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Methodenartikel

Prävention von Allodynie und Hyperalgesie durch Cannabidiol in einem Rattenmodell der Chemotherapie-induzierten peripheren Neuropathie

843 Aufrufe

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DOI:

10.3791/68079

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20. Juni 2025

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1Center for Substance Abuse Research, Department of Neural Sciences, Temple University, 2Department of Psychology, Program in Neuroscience Temple University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die gleichzeitige Verabreichung von CBD mit Paclitaxel verhindert die Entwicklung einer Chemotherapie-induzierten peripheren Neuropathie bei Ratten. Dieses Protokoll beschreibt den Umgang mit Cannabinoiden, die Induktion eines allodynischen Phänotyps bei Ratten durch chemotherapeutische Verabreichung, die Beurteilung mechanischer und thermischer Allodynie und die Verwendung von Hochgeschwindigkeitsvideografie zur Unterscheidung von Allodynie und Hyperalgesie.

Zusammenfassung

Diese Studie zeigt die Nützlichkeit eines Rattenmodells der Chemotherapie-induzierten peripheren Neuropathie (CIPN), um die Fähigkeit des nicht-psychoaktiven Cannabinoids Cannabidiol (CBD) zu beurteilen, die Entwicklung dieses Syndroms in vivo zu modulieren. Das Verfahren nutzt das Chemotherapeutikum Paclitaxel, um bei den Tieren einen allodynischen Phänotyp zu erzeugen. Diese Studie beschreibt, wie man mit CBD umgeht und diese auflöst, das Chemotherapeutikum verabreicht, die mechanische Empfindlichkeit und Kälteempfindlichkeit beurteilt und Hochgeschwindigkeitsvideografie anwendet, um das nozifensive Verhalten bei Tieren zu messen. Unter Verwendung der beschriebenen Verfahren unterstützen die Daten, dass CBD die Entwicklung des allodynischen Phänotyps bei den behandelten Tieren verhindert. Bei den CBD-behandelten Tieren wurde von Tag 0 (vor Paclitaxel-Ausgangswert) bis Tag 7 (nach Sensibilisierung) kein Unterschied in der mechanischen oder thermischen Empfindlichkeit beobachtet, während die mit Vehikeln behandelten Tiere signifikant empfindlicher wurden. Dieses Ansprechen auf die Behandlung ist bis zum letzten Zeitpunkt, zu dem die Daten erhoben wurden (7 Wochen), dauerhaft. Die Hinzufügung von Hochgeschwindigkeits-Videografie ermöglicht eine detailliertere und unvoreingenommenere Bewertung dieses Verhaltensphänotyps (z. B. Klassifizierung von Analgesie und Anti-Allodynie). Dies zeigt sowohl den Nutzen dieses Modells für die Charakterisierung von Cannabinoid-Medikamenten als auch die potenzielle Rolle von CBD bei der Linderung neuropathischer Schmerzen.

Einleitung

Die Chemotherapie-induzierte periphere Neuropathie (CIPN) ist eine Form der sensorischen Neuropathie. Es ist eine häufige Nebenwirkung der Chemotherapie und tritt besonders häufig bei Arzneimitteln auf Taxan- und Platinbasisauf 1,2. Zu den Symptomen von CIPN gehören chronische Schmerzen, Taubheitsgefühl, Kribbeln und extreme Berührungs- und Temperaturempfindlichkeit 1,2. Diese schmerzhaften Symptome beeinträchtigen nicht nur den Alltag der Patienten, sondern auch die Krebsbehandlung. Einige Krebspatienten streben eine Dosisreduktion oder einen vollständigen Abbruch der Chemotherapie an, um die mit diesem Syndrom verbundene Verschlechterung der Lebensqualität bewältigenzu können 3. Derzeit sind die gängigen klinisch verwendeten Behandlungen für CIPN bei der Linderung der Symptome unvollständig wirksam und umfassen Opioide, die ein erhebliches Missbrauchspotenzial darstellen4. Bisher gibt es keine Heilung für CIPN, daher ist es wichtig, eine sichere und wirksame Alternative zu finden 5,6.

Cannabidiol (CBD) hat sich zuvor als wirksam bei der Verhinderung der Entwicklung von CIPN erwiesen, wie es bei Mäusen modelliert wurde 7,8. Dies zeigt einen vielversprechenden Weg zur Vermeidung der potenziell langfristigen allodynischen Symptome von CIPN für Patienten auf, die keine Linderung durch zweifelhaft wirksame Medikamente oder potenziell schädliche Opioide benötigen. Die Mehrheit der Menschen, die CBD verwenden, insbesondere zu therapeutischen Zwecken wie der Behandlung von Anfällen, leiden unter leichten Nebenwirkungen, und das Medikament wird im Allgemeinen gut vertragen9. Die meisten Nebenwirkungen sind dosisabhängig und bessern sich oft, wenn sich der Körper anpasst.

In diesem weit verbreiteten Modell von CIPN10 wird Ratten Paclitaxel verabreicht, um eine Neuropathie zu induzieren, die den allodynischen Phänotyp rekapituliert, der bei einigen Patienten nach chemotherapeutischer Intervention beobachtet wurde, wie zuvor berichtetwurde 11. Das Ziel dieser Induktion ist es, eine translational relevante Plattform für die Bewertung dieser Art von sensorischer Neuropathie in vivo zu haben, die für Forscher geeignet ist, die Mechanismen oder Interventionen für dieses Syndrom untersuchen. Die mechanische Empfindlichkeit wird mit dem von-Frey-Test gemessen, und die Herausforderungen bei kalten Temperaturen werden verwendet, um die thermische Empfindlichkeitzu messen 10,11. Dies ermöglicht die Quantifizierung des prophylaktischen Potenzials von CBD bei der Milderung von CIPN an den beiden klinisch wichtigsten Endpunkten der Lebensqualität für Patienten. Eine weitere Evaluation umfasste die videografiegestützte Hochgeschwindigkeitsanalyse des nozifensiven Verhaltens12,13. Diese erweiterte Analyse der Verhaltensreaktionen auf harmlose und schädliche Reize ermöglicht die Unterscheidung zwischen allodynischen und hyperalgetischen Effekten der Chemotherapie-Verabreichung sowie die Fähigkeit von CBD, diese Effekte zu modulieren.

Dieses Protokoll beschreibt, wie der CIPN-Phänotyp induziert, die mechanische und thermische Überempfindlichkeit bei Ratten beurteilt und quantifiziert und die Videografie für eine unvoreingenommene und detailliertere Bewertung von Allodynie und Hyperalgesie angewendet wird.

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Protokoll

Dieses Protokoll wurde genehmigt und folgt den Richtlinien des Animal Care and Use Committee der Temple University im Rahmen der genehmigten Protokolle für Tierversuche. In dieser Studie wurden adulte männliche Sprague-Dawley-Ratten (250-300 g) verwendet. Einzelheiten zu den verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung von Cannabinoiden und Chemotherapeutika für die Induktion von CIPN

HINWEIS: Abbildung 1 zeigt den Prozess der Solubilisierung von Cannabidiol.

  1. Stellen Sie die folgenden Materialien für die Solubilisierung von CBD und die Verdünnung von Paclitaxel zusammen.
    1. 100% Ethanol (EtOH), Chremophor (ethoxyliertes Rizinusöl), normale Kochsalzlösung, Braunglasfläschchen (x2), 50 ml konisches Röhrchen (x2), CBD-Pulvervorrat, klinischer Paclitaxel-Stamm (6 mg/ml).
  2. Geben Sie ein entsprechendes Volumen EtOH in jedes konische 50-ml-Röhrchen für eine abschließende Lösungsmittelvorbereitung von 1:1:18 EtOH: ethoxyliertes Rizinusöl: normale Kochsalzlösung.
  3. Massieren Sie die entsprechende Menge CBD, um eine Konzentration von 5 mg/kg für die Anzahl der zu testenden Tiere zu schaffen.
  4. Lösen Sie CBD in EtOH in einem der beiden vorbereiteten konischen 50-ml-Röhrchen auf.
  5. Vortex CBD-EtOH Gemisch bei hoher Geschwindigkeit, bis CBD vollständig aufgelöst ist.
  6. Geben Sie ein entsprechendes Volumen ethoxyliertes Rizinusöl in jedes konische 50-ml-Röhrchen.
  7. Wirbeln Sie jedes Rohr mit hoher Geschwindigkeit auf, bis das ethoxylierte Rizinusöl mit EtOH in Lösung ist.
  8. Geben Sie ein angemessenes Volumen normaler Kochsalzlösung in jedes konische 50-ml-Röhrchen für ein Endverhältnis von 1:1:18.
  9. Vortexen, bis die Kochsalzlösung in Lösung ist.
  10. Füllen Sie die Fahrzeugsteuerungslösung und die CBD-Lösung in Braunglasfläschchen um.
  11. Die Paclitaxel-Stammlösung wird 1:6 in normaler Kochsalzlösung verdünnt, um die Endkonzentration in braunen Durchstechflaschen auf 1 mg/ml bei dem für die Anzahl der zu testenden Tiere geeigneten Volumen zu erhöhen.
  12. Verschließen Sie die braunen Fläschchen mit Gummifläschchen mit Aluminiumkragen.
    HINWEIS: Wenn sie vor Beginn des Experiments zubereitet werden, können Fläschchen mit Vehikel, Vehikel + CBD und Paclitaxel bis zu 7 Tage bei 4-8 °C gelagert werden. Lassen Sie gekühlte Durchstechflaschen vor der Injektion auf Raumtemperatur ausgleichen. Beachten Sie auch, dass es von entscheidender Bedeutung ist, vorbereitete Cannabinoid-Reagenzien in Glas aufzubewahren, wenn nicht für den sofortigen Gebrauch, um ein Anhaften am Gefäß oder ein Ausfällen aus der Lösung zu verhindern.

2. Induktion des allodynischen Phänotyps bei Ratten

  1. Stellen Sie die notwendigen Materialien für die Paclitaxel-Injektion wie unten erwähnt zusammen:
    1. Vorbereitete 1 mg/ml Paclitaxel-Stammlösung, 1 ml Einwegspritzen (x n Ratten), 25 g Spritzennadeln (x n Ratten), Behälter für chemotherapeutische Abfälle und Waage zum Sammeln von Tiergewichten.
  2. Nummerieren oder markieren Sie die Ratten mit eindeutigen Identifikatoren.
    HINWEIS: Die Tiere sollten sich mindestens 1 Woche vor Beginn des Versuchs an ihren Stall gewöhnt haben.
  3. Sammeln Sie die Gewichte jedes Tieres.
  4. Bereiten Sie Spritzen mit der entsprechenden Menge an Paclitaxel (alle Tiere) und Vehikel oder CBD (nach Behandlungsgruppe) vor. In diesem Fall entspricht das Injektionsvolumen 1 μL/g Gewicht der Tiere.
  5. Injizieren Sie Paclitaxel und Vehikel oder Paclitaxel und CBD interperitoneal.
    1. Um die Ratte für die Injektion zurückzuhalten, fassen Sie die Ratte mit nicht-dominantem Griff von hinten, wobei der Zeigefinger den Daumen um den Hals und der Mittelfinger den Daumen unter der Schulter trifft, wobei Sie den Körper mit Ring- und kleinen Fingern greifen.
    2. Stabilisieren Sie die Hinterbeine der Ratte am Körper.
    3. Seien Sie vorsichtig, um keinen unangenehmen Druck auf das Tier auszuüben, um Verletzungen zu vermeiden.
      HINWEIS: Beim Umgang mit Ratten besteht immer die Gefahr von Bissen oder Kratzern. Um dieses Risiko zu mindern, kann der Experimentator zusätzliche PSA in Form von bissfesten Handschuhen tragen.
    4. Während das Tier manuell fixiert und stabilisiert wird, kippen Sie es so, dass sein Bauch für die Spritze leicht zugänglich ist.
    5. Injizieren Sie 1 mg/ml Paclitaxel in den unteren rechten Quadranten des Tieres und entsorgen Sie die Spritze im Behälter für scharfe und scharfe Gegenstände für die Chemotherapie.
    6. Injizieren Sie das Vehikel oder CBD mit einem Gewicht von 1 μl/g in den unteren linken Quadranten des Tieres und entsorgen Sie die Spritze in dem normalen Behälter für scharfe Gegenstände."
      HINWEIS: Der Wechsel der Injektionsstellen verringert das Leid der Tiere und mögliche Reizungen der Injektionsstelle.
    7. Dies ist der experimentelle Tag 1. Wiederholen Sie diesen Vorgang an den Tagen 2-4, um den allodynischen Phänotyp zu induzieren. Befolgen Sie während dieser Zeit die institutionellen Handhabungsprotokolle für chemotherapeutisch kontaminierte Käfige.
    8. Nehmen Sie an Tag 0 grundlegende mechanische und thermische Allodyniemessungen vor, wie in Schritt 3 beschrieben. Nehmen Sie zusätzliche Stimuli in die Baseline-Generierung auf, wie in Schritt 4 beschrieben. Die Analyse der Tages-0-Werte für diese Stimuli ist notwendig, um Schmerzscores zu erstellen.
    9. Schritt 2.5.8 wiederholen, bis die Tiere einen stabilen, wiederholbaren Ausgangswert aufweisen, um eine durch unzureichende Handhabung verursachte Heterogenität zu vermeiden.
      HINWEIS: Unterbrechen Sie nicht den Prozess der Induktion des allodynischen Phänotyps. Wenn der Experimentator nicht in der Lage ist, Injektionen an 4 aufeinanderfolgenden Tagen durchzuführen, können alternative Dosierungsschemata eine ähnliche Induktion des Phänotyps erreichen. Es ist auch möglich und möglicherweise empfohlen, die Injektion von Paclitaxel und Vehikel oder CBD in einer Injektion anstelle von 2 zu kombinieren, indem das Volumen des anfänglichen Vehikels oder der CBD-Lösung entsprechend angepasst wird, um die Verdünnung von Paclitaxel in diesen Mischungen zu ermöglichen, während eine Endkonzentration von 5 mg/ml von CBD und eine Konzentration von 1 mg/ml von Paclitaxel beibehalten wird. Seien Sie beim Umgang mit Chemotherapie-Gegenständen angemessen vorsichtig, um eine versehentliche Exposition des Experimentators zu vermeiden.

3. Beurteilung der mechanischen und thermischen Empfindlichkeit nach der Sensibilisierung

HINWEIS: Abbildung 2 zeigt die schematische Apparatur, die für diese Studie verwendet wurde.

  1. Stellen Sie die folgenden Materialien für mechanische und Kältesensitivitätsassays zusammen:
    1. Von Frey Filamente (4-100 g), Trockeneis, 15 mL konisches Röhrchen, Isolationskammern, Drahtbodengitter, 1/4 Zoll Glasscheibe und Stoppuhr.
  2. Beginnen Sie mit der Beurteilung am 7. Versuchstag (z. B. 3 Tage nach der abschließenden Injektion eines Chemotherapeutikums/einer Behandlungsbedingung).
  3. Montage von Frey und thermischen Isolationskammern.
    1. Platzieren Sie die Isolationskammern für die mechanische Empfindlichkeit (6 Kammern, die durch Kunststofftrennwände getrennt sind) auf einem Drahtgitter 20 cm über der Arbeitsplatte.
    2. Platzieren Sie die Isolationskammern für die Prüfung der thermischen Empfindlichkeit (einzelne Kammer) auf einer 1/4-Zoll-Glasfläche 20 cm über der Tischplatte.
  4. Platzieren Sie die Tiere einzeln in Isolationskammern für mechanische Allodynie.
  5. Gewöhnen Sie sich 15 Minuten vor Beginn des Tests an die Isolationskammern.
  6. Führen Sie manuelle von-Frey-Tests auf mechanische Empfindlichkeit durch. Dieses Verfahren beschreibt die manuelle von-Frey-Prüfung, aber die elektronische von-Frey-Prüfung kann die manuelle Prüfungersetzen 14.
    1. Beginnen Sie mit dem Filament, das der geringsten Kraft in Gramm entspricht (z. B. 4 g) und üben Sie Druck auf die mittlere Plantarfläche der rechten Hinterpfote aus, so dass das Filament 6 s lang in einer C-Form gehalten wird.
      HINWEIS: Forscher berichten von einem geringen Unterschied zwischen der rechten und der linken Hinterpfote, aber die Versuchsleiter sollten zwischen den Tieren konsistent sein). Wiederholen Sie 5 Versuche pro Stimulus.
    2. Wiederholen Sie den Vorgang für jedes zu testende Tier.
    3. Bewegen Sie die Filamentgröße nacheinander nach oben und wiederholen Sie die Schritte 3.5.1-3.5.2, bis in mindestens 2 der 5 Versuche eine Schmerzreaktion (z. B. Pfotenrückzug) beobachtet wird.
    4. Zeichnen Sie das Filamentgramm der Kraft auf, das die beobachtete Pfotenreaktion hervorgerufen hat.
    5. Testen Sie das nächstniedrigere Filament erneut, um zu sehen, ob ein Pfotenrückzug beobachtet wird. Wenn keine Reaktion beobachtet wird, ist das aufgezeichnete Gramm Kraft endgültig.
    6. Wenn das Tier bei diesem Schritt reagiert, zeichnen Sie ein neues Filamentgramm Kraft auf und testen Sie das nächstniedrigere Filament erneut. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis die unteren Filamente keine Reaktion mehr hervorrufen. Repräsentative Daten sind in Abbildung 3A,C dargestellt.
  7. Führen Sie Kälteempfindlichkeitstests durch.
    1. Nehmen Sie das Tier aus der Isolationskammer für mechanische Empfindlichkeit und setzen Sie es in eine Isolationskammer für thermische Empfindlichkeit.
    2. Verpacken Sie das konische 15-ml-Röhrchen mit Trockeneis, so dass das endgültige Pellet von der Oberseite des Röhrchens herausragt.
    3. Lege das Trockeneis auf das Glas proximal zur rechten Hinterpfote des Tieres.
    4. Notieren Sie mit einer Stoppuhr die Zeit, bis das Tier als Reaktion auf die Temperatur den Pfotenrückzug zeigt. Repräsentative Daten sind in Abbildung 3B dargestellt.
    5. Bringen Sie die Ratte wieder in ihren Heimatkäfig um.
    6. Wiederholen Sie alle Schritte von 3.7, bis alle Tiere getestet wurden und wieder in ihrem Heimatkäfig sind.
      HINWEIS: Es ist auch wichtig zu beachten, dass das Verhalten und das Gewicht der Tiere in diesem Stadium auf Anzeichen von Stress überwacht werden sollten. Wenn die Tiere über einen längeren Zeitraum ein Grundschmerzverhalten entwickeln oder Körpergewicht verlieren, sollte die Studie beendet und die Tiere gemäß der richtigen Tierhandhabungstechnik eingeschläfert werden. Zeigen die Tiere im Verlauf des Versuchs keine Beschwerden, sollten die Tiere nach dem letzten Versuchstag eingeschläfert werden.

4. Bewertung der mechanischen Empfindlichkeit mittels Hochgeschwindigkeits-Videografie

  1. Stellen Sie die folgenden Materialien wie unten erwähnt für mechanische Empfindlichkeitstests und Videografie zusammen:
    1. Isolationskammern, Drahtgitter, Wattestäbchen, Make-up-Pinsel, Stecknadeln, Hochgeschwindigkeitskamera, Infrarotlichter, Laptop mit kompatibler Analysesoftware.
  2. Die Beurteilung erfolgt in Verbindung mit den zuvor beschriebenen mechanischen Sensitivitätstests11oder als eigenständiger Assay wie unten beschrieben.
  3. Montieren Sie die Isolationskammern für die mechanische Empfindlichkeit (Einzelkammer), indem Sie sie auf einem Drahtgitter 20 cm über der Tischplatte platzieren.
  4. Platzieren Sie die Kamera auf einem Stativ in einem Winkel von etwa 45 Grad zwischen 1 und 2 Fuß Entfernung von der Isolationskammer.
  5. Positionieren Sie die Infrarotleuchten auf Stativen, um die Kammer für Experimente und anschließende Ritzungen zu beleuchten.
  6. Platzieren Sie die Tiere einzeln in der Isolationskammer zur mechanischen Reizbewertung.
  7. Gewöhnen Sie sich vor Beginn des Tests 15 m lang an die Isolationskammern.
  8. Führen Sie somatosensorische Tests auf mechanische Empfindlichkeit mit verschiedenen Reizen durch (Abbildung 4).
    1. Verwenden Sie einen Laptop mit der Photron FastCAM Analysis Software, um die Isolationskammer mit 2000 Bildern/s für jeden Stimulus aufzuzeichnen (drücken Sie die entsprechende Taste, um die Aufnahme zu starten).
    2. Verwenden Sie das Wattestäbchen, um während der Aufnahme einen sanften Kontakt zwischen dem Wattestäbchen und der Hinterpfote der Ratte herzustellen, und hören Sie nach Beendigung der Aufnahme auf.
    3. Wischen Sie mit dem Make-up-Pinsel von hinten nach vorne über die Hinterpfote und hören Sie nach dem Abschluss auf.
    4. Verwenden Sie die Nadel, um Nadelstiche mit niedrigem und hohem Druck auf die Hinterpfote der Ratte durchzuführen. Berühren Sie für Stiche mit niedrigem Druck den Stift vorsichtig mit der Hinterpfote, ziehen Sie ihn nach Kontakt während der Aufnahme zurück und stoppen Sie nach Fertigstellung.
    5. Für Hochdruck-Pin-Stiche drücken Sie den Pin scharf in die Hinterpfote und ziehen Sie ihn nach Kontakt während der Aufnahme zurück und stoppen Sie nach Fertigstellung.
    6. Bringen Sie das Tier in den Käfig zurück.
    7. Wiederholen Sie den Vorgang für jedes zu testende Tier.
  9. Manuelles Bewerten des aufgezeichneten Nozfensivverhaltens via Hochgeschwindigkeits-Videografie mit Videos, die mit der FastCAM-Software verarbeitet wurden15, wie in Abbildung 5A,B.
    1. Messen Sie die Pfotenhöhe (in cm) vom Netzboden bis zum höchsten Punkt nach der Pfotenstimulation. Navigieren Sie dazu in der Software zu Bemaßungen > Maße , und wählen Sie Zwei Punkte aus.
      1. Spielen Sie das Video während der gesamten Pfotenbewegung ab, um den Moment zu bestimmen, an dem die Pfote während der ersten Aufwärtsbewegung ihren Höhepunkt erreicht. Wählen Sie einen eindeutig identifizierbaren Bereich der Pfote aus (z. B. die Mitte der Plantarfläche, den Schnittpunkt einer Ziffer mit der Pfote, der Ferse usw.) und legen Sie diesen als Anfangspunkt fest.
      2. Spulen Sie das Video zurück, um die Position dieser Region vor der Stimulation zu lokalisieren, und markieren Sie den zweiten Punkt an dieser Stelle entlang der y-Achse. Achten Sie darauf, dass die Messlinie parallel zur y-Achse und nicht abgewinkelt bleibt. Die Höhe wird in der oberen linken Ecke des Bildschirms angezeigt15.
    2. Bestimmen Sie die Geschwindigkeit der Pfote, indem Sie die Entfernung (in cm) vom ersten Hub bis zum höchsten Punkt berechnen, dividiert durch die Zeit (in Sekunden) zwischen diesen beiden Punkten. Diese Messung kann in der Software durchgeführt werden, indem Sie Bemaßungen > Messungen auswählen und Zwei Punkte auswählen.
    3. Spielen Sie das Video während der gesamten Pfotenbewegung ab, um die Frames zu identifizieren, in denen die Pfote ihre erste Aufwärtsbewegung ausführt. Messen Sie die Pfotengeschwindigkeit, indem Sie innerhalb dieser Bewegung zwei Punkte an unterschiedlichen Bildern auswählen und den Abstand dividiert durch die Anzahl der Bilder oder die zwischen Start- und Endbild verstrichene Zeitberechnen 15.
    4. Bewerten Sie die Videos auf orbitale Straffung, Pfotenschütteln, Pfotenschutz und Sprungverhalten. Wenn ein Tier beispielsweise während der Reizanwendung eines dieser Verhaltensweisen zeigen würde, wäre sein nocifensives Verhalten 1.
      HINWEIS: Die Orbitastraffung wurde bewertet, wenn die Augen während der Stimulusanwendung von vollständig geöffnet zu teilweise oder vollständig geschlossen wechselten. Das Pfotenzittern wurde bewertet, wenn während der Stimulusanwendung ein hochfrequentes Zucken der Pfote beobachtet wurde. Das Springen wurde gewertet, wenn drei oder mehr Pfoten während der Stimulusanwendung vom Drahtgitterboden abgehoben waren.
    5. Verwenden Sie Basisdaten aus den Stimuli, um Verteilungs- und Fehlerschätzungen für diese Kohorte von Tieren zu erstellen, wie zuvor beschrieben15. Kurz gesagt, nehmen Sie Videos von jedem Tier auf, das in den Studien als Reaktion auf statische Berührung, dynamische Berührung, leichten Nadelstich und starken Nadelstich zu Beginn der Behandlung verwendet wurde, um die gesamte Bandbreite möglicher Verhaltensmerkmale zu erfassen.
      1. Berechnen Sie den Durchschnitt und die Standardabweichung jedes Verhaltensmerkmals (Geschwindigkeit, Höhe, Schmerzwert) für die Gruppe über alle Reize hinweg (statische Berührung, Wattestäbchen, leichter Nadelstich, schwerer Nadelstich).
    6. Generieren Sie Z-Scores aus Rohdaten, die in jedem Video beobachtet werden, unter Verwendung von Variablen, die in Schritt 4.9.4 und den zuvor beschriebenen Verfahren16 generiert wurden.
    7. Kombinieren Sie alle Z-Werte in einem eindimensionalen Eigenwert unter Verwendung der Hauptkomponentenanalyse mit statistischer Analysesoftware17. Auf diese Weise kann die Kombination der transformierten Z-Werte aus dem dreidimensionalen Datensatz als einzelner gewichteter Gesamtwert16 berechnet werden.
    8. Plotten Sie PCA-generierte Schmerzwerte, die diese verschiedenen Verhaltensdimensionen umfassen, um Verhaltensweisen zu trennen, die mit schädlichen und harmlosen Reizen verbunden sind (Abbildung 5C) mithilfe statistischer Analysesoftware.
      HINWEIS: Die videografiegestützte mechanische Prüfung iteriert die von-Frey-Prüfung, indem sie eine erhöhte Dimensionalität einbezieht. Im Rahmen des CIPN ermöglicht es die Beschreibung und Unterscheidung zwischen Antiallodynie und Analgesie. Die Videobewertung kann auch von Parteien durchgeführt werden, die unabhängig von dem Experimentator sind, der die sensorischen Tests durchgeführt hat. Dies ist ein leistungsstarkes Werkzeug, das sowohl die Verzerrung der Experimentatoren reduzieren als auch die Tiefe der gesammelten Informationen erhöhen kann. Es ist wichtig zu beachten, dass diese Methode auf spezialisierte Hardware, Software und statistische Techniken angewiesen ist. Sie dient als Ergänzung zu der in den vorherigen Abschnitten beschriebenen leichter zugänglichen Methode. Des Weiteren ist zu beachten, dass die Datenerfassung aufgrund der Größe der von der Kamera erzeugten Dateien zeitaufwendig ist und der Speicherplatz der Dateien ein limitierender Faktor sein kann. Diese Faktoren sollten zu Beginn des Versuchs berücksichtigt werden.

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Ergebnisse

Die Verhaltensergebnisse, die durch dieses CIPN-Modell bei Ratten hervorgerufen werden, sind hochgradig reproduzierbar und konsistent. Abbildung 3A zeigt die Ergebnisse der mechanischen Empfindlichkeit zu Studienbeginn und nach der Paclitaxel-Sensibilisierung bei Kontrolltieren und CBD-behandelten Tieren. Zu Studienbeginn beginnen Sprague-Dawley-Ratten im Allgemeinen bei einer Kraft von 26-60 g, wie sie von Frey-Filamenten ausgeübt wird, einen Pfotenrückzug zu zeigen. Dies ist in beiden Beha...

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Diskussion

Das Rattenmodell der Chemotherapie-induzierten peripheren Neuropathie rekapituliert zwei der am häufigsten berichteten Probleme mit der Lebensqualität von Patienten, die bestimmte Arten von Chemotherapie in mechanischer und thermischer Empfindlichkeit erhalten. Mit diesem Modell können diese Sensitivitäten mit relativ kostengünstigen und effizienten Methoden mittels von-Frey-Filamenttests und die thermische Sensitivität durch Trockeneisexposition quantifiziert werden. Dieses Ver...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken den Laboren Ward und Wimmer für ihre Unterstützung bei diesem Projekt. Diese Arbeit wurde unterstützt von den National Institutes of Health National Institute of Neurological Disorders and Stroke [Grant R42 NS120548-02].

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
CannabidiolCaymen Chemical90080Ann Arbor, MI
ChremophorMillipore-Sigma238470St. Lous, MO
EthanolMillipore-SigmaE7023St. Lous, MO
FastCAM Analysesoftware Photonhttps://photron.com, Open-Source-Hochgeschwindigkeitskamera
PhotronAX 50 
Infrarot-Leuchten CMVision IP65 
Normal KochsalzlösungMillipore-SigmaS0817St. Lous, MO
PaclitaxelTemple University Hospital ApothekeN/APhiladelphia, PA
Sprague-Dawley Ratten (250– 300 g) Taconic Laboratories, Cranbury, NJ

Referenzen

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