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Methodenartikel

Abschätzung des Einflusses von Cadmium auf den Redoxstatus und das metabolische Profil des Seeigels Paracentrotus lividus

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DOI:

10.3791/68300

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29. Juli 2025

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1Higher Institute of Biotechnology - Sidi Thabet, Laboratory of Biotechnology and Valorization of Bio-Geo-Resources, University Manouba, 2Faculty of Sciences of Tunis, Laboratory of Ecology, Biology and Physiology of Aquatic Organisms LR, University Tunis El Manar, 3Laboratory of Mass Spectrometry, National Institute of Research and Physical-Chemical Analysis (INRAP) Biotechpole Sidi Thabet, 4Department of Chemistry, College of Sciences at Bisha, University of Bisha, 5Department of Applied Medical Sciences, Applied College at Bisha, University of Bisha

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beleuchtet die Methoden zur Extraktion und Charakterisierung bioaktiver Verbindungen aus dem Seeigel Paracentrotus lividus (Stachelhäuter) sowie die Bestimmung von oxidativen Stressparametern nach Cadmiumexposition.

Zusammenfassung

Cadmium (Cd) ist eines der schädlichsten Schwermetalle für Wasserorganismen und ein weit verbreiteter Schadstoff in marinen Lebewesen. Aufgrund seiner hohen Bioverfügbarkeit, Persistenz und Fähigkeit zur Bioakkumulation ist Cadmium (Cd), ein giftiges Schwermetall, das durch Abwässer im Bergbau, industrielle Abwässer und landwirtschaftliche Betriebsmittel freigesetzt wird, einer der schädlichsten Schadstoffe für Wasserorganismen und ein häufiger Schadstoff in der marinen Fauna. In der vorliegenden Studie wurden die potenziell toxischen Wirkungen von Cadmium auf Biomarker und Metabolitenprofile von oxidativem Stress in Paracentrotuslividus-Gonaden untersucht, die über 96 h einer Reihe von Konzentrationen (0,0183, 0,183 und 1,83 mg/L) ausgesetzt waren. Die Ergebnisse zeigten, dass Cd oxidativen Stress induzierte, indem es die Spiegel von Malondialdehyd, Wasserstoffperoxid und Lipidhydroperoxid im Vergleich zur Kontrollgruppe erhöhte und die antioxidative Aktivität erhöhte (reduziertes Glutathion und Katalase). Darüber hinaus wurden auf der Grundlage der gaschromatographisch-massenspektrometrischen Analyse 74 Metaboliten in den Gonadenextrakten sowohl der behandelten Seeigel als auch der Kontrolle identifiziert. Die partielle Diskriminanzanalyse der kleinsten Quadrate ergab eine klare Klassentrennung und unterschied neun relevante Metaboliten anhand der VIP-Scores. Die durchgeführte Heatmap-Analyse zeigte eine Störung des Gehalts an Sterolen und Fettsäureverbindungen wie Cholest-5-en-3-ol(3.beta).-, Desmosterol und (23S)-ethylcholest-5-en-3.beta.-ol und Eicosapentaensäure (EPA) sowie die antioxidative Abwehr wie Retinsäure und die Steroidregulation wie Pregna-5-en-20-on, 3-Hydroxy-,(3β). Insgesamt zeigten unsere Daten eine hohe Empfindlichkeit der Gonaden gegenüber Cd, selbst bei relativ niedrigen Konzentrationen.

Einleitung

Die Meeresumwelt kann auch als wichtige Senke für verschiedene giftige Chemikalien, wie z. B. Schwermetalle, angesehen werden. Aufgrund ihrer Lipophilie neigen diese Elemente dazu, sich an Schwebstoffe zu binden und sich nach und nach in Meeressedimenten anzusammeln, wo sie eine verminderte Mobilität und Bioverfügbarkeit aufweisen. Infolgedessen dienen marine Sedimente als wichtige Schwermetallsenke1. Unter diesen Schadstoffen ist Cadmium (Cd) seit langem als großer globaler Wasserschadstoff anerkannt, der Ökosysteme und die damit verbundenen Lebewesen bedroht2. Ein Drittel der in aquatischen Ökosystemen vorhandenen Cd stammt aus der Herstellung und Verwendung von Phosphatdüngern2. Weitere Quellen für die Freisetzung von Cd in die Umwelt sind der Bergbausektor, Galvanikunternehmen und natürliche Prozesse der Erdkruste3. Dieser Schadstoff ist aufgrund seiner Fähigkeit, leicht durch wässrige Medien transportiert zu werden, und seiner im Gegensatz zu anderen Schwermetallen vergleichsweise großen Mobilitätweit verbreitet 2. Der Literatur zufolge schwanken die Cd-Konzentrationen zwischen 12 und 16 x 10−3 μg/L in der Ostsee4 und zwischen 13,4 x 10−3 und 1,49 μg/L an einem stark kontaminierten Standort entlang der galicischen Küste (Nordwesten der Iberischen Halbinsel)5. Deutlich höhere Cd-Werte wurden in einigen verschmutzten Gebieten des Mittelmeers gemessen, wo die Konzentrationen in der Nähe der Insel Sizilien (Italien) 80,4 x 10-3 μg/l erreichen können6 und im Golf von Gabès (Tunesien)7 48 μg/l. Dieses persistente, bioakkumulative und nicht essentielle Übergangsmetall ist für seine Fähigkeit bekannt, sowohl bei menschlichen als auch bei Wasserorganismen ernsthafte Gesundheitsprobleme zu verursachen8. Cd kann seine Toxizität direkt ausüben, indem es an Proteine bindet, die Enzymaktivitäten hemmt und die Kalziumhomöostase stört9. Es kann auch indirekt durch die Erzeugung von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) wirken, was zu oxidativen Schäden an Biomolekülen wie Lipiden, Proteinen und DNA führt10. Mehrere wissenschaftliche Studien haben berichtet, dass eine Cd-Kontamination strukturelle und funktionelle Störungen bei Wasserorganismen auslösen kann11.

Wie die anderen benthischen Wirbellosen im Meer sind auch Seeigel der Meeresverschmutzung besonders ausgesetzt. Trotz ihrer Fähigkeit, hohe Mengen an Schwermetallen zu akkumulieren, können Seeigel mit Metallverunreinigungen zurechtkommen und in verschmutzten Umgebungen überleben12. Daher sind sie allgemein als Wächterorganismen anerkannt und werden häufig als Modelle für ökotoxikologische und Umweltstudien verwendet13. Zahlreiche Studien haben die Auswirkungen der Cd-Exposition auf mehrere Seeigelarten in verschiedenen Lebensstadien untersucht, darunter adulte Organismen, Embryonen und Larven13. Es wurde festgestellt, dass die Cd-Exposition zu einer Vielzahl von Nebenwirkungen führen kann, die von einer Verringerung der Befruchtungsrate der Eizelle über Anomalien in der Embryo- und Larvenentwicklung, oxidativen Stress bis hin zu Apoptose und Autophagie reichen13. Der größte Teil der verfügbaren Literatur konzentriert sich auf die Wirkung von Cd auf Seeigel-entwickelnde Embryonen13,14; Es wurden jedoch nur wenige Studien15durchgeführt, um die Auswirkungen dieses Metalls auf das Stoffwechselprofil erwachsener Seeigel zu verstehen, und es liegen keine Informationen über den Fettstoffwechsel vor.

Die kontinuierliche Exposition von Paracentrotus lividus (Lamarck, 1816) Embryonen gegenüber subakuten/subletalen Cadmiumkonzentrationen führt zu einer abnormalen Entwicklung mit Defekten in der Skelettverlängerung und -musterung, gepaart mit einer allgemeinen Verringerung der Proteinsynthese und einer differentiellen Metallothionein-Expression16.

Die vorgeschlagene Methode verbessert die Bewertung der Toxizität und des oxidativen Stresses von Cadmium (Cd) in Meeresorganismen durch die Kombination biochemischer Assays mit gezielter und ungezielter metabolomischer Profilerstellung mittels Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS). Im Vergleich zu herkömmlichen Ansätzen, die sich ausschließlich auf einzelne Biomarker wie Lipidperoxidation oder antioxidative Enzymaktivitäten (z. B. SOD, CAT) stützen, liefert die Hinzufügung eines GC-MS-basierten Metaboliten-Screenings einen umfassenden biochemischen Fingerabdruck des physiologischen Zustands des Organismus17. Diese Integration ermöglicht einen empfindlicheren und systemischeren Nachweis subletaler Effekte, selbst bei niedrigen Cd-Konzentrationen, und kann frühe Störungen des Energiestoffwechsels, des Aminosäureumsatzes und der oxidativen Wege erkennen, die vor beobachtbaren toxikologischen Schäden auftreten. Wichtig ist, dass diese Methode bestehende toxikologische Bewertungen ergänzt, indem sie Daten mit höherer Auflösung liefert und die Identifizierung neuartiger Biomarker ermöglicht, die bei herkömmlichen Assays möglicherweise übersehen werden18. Es fördert auch das mechanistische Verständnis durch Analysen auf Pfadebene, die prädiktive Ökotoxikologiemodelle verbessern19. Mit dieser Methode wird eine Cadmiumexposition im Bereich von 1-100 μg/L nachgewiesen, die für verschmutzte Küsten- und Ästuarsysteme relevant ist20. Der Ansatz eignet sich am besten für kontrollierte Laborexpositionen oder mäßig komplexe Feldstudien. Die Interpretation kann jedoch in stark kontaminierten Matrices schwierig sein, in denen mehrere Stressoren (z. B. Schwermetalle, PAKs, neu auftretende Kontaminanten) interagieren und möglicherweise die Biomarkerspezifität verwirren. Trotzdem bieten die Robustheit und Spezifität von GC-MS in Kombination mit multivariater Datenanalyse (z. B. PCA, PLS-DA) bei richtigem Design eine starke Unterscheidungskraft bei der Auflösung von überlappenden Effekten.

Diese integrierte biochemisch-metabolomische Plattform ist besonders nützlich für die Überwachung von Sentinel-Arten und die ökologische Risikobewertung im Rahmen von Rahmenwerken wie der Meeresstrategie-Rahmenrichtlinie (MSRL) und steht im Einklang mit den aktuellen Bemühungen, die Omics-basierte Umweltüberwachungvoranzutreiben 21.

In der aktuellen Studie haben wir den Purpur-Seeigel P. lividus, der eine der am stärksten genutzten und wirtschaftlich bedeutendsten Arten an der gesamten Atlantik- und Mittelmeerküste ist22, verwendet, um den Effekt der Cd-Kontamination auf den Redoxstatus und das metabolomische Profil der Gonaden zu bewerten.

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Protokoll

1. Proben und Versuchsaufbau

  1. Sammeln Sie im Mai 2023 insgesamt 40 adulte Seeigel P . lividus Exemplare (20 Männchen und 20 Weibchen, mittlere Länge: 45 ± 4 mm, mittleres Alter: 2,0 ± 0,5 Jahre, mittleres Gewicht: 22,54 ± 2,50 g) von Tauchern im Tiefenbereich von 5-7 m an den Küsten von Bizerte (Mittelmeer, Tunesien).
  2. Die gesammelten Seeigel P. lividus gemischten Geschlechts, geschätztes Alter ca. 12-18 Monate basierend auf der Größe, in das Labor überführen und in belüftetem natürlichem Meerwasser 16 ± 1 °C mit einem natürlichen Salzgehalt von ~38 PSU, einem pH-Wert von 7,8-8,0 und einer Photoperiode von 12:12 aufbewahren. Überwachen Sie die Parameter täglich während des gesamten Expositionszeitraums, um die Umweltstabilität zu gewährleisten und externe Schwankungen zu minimieren.
  3. Injizieren Sie 1 ml KCl 0,5 M in den peristomialen Bereich, um das Laichen zu induzieren und Gameten visuell zu identifizieren. Spülen Sie die Personen mit gefiltertem Meerwasser ab und akklimatisieren Sie sie 3 Tage lang unter kontrollierten Bedingungen ohne Futterzustellung.
  4. Teilen Sie die Seeigel nach dem Zufallsprinzip in vier Gruppen zu je neun Individuen (drei Individuen pro Becken in dreifacher Ausfertigung) ein und verteilen Sie sie auf 50 L Glasaquarien. Bestimmen Sie die Stichprobengröße auf der Grundlage zuvor veröffentlichter Studien23,24, in denen Biomarker für oxidativen Stress und metabolomische Reaktionen bei wirbellosen Meerestieren untersucht wurden, und verwenden Sie vergleichbare oder weniger biologische Replikate.
    HINWEIS: Dieser Replikationsgrad gewährleistet eine starke biologische Repräsentation und statistisch signifikante Ergebnisse.
  5. Nach der Eingewöhnung sind die Tiere 96 h lang folgenden Konzentrationen von Cadmiumchlorid (CdCl2) auszusetzen: Gruppe I (Strg): Seeigel, die in Wasser gehalten werden, das nicht CdCl2enthält; Gruppe II (Tr1): Seeigel, die einer CdCl2-Konzentrationvon 0,0183 mg/l ausgesetzt waren; Gruppe III (Tr2): Seeigel, die einer CdCl2-Konzentrationvon 0,183 mg/l ausgesetzt waren; Gruppe IV (Tr3): Seeigel, die einer CdCl2-Konzentrationvon 1,83 mg/l ausgesetzt waren.
  6. Um die Stabilität des Wassers während des Versuchs zu erhalten, wechseln Sie alle 24 h 50 % des Wassers, entfernen Sie das Wasser vorsichtig mit einem Siphon und ersetzen Sie es durch frisch zubereitetes Wasser, wobei die CdCl-2-Konzentrationen beibehaltenwerden.

2. Vorbereitung des Gewebes

  1. Unter Verwendung des von Telahigue et al.23 beschriebenen Protokolls wird die Herstellung der Homogenate des Seeigelgewebes durchgeführt.
  2. Sezieren Sie am Ende des Experiments Eisseeigel aus jeder Gruppe. Machen Sie mit einer sterilen Schere einen kreisförmigen Schnitt um den Mund, um den Test zu öffnen.
  3. Entfernen Sie vorsichtig die fünf Gonaden mit einem Spatel und bewahren Sie sie für die weitere Analyse auf. Mit kaltem destilliertem Wasser waschen, um Schmutz und Oberflächenverunreinigungen zu entfernen
  4. Homogenisieren Sie mit einem Sondensonicator mit einer Amplitude von 40 %, in 3 Stößen von je 10 s mit 20 s Pause zwischen den Stößen, 300 mg Gonadenfraktionen mit Tris-HCl-Puffer (20 mM, pH 7,4) unter kalten Bedingungen.
  5. Teilen Sie jede Gonadenprobe in zwei Teile auf: einen für die biochemische Analyse (frisch) und einen für die metabolomische Analyse (lyophilisiert).
  6. Zentrifugieren Sie bei 10.000 x g für 20 min. Die Überstände sind für die biochemische Parameteranalyse bei - 80 °C zu lagern.
  7. Lyophilisieren Sie andere Gonadenfraktionen mit einem Gefriertrockner vor der GC-MS-Analyse. 48 h bei -50 °C und einem Vakuum von weniger als 0,1 mbar halten, bis die vollständige Trocknung abgeschlossen ist.
  8. Verwenden Sie die Lowry-Methode, um den Gesamtproteingehalt jeder Probe unter Verwendung von BSA als Standard zu bestimmen. Bestimmen Sie den LOOH-Spiegel bei 560 nm und exprimieren Sie es als mmol/mg Protein.
    HINWEIS: Diese Quantifizierung wurde vor allen biochemischen Assays durchgeführt, um die Biomarkerspiegel zu normalisieren.

3. Reduzierter Glutathion-Assay

  1. Schätzung des reduzierten Glutathiongehalts (GSH) nach der Methode von Ellman25, basierend auf der Absorption von 2-Nitro-5-mercapturinsäure, die sich aus der Reduktion von 5-50-Dithio-bis-2-nitrobenzoesäure (DTNB) durch die Thiol (SH)-Gruppe des Glutathions ergibt.
  2. Zentrifugieren Sie bei 1600 x g für 15 min eine Mischung aus Gewebehomogenaten in Phosphatpuffer und Sulfosalicylsäure (4%).
  3. Nehmen Sie ein Volumen von 500 μl des erhaltenen Überstands und fügen Sie es mit 0,025 ml zum Ellman-Reagenz (DNTB) hinzu. Bei 412 nm wird die Inktion der resultierenden Mischung abgelesen.
  4. Bewertet den GSH-Gehalt in mg pro g Gewebe. Geben Sie den Gesamt-GSH-Gehalt in μg/mg Gewebe an. Berechnen Sie die GSH-Spiegel unter Verwendung einer Standardkalibrierungskurve, die auf bekannten Konzentrationen von reduziertem Glutathion basiert.
    HINWEIS: Ziel ist es, reduziertes Glutathion (GSH) in gonadalen Homogenaten als Marker für oxidativen Stress nach Cadmiumexposition zu quantifizieren.

4. Katalase-Aktivität

  1. Führen Sie den Reaktionsaufbau nach der Methode von Aebi26 durch. Das Reaktionsmedium bestehend aus 2,9 mL 100 mM Phosphatpuffer (pH 7,4) und 20 μl Gonadenüberstand wird vorbereitet. Das Reaktionsmedium auf Raumtemperatur voräquilibrieren.
  2. Starten Sie die Reaktion, indem Sie 80 μl frisch zubereitete 0,5 M Wasserstoffperoxidlösung (H2O2) in die Küvette geben. Mischen Sie den Inhalt sofort gründlich und zeichnen Sie die Abnahme der Extinktion bei 240 nm für 1 mi im Abstand von 10 s mit einem UV-Vis-Spektralphotometer auf.
  3. Berechnen Sie die CAT-Aktivität basierend auf der Rate der H2O2 -Zersetzung, die durch Überwachung der Abnahme der Absorption bei 240 nm im Laufe der Zeit bestimmt wird. Verwenden Sie die folgende Formel: CAT-Aktivität = (ΔA/min x V) / (ε x l x C)
    Dabei gilt: ΔA/min = Änderung der Extinktion pro Minute bei 240 nm, V = Gesamtvolumen des Assays (in L), ε = molarer Extinktionskoeffizient von H2O2 (43,6 M-1/cm), l = Weglänge der Küvette (normalerweise 1 cm), C = Proteinkonzentration in mg/ml.
  4. Verwenden Sie den molaren Extinktionskoeffizienten von 43,6 M/cm. Exprimieren Sie die CAT-Aktivität als nmol H2O2 zersetzt pro Minute pro mg Protein (nmol H2O2/min/mg Protein).
    HINWEIS: Ziel ist es, die Katalaseaktivität in gonadalen Homogenaten von P. lividus als Maß für die Reaktion des antioxidativen Enzyms auf Cadmiumexposition zu quantifizieren.

5. Messung der Wasserstoffperoxid-Erzeugung

  1. Messen Sie den Wasserstoffperoxidgehalt (H2O2) in P. lividus-Gonaden mit Hilfe eines Eisenoxidations-Xylenol-Orangen-Assays nach der von Ou und Wolff27 beschriebenen Methode.
  2. Die Konzentration von H2O2im Überstand wird mit einem Spektralphotometer bei 560 nm bestimmt. Geben Sie die Ergebnisse in nmol/mg Protein an.

6. Malondialdehyd-Assay

  1. Bereiten Sie die Proben vor, wie in der Draper- und Hadley-Methode28 beschrieben. Mischen Sie 500 μl Gonadenhomogenat mit 1 ml 10%iger Trichloressigsäure (TCA). Zentrifugieren Sie bei 2500 x g für 10 min bei 4 °C.
  2. 1 ml des resultierenden Überstands in ein neues Röhrchen überführen und 1 ml 0,67%ige TBA-Lösung hinzufügen. Die Mischung in einem Wasserbad bei 100 °C 15 min inkubieren.
  3. Kühlen Sie die Proben auf Raumtemperatur ab. Messen Sie die Extinktion bei 532 nm mit einem Spektralphotometer.
  4. Subtrahieren Sie die Hintergrundabsorption mit einem Reagenzrohling (TBA + TCA ohne Gewebeextrakt). Erstellen Sie eine Standardkurve mit 1,1,3,3-Tetraethoxypropan (TEP) und drücken Sie die MDA-Konzentration als nmol/mg-Protein aus.

7. Messung des Lipidhydroperoxids

  1. Messen Sie das Lipidhydroperoxid (LOOH) in Gonadengeweben unter Verwendung des Eisenoxidations-in-Xylenol-Orangen-Assays, wie er nach der Methode von Jiang et al.29 beschrieben wird.
    HINWEIS: Ziel ist es, die Lipidperoxidationswerte in Gonadengeweben durch Quantifizierung von Malondialdehyd (MDA), einem Nebenprodukt oxidativer Membranschäden, zu bestimmen.

8. Extraktion bioaktiver Verbindungen aus Gonaden und analytisches Screening

  1. Führen Sie eine methanolische Extraktion von lipophilen Verbindungen in dreifacher Ausführung aus dem getrockneten Gonadengewebe jeder Gruppe in dreifacher Ausführung durch, indem Sie das Material in Methanol in analytischer Qualität (≥99,8 %; 1:25 W/v) auf einem Rotationsschüttler bei 150 U/min bei Umgebungstemperatur einweichen.
  2. Alle Extrakte werden 15 min lang bei 700 x g, 4 °C zentrifugiert, nachdem die MeOH-Fraktionen durch Rotationsverdampfung bei einer Wasserbadtemperatur von 40 °C und einer auf 100 U/min eingestellten Drehzahl verdampft wurden. Der Rohextrakt wird in 1 mL MeOH resuspendiert und anschließend in verschlossenen Durchstechflaschen bei 4 °C gelagert.

9. Gaschromatographie-Massenspektrometrie-Analyse von Gonadenextrakten

  1. Stellen Sie ein 500 μl Aliquot in einer Durchstechflasche unter Verwendung des gelagerten methanolischen Extrakts her.
  2. Durchführung der Analyse durch Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC-MS) auf einem Gaschromatographen, der mit einem Massenspektrometer gekoppelt ist. Die GC-Säule bestand aus 5 %-Phenyl-methylsiloxan: 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm Schichtdicke.
  3. Verwenden Sie Helium als Trägergas bei einer konstanten Durchflussrate von 1 mL/min. Stellen Sie das Injektionsvolumen im Split-Modus bei einem Verhältnis von 100:1 auf 1 μl ein. Die Ofentemperatur von 4-280 °C auf 5 °C/min einstellen.
  4. Betreiben Sie das Spektrometer im Elektronenstoßmodus (EI), die Ionisationsenergie betrug 72 eV, die Temperatur der Ionenquelle betrug 250 °C, die Abtastzeit 1 s und der Massenbereich 45-550 amu.
  5. Führen Sie die Identifizierung von Verbindungen durch Vergleich ihrer Massenspektren mit denen aus der NIST98MS Library und der Willy Library275 Database durch.

10. Statistische Auswertung

  1. Bewerten Sie den Datensatz zunächst auf Normalität mit dem Shapiro-Wilk-Test und auf Homogenität der Varianzen mit dem Levene-Test.
  2. Verarbeiten Sie die Daten mit MetaboAnalyst 6.030 vor, wobei Sie Standardnormalisierungsverfahren, Log-Transformation und Pareto-Skalierung verwenden, um ANOVA-Annahmen wie Normalverteilung und Varianzhomogenität zu erfüllen.
  3. Führen Sie eine multivariate statistische Analyse mit Metaboanalyst durch, verwenden Sie die Benjamini-Hochberg-Methode der Falschentdeckungsrate (FDR) für die Korrektur mehrerer Tests, um Fehler vom Typ I im Zusammenhang mit zahlreichen biochemischen Vergleichen zu berücksichtigen, und garantieren Sie die statistische Robustheit.
  4. Verwenden Sie die unidirektionale Varianzanalyse (ANOVA), um die Ergebnisse zwischen Gruppen zu vergleichen. Unterschiede zwischen den Mittelwerten wurden als signifikant angesehen, wenn p <0,05.
  5. Verwenden Sie die partielle Diskriminanzanalyse der kleinsten Quadrate (PLS-DA), um zwischen vergleichbaren Gruppen zu unterscheiden. Bestimmen Sie die Variablenbedeutung in der Projektion (VIP) für alle Verbindungen.
  6. Berechnen Sie p-Werte mit dem gepaarten Student's t-Test für die eindimensionale statistische Analyse standardisierter Variablen.

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Ergebnisse

Die Validität und Wirksamkeit unserer Methoden wurde durch die Verwendung biologischer und technischer Replikate sichergestellt, die konsistente und zuverlässige Messungen ermöglichten. Die Untersuchungsergebnisse zeigten eine geringe Variabilität mit Standardabweichungen von typischerweise weniger als 10 %, was auf eine hohe Wiederholbarkeit hinweist. Um eine genaue Quantifizierung der Metaboliten zu gewährleisten, umfassten die GC-MS-Analysen Kalibrierungskurven und interne Standards. A...

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Diskussion

Diese Studie sollte die toxische Wirkung von Cd auf die Gonaden des Seeigels P. lividus durch die Analyse biochemischer Biomarker und aktiver Metaboliten untersuchen. Die Exposition von P. lividus gegenüber unterschiedlichen Cd-Konzentrationen führte zu einer oxidativen Stressreaktion. Diese Ergebnisse ähneln früheren Berichten und weisen auf enge Korrelationen zwischen den erhöhten Antioxidantienwerten im Seeigelboden und den Schadstoffwerten hin13

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken dem Dekanat für Graduiertenstudien und wissenschaftliche Forschung an der Universität Bisha für die Unterstützung dieser Arbeit durch das Fast-Track Research Support Program.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
GefriertrocknerBiobaseBK-FD12PT GefriertrocknerLyophilisation
GaschromatographAgilent TechnologiesHP 6890 GaschromatographFlammenionisationsdetektor (FID)
GC-SäuleAgilent TechnologiesHP-5 (5%-Phenyl)-methylsiloxan SäuleUnpolar  Kolumne  das eine hervorragende Leistung in einer Vielzahl von Anwendungen bietet
MassenspektrometerAgilent TechnologiesHP 5973 MassenspektrometerQuadrupol MS

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