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Methodenartikel

Ligatur der linken vorderen absteigenden Koronararterie bei Ratten zur Entwicklung eines okklusiven Myokardinfarktmodells

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DOI:

10.3791/68143

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3. Oktober 2025

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1Department of Pharmacology, Khalsa College of Pharmacy, 2Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, 3Department of Molecular Biology and Biochemistry, Guru Nanak Dev University, 4Universal Diagnostics, 5Histopathology Department, Fortis Memorial Research Institute

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Protokoll zeigt die Entwicklung eines Myokardinfarktmodells (MI) durch permanente Liligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie bei Ratten. Das Überleben der Tiere nach einem Myokardinfarkt ist wichtig, um Kardiomyozyten in der ischämischen Zone zu retten, die Ausbreitung des Infarkts zu verhindern und postmyokardiale Entzündungen und Fibrose zu reduzieren.

Zusammenfassung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVD), einschließlich ischämischer Herzkrankheiten und Schlaganfälle, sind weltweit eine der Hauptursachen für Mortalität und Morbidität. Der Myokardinfarkt ist ein klinisches Syndrom der ischämischen Herzkrankheit, das aufgrund einer anhaltenden Ischämie auftritt. Das ischämische Myokard erfährt funktionelle, metabolische und strukturelle Veränderungen, die aufgrund von Nekrose zu irreversiblen Schäden an einem Teil des Myokards führen. Experimentelle Modelle des Myokardinfarkts sind entscheidend für das Verständnis der akuten und chronischen zellulären, molekularen und morphologischen Veränderungen, die während und nach dem Myokardinfarkt auftreten, und für die Entwicklung und Optimierung neuer Ziele oder Strategien für die Behandlung. Das chirurgische Modell des Myokardinfarkts bei Kleintieren mit einem dauerhaften Verschluss der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) ähnelt dem menschlichen Myokardinfarkt nahe. Das Ziel dieser Studie ist es, ein chirurgisch induziertes MI-Modell zu etablieren, das den unauslöschlichen Verschluss der LAD-Koronararterie bei Ratten beinhaltet. Das Versuchsprotokoll umfasst eine initiale Induktion einer Anästhesie mit Ketamin 80 mg/kg und Xylazin 12 mg/kg i.p., die Intubation einer endotrachealen Kanüle mit einem Otoskop ohne Durchführung einer Tracheotomie unter beatmungsunterstützter Beatmung unter Verwendung von extrinsischem positivem endexspiratorischem Druck (PEEP), um den Kollaps der Alveolen zu verhindern. Es wurde ein Thorakotomieverfahren angewendet, das die Läsionen begrenzt, die während der Operation an der Skelettmuskulatur verursacht wurden. Dieser Ansatz ist minimalinvasiv, wiederholbar und senkt die Sterblichkeit nach der Operation. In diesem Modell überlebten die Tiere 4 Tage nach dem Myokardinfarkt, um die kurzfristigen pathobiologischen Veränderungen zu verstehen, hauptsächlich die Entzündung nach dem Myokardinfarkt, die Angiogenese als natürlichen Prozess der Infarktheilung und schließlich die Fibrose im infarktierten Myokard.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVD), zu denen hauptsächlich ischämische Herzkrankheiten (IHD) und Schlaganfälle gehören, sind weltweit eine der Hauptursachen für Mortalität und Morbidität. Nach Angaben der World Heart Federation starben im Jahr 2021 20,5 Millionen Menschen an Herz-Kreislauf-Erkrankungen 1,2. Der Myokardinfarkt (MI), auch Herzinfarkt genannt, ist ein akutes klinisches Syndrom der IHD. Während des Myokardinfarkts erleidet das Myokardgewebe irreversible Schäden als Folge einer anhaltenden Ischämie, die in der Regel durch einen okklusiven Thrombus verursacht wird, der sich über einer gerissenen atherosklerotischen Plaque in einer Koronararterie bildet3.

Die rechtzeitige Reperfusion mit perkutaner Koronarintervention (PCI) oder Thrombolytika ist die Haupttherapie, um das ischämische Myokard aus der Nekrose zu retten 3,4. In den Industrieländern ist die Sterblichkeit nach MI aufgrund der verstärkten Implementierung von PCI zurückgegangen, aber die Inzidenz von MI nimmt in Entwicklungsländern wie Südasienzu 5. Nach dem Myokardinfarkt ist ein Teil des Myokards, der eine Nekrose erfährt, von einer Zone reversibler geschädigter Myokardzellen und einer ischämischen Zone umgeben. Das ischämische Myokard durchläuft nach einem Myokardinfarkt einen ventrikulären Umbau, der zu einer ventrikulären Dilatation und Funktionsstörung führen kann, die schließlich zu Herzinsuffizienz führt6.

Derzeit wird umfangreich geforscht, um die Regeneration geschädigter Kardiomyozyten mittels Stammzelltherapiezu fördern 7 und die Myokardreparatur durch Stimulierung der Angiogenese innerhalb der ischämischen Zonezu erleichtern 8. Für den klinischen Erfolg beider Ansätze sind jedoch erhebliche Verbesserungen der Strategien erforderlich. Daher sind experimentelle Modelle, die einen Myokardinfarkt oder eine Ischämie nachahmen, entscheidend für das Verständnis der pathologischen, zellulären, molekularen und morphologischen Veränderungen, die während und nach dem Myokardinfarkt auftreten, so dass neue therapeutische Ziele oder Behandlungsstrategien identifiziert und für die klinische Umsetzung optimiert werden können. In dieser Studie wird ein experimentelles Modell des Myokardinfarkts entwickelt, indem der Verschluss der linken anterior absteigenden (LAD) Koronararterie bei Ratten irreversibel durchgeführt wird. Zunächst wurde bei anästhesierten Tieren ohne Tracheotomie unter beatmungsunterstützter Beatmung eine endotracheale Intubation durchgeführt, indem ein extrinsischer positiver endexspiratorischer Druck (PEEP) angewendet wurde, um eine Atelektase (Deflation/Kollaps der Luftsäcke in der Lunge) zu verhindern. Es wurde ein minimalinvasives Verfahren angewendet, um die Brusthöhle zu öffnen, um Verletzungen der Skelettmuskulatur während der Operation zu vermeiden. Die Lokalisation der Ligatur umfasst den Ursprung des ersten diagonalen Astes des LAD, der einen ausreichenden Infarkt hervorruft und den klinischen Zustand des okklusiven Myokardinfarkts (OMI) nachahmt. Da der Ort der Ligatur in der mittleren LAD-Region liegt, ist die Mortalitätsrate nach der Operation sowie bei postoperativen Komplikationen niedriger9. In diesem Modell überlebten die Tiere 4 Tage nach dem Myokardinfarkt, um die kurzfristigen Veränderungen im Myokardgewebe nach dem Myokardinfarkt zu verstehen und neue Ziele und Strategien zur Behandlung des Myokardinfarkts zu identifizieren.

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Protokoll

Die experimentellen Verfahren wurden gemäß Protokoll nach Genehmigung durch die Institutionelle Ethikkommission für Tiere (IAEC) [Protokoll-Nr. (IAEC/KCP/2023/009)]. Bei der Handhabung und Pflege von Versuchstieren wurden die Richtlinien des Ausschusses für Kontrolle und Überwachung (CCSEA) und des Ministeriums für Umwelt, Wald und Klimawandel der indischen Regierung befolgt.

1. Anästhesie und Intubation der Endotrachealkanüle (Dauer: 10-15 min)

  1. Verwenden Sie Wistar-Ratten beiderlei Geschlechts mit einem Gewicht von 200 - 240 g, die älter als 6 Monate sind. Notiere das Gewicht der Ratten. Betäuben Sie die Ratte durch Verabreichung von Ketamin (80 mg/kg) und Xylazin (12 mg/kg) je nach Körpergewicht auf intraperitonealem Weg.
    HINWEIS: Ketamin, ein dissoziatives Anästhetikum, bewirkt eine schnelle Anästhesie, aber eine teilweise Ruhigstellungder Muskeln 10. So wird es in Kombination mit Xylazin verwendet, um eine Muskelentspannung zu erzeugen und einen Zustand der chirurgischen Anästhesiezu erreichen 11.
  2. Kneifen Sie den Schwanz zusammen, um das Ausmaß der Narkose sicherzustellen. Wenn die Ratte Reflexe zeigt, verabreichen Sie 1/3 der Dosis Ketamin. Schließen Sie ein Heizkissen an den Ventilator an, um es über den Operationstisch zu legen, um eine homöotherme Erwärmung zu gewährleisten.
  3. Platzieren Sie die Ratte in einer dorsalen Dekubitusposition auf dem Heizkissen (Abbildung 1A). Halten Sie die Ratte durch Anbringen von Klebebändern in dieser Position fest und stellen Sie den Operationstisch in eine Schräglage.
  4. Passen Sie die Atemparameter des Beatmungsgeräts mit einem Atemzugvolumen von 8 ml/kg (2-3 ml/min), einer Atemfrequenz von 77 Atemzügen pro Minute (bpm) und einem Spitzendruck (inspiratorischer Spitzendruck) von 15 cm H2O an. Um den Kollaps der Lunge zu verhindern, stellen Sie den positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) auf 2 cm H2O ein.
  5. Um eine endotracheale Intubation durchzuführen, fassen Sie die Zunge und heben Sie sie mit einer stumpfen Pinzette an. Führen Sie ein Otoskop (Abbildung 1B) in den Mund ein, um die Stimmbänder zu sehen, und führen Sie die Endotrachealkanüle (Abbildung 1B und Abbildung 2A) durch die Stimmbänder ein. Um die Epiglottis deutlich zu sehen, projizieren Sie eine Taschenlampe von oben um den Hals.
  6. Verbinden Sie die Endotrachealkanüle mit dem Beatmungsschlauch (Abbildung 1A und Abbildung 2B) und überwachen Sie die Brustbewegungen, um die korrekte Intubation zu bestätigen. Eine Schwellung des Abdomens deutet auf den Verdacht auf eine Intubation der Speiseröhre hin, wiederholen Sie die Intubation gemäß Schritt 1.8.
  7. Nachdem alle Einstellungen abgeschlossen sind, verwenden Sie ein chirurgisches Stereomikroskop für die LAD-Ligatur (Abbildung 1A) und verwenden Sie während der Operation eine Heizlampe, um die Körpertemperatur der Ratte auf 37 °C zu halten.
  8. Tragen Sie die Enthaarungscreme auf den Hals und die Brustregion der Ratte auf und lassen Sie sie 10 - 20 Minuten einwirken. Entferne vorsichtig das Fell der Ratte vom Hals bis zum Brustbereich.

2. Chirurgische Einleitung des Myokardinfarkts (Dauer: 20 - 25 min)

  1. Zupfen Sie mit der Pinzette die Haut am Xiphoid-Prozess und machen Sie mit Hilfe einer Schere einen leichten Schnitt (ca. 1 cm), gefolgt von einem Schnitt in Längsrichtung, beginnend am Xiphoid-Prozess, in Richtung des Musculus sternocleidomastoideus.
    1. Vermeiden Sie es, die Faszien zu verletzen, um starke Blutungen zu vermeiden. Wenn es zu Blutungen kommt, verwenden Sie eingewickelte Tücher, um vorsichtig auf die blutende Stelle zu drücken.
  2. Von der Basis des Musculus sternocleidomastoideus bis zur 5. bis 6. Rippe werden die Faszien und die Brustmuskeln entlang der linken Seite des Brustbeins durchtrennt.
  3. Verwenden Sie eine Pinzette, um eine Punktion im 3. und 4. Interkostalraum auf der linken Seite des Brustbeins vorzunehmen. Beschädigen Sie nicht das Herz oder die Lunge, während Sie ein Loch (ca. 6-8 mm) erzeugen. Wenden Sie den Peep in diesem Schritt an.
  4. Schneiden Sie mit einer Rippenzange die 4., 5. und 6. Rippe zusammen mit den Interkostalmuskeln ab und lösen Sie die verbleibenden Interkostalmuskeln mit einer Pinzette (Abbildung 2C).
  5. Führen Sie den Rippenaufroller vorsichtig ein, um die Rippen auseinander zu halten und das Herz freizulegen (Abbildung 2D). Um den linken Vorhof gut sehen zu können, trennen Sie das Perikard und den Thymus mit einer Pinzette und einer gebogenen Schere von der Vorderseite des Herzens.
  6. Identifizieren Sie die Position der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) für die Ligatur durch Naht.
    1. Nachdem Sie das Perikard vorsichtig entfernt haben, identifizieren Sie LAD als eine prominente oberflächliche Arterie, die diagonal von der Basis des Herzens bis zur Spitze entlang der interventrikulären Furche verläuft. Das LAD unterteilt sich in zwei Gruppen von Ästen: erstens die Septumäste (S1 und S2), die das interventrikuläre Septum perforieren. Die zweite Gruppe von Ästen, diagonale Äste (D1 und D2) genannt, perforieren den vorderen Teil des linken Ventrikels.
    2. Identifizieren Sie die drei Bereiche des LAD, nämlich den proximalen, den mittleren und den distalen Bereich. Proximale LAD: die Region des LAD von seinem Ursprung bis zum ersten Ast, der entweder ein Septum oder eine Diagonale sein kann; Mid LAD: der Bereich zwischen dem ersten und dem zweiten diagonalen Ast; Distale LAD: Der Bereich hinter dem zweiten diagonalen Ast wird als distale LAD bezeichnet (Abbildung 2E).
    3. LAD erscheint als pulsierende rötliche Arterie mit dickeren Wänden. Um die Position zu bestätigen, drücken Sie vorsichtig mit einer Mikrozange, und es ist ein Pulsieren zu spüren.
  7. Führen Sie das endgültige Schließen von LAD durch, indem Sie 8-0 übergeben Seidennaht im mittleren LAD-Bereich in der Nähe des Ursprungs des ersten diagonalen Astes D1 mit einem Nadelhalter und leichtem Ziehen an der Naht, um eine Schädigung des Herzens zu verhindern (Abbildung 2E).
  8. Machen Sie mit einer Pinzette zwei Knoten Ligatur in identischer Ausrichtung (Chirurgenknoten). Befestigen Sie die Ligatur, indem Sie mit Hilfe einer Pinzette mehrere Knoten in zweiseitiger Richtung machen.

3. Scheinoperation

  1. Führen Sie die Schritte 2.1-2.6 aus. Nach Durchführung einer linksseitigen Thorakotomie legen Sie das Herz frei, führen Sie eine Seidennaht durch und ziehen Sie unter die linke Hauptkoronararterie (LAD), ohne zu ligieren.

4. Verabreichung des Behandlungsmedikaments (Dauer: 2-5 min)

  1. Nach der LAD-Ligatur ist Doxazosin 0,06 mg/kg in der Behandlungsgruppe sofort intravenös durch die Schwanzvene zu injizieren (Abbildung 3)

5. Verschluss der Brusthöhle nach einem chirurgischen Eingriff (Dauer: 5 min)

  1. Entfernen Sie die Retraktoren, so dass die Rippen und die Interkostalmuskulatur in ihre ursprüngliche Position zurückkehren. Verschließen Sie die Brusthöhle, indem Sie den linken und rechten Interkostalmuskel mit einer 6-0-Seidennaht vernähen. Machen Sie Stiche mit einer 4-0 Prolene-Naht, um die Haut zu schließen (Abbildung 2F).

6. Nachsorge und Überwachung (Dauer: 40 min - 60 min)

  1. Verfolgen Sie die operierte Ratte zur Genesung von der Narkose für 40 Minuten oder länger. Stellen Sie eine vollständige Wiederherstellung sicher, indem Sie den Schwanz anheben oder einklemmen.
  2. Entfernen Sie vorübergehend den Anschluss am Beatmungsgerät und stellen Sie die selbstregulierte Atmung der Ratte sicher, indem Sie die normale Bewegung des Brustbereichs untersuchen.
  3. Schalten Sie das Beatmungsgerät aus und entfernen Sie die endotracheale Kanüle. Löse die Klebebänder, die an den Gliedmaßen befestigt sind.
  4. Injizieren Sie Tramadol (12,5 mg/kg) intraperitoneal, um postoperative Schmerzen zu lindern.
  5. Halten Sie die Ratte auf dem Heizkissen, um die Körpertemperatur mindestens 30 Minuten lang auf 37 °C zu halten. Überwachen Sie die Ratte kontinuierlich auf krankhafte Zustände wie unregelmäßige Atmung oder Schwierigkeiten oder gefährliche Anzeichen eines Infarkts.
  6. Wenn die Ratte in der Lage ist, sich frei zu bewegen, betrachten Sie sie in einem Zustand der vollständigen Genesung von der Narkose. Auch wenn die Ratte nicht in der Lage ist, sich freiwillig zu bewegen, halten Sie sie innerhalb von 45 Minuten nach der Entnahme aus dem Beatmungsgerät im Käfig.
  7. Beobachten Sie die Ratte in den ersten 4 Tagen täglich. Am 4. Tag opfern Sie die Ratte mit einer CO2 -Euthanasiekammer.

7. Analyse biochemischer Marker des Myokardinfarkts

  1. Bestimmen Sie den Troponinspiegel als Biomarker für einen Myokardinfarkt 6 h und 4 Tage nach der Operation in Blutproben von Tieren.
    1. Probenentnahme und -vorbereitung: Entnahme einer Blutprobe (200 μl) aus der Schwanzvene nach 6 Stunden Infarkt in EDTA- oder Heparin-beschichteten Röhrchen und durch retroorbitale Punktion (1 ml) nach 4 Tagen MI.
      HINWEIS: Für den Troponin-T-Test wird eine antikoagulierte Vollblutprobe bevorzugt.
    2. Tragen Sie 150 μl Probe mit den im Kit enthaltenen Herzpipetten und Einweg-Dosierspritzen auf den Teststreifen auf.
    3. Inkubieren Sie 15-20 Minuten bei Raumtemperatur und interpretieren Sie dann die Ergebnisse basierend auf dem Auftreten einer Signallinie (rötliche Linie) in der Nachweiszone innerhalb von 15-20 Minuten. Verwenden Sie die folgenden Parameter: Keine Detektionslinie, nur Kontrolllinie = negativ; sichtbare Detektionslinie und Kontrolllinie = positiv (Abbildung 6B).
  2. Nachweis von Troponin I in einer Serumprobe mit dem Standard-F-Analysator.
    1. Probenentnahme und -vorbereitung: Entnahme von Blutproben (200 μl) aus einer Schwanzvene nach 6 Stunden Infarkt in EDTA-beschichteten oder heparinbeschichteten Röhrchen und durch retroorbitale Punktion (1 ml) nach 4 Tagen MI.
    2. Lassen Sie das Kit und die Blutprobe vor dem Test bei Raumtemperatur sein. Überprüfen Sie das Verfallsdatum auf der Rückseite des Folienbeutels. Öffnen Sie den Folienbeutel und überprüfen Sie das Testgerät (Abbildung 4).
    3. Setzen Sie das Prüfgerät in den Prüfschlitz des Analysators ein. Der Analysator liest die Barcode-Daten und prüft die Gültigkeit des Prüfgeräts (Abbildung 4).
    4. Sammeln Sie 100 μl Probe mit einer Pipette mit festem Volumen (100 μl). Geben Sie die gesammelte Probe in das Extraktionspufferröhrchen. Entsorgen Sie dann die verwendete Pipette mit festem Volumen (100 μl).
    5. Mischen Sie die Probe und den Puffer 2x-3x mit der Einwegpipette (100 μL). Sammeln Sie dann 100 μl der Probenmischung.
    6. Drücken Sie nach dem Auftragen der Probe in die Probenvertiefung des Testgeräts sofort die TEST START-Taste des Analysators. Der Analysator zeigt das Testergebnis innerhalb von 10 Minuten automatisch an.
      HINWEIS: Wenn Troponin I (TnI) vorhanden ist, wird es an das Europium-Mikropartikel gebunden. Dieser Komplex wird vom Einfangantikörper auf der Testlinie eingefangen, und die Intensität des Fluoreszenzlichts wird vom Analysator erfasst.

8. Analyse des Infarktbereichs

  1. Nachdem Sie die Ratten 4 Tage nach der Verletzung getötet haben, bestimmen Sie den Infarktbereich mit der makroskopischen Methode des Farbstoffs 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC).
    1. Das Herz aus dem tierischen Körper nehmen und über Nacht bei 4 °C aufbewahren. Schneiden Sie sowohl die Ohrmuscheln, die Wurzel der Aorta als auch den rechten Ventrikel heraus. Schneiden Sie den gefrorenen linken Ventrikel mit einer chirurgischen Klinge in 2-4 mm dicke Scheiben. Die ventrikulären Scheiben werden bei 37 °C in 1%iger TTC-Lösung (hergestellt mit 0,1 M Tris-Puffer bei pH 7,8) für eine Dauer von 20 Minuten inkubiert.
    2. Analysieren Sie das Färbemuster, da das lebensfähige Myokard, das ein Dehydrogenase-Enzym und einen Cofaktor NADH enthält, aufgrund der Bildung eines Formazans mit TTC ziegelrot gefärbt wurde, während der Myokardbereich, der einen Infarkt erleidet, ungefärbt bleibt.
  2. Bestimmen Sie die Infarktfläche nach Volumenmethode.
    1. Legen Sie ventrikuläre Scheiben zwischen zwei Objektträger und legen Sie ein transparentes Kunststoffgitter mit 100 Quadraten in 1 cm darüber.
    2. Berechnen Sie die durchschnittliche Fläche jedes ventrikulären Schnitts, indem Sie die Anzahl der Quadrate auf beiden Seiten zählen. Berechnen Sie auf ähnliche Weise die Anzahl der Quadrate, die auf beiden Seiten auf fleckige und unbefleckte Bereiche fallen. Der nicht gefärbte mattgelbe Bereich stellte den infarktierten Teil dar, und der rote Bereich stellte den lebensfähigen Teil dar.
    3. Geben Sie die Infarktgröße als Prozentsatz des gesamten linksventrikulären Volumens (%LVV) an.

9. Histopathologische Analyse

  1. Hämatoxylin- und Eosin-Färbung
    1. Bei histopathologischen Befunden das Tier 4 Tage nach der LAD-Ligatur töten, das Herz entfernen, mit Phosphatpuffer (PBS, pH 7,4) waschen und sofort in Formalinlösung (10%) aufbewahren.
    2. Führen Sie eine Gewebeaufbereitung durch, indem Sie das Gewebe 1 h lang in einer Reihe von ansteigenden Alkoholkonzentrationen (70 %, 80 %, 95 %, 95 % und absoluter Alkohol) dehydrieren, so dass Wasser aus dem Gewebe entfernt wird und Alkohol in das Gewebe eindringt. Führen Sie die Entfernung von Alkohol aus dem Gewebe durch Eintauchen in Xylol durch.
    3. Übertragen Sie das Gewebe nach dem Reinigen mit einer Pinzette auf geschmolzenes Paraffinwachs in einer Edelstahlform. Das Reinigungsmittel diffundiert nach außen, und die Wachsschmelze dringt in das Gewebe ein. Kühle die Form auf der Kühlplatte, um das Paraffin zu verfestigen. Wenn das Wachs vollständig abgekühlt und ausgehärtet ist (30 min), entfernen Sie den Paraffinblock leicht aus der Form.
    4. Schneiden Sie die Paraffinblöcke, die eingebettetes Gewebe enthalten, mit einem Mikrotom in 4 μm dicke Abschnitte. Legen Sie das Band aus den Paraffinstücken in ein Wasserbad bei 40-45 °C. Montieren Sie die Abschnitte auf einer Rutsche und trocknen Sie die Rutsche an der Luft oder erwärmen Sie sie sanft. Anschließend entparaffinieren Sie die Abschnitte, indem Sie sie mit Xylol waschen und mit absolutem Alkohol und Wasser rehydrieren.
    5. 15 Min. mit Hämatoxylin färben. Waschen Sie die verschmutzten Stellen mit Wasser und behandeln Sie sie 20 s lang mit einer Mischung aus 1% saurem Alkohol.
    6. Nach dem Waschen mit Wasser die Abschnitte 2 Minuten lang mit Gegenfärbung (1%ige wässrige Eosinlösung) färben. Betrachten Sie die Objektträger unter dem Mikroskop, um histopathologische Veränderungen bei 10- und 40-facher Vergrößerung sichtbar zu machen.
  2. Masson Trichrom-Färbung
    1. Bereiten Sie die folgenden Reagenzien vor.
      1. Bouin-Lösung: Fügen Sie 75 ml gesättigte Pikrinsäure, 25 ml 40% Formaldehyd und 5 ml Eisessig hinzu. Weigert's Eisen-Hämatoxylin-Lösung: Bereiten Sie Stammlösung A vor, die 1 g Hämatoxylin in 100 ml 95% igem Alkohol enthält. Bereiten Sie Stammlösung B vor, die 29 % Eisenchlorid in 4 ml Wasser, 1 ml konzentrierter Salzsäure und 95 ml destilliertem Wasser enthält. Fügen Sie zur Verwendung gleiche Teile Stammlösung A und B hinzu. Die Mischung ist nur nicht länger als 3 Monate haltbar.
      2. Biebrich-Scharlach-Fuschin-Lösung: Fügen Sie 90 ml 1 % wässriges Biebrich-Scharlachrot, 10 ml 1 % wässriges Säure-Fuschin und 1 ml Eisessig hinzu. Phosphomolybdic-Phosphotungsinsäure-Lösung: Fügen Sie 25 ml 5%ige Phosphomolybdsäure und 25 ml 5%ige Phosphotungssäure hinzu. Anilinblau-Lösung: Fügen Sie 2,5 g Anilinblau und 2 ml Eisessig zu 100 ml destilliertem Wasser hinzu. 1% ige Eisessiglösung.
    2. Entparaffinisieren Sie die in Paraffin eingebetteten Herzabschnitte mit Xylol, gefolgt von einer Rehydratation in unterschiedlichen Konzentrationen von Alkohol.
    3. Inkubieren Sie die Herzabschnitte 30 Minuten lang bei 56 °C mit der Bouin-Lösung, um die endgültige Farbintensität zu erhöhen. Spülen Sie die Abschnitte unter fließendem Leitungswasser ab, bis die gelbe Farbe entfernt ist.
    4. Färben Sie das Tuch 1 Minute lang mit Hämatoxylin ein, waschen Sie es dann 2-3 Minuten lang mit fließendem Leitungswasser. Die Abschnitte 15 min lang mit Biebrich-Scharlach-Fuchsin-Lösung einfärben.
    5. Differenzieren Sie mit 5% Phosphomolybdic - Phosphotunstinsäure für 5 - 8 min. Übertragen Sie den Schnitt direkt (ohne Spülen) für 6-8 Minuten in eine Anilinblaulösung.
    6. Mit destilliertem Wasser waschen. Differenzieren Sie dann mit 1%iger Essigsäurelösung. Mit 95%igem Ethanol dehydrieren, mit Xylol klären, auf den Objektträger montieren und unter dem Mikroskopuntersuchen 12.

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Ergebnisse

Eine endotracheale Intubation ist notwendig, um die Beatmung während des LAD-Ligaturverfahrens bei offenen Thorax-Thorax-Eingriffen bei Ratten zu unterstützen. Eine erfolgreiche Intubation wird durch basale respiratorische Parameter vor der Operation und die Aufrechterhaltung einer stabilen Atmung, des Atemzugvolumens und des Minutenvolumens während des chirurgischen Eingriffs bestätigt (Abbildung 5).

Der Erfolg des LAD-Ligaturverfahrens wurde durch die Bewertung ...

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Diskussion

Unsere vorliegende Studie stellt die Induktion eines Myokardinfarkts durch dauerhaften Verschluss der linken anterioren absteigenden Koronararterie (LAD) bei Ratten dar. In diesem chirurgischen Protokoll führte das Anästhetikum Ketamin 80 mg/kg, das intraperitoneal verabreicht wurde, zusammen mit der intraperitonealen Verabreichung von Xylazin 12 mg/kg zu einer ausreichenden Muskelentspannung, wodurch der gesamte chirurgische Eingriff effektiv sowie eine reibungslose postoperative Genesu...

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Offenlegungen

Alle Autoren haben alle Interessenkonflikte offengelegt.

Danksagungen

Dr. Ravi Kumar Dhawan, Direktor, Khalsa College of Pharmacy, Amritsar, für die Beratung und Unterstützung beim Kauf aller chirurgischen Geräte; Management des Khalsa College Governing Council für die Bereitstellung von Mitteln; Dr. Harish Kumar Verma, Direktor, Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, Amritsar, für die Bereitstellung einer Geschenkprobe von Ketamin und Xylazin; Dr. Rekha Singh, Abteilung für Histopathologie, Fortis Memorial Research Institute, Gurugram für histopathologische Einrichtungen und Einstufung; Herr Hemaant Arora, M.D., Universal Diagnostics stellt die Einrichtung für die Bewertung von Troponin I bereit; Dr. Rachna Hora, außerordentliche Professorin, Abteilung für Molekularbiologie und Biochemie für Blotting-Techniken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Intravenöse 18-Gauge-KanüleKent scientific, USA
20-Gauge intravenöse KanüleKent scientific, USA
4-0 Naht aus PolypropylenKhanna Chirurgisch
6-0 SeidennahtNanak Chirurgisch
8-0 Naht aus SeideNanak Chirurgisch
Adson-PinzetteNanak Chirurgisch
AnästhesiegerätOrchidee Wissenschaftlich
Induktionskammer für AnästhesieOrchidee Wissenschaftlich
Gebogene SchereNanak Chirurgisch
Endotrachealer IntubationsschlauchKent Scientific, USA
Creme zur HaarentfernungNanak Chirurgisch
HeizkissenKent scientific, USA
Pinzetten mit HakenNanak Chirurgisch
KetaminGeschenkprobe von KVAS, Amritsar
Mikro-NadelhalterNanak Chirurgisch
Nitril-Handschuhe Nanak Chirurgisch
Operationstisch
OtoskopNanak Chirurgisch
ZangeNanak Chirurgisch
Rippen-RetraktorNanak Chirurgisch
Gerade PinzetteNanak Chirurgisch
Enge ZangeNanak Chirurgisch
Chirurgische HaarkappeNanak Chirurgisch
MundschutzNanak Chirurgisch
Chirurgisches StereomikroskopOlympus Magnus24B1187Stereozoom MSZ-TR Mikroskop mit Armauslegerstativ, Zoomverhältnis: 1:7 Objektivzoom: 0,65 - 4,5x Okular 10x/22 mm Vergrößerung: 6,5 - 45x mit 10x Okular LED-Ringbeleuchtung
Zahnlose PinzetteNanak Chirurgisch
TramadolGeschenkprobe aus dem Amandeep Krankenhaus, ASR
PinzetteNanak Chirurgisch
BeatmungsgerätRoVent (Kent Scientific,  USA)Nr. RV-04-220Automatischer Ventilator mit Volumen- und Druckregelung sowie Temperaturerwärmung und -überwachung
XylazinGeschenkprobe von KVAS, Amritsar

Referenzen

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