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Methodenartikel

Biofilm-Assay für Clostridioides difficile mit Anwendungen für die Wirkstoffforschung

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DOI:

10.3791/67913

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8. Juli 2025

 ,  , 
1Department of Molecular Microbiology and Immunology and The South Texas Center for Emerging Infectious Diseases (STCEID), The University of Texas at San Antonio

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Biofilme des bakteriellen Erregers Clostridioides difficile und ihre Bedeutung bei Krankheiten sind noch nicht gut verstanden. Jüngste Erkenntnisse deuten auf eine Rolle bei Rezidiven hin, was ihre Bedeutung unterstreicht. Hier beschreiben wir die Adaption eines Biofilm-Assays gekoppelt an eine metabolische Auslesung mit Anwendungen für die Wirkstoffforschung gegen Biofilme.

Zusammenfassung

Clostridioides difficile ist ein gastrointestinaler bakterieller Krankheitserreger, der in der Lage ist, eine dysbiotische Mikrobiota-Umgebung zu nutzen, um sich zu vermehren, Toxine auszuschütten und das Darmepithel zu schädigen. Bei einer Untergruppe von Patienten mit C. difficile-Infektion (CDI) kommt es zu einem Versagen der Behandlung mit Antibiotika (15 %-30 %) oder fäkalen Mikrobiota-Transplantationen (FMT) (<10 %). Daher ist die Entwicklung zusätzlicher therapeutischer Interventionen von entscheidender Bedeutung. Die Rolle von C. difficile-Biofilmen beim Rezidiv ist unklar. Biofilme in anderen Organismen sind jedoch für chronische und schubförmige Erkrankungen verantwortlich, was darauf hindeutet, dass dies auch bei rezidivierender CDI der Fall sein könnte. Wir stellen die Hypothese auf, dass Biofilme von C. difficile ein wertvolles therapeutisches Ziel darstellen. Das Ziel des hier vorgestellten Protokolls ist es, einen Biofilmbildungsassay für die Identifizierung von repositionierbaren Verbindungen mit Aktivität gegen etablierte C. difficile-Biofilme zu adaptieren. Das Protokoll verfeinert einen robusten und reproduzierbaren Assay zur Bildung von Biofilmen, koppelt ihn an einen Stoffwechselassay und wendet ihn auf die Wirkstoffforschung an. Dieses Protokoll beschreibt den Biofilmbildungsassay, die Messwerte für Biomasse und Stoffwechselaktivität, die Empfindlichkeitstests für Medikamente, das Wirkstoffscreening einer Repositionierungsbibliothek und repräsentative Ergebnisse.

Einleitung

Clostridioides difficile ist ein sporenbildender, anaerober bakterieller Krankheitserreger, der in der Lage ist, dem menschlichen Magen-Darm-Trakt schwere Schäden zuzufügen, indem er Toxine produziert. C. difficile ist jährlich für fast eine halbe Million Fälle mit ~30.000 Todesfällen verantwortlich (CDC, 2015). Die Behandlung von C. difficile-Infektionen (CDI) verursacht erhebliche Kosten für das bereits angespannte Gesundheitssystem (~4,8 Milliarden US-Dollar)1,2,3. Zu den am stärksten gefährdeten Personen gehören Personen mit Immunsuppression, Antibiotika-Exposition und/oder ältere Menschen, alles Bevölkerungsgruppen, die sowohl in den USA als auch rund um den Globus weiterhin erheblich wachsen 4,5,6,7.

C. difficile hängt stark vom Status der gastrointestinalen Mikrobiota des Wirts ab, und als solche ist eine Antibiotikabehandlung ein wichtiger prädisponierender Faktor für CDI. Die Identifizierung antibiotikaresistenter klinischer Isolate von C. difficile erschwert die Behandlung zusätzlich 8,9,10. Darüber hinaus versagen zwischen 15 % und 30 % der Patienten, die mit Antibiotika gegen CDI behandelt werden, bei der Erstbehandlung 5,11,12,13,14,15,16. Sobald ein Patient eine Rezidivepisode erlebt, steigt die Wahrscheinlichkeit von Rezidivepisoden auf 45%-64% (Rezidiv-Escalator) und geht mit einem erhöhten Risiko für weitere Behandlungsfehler einher16,17. Wichtig ist, dass die meisten Rückfallfälle von CDI durch den ursprünglichen Stamm verursacht werden, der die erste Infektionsepisode im Wirt etablierte 18,19, was auf eine fortgesetzte Besiedlung durch C. difficile auch nach erfolgreicher Behandlung hindeutet. Während in ex vivo- und murinen Modellen gezeigt wurde, dass Sporen im Magen-Darm-Trakt persistieren und zu einem Rückfall führen20, sind C. difficile-Biofilme und ihre Rolle bei Krankheit und Rückfall zu wenig erforscht. Biofilme sind mikrobielle Gemeinschaften, die durch eine selbst produzierte extrazelluläre Matrix geschützt sind, eine Eigenschaft, die sie sehr widerstandsfähig gegen Umwelteinflüsse wie Antibiotikabehandlung und Immunreaktionen macht21. Darüber hinaus ist die Biofilmbildung ein signifikanter Virulenzfaktor 22,23,24,25 und bei bakteriellen Infektionen, wie sie durch Staphylococcus aureus und Pseudomonas aeruginosa verursacht werden, sind Biofilme der Schlüssel für Rezidive und chronische Manifestationen26,27. In jüngster Zeit wurden C. difficile-Biofilme als Reservoir für rezidivierende Infektionen vorgeschlagen 28,29,30 und stellen daher ein hochwertiges Ziel für die Behandlung und/oder Prävention von CDI-Rezidiven dar.

Zu den aktuellen Modellen zur Untersuchung von C. difficile-Biofilmen gehören Kolonie-Biofilmmodelle31,32, Mikrofermentatoren33, Chemostat-Darmmodelle34,35 und Flüssigkultursysteme mit Kolben oder Well-Platten36,37. Alle diese Modelle haben wichtige Informationen über C. difficile-Biofilme in unterschiedlichen Entwicklungsstadien und in unterschiedlichen Umgebungen geliefert. Einige dieser Modelle (z. B. Mikrofermentoren, Chemostat-Darmmodelle, Kolonie-Biofilme) sind jedoch nicht für die Wirkstoffforschung geeignet. Bisher konzentrierten sich die meisten Studien zur Wirkstoffforschung auf die planktonische Lebensweise von C. difficile 38,39,40,41. Daher zielt das hier beschriebene Protokoll darauf ab, das bestehende 96-Well-Platten-Biofilmmodell anzupassen, zu standardisieren und zu validieren, mit dem Ziel, eine Plattform für das Screening von Bibliotheken zu entwickeln, um repositionierbare Moleküle zu identifizieren, die in der Lage sind, etablierte (24 h alte) C. difficile-Biofilme abzutöten. Die Validierung des Protokolls erfolgte durch den Vergleich der Biofilmbildungsfähigkeiten zwischen einem laborangepassten Stamm (630 Δerm) und einem epidemischen klinischen Isolat (UK1-Stamm, der während eines Ausbruchs im Jahr 2006 im Stoke-Mandeville Hospital im Vereinigten Königreich isoliert wurde42). Die Biofilmbildung wurde mit dem klassischen Kristallviolett-Assay zur Messung der Biomasse und einem Stoffwechsel-Assay zur Messung der Lebensfähigkeit der Biofilme quantifiziert. Es wurden signifikante Unterschiede in der Fähigkeit zur Biofilmbildung zwischen den Stämmen identifiziert, was auf mögliche klinische Implikationen hindeutet. Darüber hinaus wurde der Assay zur Bestimmung von Antibiotika-Empfindlichkeitsprofilen etablierter Biofilme verwendet. Als Wirksamkeitsnachweis wurde schließlich die Global Health Priority Box von Medicines for Malaria Venture (MMV), einer gemeinnützigen Organisation, die sich auf die Entdeckung neuer Therapien gegen vernachlässigte Krankheiten wie Malaria konzentriert, untersucht, um Verbindungen zu identifizieren, die gegen etablierte Biofilme von C. difficile wirksam sind. Das hier beschriebene Protokoll adaptiert und validiert einen klassischen Biofilm-Assay für die Verwendung als Wirkstoff-Screening-Plattform, die auf reife Biofilme abzielt.

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Protokoll

1. Vorbereitung der Zellen für den Biofilm-Assay

ACHTUNG: Clostridioides difficile ist ein humanpathogener Erreger und muss in BSL-2 eingeschlossen werden.

HINWEIS: Die für diese Studie verwendeten Sporen wurden von Dr. Carol Kumamoto an der Tufts University School of Medicine erworben. C. difficile-Sporenbestände wurden wie zuvor beschrieben hergestellt 43,44,45. Die Sporen werden dann als 10-μl-Volumen in PCR-Röhrchen aliquotiert, um die Platten auszustreichen. Alle Medien und Phosphatpuffersalzlösung (PBS), die für den Versuch benötigt werden, sollten 24 Stunden vor der Verwendung in der anaeroben Kammer vorreduziert werden. Dies wird erreicht, indem der Deckel der Flasche mit dem Medium oder PBS in der Kammer gelöst wird.

  1. Reduzieren Sie eine mit 0,1 % (w/v) Taurocholat und 0,1 % (w/v) L-Cystein (BHIS) in der anaeroben Kammer ergänzte Agarplatte vorab, vorzugsweise über Nacht oder für mindestens 3 Stunden, um eine vollständige Reduktion zu ermöglichen. Stellen Sie die Temperatur der anaeroben Kammer auf 37 °C ein.
  2. Erhitzen Sie das PCR-Röhrchen mit 10 μl Sporen für 20 min auf 70 °C. Dies kann in einem Wasserbad oder Thermocycler erfolgen.
  3. Bringen Sie die Sporen in die anaerobe Kammer, mischen Sie durch vorsichtiges Pipettieren von 5x-6x und pipettieren Sie 10 μl auf der vorreduzierten BHIS-Platte. Es wird ein Vier-Quadranten-Streifen wie zuvor beschriebendurchgeführt 46 und die Platte über Nacht bei 37 °C (Temperatur der anaeroben Kammer) inkubiert.
  4. Nach 24 Stunden Wachstum sollten vereinzelte Bienenvölker sichtbar sein. Wählen Sie eine einzelne Kolonie aus und geben Sie sie mit einer Einwegöse in ein Röhrchen mit 10 ml BHIS-Flüssigkeit. Über Nacht (14-18 h) inkubieren.
  5. Bestimmen Sie die Zelldichte, indem Sie die Übernachtkultur in der Kammer seriell verdünnen.
    1. Führen Sie eine 10-fache Verdünnung der Übernachtkultur durch. Die 10:3-Verdünnung ergibt eine zählbare Probe für jeden der in diesem Protokoll verwendeten Stämme. Eine Standardisierung dieses Schritts könnte jedoch für klinische Isolate mit Wachstumsunterschieden erforderlich sein.
    2. Nehmen Sie die Röhrchen aus der anaeroben Kammer, geben Sie 10 μl jeder Probe in ein Hämozytometer und zählen Sie mit einem Hellfeldmikroskop, wie vom Hersteller des Hämozytometers beschrieben.
    3. Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um die Zellkonzentration nach der Zählung zu bestimmen.

2. Bildung von Biofilmen

HINWEIS: Obwohl dieses Protokoll an unterschiedliche Well-Größen angepasst werden kann, wurde es für die 96-Well-Plattform optimiert. Wenn die Well-Größe geändert wird, muss die Zellkonzentration basierend auf der Oberfläche des Wells angepasst werden.

  1. Nach der Bestimmung der Zellkonzentration aus der Übernachtkultur wird die Zellkonzentration auf 1 x 107 Zellen/ml in BHIS (ergänzt mit 10 % (w/v) L-Cystein und 0,1 M Glukose) eingestellt.
    HINWEIS: Es wurde bereits gezeigt, dass die 0,1M-Glukoseergänzung die Biofilmbildung durch den C. difficile 630 Δerm-Stamm 47 erhöht. Für dieses Protokoll wurde die Konzentration von 1 x 107 Zellen/ml ausgewählt, nachdem unterschiedliche Ausgangskonzentrationen getestet wurden (Abbildung 1). Eine robuste Biofilmbildung kann auch ohne Glukoseergänzung erreicht werden.
  2. Geben Sie 100 μl Zellen in die Vertiefungen einer 96-Well-Mikrotiterplatte (flacher Boden und mit Gewebekultur behandelt), wobei die Kontroll- (nur Zellen) und die leeren (nur Medien) Säulen verbleiben. 24 Stunden in der anaeroben Kammer (37 °C) inkubieren.
    1. Wenn die Verdunstung des Mediums zu einem Problem wird, stellen Sie die Biofilmplatten nicht in der Nähe von Heizgeräten auf. Alternativ können Sie Biofilme in einen zusätzlichen Behälter legen oder mit durchlässigen 96-Well-Plattenmembranen abdecken.
  3. Entfernen Sie das Medium vorsichtig aus allen Vertiefungen, beginnend mit dem Rohling. Dadurch werden nicht anhaftende Zellen entfernt und es entsteht ein Biofilm. Dieser Schritt ist von entscheidender Bedeutung, da nur Zellen innerhalb des Biofilms von Interesse sind.
  4. Waschen Sie die Biofilme 2x schonend mit 200 μL vorreduziertem PBS. Um diese Spülung vorsichtig durchzuführen, kippen Sie die 96-Well-Platte leicht, führen Sie die Pipettenspitzen gegen die Wand der Vertiefung ein, schieben Sie die Spitzen nahe an den Boden der Vertiefung, ohne den Boden abzukratzen, und ziehen Sie langsam ab. Wenn PBS unten verbleibt, wiederholen Sie den Vorgang erneut. In diesem Stadium können nicht adhärente Zellen entfernt werden, und das ist normal. Entfernen Sie das PBS, bevor Sie die Platte aus der anaeroben Kammer nehmen.
  5. Verwenden Sie an dieser Stelle Biofilme für: Messungen der Biomasse (siehe Schritt 3); Messungen der Stoffwechselaktivität (siehe Schritt 4); Empfindlichkeits- und Wirkstoffscreening-Assays (siehe Schritt 5).
    HINWEIS: Dieses Protokoll wurde für den laborangepassten 630 Δerm-Stamm und den epidemischen UK1-Stamm validiert. Unterschiedliche klinische Isolate und Stämme können schwache Biofilmbildungsfähigkeiten aufweisen. Um die Störung des Biofilms zu minimieren, waschen Sie mit PBS 1x statt mit 2x und reduzieren Sie das Waschvolumen auf 100 μl.

3. Messung der Biofilmbiomasse mit dem Kristallviolett-Assay

HINWEIS: Die Kristallviolettfärbung basierte auf einem zuvor beschriebenen Protokoll48.

  1. Nach dem Waschen der Biofilme in der anaeroben Kammer (siehe Schritt 2.4) entfernen Sie die Platte und geben sie in einen chemischen Abzug.
  2. Um die Biofilme zu fixieren, geben Sie vorsichtig 150 μl Methanol in jede Vertiefung. Den Teller mit dem Deckel 10 Min. abdecken.
  3. Entfernen Sie das Methanol und lassen Sie die Vertiefungen bei abgenommenem Deckel vollständig trocknen. Dies sollte zwischen 30 min und 45 min dauern.
  4. Geben Sie 100 μl 0,3 % Kristallviolett in alle Vertiefungen und färben Sie es 10 Minuten lang. Entfernen Sie Kristallviolett vorsichtig, um Flecken am Rand und an den Wänden zu vermeiden, da dies die Auslesung beeinträchtigen kann.
  5. Lassen Sie die Platte mit abgenommenem Deckel trocknen. Dies sollte zwischen 30 min und 45 min dauern.
  6. Waschen Sie die Vertiefungen 3x mit 200 μL destilliertem Wasser und lassen Sie die Platte vollständig trocknen. Dies sollte 30 bis 45 Minuten dauern.
  7. Nach dem Trocknen verwenden Sie ein Hellfeldmikroskop, um die Biofilme abzubilden (Abbildung 2A). Dieser Schritt ist zwar optional, ermöglicht aber eine gründlichere Beobachtung der Zellen im Biofilm.
    1. Platzieren Sie die 96-Well-Platte mit einem Plattenadapter auf einem inversen Hellfeldmikroskop. Identifizieren Sie repräsentative Vertiefungen für jeden getesteten Stamm.
    2. Nehmen Sie Bilder für jede Vertiefung mit der gewünschten Vergrößerung auf. Die in diesem Protokoll präsentierten Bilder wurden mit 40-facher Vergrößerung aufgenommen.
  8. Sobald die gewünschten Bilder aufgenommen wurden, übertragen Sie die Platte zur Entfärbung zurück in einen chemischen Abzug.
  9. Um den Biofilm zu entfärben, fügen Sie 150 μl 33%ige Essigsäure hinzu und geben Sie sie 10 Minuten lang bei mittlerer Geschwindigkeit auf einen Shaker.
  10. Entfernen Sie 90 μl aus jeder Vertiefung und geben Sie sie auf eine neue 96-Well-Platte mit flachem Boden. Leseabsorption bei 595 nm mit einem Plattenleser (Abbildung 2B).

4. Messung der Lebensfähigkeit von Biofilmen mit dem Stoffwechselfarbstoff PrestoBlue

  1. Führen Sie die Messung der Stoffwechselaktivität gemäß dem Herstellerprotokoll für den Assay mit wichtigen Änderungen durch. Erwärmen Sie den Plattenleser auf 37 °C, bevor Sie die Biofilme für den Assay vorbereiten. Es wird ein Platten-Reader empfohlen, der in der Lage ist, Fluoreszenz zu messen.
    HINWEIS: Alternativ kann die Stoffwechselaktivität bei OD600 abgelesen werden; Wir haben jedoch nicht festgestellt, dass dieser Ansatz für diese Assays empfindlich genug ist. Es wird empfohlen, dass Benutzer das Protokoll des Herstellers überprüfen und gegebenenfalls standardisieren.
  2. Nach dem Waschen der Biofilme mit PBS in der anaeroben Kammer wie oben beschrieben (siehe Schritt 2.4) entfernen Sie die Platte aus der Kammer.
  3. Entfernen Sie zusammen mit der Platte 9 ml vorreduziertes BHIS (ergänzt mit 10 % (w/v) L-Cystein und 0,1 M Glukose).
  4. Geben Sie schnell 1 ml PrestoBlue-Reagenz zu 9 ml vorreduziertem BHIS und Vortex. Reduzieren Sie das Reagenz nicht vor, da dies die Färbung des Reagenzes beeinträchtigen kann (siehe Diskussion).
  5. 100 μl BHIS-PrestoBlue-Mischung in jede Vertiefung geben. Legen Sie die Platte in einen Plattenleser mit den folgenden Einstellungen: Temperatur bei 37 °C, Assay-Typ als Kinetisch; Lesezeit als 30 min; Lesefrequenz alle 2 min; Fluoreszenzintensität abhängig von der Art des verfügbaren Plattenlesegeräts. Die in diesem Protokoll beschriebenen Messungen wurden unter Verwendung von Anregungs-/Emissionswellenlängen von 560 nm bzw. 590 nm durchgeführt.
  6. Entsorgen Sie die Teller nach dem Lesen.
  7. Sobald die Fluoreszenzwerte aus den Plattenmesswerten erfasst wurden, verwenden Sie leere (nur Medien-)Wells, um das Rauschen von allen Proben-Wells zu subtrahieren. Danach teilen Sie die mit jeder Verbindung behandelten Biofilmvertiefungen durch die Kontrollvertiefung, die einen unbehandelten (100%) Biofilm enthält, um die Stoffwechselaktivität zu erhalten.

5. Zugabe von Arzneimitteln zu Biofilmen

HINWEIS: Der unten beschriebene Aufbau kann für Arzneimittelempfindlichkeitstests und Wirkstoffscreenings mit fester Konzentration modifiziert werden. Für beide unten beschriebenen Methoden wird der PrestoBlue-Assay empfohlen.

  1. Bestimmung der minimalen Hemmkonzentrationen (MHK) verschiedener Antibiotika
    HINWEIS: Biofilme werden über einen Zeitraum von 48 Stunden behandelt, wodurch die Möglichkeit einer Kontamination erhöht wird. Es ist von großer Bedeutung, Blindvertiefungen zuerst zu verarbeiten und aseptische Verfahren zu befolgen. MHK-Werte, die in der Literatur für andere C. difficile-Stämme und Testdosis-Wirkungs-Assays berichtet wurden, wurden verwendet, um die anfänglichen Antibiotikakonzentrationen für die in diesem Protokoll vorgestellten MHK-Assays zu informieren. Dieser Ansatz ist nützlich für die Bestimmung der anfänglichen Antibiotikakonzentrationen bei der Arbeit mit klinischen Isolaten.
    1. Waschen Sie die reifen (24 h alten) Biofilme mit PBS in der anaeroben Kammer wie oben beschrieben (siehe Schritt 2.4).
    2. Geben Sie 200 μl vorreduziertes BHIS-Medium (ergänzt mit 10 % (w/v) L-Cystein und 0,1 M Glukose) mit zweifacher Verdünnung des Testantibiotikums in jede Vertiefung mit Ausnahme der Kontroll- (nur Zellen) und Leerspalten (nur Medien) in der Platte.
    3. Weitere 24 Stunden inkubieren. In dieser Studie wurden Vancomycin (Ausgangskonzentration von 200 μg/ml), Metronidazol (Ausgangskonzentration von 16 μg/ml) und Fidaxomicin (Startkonzentration von 4 μg/ml) zur Validierung des Assays verwendet. Die MHK-Werte sind in Tabelle 1 aufgeführt.
    4. Um ein Austrocknen der Platten zu verhindern, halten Sie sich von der Heizeinheit in der Anerobic-Kammer fern oder verwenden Sie eine gasdurchlässige Membran.
      HINWEIS: Alternativ kann ein vorreduziertes PBS oder ein Mediengraben (300 μl) für die äußeren Vertiefungen der Platte verwendet werden.
    5. Nach 24 Stunden Inkubation mit den Medikamenten entfernen Sie das Medium und waschen Sie die Biofilme vorsichtig 1x mit PBS. Verarbeiten Sie Biofilme mit dem Crystal Violet Assay oder dem PrestoBlue Assay.
  2. Screening von Arzneimittelbibliotheken
    1. Waschen Sie die reifen (24 h alten) Biofilme mit PBS in der anaeroben Kammer wie oben beschrieben (siehe Schritt 2.4).
    2. Geben Sie 200 μl Medien mit einer festen Konzentration an Wirkstoffbibliotheksverbindungen in jede Vertiefung mit Ausnahme der Kontroll- (Zellen in Medien ohne Antibiotika) und der leeren (Medien ohne Antibiotika) Säulen in der Platte. Weitere 24 Stunden inkubieren. Um ein Austrocknen der Platten zu verhindern, halten Sie sich von der Heizeinheit in der anerobischen Kammer fern.
    3. Nach 24 Stunden Inkubation mit den Medikamenten entfernen Sie das Medium und waschen Sie die Biofilme vorsichtig 1x mit PBS. Verarbeiten Sie Biofilme mit dem Kristallviolett-Assay oder dem Stoffwechsel-Assay.

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Ergebnisse

Das Ziel des oben beschriebenen Protokolls ist es, das 96-Well-Platten-Biofilmbildungsmodell als Wirkstoffscreening-Plattform für die Identifizierung von repositionierbaren Verbindungen mit Aktivität gegen etablierte Biofilme von C. difficile anzupassen und zu validieren. Der Einfluss unterschiedlicher Zelldichten (10,4, 10,5, 10,6 und 107 Zellen/ml) auf die Biofilmbildung wurde bestimmt, und die Biofilmbildung wurde durch Kristallviole...

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Diskussion

Die Bildung von C. difficile-Biofilmen und die Rolle, die sie bei der Krankheit spielt, sind nicht gut verstanden. Neuere Befunde deuten auf eine Rolle von Biofilmen beim Krankheitsrückfall hin28,34. Die Bildung von Biofilmen ist ein bedeutender Virulenzfaktor 22,23,24,25 und bei bakteriellen Infektionen, wie sie durch Staphylococcus aureus und

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Konflikte offenzulegen.

Danksagungen

J.A.R. entwarf die Studie und das Protokoll und schrieb das Manuskript. A.S. und P.Z. führten die Experimente durch und halfen bei der Verfeinerung des Protokolls. Diese Arbeit wurde durch Startkapital von der University of Texas at San Antonio (UTSA) an J.A.R. unterstützt, und A.S. wurde durch das UTSA MARC-Programm (T34GM145507) unterstützt. Die Autoren danken Medicines for Malaria Venture (MMV, Schweiz) für die Bereitstellung der Global Health Priority Box-Bibliothek.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
ESSIGSÄURE SAF-CT ACS 500MLFisher ScientificA38S500
AGAR BAKTERIOLOGISCH GR 1KGFisher ScientificAC443570010
BioTek Synergy H1 PlattenleserFisher ScientificBTH1MG
FLASCHE HEFE EXTRAKT 500GFisher ScientificDF0127179
GEHIRN HERZ INFUSIONBRÜHE Fisher Scientific
Crystal Violet USP type 100GVWR97061-850Zum Färben von Biofilmen für Biomasse-Assays
CytoOne 96-Well-TC-Platte, flacher Boden, klar, einzeln mit Deckeln umwickelt, 50/KartonUSA ScientificCC7682-7596
D-(+)-Glukose, wasserfreiFisher Scientific50712744
Dimethylsulfoxid für die Molekularbiologie (DMSO)Millipore SigmaD8418-250ML
FIDAXOMICIN 250MGFisher ScientificAC468312500
L-CYSTEIN 98+% 1KGFisher ScientificAAA104350BFür C. difficile Medien
METHANOL 99.8 ACROSEAL 1LTFisher ScientificAC364390010
METRONIDAZOL, 99% 5GRFisher ScientificAC210340050
Phosphatpuffer Kochsalzlösung (PBS) 10XFisher ScientificBP3991
PrestoBlue Reagenz für die ZellviabilitätFisher ScientificA13262
SILVERSEAL OPAQUE ADHES 100/CSFisher Scientific7000379Wird verwendet, um Mutter- und Tochter-Arzneimittelplatten vor der Lagerung zu versiegeln
NATRIUMTAUROCHAT 100MG VWR100291-598
VANCOMYCINFisher ScientificBP29581
CM1135R

Referenzen

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