Methodenartikel

Neuroprotektive Wirkungen von intranasal verabreichtem Octadecaneuropeptid-Analogon in einem Mausmodell der MPTP-induzierten Parkinson-Krankheit

DOI:

10.3791/68122

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29. August 2025

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1Faculty of Sciences of Tunis, LR18ES03, Laboratory of Neurophysiology Cellular Physiopathology and Biomolecule Valorization, University Tunis El Manar, 2Inserm U1239 NorDiC, Laboratory of Neuroendocrine, Endocrine and Germinal Differentiation and Communication, PRIMACEN, Univ Rouen Normandie, 3Confocal Microscopy Unit, Faculty of Medicine of Tunis, University Tunis El Manar

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die intranasale Verabreichung ermöglicht die direkte Abgabe bioaktiver Moleküle an das Gehirn und stellt eine nicht-invasive Alternative zur intrazerebroventrikulären Methode dar. Diese Studie zeigt, dass die intranasale Verabreichung von Cyclo(1-8)OP, einem ODN-Analogon, in einem Mausmodell der Parkinson-Krankheit eine starke neuroprotektive Wirkung gegen MPTP-induzierte oxidative Schäden und Apoptose im Striatum ausübt, was das therapeutische Potenzial unterstreicht.

Zusammenfassung

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Die Parkinson-Krankheit (PD) ist eine neurodegenerative Erkrankung, bei der die bestehenden Therapien in erster Linie palliativ sind und denen es an kurativer Wirksamkeit mangelt. Octadecaneuropeptid (ODN) ist ein Peptid, das ausschließlich von Astrozyten produziert wird und Neuronen vor oxidativen Zellschäden und Apoptose in in vitro - und in vivo-Modellen der Parkinson-Krankheit schützt. ODN kann jedoch die Blut-Hirn-Schranke (BHS) nicht überwinden und erfordert eine intrazerebroventrikuläre Injektion, um das Gehirn zu erreichen, was eine große Herausforderung für die therapeutische Anwendung darstellt. Diese Studie untersucht die neuroprotektive Wirksamkeit von Cyclo(1-8)OP, einem ODN-Analogon, das über den intranasalen (IN) Weg zur Umgehung der BHS in einem in vivo Modell der Parkinson verabreicht wird. Männliche C57BL/6J-Mäuse wurden für die Experimente verwendet und in vier Gruppen eingeteilt: Schein, MPTP- (20 mg/kg Körpergewicht, intraperitoneal), Cyclo(1-8)OP- (10 ng/10 μL, IN) und MPTP + Cyclo(1-8)OP-behandelte Tiere. An Tag 0 (D0) erhielten die Tiere drei intraperitoneale Injektionen von 100 μl MPTP-Lösung im Abstand von 2 Stunden (MPTP- und MPTP + Cyclo(1-8)OP-behandelte Mäuse) oder Kochsalzlösung (schein- und Cyclo(1-8)OP-behandelte Mäuse). Eine Stunde nach der letzten Injektion wurden 10 μl IN-Instillation von mit Cyclo(1-8)OP (Cyclo(1-8)OP- und MPTP + Cyclo(1-8)OP) behandelten Mäusen) oder IN-Kochsalzlösung (schein- und MPTP-behandelte Mäuse) verabreicht. An D7 wurde ein Zylindertest durchgeführt, um die motorische Funktion zu beurteilen. Anschließend wurden Tiere getötet, und das Striatum wurde entfernt und mittels RT-qPCR analysiert, um die Caspase-3-Genexpression zu beurteilen. Gewebeproben wurden auch verwendet, um die Aktivität von antioxidativen Enzymen, reaktiven Sauerstoffspezies (ROS), Malondialdehyd (MDA) und die Häufigkeit von carbonylierten Proteinen zu messen. Eine Einzeldosis von 10 ng Cyclo(1-8)OP, die 1 h nach der letzten MPTP-Dosis verabreicht wurde, verhinderte 7 Tage nach der Behandlung eine Neurotoxizität im Striatum. Die Cyclo(1-8)OP-vermittelte Neuroprotektion war mit einer starken Hemmung der Caspase-3-Expression assoziiert, die durch MPTP im Striatum induziert wurde. Darüber hinaus stellte Cyclo(1-8)OP die Aktivitäten antioxidativer Enzyme wieder her und verhinderte die Akkumulation von ROS, Lipidperoxidationsprodukten und Proteincarbonylierung im Striatum.

Einleitung

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Die Parkinson-Krankheit (PD) ist eine neurodegenerative Erkrankung, die durch den fortschreitenden Verlust von dopaminergen Neuronen in der Substantia nigra gekennzeichnet ist, die das Striatum innerviert. Dieser Verlust führt zu signifikanten neurologischen Symptomen, einschließlich schwerer motorischer Defizite wie Muskelsteifigkeit, Akinesie und Bradykinesie1. Die Prävalenz neurodegenerativer Erkrankungen wie Parkinson nimmt weiter zu, was vor allem auf eine alternde Bevölkerung zurückzuführen ist, was eine erhebliche Herausforderung für die öffentliche Gesundheit darstellt2. Die derzeitige Behandlung von Parkinson beruht überwiegend auf dopaminergen Analoga und intrazerebraler Hochfrequenzstimulation 3,4. Diesen Therapien fehlt es jedoch an neuroprotektiven Wirkungen und sie können das Fortschreiten der Krankheit nicht aufhalten, was den dringenden Bedarf an innovativen Strategien zur Verhinderung von neuronalen Verlusten, zur Förderung der Regeneration und zur Milderung des Fortschreitens der Krankheit unterstreicht5.

Octadecaneuropeptid (ODN) ist ein Peptid, das aus der proteolytischen Prozessierung des 86-Aminosäure-Vorläufers Diazepam-Binding Inhibitor (DBI)6 gewonnen wird, der hauptsächlich von Astrogliazellen im zentralen Nervensystem von Säugetieren exprimiert wird. Die evolutionäre Konservierung der Primärstruktur von ODN deutet auf seine bedeutende biologische Rolle hin. Es hat sich gezeigt, dass ODN Schlüsselfunktionen wie Nahrungsaufnahme, Schlaf, Aggression und angstbedingtes Verhalten reguliert7. Über seine regulatorische Rolle hinaus haben umfangreiche Forschungen die neuroprotektiven Eigenschaften von ODN bei verschiedenen neurologischen Erkrankungen im Zusammenhang mit neuronaler Degeneration nachgewiesen. Zum Beispiel schützt ODN dopaminerge Neuronen in einem Modell von PD8 und reduziert die Infarktgröße, während es die funktionelle Erholung nach einem Schlaganfall bei Nagetieren verbessert9. Eines der Hauptmerkmale von ODN ist seine Fähigkeit, vielen schädlichen Prozessen entgegenzuwirken, die während einer Hirnschädigung aktiviert werden, und zwar durch seine antiapoptotischen, entzündungshemmenden, antioxidativen und immunmodulatorischen Aktivitäten 10,11,12. Darüber hinaus kann ODN über die akute Phase des Schlaganfalls hinaus wirken, indem es die Neurogenese und die neuronale Plastizität fördert9. Für potenzielle klinische Anwendungen von Peptiden oder ihren Analoga als Therapeutika ist die Wahl eines optimalen Verabreichungswegs entscheidend, um einen schnellen Abbau im Blutkreislauf zu verhindern und den First-Pass-Effekt zu minimieren. Unter den verschiedenen Verabreichungsstrategien hat sich die intranasale (IN) Verabreichung als vielversprechende nicht-invasive Alternative herausgestellt, die die direkte Abgabe bestimmter bioaktiver Moleküle an das Gehirn unter Umgehung der Blut-Hirn-Schranke (BHS) ermöglicht13,14,15. Auf diese Weise entfallen invasive stereotaktische Injektionen und die Bioverteilung des Gehirns im Vergleich zu peripheren Organen wird verbessert. Zum Beispiel hat das Hypophysen-Adenylatcyclase-aktivierende Polypeptid (PACAP) eine größere Wirksamkeit bei der Aufnahme im Gehirn und der Neuroprotektion gezeigt, wenn es durch IN-Instillation im Vergleich zur intravenösen Injektion verabreicht wurde, wodurch das Infarktvolumen signifikant reduziert und die funktionelle Wiederherstellung in Schlaganfallmodellen verbessertwurde 9.

Obwohl die IN-Verabreichung eine minimalinvasive und effiziente Technik zur direkten Verabreichung von Therapeutika an das Gehirn unter Umgehung der BHS ist, hängt ihre Wirksamkeit von mehreren praktischen Parametern ab, einschließlich der Dosis und des verabreichten Gesamtvolumens. Bei Nagetieren liegt das empfohlene Volumen typischerweise zwischen 10 und 25 μl pro Nasenloch, um eine Aspiration oder einen Überlauf in den Magen-Darm-Trakt zu vermeiden 16,17. Die Effizienz der Nasenaufnahme wird auch von der Größe des Tieres, der Oberfläche der Nasenhöhle, der mukoziliären Clearance und den Verbindungseigenschaften wie Lipophilie und Molekulargewicht beeinflusst18,19. Diese Einschränkungen sollten bei der Protokollentwicklung berücksichtigt werden, um die Reproduzierbarkeit und translationale Relevanz in präklinischen Modellen zu gewährleisten.

Eine In-vivo-Studie hat gezeigt, dass die intrazerebroventrikuläre (ICV) Injektion niedriger ODN-Dosen signifikante neuroprotektive Wirkungen hervorruft, insbesondere durch die Verhinderung der Degeneration dopaminerger Neuronen bei MPTP-behandelten Mäusen8. Die aktuelle Studie zielt darauf ab, die Machbarkeit und Wirksamkeit der IN-Verabreichung des ODN-Analogons Cyclo(1-8)OP als nicht-invasive Alternative zur ICV-Injektion zur Abgabe eines neuroprotektiven Peptidanalogons an das Gehirn zu bewerten, insbesondere um festzustellen, ob dieser Weg den dopaminergen neuronalen Verlust verhindern und die motorischen Ergebnisse bei MPTP-behandelten Mäusen, einem gut etablierten Modell der Parkinson-Krankheit, verbessern kann.

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Protokoll

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Alle Versuche folgten den Richtlinien der American Veterinary Medical Association und wurden von der Medizinischen Ethikkommission des Pasteur-Instituts genehmigt (Zulassungsnummer: FST/LNFP/Pro 160220). Zehn Wochen alte männliche Mäuse des Typs C57BL/6J wurden aus dem Pasteur-Institut in Tunis gewonnen. Die Mäuse wurden in drei pro Käfig in einem klimatisierten Raum (21 °C ± 1 °C) mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht und erhielten 1 Woche lang freien Zugang zu Futter und Wasser. Einzelheiten zu den verwendeten Reagenzien und Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Ablauf der Behandlung

  1. Die Tiere werden in vier Gruppen eingeteilt: Schein-(n = 9), MPTP- (n = 9), Cyclo(1-8)OP- (n = 9) und MPTP + Cyclo(1-8)OP-behandelt (n = 9).
  2. Am ersten Behandlungstag sind drei intraperitoneale (IP) Injektionen von MPTP (20 mg/kg Körpergewicht) in 100 μl 0,9 % NaCl im Abstand von 2 Stunden zu verabreichen (D0). 1 h nach der abschließenden MPTP-Injektion 10 μl intranasal (IN) Cyclo(1-8)OP (10 ng) oder Kochsalzlösung verabreichen.
  3. Injektion von Kochsalzlösung anstelle von MPTP bei Kontrolltieren mit oder ohne Cyclo(1-8)OP (Abbildung 1).
  4. Am siebten Tag (D7) werden die Mäuse dem Zylindertest unterzogen. Dann betäuben Sie die Mäuse mit einer IP-Injektion von Pentobarbital tief und opfern Sie sie (gemäß institutionell anerkannten Protokollen), um Gehirne für Echtzeit-PCR und biochemische Analysen zu sammeln20 (Abbildung 2).

2. Ablauf der Injektion

  1. Intraperitoneale Injektion
    1. Positionieren Sie die Maus vorsichtig und fixieren Sie ihren Kopf während des Eingriffs.
    2. Richten Sie die Maus mit dem Kopf nach unten aus, damit sich die Organe auf natürliche Weise mit der Schwerkraft verschieben können, wodurch der Kontakt mit der Nadel minimiert wird.
    3. Führen Sie die Nadel in einem 45-Grad-Winkel in den Unterbauch ein.
    4. Verabreichen Sie drei 100-μl-Injektionen auf derselben Seite mit einem Abstand von 2 Stunden zwischen den einzelnen Injektionen, die alle am selben Tag durchgeführt werden.
    5. Injizieren Sie 0,9 % Kochsalzlösung für die Schein- und Cyclo(1-8)OP-Gruppen oder MPTP-Lösung (20 mg/kg Körpergewicht) für die MPTP- und MPTP + Cyclo(1-8)OP-Gruppen.
  2. Intranasale Verabreichung
    HINWEIS: Die gewählte Dosis (10 ng) basierte auf einer früheren Studie, die die neuroprotektive Wirksamkeit der ICV-Verabreichung von ODN8 zeigte. Das Gesamtvolumen von 10 μl und die Tröpfchengröße (5 μl pro Nasenloch) wurden gemäß den etablierten IN-Verabreichungsprotokollen18,21 ausgewählt. Dieses Volumen liegt weit unter der durchschnittlichen Kapazität der Nasenhöhle der Maus (0,032 cm3), wodurch das Risiko einer Obstruktion oder Erstickung des Nasenlochs minimiert und eine sichere und effiziente nasale Resorption gewährleistetwird 22.
    1. Halten Sie die Maus fest am Nacken und stellen Sie sicher, dass die Nase nach oben gerichtet ist, um eine präzise Dosierung zu ermöglichen und gleichzeitig die Kopfbewegung zu minimieren.
    2. Drehen Sie das Tier so um, dass seine Bauchseite zur Decke zeigt, wobei der Hals parallel zum Boden ist. Stellen Sie sicher, dass der Kopf der Maus sicher immobil bleibt, um vertikale oder horizontale Bewegungen zu verhindern.
    3. Richten Sie die Pipettenspitze auf das Nasenloch der Maus aus und drücken Sie den Kolben langsam zusammen, um ein kleines Tröpfchen zu bilden.
    4. Platzieren Sie einen 5 μl (die Hälfte des Volumens) Tröpfchen in der Nähe jedes Nasenlochs der Maus.
    5. Lassen Sie die Maus die Lösung auf natürliche Weise einatmen.
    6. Wiederholen Sie diese Schritte, um eine konsistente Dosierung zu gewährleisten, wobei 10 μl Cyclo(1-8)OP (10 ng) für die MPTP + Cyclo(1-8)OP- und Cyclo(1-8)OP-Gruppen verabreicht werden.
    7. Beobachten Sie den Mund der Maus während des gesamten Eingriffs sorgfältig. Das Vorhandensein von Flüssigkeit im Mund kann auf eine unvollständige nasale Resorption hinweisen. Dies kann auf eine falsche Tröpfchengröße, eine schnelle Verabreichung oder eine unzureichende Inhalation zurückzuführen sein, wodurch sich die Lösung im Nasopharynx sammelt und anschließend durch den Mund austritt.
    8. Minimieren Sie dieses Risiko, indem Sie bei Bedarf die Tröpfchengröße reduzieren und ausreichend Zeit für die Inhalation sicherstellen, bevor Sie zusätzliche Volumina verabreichen.
    9. Vermeiden Sie die sofortige Verabreichung einer zusätzlichen Dosis, um ein übermäßiges Volumen zu vermeiden.
    10. Dokumentieren Sie alle falsch platzierten Dosen und notieren Sie sorgfältig alle ausgestoßenen Flüssigkeiten.
    11. Stellen Sie sicher, dass jede Maus beide Tröpfchen (einen pro Nasenloch) vollständig inhaliert, bevor Sie mit der weiteren Verabreichung fortfahren.
    12. Bestätigen Sie die genaue Ausrichtung des Riechkolbens, indem Sie eine IN-Injektion von Methylenblaulösung durchführen.
    13. Bewerten Sie die Genauigkeit, indem Sie die Ablagerung und Ausbreitung der blauen Färbung visuell überprüfen.

3. Zylinder-Test

  1. Verwenden Sie einen transparenten Zylinder mit einer Höhe von 20 cm und einem Durchmesser von 15 cm, der in der Mitte des Tisches platziert wird.
  2. Positionieren Sie drei schwarze Pappplatten um den Zylinder herum (4-8 cm Abstand), um die Auswirkungen der Umgebungsbeleuchtung zu minimieren. Lassen Sie eine Seite des Zylinders für die Videoaufzeichnung offen.
  3. Stellen Sie die Kamera 40-60 cm vom Zylinder entfernt ein, um die volle Ansicht aufzunehmen.
  4. Setzen Sie die Maus in den Zylinder ein und beginnen Sie sofort mit der Aufnahme für 5 Minuten.
  5. Nachdem jede Maus den Test abgeschlossen hat, reinigen Sie den Zylinder mit Wasser, sprühen Sie 70 % Ethanol, um Gerüche zu entfernen, und wischen Sie ihn trocken, bevor Sie die nächste Maus testen.
  6. Spielen Sie die Aufnahme mit halber Geschwindigkeit ab, um eine detaillierte Betrachtung zu ermöglichen.
  7. Zählen Sie jeden Fall, in dem die Maus ihre Pfoten gegen die Zylinderwand hebt, um das Erkundungsverhalten zu beurteilen23.

4. Aufbereitung von Hirngewebeextrakten für biochemische Experimente

  1. Tiere mit Pentobarbital (40 mg/kg, IP) betäuben und anschließend enthaupten (nach institutionell anerkannten Protokollen).
  2. Präparieren Sie das Striatum und homogenisieren Sie es in 2 ml TBS pro Gramm Gewebe unter Verwendung von Lysepuffer (1% Triton X-100, 50 mM Tris-HCl, 10 mM EDTA).
  3. Zentrifugiert bei 14.000 × g für 15 min bei 4 °C.
  4. Messen Sie die Proteinkonzentration mit dem kolorimetrischen Bestimmungskit Biuret und lagern Sie die Aliquoten für eine spätere Analyse bei -20 °C.

5. Messung der intrazellulären ROS-Bildung

  1. Hirngewebeextrakt mit 10 μM DCFH2-DA bei 37 °C für 30 min im Dunkeln inkubieren.
  2. Entfernen Sie den Überstand und waschen Sie ihn zweimal mit PBS (0,1 M, pH 7,4, 37 °C).
  3. Messen Sie die Fluoreszenz mit einem Mikroplatten-Reader bei einer Anregungswellenlänge von 485 nm und einer Emissionswellenlänge von 538 nm.

6. Messung von Markern für oxidativen Stress

  1. Malondialdehyd
    1. Mischen Sie 20 μl Probe (~50 μg Protein) mit 125 μl 20 % TCA und 50 μl 0,67 % TBA.
    2. 30 Minuten lang bei 95 °C inkubieren und dann schnell auf 4 °C abkühlen lassen.
    3. 800 μl Butanol und Vortex zugeben und bei 3000 × g für 10 min bei 4 °C zentrifugieren.
    4. Messen Sie die Extinktion bei 532 nm und berechnen Sie die MDA-Werte unter Verwendung des Extinktionskoeffizienten (1,65 × 105 M-1 cm-1).
  2. Messung von Proteincarbonylen
    1. 200 μl DNPH mit 50 μl Proteinprobe mischen und 1 h inkubieren.
    2. 250 μl 20 % TCA zugeben und 10 Minuten auf Eis abkühlen lassen.
    3. Bei 3000 × g für 10 min bei 4 °C zentrifugieren und das Pellet mit 10 % TCA waschen, dann mit Ethanol:ethylacetat (v/v).
    4. Das Pellet wird in 250 μl 6 M Guanidinhydrochlorid resuspendiert und die Absorption bei 370 nm gemessen.
    5. Berechnen Sie die PCO-Werte anhand des Extinktionskoeffizienten (22.000 M-1 cm-1)24.

7. Messung der Aktivitäten antioxidativer Enzyme

  1. Superoxid-Dismutase-Assay
    1. Inkubieren Sie die Probe (~50 μg) mit Rinderkatalase (0,4 μg), dl-Adrenalin (5 mg/ml) und Na2CO3 / NaHCO3 Puffer (62,5 mM, pH 10,2).
    2. Die Adrenalinoxidation bei 480 nm wird mit einem Spektralphotometer 300 s lang in Abständen von 60 sgemessen 25.
  2. Katalase-Assay
    1. Mischen Sie die Probe mit 90 mM H2O2 in PBS.
    2. Überwachen Sie die Abnahme der H2O2 -Absorption bei 240 nm für 3 min in 30 s-Intervallen.
    3. Berechnen Sie die CAT-Aktivität anhand des Extinktionskoeffizienten (40 M-1 cm-1).

8. Echtzeit-PCR-Analyse

  1. Extrahieren Sie die Gesamt-RNA aus dem Striatum der Maus mit der sauren Guanidiniumthiocyanat-Phenol-Chloroform-Methode.
  2. Behandeln Sie RNA mit DNase I, um genomische DNA zu entfernen und die RNA-Konzentration bei 260 nm zu messen.
  3. Führen Sie eine quantitative RT-PCR mit 1 μg Gesamt-RNA mit einem einstufigen Q-RT PCR-Kit durch.
  4. Amplifizieren Sie cDNA mit SYBR Green PCR Master Mix und Primern (Tabelle 1).
  5. Berechnen Sie die relativen cDNA-Gehalte unter Verwendung der 2-ΔΔCt-Methode mit GAPDH als interner Kontrolle26.

9. Statistische Auswertung

  1. Führen Sie statistische Analysen mit der GraphPad-Software durch.
  2. Verwenden Sie den Student's t-Test für Einzelvergleiche. Verwenden Sie für Mehrfachvergleiche eine unidirektionale oder bidirektionale ANOVA, gefolgt von Bonferroni's Post-hoc-Test, je nach Bedarf. Betrachten Sie in allen Fällen einen P-Wert von 0,05 oder weniger als statistisch signifikant.

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Ergebnisse

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Nach der Verabreichung von MPTP zeigten die Mäuse charakteristische Parkinson-Symptome, einschließlich eines erhöhten und starren Straub-Schwanzes, einer Piloerektion, Immobilität und Haltungsanomalien wie einer Wirbelsäulenverkrümmung, was die erfolgreiche Etablierung des MPTP-Modells bestätigt (Abbildung 3). Die Verifizierung der IN-Verabreichung mit Methylenblau bei Mäusen, die 10 Minuten nach der Injektion getötet wurden, zeigte eine effektive Farbstoffverteilung innerha...

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Diskussion

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Frühere Studien zeigten, dass die ICV-Verabreichung von ODN der MPTP-induzierten Degeneration nigrostriataler dopaminerger Neuronen, oxidativer Schädigung und Neuroinflammation entgegenwirkte8. Die vorliegende Studie untersuchte die Wirksamkeit der IN-Verabreichung des ODN-Analogons Cyclo(1-8)OP zur Prävention von MPTP-induzierten motorischen Beeinträchtigungen, oxidativen Schäden und Neurotoxizität in einem in vivo PD-Modell unter Verwendung v...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass ihnen keine konkurrierenden finanziellen Interessen oder persönlichen Beziehungen bekannt sind, die die in diesem Artikel berichtete Arbeit beeinflusst haben könnten.

Danksagungen

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch das Labor für Neurophysiologie, zelluläre Physiopathologie und Biomoleküle Valorisation, LR18ES03, NorDiC Inserm U1239, das Austauschprogramm Frankreich-Tunesien CMCU-Campus Frankreich/PHC Utique 24G0807/50283RD (mit Olfa Masmoudi-Kouki und Jérôme Leprince), das Programm Horizon-Marie Skłodowska-Curie Actions (MSCA) PsyCoMed Grant agreement ID: 101086247, und das Forschungs- und Innovationsprogramm Horizon 2020 der Europäischen Union im Rahmen der Marie-Skłodowska-Curie-Finanzhilfevereinbarung Nr 101034329.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2', 7'-Dichlorfluorescin DCFH2-DASigma Aldrich064M4008V
Bio-Rad Spektralphotometer Bio-Rad Laboratories, Philadelphia, PA, USA
Butanol
Kamera
Katalase aus RinderleberSIGMA LebenswissenschaftenSLBZ7596
cyclo(1-8)OPINSERM U1239 NorDiC, Rouen
Zylinderprüfung (Messbecher)
DNPH 
EDTA plusThermo Wissenschaftlich 11836714
Ethanol 70%
Ethanol-Ethylacetat-Lösung
GraphPad-Software La Jolla, Kalifornien, Vereinigte Staaten von Amerika
GuanidinhydrochloridGeneON5CCAE310
H2O2 PharmaghrebAEQ10101-D
Insulin-Spritze 2ml
L-Adrenalin MP Biomedizin151065
Methylenblau Thermo Scientific Chemikalien10455081
Mikropipette 
Mikroplatten-Reader Synergy LX-AgilentSynergy LX-Agilent
MPTPMedChemExpressHY-15608
MPTP
Na2CO3/NaHCO3 Puffer 
NaCl 0,9
Q-RT PCR-Kit in einem Schritt Neuengland Biolabore
Pentobarbital Sigma Aldrich
Synergy LX Nanodrop 2000 Spektralphotometer Biotek Agilent
Thiobarbitursäure (TBA, 0,67%) LOBA CHEMIE PVT. GMBH626500025
Tipps
Trichloressigsäure (TCA, 20%)Sisco Research Laboratorien SRL6740608
Tri-Reagenz Sigma AldrichMFCD00213058
Tris-HClThermo Wissenschaftlich Nr. J22638. K2
Triton X-100Thermo Wissenschaftlich A16046.AE

Referenzen

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  1. Mat Taib, C. N., Mustapha, M. M. MPTP-induced mouse model of Parkinson's disease: A promising direction of therapeutic strategies. Bosn J Basic Med Sci. 21 (4), 422-433 (2021).
  2. Dionísio, P. A., Amaral, J. D., Rodrigues, C. M. P. Oxidative stress and regulated cell death in Parkinson's disease. Ageing Res Rev. 67, 101263(2021).
  3. Charvin, D., Medori, R., Hauser, R. A., Rascol, O. Therapeutic strategies for Parkinson disease: Beyond dopaminergic drugs. Nat Rev Drug Discov. 17 (11), 804-822 (2018).
  4. Stoker, T. B., Barker, R. A. Recent developments in the treatment of Parkinson's disease. F1000Res. 9, (2020).
  5. Airavaara, M., Voutilainen, M. H., Wang, Y., Hoffer, B. J. Neurorestoration. Parkinsonism Relat Disord. 18 Suppl 1 (01), S143-S146 (2012).
  6. Guidotti, A., et al. Isolation, characterization, and purification to homogeneity of an endogenous polypeptide with agonistic action on benzodiazepine receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 80 (11), 3531-3535 (1983).
  7. Tonon, M. C., et al. Endozepines and their receptors: Structure, functions and pathophysiological significance. Pharmacol Ther. 208, 107386(2020).
  8. Bahdoudi, S., et al. Neuroprotective effects of the gliopeptide ODN in an in vivo model of Parkinson's disease. Cell Mol Life Sci. 75 (11), 2075-2091 (2018).
  9. Cherait, A., Maucotel, J., Lefranc, B., Leprince, J., Vaudry, D. Intranasal administration of PACAP is an efficient delivery route to reduce infarct volume and promote functional recovery after transient and permanent middle cerebral artery occlusion. Front Endocrinol. 11, 585082(2021).
  10. Bourzam, A., et al. promotes cell survival against 6-OHDA-induced oxidative stress and apoptosis by modulating the expression of miR-34b, miR-29a, and miR-21 in cultured astrocytes. Cells. 13 (14), 1188(2024).
  11. Namsi, A., et al. Octadecaneuropeptide (ODN) induces N2a cells differentiation through a PKA/PLC/PKC/MEK/ERK-dependent pathway: Incidence on peroxisome, mitochondria, and lipid profiles. Molecules. 24 (18), 3310(2019).
  12. Masmoudi-Kouki, O., et al. Cytoprotective and neurotrophic effects of octadecaneuropeptide (ODN) in in vitro and in vivo models of neurodegenerative diseases. Front Endocrinol. 11, 566026(2020).
  13. Scafidi, J., et al. Intranasal epidermal growth factor treatment rescues neonatal brain injury. Nature. 506 (7487), 230-234 (2014).
  14. Lopes, C., et al. IGF-1 intranasal administration rescues Huntington's disease phenotypes in YAC128 mice. Mol Neurobiol. 49 (3), 1126-1142 (2014).
  15. Nonaka, N., et al. Intranasal administration of PACAP: Uptake by brain and brain region targeting with cyclodextrins. Peptides. 36 (2), 168-175 (2012).
  16. Illum, L. Transport of drugs from the nasal cavity to the central nervous system. Eur J Pharm Sci. 11 (1), 1-18 (2000).
  17. Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neurosci. 9 Suppl 3, S5(2008).
  18. Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery to the central nervous system: Mechanisms and experimental considerations. J Pharm Sci. 99 (4), 1654-1673 (2010).
  19. Lochhead, J. J., Thorne, R. G. Intranasal delivery of biologics to the central nervous system. Adv Drug Deliv Rev. 64 (7), 614-628 (2012).
  20. Spijker, S., Faliagkas, L., Rao-Ruiz, P. Dissection of rodent brain regions: Guided free-hand slicing and dissection of frozen tissue. Neuroproteomics. 146, 7-19 (2019).
  21. Eyme, K. M., Carvalho, L., Badr, C. E. Intranasal delivery of experimental compounds in orthotopic brain tumor mouse models. STAR Protoc. 2 (1), 100290(2021).
  22. Khan, A. R., Liu, M., Khan, M. W., Zhai, G. Progress in brain targeting drug delivery system by nasal route. J Controlled Release. 268, 364-389 (2017).
  23. Jiang, P. E., et al. Behavioral assessments of spontaneous locomotion in a murine MPTP-induced Parkinson's disease model. J Vis Exp. (143), e58653(2019).
  24. Colombo, G., et al. A step-by-step protocol for assaying protein carbonylation in biological samples. J Chromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci. 1019, 178-190 (2016).
  25. Misra, H. P., Fridovich, I. The role of superoxide anion in the autoxidation of epinephrine and a simple assay for superoxide dismutase. J Biol Chem. 247 (10), 3170-3175 (1972).
  26. Schmittgen, T. D., Livak, K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method. Nat Protoc. 3 (6), 1101-1108 (2008).
  27. Jackson-Lewis, V., Przedborski, S. Protocol for the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Nat Protoc. 2 (1), 141-151 (2007).
  28. Dufes, C., Olivier, J. C., Gaillard, F., Gaillard, A., Couet, W., Muller, J. M. Brain delivery of vasoactive intestinal peptide (VIP) following nasal administration to rats. Int J Pharm. 255 (1-2), 87-97 (2003).
  29. Silva, S., et al. Encapsulated escitalopram and paroxetine intranasal co-administration: In vitro/in vivo evaluation. Front Pharmacol. 12, 751321(2021).
  30. Selvaraj, K., Gowthamarajan, K., Karri, V. V. S. R. Nose to brain transport pathways an overview: Potential of nanostructured lipid carriers in nose to brain targeting. Artif Cells Nanomedicine Biotechnol. 46 (8), 2088-2095 (2017).
  31. Jeong, S. H., Jang, J. H., Lee, Y. B. Drug delivery to the brain via the nasal route of administration: Exploration of key targets and major consideration factors. J Pharm Investig. 53 (1), 119-152 (2023).
  32. Cherait, A., Banks, W. A., Vaudry, D. The potential of the nose-to-brain delivery of PACAP for the treatment of neuronal disease. Pharmaceutics. 15 (8), 2032(2023).
  33. Crowe, T. P., Hsu, W. H. Evaluation of recent intranasal drug delivery systems to the central nervous system. Pharmaceutics. 14 (3), 629(2022).
  34. Hanson, L. R., Frey, W. H. Intranasal delivery bypasses the blood-brain barrier to target therapeutic agents to the central nervous system and treat neurodegenerative disease. BMC Neurosci. 9 Suppl 3, S5(2008).
  35. Meredith, G. E., Rademacher, D. J. MPTP mouse models of Parkinson's disease: An update. J Park Dis. 1 (1), 19-33 (2011).
  36. Sarrafchi, A., Bahmani, M., Shirzad, H., Rafieian-Kopaei, M. Oxidative stress and Parkinson's disease: New hopes in treatment with herbal antioxidants. Curr Pharm Des. 22 (2), 238-246 (2016).
  37. Hirsch, E. C., Hunot, S. Neuroinflammation in Parkinson's disease: A target for neuroprotection. Lancet Neurol. 8 (4), 382-397 (2009).
  38. Baillet, A., et al. The role of oxidative stress in amyotrophic lateral sclerosis and Parkinson's disease. Neurochem Res. 35 (10), 1530-1537 (2010).
  39. Mythri, R. B., et al. Evaluation of markers of oxidative stress, antioxidant function and astrocytic proliferation in the striatum and frontal cortex of Parkinson's disease brains. Neurochem Res. 36 (8), 1452-1463 (2011).
  40. Venkateshappa, C., et al. Increased oxidative damage and decreased antioxidant function in aging human substantia nigra compared to striatum: Implications for Parkinson's disease. Neurochem Res. 37 (2), 358-369 (2012).
  41. Ghouili, I., et al. Endogenous expression of ODN-related peptides in astrocytes contributes to cell protection against oxidative stress: Astrocyte-neuron crosstalk relevance for neuronal survival. Mol Neurobiol. 55 (6), 4596-4611 (2018).
  42. Kaddour, H., et al. Antioxidant and anti-apoptotic activity of octadecaneuropeptide against 6-OHDA toxicity in cultured rat astrocytes. J Mol Neurosci MN. 69 (1), 1-16 (2019).

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