Hier stellen wir ein Protokoll für die Herstellung von kanalisierten Agar-Pads unter Verwendung von PDMS-Formen vor, die aus Schallplatten hergestellt werden. Die Kanäle ermöglichen es dem Anwender, Caenorhabditis elegans fein auszurichten, um den Bildkontrast zu verbessern und den Vergleich von Strukturen zu erleichtern. Diese Fähigkeiten sind besonders nützlich in Neuroregenerationsstudien.
Methodenartikel
Feineinstellung der Orientierung von Caenorhabditis elegans auf kanalisierten Agar-Pads für die Bildgebung der Neuroregeneration
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Zusammenfassung
Caenorhabditis elegans ist ein Modellorganismus, der häufig zur Erforschung biologischer Prozesse verwendet wird. Seine Transparenz und geringe Größe machen es ideal für die Abbildung von Geweben, Zellen und subzellulären Strukturen. Herkömmliche flache Agar-Pads für die Abbildung von C. elegans schränken die Kontrolle über die Orientierung des Tieres ein und beschränken den Blick hauptsächlich auf die Seitenperspektive. Diese Einschränkung erschwert die Visualisierung von dorsal-ventralen Strukturen und verringert die Bildschärfe, insbesondere bei älteren Tieren mit erhöhter Pigmentierung und größeren Durchmessern. Um diese Herausforderungen zu meistern, haben wir kanalisierte Agarose-Pads entwickelt, die eine präzise Kontrolle der Tierausrichtung ermöglichen. Diese Kanäle ermöglichen es den Forschern, C. elegans in bestimmten Positionen zu drehen und zu fixieren, was die gleichzeitige Abbildung mehrerer Strukturen erleichtert und die Bildauflösung verbessert, indem die Zielzellen näher an das Mikroskopobjektiv gebracht werden. Dies ist besonders nützlich für die Bildgebung regenerierter neuronaler Fasern nach der Operation, die in Richtungen wachsen können, die mit herkömmlichen flachen Agar-Pads nur schwer zu erfassen sind. Diese Methode ist zugänglich, da die Herstellung von kanalisierten Agar-Pads den gleichen Zeit- und Materialaufwand erfordert wie flache Pads, was sie für die meisten Labore zu einer praktischen Option macht.
Einleitung
Der Fadenwurm Caenorhabditis elegans (C. elegans) ist aufgrund seiner stark konservierten Genetik mit Säugetier-Pendants ein weit verbreiteter Modellorganismus zur Untersuchung biologischer Prozesse wie Entwicklung und Verhalten1. Die Forscher kultivieren C. elegans auf einer Nematoden-Wachstumsmediumplatte (NGM) in einer streng kontrollierten Umgebung, die die Versuchsbedingungen standardisiert und eine genauere Zuordnung der Ergebnisse zu experimentellen Variablen ermöglicht. Das Tier ist transparent und ermöglicht eine klare Darstellung von Geweben, Zellen und subzellulären Strukturen. C. elegans sind klein, wobei die erwachsenen Tiere ~1 mm lang und 80 μm im Durchmesser sind, was die Platzierung mehrerer Tiere auf einer einzigen Diahalterung für die Bildgebungermöglicht 1. Ihre geringe Größe ermöglicht es auch, mit einem einzigen Bild den gesamten Organismus zu erfassen und gleichzeitig einzelne Zellen aufzulösen, was für die Visualisierung der Regeneration von Neuronenfasern entscheidend ist. Die schnelle Entwicklung, die stereotype Anatomie und die einfache Genetik von C. elegans ermöglichen synergetisch zu diesen Vorteilen für die Mikroskopie groß angelegte Studien1.
Das typische Verfahren zur Bildgebung von Zellen in C. elegans wurde bereits vor Jahrzehnten etabliert und ist weitgehend unverändert geblieben. Die Forscher verwenden flache Agar-Pads auf Objektträgern, um die Tiere für die Visualisierung ihrer Zellen zu montieren und zu immobilisieren2. Ein Deckglas auf der Oberseite des Polsters hält die Tiere an Ort und Stelle und schützt die Linse des Mikroskops. Wichtig ist, dass das Deckglas einen hohen Brechungsindex hat, der die numerische Apertur des eingefangenen Lichts erhöht und die Bildauflösung verbessert. Darüber hinaus reduziert das Deckglas die Verzerrung der Lichtdurchlässigkeit. Somit verbessert ein Deckglas die Visualisierung von Zielzellen und -strukturen.
Bei Verwendung mit einem Deckglas schränken flache Agar-Pads jedoch oft die Orientierung der Tiere ein. C. elegans biegen sich entlang ihrer dorsal-ventralen (DV) Richtung, so dass sie eine laterale Ausrichtung auf einem flachen Agarpad einnehmen. Aber selbst nach dem Immobilisieren, Aufrichten und Vordrehen auf eine DV-Ausrichtung versetzt die Platzierung des Deckglases fast alle Tiere in eine seitliche Ansicht zurück (Abbildung 1). Wir gehen davon aus, dass diese Neuausrichtung erfolgt, weil das Deckglas die hervorstehende Vulva von C. elegans zur Seite schiebt. Jüngere Tiere ohne Vulva sind eher zufällig orientiert. Diese eingeschränkte Kontrolle über die Ausrichtung ist aus mindestens zwei Gründen problematisch. Erstens ist es möglicherweise nicht möglich, zwei Strukturen in einem einzigen Sichtfeld (z. B. bilateral) zu platzieren, was ihren Vergleich erschwert. Zweitens ist das Festlegen der Ausrichtung wichtig für die Optimierung der Bildqualität, da interessante Strukturen im Allgemeinen am besten abgebildet werden, wenn sie sich in der Nähe des Objektivs befinden. Dies liegt daran, dass Objektive eine begrenzte Tiefe innerhalb der Probe abbilden (d. h. Arbeitsabstand) und dass das Licht von tieferen Stellen mehr Streuung und Absorption erfährt.
Bei C. elegans ist die eingeschränkte Kontrolle über die Orientierung bei älteren Tieren im Allgemeinen gravierender. Tiere im Alter von L1 bis L4 haben einen kleineren Durchmesser, wodurch ein höherer Anteil des Wurms abbildbar ist. Diese Larven haben auch eine geringere Pigmentierung, was zu einer geringeren Absorption von sichtbarem Licht und einer geringeren Streuung von Photonen führt, was die Bildschärfe und -auflösung verbessert. Umgekehrt haben erwachsene Tiere einen größeren Durchmesser und mehr Pigmentierung, was eine Herausforderung für die Bildgebung in tieferen Z-Ebenen darstellt, da das Deckglas die anfängliche Ausrichtung beeinflusst.
Im Jahr 2008 haben wir eine Strategie mit Agar-Pads mit Kanälen eingeführt, um diese Herausforderungen zu meistern, indem wir die Orientierung der Tiere beibehalten 3,4. Wie unten beschrieben, drehen die Benutzer immobilisierte Tiere in den Kanälen in eine gewünschte Ausrichtung, indem sie anatomische Orientierungspunkte notieren. Die Kanäle halten die Tiere in Vertiefungen zwischen erhöhten Agaroberflächen, wodurch die Kraft auf das Tier während des Platzierens des Deckglases minimiert und eine Rotation des Tieres verhindert wird. Da die Herstellung von kanalisierten Pads und herkömmlichen flachen Pads nahezu dem gleichen Verfahren folgt und die gleiche Zeit erfordert, ist unsere Technik sehr gut zugänglich. Viele Laboratorien nutzen unsere Technik zur Immobilisierung von C. elegans, um anatomische Merkmale zu untersuchen, die Entwicklung zu beobachten und neuronale Beiträge zum Verhalten zu analysieren 5,6,7,8. Der folgende Abschnitt beschreibt den gesamten Prozess zur Herstellung von kanalisiertem Agar, ausgehend von einer Schallplatte, die mit einem heißen Messer in Viertel geschnitten wurde. Zunächst beschreiben wir die Herstellung der Polydimethylsiloxan (PDMS)-Form, die zum Gießen von kanalisiertem Agar verwendet wird. Dann zeigen wir Schritt für Schritt, wie man den kanalisierten Agar herstellt. Es wird erwartet, dass die gesamte Prozedur ohne Fachwissen 3 h dauert. Nach dem PDMS-Herstellungsverfahren benötigen Pads, die mit der Form hergestellt werden, die gleiche Zeit wie typische Agar-Pads (einige Minuten).
Protokoll
1. Vorbereitung von Polydimethylsiloxan (PDMS) für die Herstellung
- Gießen Sie ein Verhältnis des Schnellhärtungsmittels zur Basis im Verhältnis 1:10 in eine Einweg-Wiegeschale. Mischen Sie die nicht ausgehärtete Flüssigkeit 45 s lang, bis die Flüssigkeit vollständig integriert und voller Blasen ist.
- Stellen Sie das Tablett schräg in einen Vakuumexsikkator. Wechseln Sie den Druck 3x zwischen -0,09 und -0,1 kPa, damit Luftblasen an die Oberfläche gelangen können.
- Halten Sie das Vakuum etwa eine Stunde lang in einem Druckbereich von -0,09 bis -0,1 kPa eingeschaltet, bis nur noch wenige sichtbare Blasen übrig sind, die manuell entfernt werden können.
2. Herstellung der PDMS-Form von Schallplatten
- Spülen Sie die Schallplatte und die Glasplatte mit entionisiertem (DI) Wasser ab. Stellen Sie sicher, dass kein Staub vorhanden ist, um den besten Schimmel zu erhalten. Lassen Sie die Schallplatte an der Luft trocknen, bis sie verwendet wird.
- Legen Sie ein Blatt Aluminiumfolie auf die Heizplatte, um überschüssiges PDMS aufzufangen.
- Lege einen Glasschieber an jedes Ende der Schallplatte, um die Formstärke auf die Breite der Glasschieber einzustellen. Dies gewährleistet eine gleichmäßige Höhe beim Andrücken der Glasscheibe auf das nicht ausgehärtete PDMS.
- Gießen Sie die nicht ausgehärtete PDMS-Flüssigkeit auf eine Seite der Schallplatte.
- Beobachten Sie Blasen durch Lichtreflexion von der Flüssigkeitsoberfläche und entfernen Sie sie mit einer Pipettenspitze. Kippen Sie die Glasplatte und bringen Sie die Platte langsam nach unten, damit Luft entweichen kann und keine Blasen entstehen.
- Härten Sie das PDMS bei 80 °C 35 min lang aus.
- Nehmen Sie die Schallplatte von der Herdplatte und lassen Sie sie abkühlen. Ziehen Sie das PDMS vorsichtig von der Schallplatte ab, um ein Reißen zu vermeiden.
- Verwenden Sie einen neuen Objektträger als Führung, um das PDMS mit einem scharfen Rasiermesser zu schneiden, um eine kanalisierte Agarform zu erzeugen.
3. Herstellung von kanalisierten Agar-Pads mit NaN3
HINWEIS: Das Verfahren und die Materialien für flache Agar-Pads wurden bereits festgelegt9. Dieses Verfahren ist sehr ähnlich.
- 0,6 g Agar und 30 ml NGM Liquid9 Brühe werden in einen Kolben gegeben. Mit einem Rührstab auf einer heißen Platte bei 120 °C erhitzen.
- Nach dem Schmelzen des Gels werden 120 μlNaN-3-Stamm (1 M Stammkonzentration) zugegeben.
- Waschen Sie die PDMS-Form mit Wasser und lassen Sie sie an der Luft trocknen. Platzieren Sie die PDMS-Form zwischen zwei Sätzen von Schieberpaaren.
- Pipettieren Sie den Agar auf und ab, um die Pipettenspitze zu erwärmen. Pipettieren Sie 300 μl geschmolzenen Agar in die PDMS-Form und verteilen Sie den Agar manuell über die Kanäle, da die Platzierung des Objektträgers den Agar entlang der Kanäle verteilt.
- Legen Sie einen Objektträger direkt auf den Agar und legen Sie ihn auf die Objektträger an den Seiten. Entferne den Objektträger, nachdem der Agar abgekühlt ist.
4. Montage von C. elegans
- Sobald die Objektträger abgekühlt sind, heben Sie den Objektträger direkt aus der Form, ohne zu scheren.
- Tiere in die Kanäle bringen, nachdem sie durch NaN3 bewegungsunfähig gemacht wurden
- Drehen Sie die Tiere in die gewünschte Ausrichtung.
- Lege ein Deckglas auf das Pad. Kippen Sie das Pad und drücken Sie es leicht von einer Seite zur anderen nach unten, um die Luft zur Seite zu drücken und Blasenbildung zu vermeiden.
Ergebnisse
Herstellung von PDMS-Formen
Durch das Zyklieren des Vakuumdrucks während der Formherstellung werden Luftblasen aus dem nicht ausgehärteten PDMS durchstochen und entfernt, wodurch eine blasenfreie Form gewährleistet wird. Wie in Abbildung 3D gezeigt, steigen Blasen an die Oberfläche und stechen ein. Blasenfreie Formen können saubere Kanäle erzeugen.
Verfestigung der PDMS-Form
Wenn Sie die Glasscheibe auf die Schallplatte aufsetzen, vermeiden Sie Luftspalte. Diese Lücken können zu ungleichmäßiger Dicke oder Oberflächenfehlern führen. Blasen, falls vorhanden, können visuell erkannt werden. Durch das Drücken der Glasscheibe von einer Seite auf die andere wird Luft verdrängt, wodurch die Blasenbildung minimiert und eine gleichmäßige Formdicke gewährleistet wird, wie in Abbildung 4A gezeigt.
Verwendung von kanalisierten Agar-Pads zur Feinorientierung von C. elegans
Die kanalisierten Agar-Pads ermöglichen eine präzise Orientierung von C. elegans. Wir stellen die Ausrichtung des Tieres ein, indem wir das Tier leicht mit einem Platindrahtpickel rollen, während wir die Ausrichtung anhand von Orientierungspunkten wie der Vulva oder dem S-förmigen Darm überprüfen (Abbildung 5A, C). Wir bestätigen die Orientierung unter einem Fluoreszenzpräpariermikroskop, bevor wir die Tiere in ein inverses Mikroskop übertragen, das in Abbildung 5B,D gezeigt ist.
Beurteilung der Regeneration von Neuronenfasern mit kanalisierten Agar-Pads
Kanalisierte Agar-Pads verbessern die Bildqualität der neuronalen Regeneration, indem sie das Tier optimal ausrichten. Die Positionierung regenerierter Neuronenfasern näher an der Objektivlinse reduziert die Lichtstreuung und -absorption und verbessert die Bildschärfe. Abbildung 5E,F zeigt, dass die Platzierung der Regenerationsstelle näher am Objektiv die Bildgebungsqualität verbessert und eine genauere Analyse des neuronalen Nachwachsens ermöglicht.
Abbildung 1: Caenorhabditis elegans auf flachen und kanalisierten Ballen. (A) Tier auf flachem Agar-Pad in DV-Ausrichtung; Vulva-Gesichter, Deckglas. (B) Das Einbringen des Deckglases drückt die Vulva zur Seite und zwingt das Tier in die seitliche Ausrichtung. (C) Tier auf kanalisiertem Agarpad in DV-Ausrichtung. (D) Tierreste in DV-Ausrichtung nach dem Einbringen des Deckglases. (E) Hellfeldbild einer Rollenmutante auf einem kanalisierten Agarpad in DV-Ausrichtung. (F) Hellfeldbild mit Deckglas, gleiches Tier wie E bleibt in DV-Ausrichtung. Abkürzungen: DV = dorsal-ventral; lat = lateral. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Materialien und Ausrüstung für die PDMS-Herstellung. (A) SYLCAP 284-F Silikonelastomer-Kit. (b) Skala. (C) Spritze aus Kunststoff. (D) Vakuum-Exsikkator. (E) Heizplatte. (F) 12-Zoll-Langspiel-Schallplatte, bei Bedarf auseinanderbrechen. (G) Glasscheibe. Abkürzung: PDMS = Polydimethylsiloxan. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Mischen und Vakuumieren von nicht ausgehärtetem PDMS. (A) Mischen Sie die Basis und das Härtungsmittel in der Schale. (B) Stellen Sie das Tablett in eine Vakuumkammer. (C) Zyklus des Vakuums dreimal, damit die Blasen an die Oberfläche gelangen können. (D) Nach einer Stunde platzten die meisten Blasen. Hinweis: Verbesserte Übertragung durch PDMS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Einbringen einer Glasscheibe in ein nicht ausgehärtetes PDMS ohne Blasen. (A) Einführung einer Glasscheibe auf einer Schallplatte ohne Blasen. (B) Erstarrte PDMS-Form, die aus der Akte entfernt wurde, mit eingelassenen Detaillierungskanälen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Hellfeld- und Fluoreszenzbilder von C. elegans , die auf gechanneltem Agar montiert sind. (A) Hellfeldbild eines Tieres in bilateraler DV-Orientierung. Anatomischer Orientierungspunkt für die DV-Orientierung: spiralförmiger S-förmiger Darm (dunkleres Gewebe durch Pfeil gekennzeichnet), der die Mittellinie ~60% des Abstands von der Nase bis zum Schwanz kreuzt. (B) Fluoreszenzbild von Neuronen in DV-Orientierung, gleiches Tier wie A. (C) Hellfeldbild eines Tieres in Lat-Ausrichtung. Anatomischer Orientierungspunkt für die Latzugausrichtung: Vulva zur Seite. (D) Fluoreszenzbild von Neuronen in Lat-Orientierung, gleiches Tier wie C. (E) Orientierung mit Regeneration (Pfeil) in tieferen (fernen) Seiten eines Tieres. (F) Orientierung mit Regeneration bei Tieren mit flacherer Seite, die näher am Ziel liegen; Regeneration klarer (Pfeil). Maßstabsleisten = 20 μm. Abkürzungen: DV = dorsal-ventral; lat = lateral. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Diskussion
Der Hauptvorteil von kanalisierten Agar-Pads ist ihre Fähigkeit, die Ausrichtung der Tiere für die Bildgebung beizubehalten. Die Kanäle passen sich erwachsenen Tieren an und ermöglichen eine kontrollierte Rotation, die beim Einbringen des Deckglases beibehalten wird. Wir haben erfolgreich Wildtyp-, Walzen- und Dumpy-Tiere abgebildet. Wir orientieren die Tiere anhand von anatomischen Orientierungspunkten, die die Bildgebung und den Vergleich mehrerer Strukturen in einem Sichtfeld ermöglichen und die Zielzellen näher an die Oberfläche bringen. Diese Rotation erleichtert insbesondere die Visualisierung in der dorsalen oder ventralen Ansicht (bilaterale Ansichten), die einen Vergleich der linken und rechten Seite des Tieres ermöglichen.
Bisher erforderte die Visualisierung und der Vergleich dieser bilateralen Strukturen 3D-Z-Stacks und eine mögliche Normalisierung von Signalen, um eine geringere Übertragung in größeren Tiefen zu berücksichtigen. Daher ermöglicht die definierte Orientierung, die durch den kanalisierten Agar ermöglicht wird, eine konsistentere Bildgebung über mehrere Würmer hinweg und sollte verbesserte Messungen ermöglichen. Dies ist besonders hilfreich für die postoperative Beurteilung von regenerierten neuronalen Fasern, die in schwer abbildbare Richtungen wachsen können, wie z. B. dieUmfangsfaser 2.
Darüber hinaus reduziert der kanalisierte Agar den Stress für die Tiere, da sie in einer Vertiefung platziert werden, die den Deckglasdruck verringert und die normale Physiologie fördert5. Während sich schlaffe Stämme während des Aufsteigens verdrehen können, fördern die Kanäle eine lineare Tierkonfiguration und Rotation des gesamten Tieres. In einer anderen Implementierung kann die Musterung auch die Bewegung des Tieres einschränken, um die Menge an Anästhetikum zu reduzieren, die erforderlich ist, um das Tier abzubilden oder zu beobachten8.
Schließlich ist die kanalisierte Agar-Technik auch sehr gut zugänglich. Nach der Herstellung der Form erfordert die Herstellung von kanalisierten Agar-Pads ungefähr den gleichen Zeit-, Fach- und Kostenaufwand wie die Herstellung normaler flacher Agar-Pads. Alle Komponenten, die zur Erstellung der PDMS-Form benötigt werden, sind in vielen akademischen Labors üblich oder werden online gekauft. Die Langlebigkeit von PDMS-Formen macht sie zu einer kostengünstigen Option für Labore, die im Laufe der Zeit einer intensiven Nutzung standhalten können. PDMS-Formen können jahrelang und hunderte von Anwendungen halten. Wir verwenden weiterhin einen 17 Jahre alten Schimmel mit mäßigem Abbau. Wir empfehlen, die Formen bei Raumtemperatur in einem Behälter zu lagern, um sie frei von Schmutz zu halten, der bei Bedarf mit entionisiertem Wasser weggespült werden kann.
Trotz dieser Vorteile gibt es einige Einschränkungen, die mit unserer Technik verbunden sind. Die Kraft des Pickels, mit dem die Tiere auf dem Pad platziert werden, kann die Kanäle verformen, was sich möglicherweise auf die Positionierung des Tieres auswirkt. Wie bei jeder Feinmanipulation kann das Positionieren und Drehen des Tieres in die gewünschte Ausrichtung zeitaufwändig sein, was die Exposition des Tieres gegenüber Anästhetika erhöht und möglicherweise Stress auslöst. Kanäle können auch Luft einschließen und während des Platzierens des Deckglases Blasen bilden, die die Klarheit der Bildgebung durch Streulicht beeinträchtigen können. Wir diskutieren Möglichkeiten, Blasen im Protokoll zu minimieren. Unsere Erfahrung zeigt, dass die meisten Nachteile von kanalisiertem Agar durch ein Mindestmaß an Training und Übung weitgehend vermieden werden.
Zu den zukünftigen Richtungen zur Optimierung dieser Kanäle gehört die Entwicklung von Designs, die auf spezifische experimentelle Bedürfnisse zugeschnitten sind, einschließlich unterschiedlicher Größen und Formen für verschiedene Altersgruppen und Phänotypen von C. elegans. Die Herstellung kundenspezifischer Kanalgrößen durch Nanofabrikation10 kann die physiologischen Auswirkungen auf Tiere im Vergleich zu generischen Kanälenverringern 5. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Implementierung von kanalisierten Agar-Pads eine hochauflösende Abbildung von obskuren Strukturen bei älteren Tieren ermöglicht. Diese Pads behalten die Ausrichtung von C. elegans bei, was zu einer verbesserten Bildqualität und detaillierten Visualisierung führt und gleichzeitig den Stress für die Tiere aufgrund der stützenden Struktur der Kanäle reduziert.
Offenlegungen
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Danksagungen
Die Finanzierung erfolgte durch die NIH R56NS128413. Wir danken Noah Joseph (Northeastern Bioengineering Department) für seine Unterstützung bei der Bearbeitung von Schallplatten. Wir danken den Mitgliedern des Chung-Labors für ihre aufschlussreichen Kommentare zum Manuskript.
Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 125 mL Erlenmeyerkolben | Corning | 4980-125 | |
| 33 1/2 RPM oder 12 Zoll Langspielplatte (LP) Schallplatte | N/A | N/A | Tiefe des einzelnen Kanals: 50 & Mikro; m, Breite: 200 µ m |
| 30 mL Kunststoffspritze | Fisher Scientific | 50-793-817 | |
| 90% Platin, 10% Iridium Draht | Tritech Research | PT-9010 | wird zur Herstellung von Platin-Pick-Aluminiumfolie verwendet |
| Amazon | N/A | ||
| Calciumchlorid | Fisher Scientific | AAL131910B | |
| Glasscheibe | N/A | N/A | 7 Zoll x 5 Zoll Glasscheibe aus dem Rahmen |
| Glaspipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | zur Herstellung einer Platin-Pick-Heizplatte |
| Thermofisher | SP88857104 | ||
| Magnesiumsulfat | Fisher Scientific | AA3333736 | |
| Objektträger | Mckesson | 938360 | |
| Agar in molekularbiologischer Qualität | Benchmark Scientific | A1705 | |
| Kaliumphosphat zweibasisch | Fisher Scientific | P290-500 | |
| Kaliumphosphat monobasisch | Fisher Scientific | P285-500 | |
| Natriumazid | Fisher | Scientific AAJ2161022 | |
| Natriumchlorid | Fisher Scientific | BP358-212 | |
| quadratisches Deckglas | Fisher Scientific | 12-541-016 | |
| SYLCAP 284-F (Fast Cure) Silikonelastomer-Verkapselungskit, transparent, optisch klar, 10:1 Mix, 500 gm/ml (0,5 kg), schneller als Sylgard 184 und ähnliche | MicroLubrol | N/A | |
| Vakuum-Exsikkator | Fisher Scientific | 08-648-100 | |
| Wiegeschale | Fisher Scientific | 01-549-750 |
Referenzen
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Nachdrucke und Genehmigungen
