | PAR Pharmazeutika | 3003408B | |
| Kameraabdeckung | Aspen Surgical | LT-C02 | |
| Kauterstift | Medline | ESPB3000 | |
| Kauterstift Notizblock | Medline | DYNJ01208 | |
| Coflex 2" Band | Vetwrap | 1404BK | |
| Curos Kappenschutz | 3M | CFF1-270 | |
| EKG-Elektroden | Medline | ||
| EMKA easyTEL+L-EEEETA digitales System | EMKA | ||
| Endotrachealtubus | Jorvet | J0615J | |
| Flunixin Meglumin | Merck | 65707 | |
| Injektionskappe | ICU Medical | C1000 | |
| Einführkatheter 5F | Abbott | 406101 | |
| Einführkatheter 6F | Abbott | ||
| Isofluran | Vetone | MWI502017 | |
| IV Katheter Verlängerungsset | Baxter | 2C8612 | |
| IV Pumpenset SmartSite | BD Alaris | 2420-0007 | |
| Lichtbezug | Medline | DYNJLHS2 | |
| Naxcel (ceftiofur) | Zoetis | 25434 | |
| Nadelzähler | Medline | DYNJNC20F | |
| Perkutane Eintrittsnadel | Cook | G00272 | |
| Permahand silk 2-0 | Ethicon | C012D | |
| PlasmaLyte | Baxter | 2B2544 | |
| Povidon-Jod-Lackstifte | Aplicare | ORF20025S | |
| Druckmessumformer 1x1 | Edwards Lifesciences | PX260 | |
| Druckschlauch 84" | Edwards Lifesciences | 50P184 | |
| Saline | Baxter | 2F7124 | |
| Überschuhe | Medline | NON29858 | |
| Haut Tacker | Covidien | 8886803712 | |
| Probenbecher | Medline | DYND30389 | |
| Schwamm, 4"&mal; 4", röntgendetektierbar | Covidien | 441002 | |
| Schwamm, Schoß | Medline | MDS241518 | |
| Chirurgenmütze | CardinalHealth | 4359 | |
| OP-Handschuhe | Medline | MSG9065 | |
| OP-Kittel | Medline | DYNJP2001S | |
| OP-Maske | Fall | 6211580 | |
| Tischabdeckung | Medline | DYNJP2311 | |
| Telazol | Zoetis | 10004135 | |
| Tissue Adhesive | 3M | 1469SB | |
| Vancomycin | Fresenius Kabi | 402254G | |
| Vicryl 1 | Ethicon | J480H | |
| Vicryl 2-0 | Ethicon | J869H |
Referenzen
- Krause, A., et al. Surgical implantation and functional assessment of an invasive telemetric system to measure autonomic responses in domestic pigs. Vet J. 207, 140-146 (2016).
- Horning, M., et al. Best practice recommendations for the use of fully implanted telemetry devices in pinnipeds. Animal Biotele. 5 (1), 13(2017).
- Swindle, M., Smith, A. C., Helke, K. Recommendations for medical device implantation in swine. Israel J Vet Med. 68, 3-11 (2013).
- Implanted telemetry: A valuable tool for preclinical research. , National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research. https://www.emkatech.com/implanted-telemetry-in-preclinical-research/ (2023).
- Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the bvaawf/frame/rspca/ufaw joint working group on refinement, part a. Lab Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
- Langin, M., et al. Perioperative telemetric monitoring in pig-to-baboon heterotopic thoracic cardiac xenotransplantation. Ann Transplantat. 23, 491-499 (2018).
- Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. J Pharmacol Toxicol Meth. 93, 90-97 (2018).
- Prior, H., Mcmahon, N., Schofield, J., Valentin, J. P. Non-invasive telemetric electrocardiogram assessment in conscious beagle dogs. J Pharmacol Toxicol Meth. 60 (2), 167-173 (2009).
- Ruppert, S., Vormberge, T., Igl, B. W., Hoffmann, M. Ecg telemetry in conscious guinea pigs. J Pharmacol Toxicol Meth. 81, 88-98 (2016).
- Shiotani, M., Harada, T., Abe, J., Hamada, Y., Horii, I. Methodological validation of an existing telemetry system for qt evaluation in conscious guinea pigs. J Pharmacold Toxicol Meth. 55 (1), 27-34 (2007).
Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.
Nachdrucke und Genehmigungen
