Methodenartikel

Darmtransitdefekte in Drosophila-Modellen der monogenen Parkinson-Krankheit unter Verwendung eines Verstopfungsassays

553 Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/68325

⸱

11. Juli 2025

 ,  , 
1Institute of Neurogenetics, University of Luebeck and University Hospital Schleswig-Holstein

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Verstopfung ist ein häufiges Prodromalmerkmal der Parkinson-Krankheit (PD), die sich oft Jahre vor der Diagnose manifestiert. Diese Studie validierte eine vorgeschlagene Methode zur Messung von Verstopfung bei Drosophila melanogaster, und Defizite in verschiedenen Fliegenmodellen monogener Parkinson wurden bestätigt.

Zusammenfassung

Die Parkinson-Krankheit (PD) ist eine häufige neurodegenerative motorische Störung und wird häufig von mehreren nicht-motorischen Symptomen begleitet. Bei letzteren treten Magen-Darm-Probleme, einschließlich Verstopfung, oft Jahre vor der Manifestation von Fortbewegungsschwierigkeiten und vor der Diagnose von Parkinson auf. In einer kürzlich durchgeführten Studie wurde eine Methode zur Messung von Verstopfung in einem PD-Fliegenmodell vorgeschlagen, das humanes Alpha-Synuclein vom Wildtyp exprimiert. In dieser Studie haben wir die Machbarkeit dieser Methode untersucht und getestet, ob andere genetische Fliegen-PD-Modelle ebenfalls zu Verstopfung führen. Zur Messung des Verstopfungsgrades in autosomal-dominanten und rezessiven Parkinson-Modellen wurden verfügbare Fliegenlinien verwendet, darunter drei verschiedene mutierte humane alpha-Synuclein-exprimierende Drosophila-Linien und Pink1- und Parkin-defiziente Fliegen. Diese Fliegen und die entsprechenden Kontrollen wurden einen Tag vor dem Experiment auf blau gefärbtes Futter gelegt, um blaue Kotflecken zu erzeugen. Am Tag des Experiments wurden diese Fliegen auf Standard-Maismehl übertragen. Der prozentuale Anteil der blauen Kotflecken an der Gesamtzahl der Stuhlflecken wurde alle 90 min erfasst und berechnet. Die verschiedenen Fliegen-PD-Modelle zeigen im Vergleich zu ihren jeweiligen Kontrollfliegen eine langsamere oder unvollständige Ausscheidung von blau gefärbter Nahrung. Daher wurde eine zuvor vorgeschlagene Methode zur Messung von Verstopfung validiert und auf verschiedene Fliegenmodelle verschiedener Formen der genetischen Parkinson-Krankheit angewendet.

Einleitung

Die Parkinson-Krankheit (PD) ist eine neurodegenerative Erkrankung, die hauptsächlich durch motorische Dysfunktion gekennzeichnet ist, einschließlich der wichtigsten diagnostischen Anzeichen von Bradykinesie, Rigidität und Tremor. Obwohl Parkinson vor allem für seine motorischen Symptome bekannt ist, sind nicht-motorische Symptome wie Depressionen, Schmerzen, Schlafstörungen und Verstopfunghäufig 1,2. Häufig treten diese nicht-motorischen Symptome früh im Krankheitsverlauf auf und können den motorischen Symptomen mehrere Jahre vorausgehen3. Das Erkennen dieser nicht-motorischen Merkmale im Anfangsstadium der Krankheit kann für die Frühdiagnose von Parkinson entscheidend sein und möglicherweise eine rechtzeitigere Intervention und Krankheitsbehandlung ermöglichen.

Verstopfung und Veränderungen der Darmmotilität sind häufig berichtete nicht-motorische Symptome bei Parkinson und sind oft lange vor dem Auftreten der motorischen Symptome vorhanden 3,4. Darüber hinaus nehmen ihr Schweregrad und ihre Häufigkeit mit dem Fortschreiten der Parkinson-Krankheitzu 5. Dennoch ist unser Verständnis von Verstopfungsmustern und -mechanismen nach wie vor begrenzt. Daher könnte die frühzeitige Erkennung von Verstopfung im Zusammenhang mit Parkinson bei der Diagnose von Parkinson in einem Stadium helfen, in dem therapeutische Interventionen das Fortschreiten der Krankheit wirksamer verlangsamen können. Trotz seiner Bedeutung bleibt das Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen, die Verstopfung bei Parkinson antreiben, begrenzt, was zum Teil auf den Mangel an geeigneten experimentellen Modellen und Designs zurückzuführen ist. Jüngste Fortschritte bei der Untersuchung von Verstopfung bei Drosophila melanogaster unter Verwendung der Überexpression von humanem Wildtyp-Alpha-Synuclein bieten ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung der Mechanismen, die diesem frühen nicht-motorischen Symptom zugrunde liegen6.

SNCA, die für Alpha-Synuclein kodiert, stellt die erste identifizierte Ursache für PD7 dar. Sowohl die Genvermehrung (Duplikation und Verdreifachung) als auch Punktmutationen in der SNCA führen zu einer autosomal-dominanten Vererbung von PD8. Bemerkenswert ist, dass bis zu 90 % der Patienten mit SNCA-Mutationen von Verstopfung betroffensind 5. Darüber hinaus wurden mehrere andere Gene identifiziert, die bei Mutation Parkinson verursachen, darunter VPS35, das ebenfalls autosomal-dominante Formen von PD8 verursacht. Andere Gene wie PINK1 und Parkin verursachen autosomal-rezessive Parkinson, wenn sie mutiertsind 9. Nicht-motorische Symptome treten auch bei diesen anderen genetischen Formen der Parkinson-Krankheit auf; Die berichteten Daten sind jedoch spärlich und daher schwierig, die zugrunde liegenden Mechanismen abzuleiten oder zu untersuchen10,11.

Für Parkinson wurden mehrere Tiermodelle erstellt, darunter Drosophila melanogaster12. Obwohl Drosophila das SNCA-Gen nicht enthält, induziert die Überexpression von Wildtyp- und mutierten Formen des Gens Parkinson-Phänotypen, einschließlich motorischer Symptome13. Darüber hinaus sind PD-verknüpfte mutierte vps35-, pink1- und Parkin-Fliegen gut etablierte Modelle, um die Wirkung der jeweiligen mutierten Gene in Bezug auf PD12 zu untersuchen. Darüber hinaus ermöglicht die Möglichkeit, Verstopfung in verschiedenen Drosophila-Modellen der Parkinson-Krankheit, einschließlich dominanter und rezessiver Formen, zu messen, eine tiefergehende Analyse der gastrointestinalen Dysfunktion und damit ein besseres Verständnis der Signalwege, die an der Parkinson-bedingten Verstopfung beteiligt sind.

Hier wurde die Machbarkeit der kürzlich vorgeschlagenen Methode zur Messung von Verstopfung bewertet undvalidiert 6 unter Verwendung verschiedener genetischer Parkinson-Modelle. Indem wir die Anwendung dieser Methode auf andere genetische Parkinson-Modelle ausweiten und Anpassungen vornehmen, bestätigen wir die Machbarkeit dieser Methode als allgemeiner Assay zur Messung von Verstopfung oder veränderter Darmmotilität und befürworten die Möglichkeit, Modifikator-Screenings durchzuführen, um Einblicke in die molekularen Mechanismen zu gewinnen, die der Parkinson-Verstopfung zugrunde liegen.

Protokoll

Für diesen Assay wurden zehn Tage alte männliche Fliegen verwendet. Für die Überexpression von SNCA wurde der ubiquitäre Treiber DaughterlessGal4 verwendet.

Fliegen, die in diesem Assay verwendet werden:

w1118; SNCA p.A53T/DaGal4 und ihre Steuerung w1118; SNCA p.A53T
w1118; SNCA p.A30P/DaGal4 und ihre Steuerung w1118; SNCA p.A30P
w1118; SNCA p.V15A/DaGal4 und seine Steuerung w1118; SNCA p.V15A
w1118; Vps35D650N/DaGal4 und seine Steuerung w1118; VPS35D650N
w pink1B9;; und deren Kontrolle w pink1RV;;
w1118; ParkD1/D21 und deren Steuerung w1118;; Wohnmobil parken

SNCA p.A53T, SNCA p.A30P, w*;; P(EP)park1, w*;; Δ 21, Vps35,D650N und DaGal4 wurden kommerziell beschafft (siehe Materialtabelle). w pink1B9 Nullmutanten und Kontrollen (w pink1RV) wurden freundlicherweise von Jeehye Park und Jongkyeong Chung (Korea Advanced Institute of Science and Technology)14 zur Verfügung gestellt. SNCA p.V15A-Fliegen wurden zuvor entwickelt15. Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Zubereitung des blauen Essens

  1. Bereiten Sie frische Standard-Maismehlfliege Medium zu und halten Sie es warm und flüssig.
    HINWEIS: Es kann ein vorbereitetes Fliegenmedium verwendet werden, das jedoch erhitzt werden muss, um das Medium flüssig zu machen. Standard-Maismehl besteht aus 50 g Maismehl, 7 g Hefe, 7 g Agar, 13,5 g Dextrose, 10 ml Ethanol (100%), 1,1 g Methol-4-hydroxybenzoat, 55 g Melasse und 4,8 ml Propionsäure für 1 l Fliegenmedium.
  2. Mischen Sie blaue Lebensmittelfarbe mit destilliertem Wasser im Verhältnis 1:1 (v/v).
  3. Geben Sie die blaue Lebensmittelmischung in das Standard-Maismehlmedium, um es mit dem blauen Lebensmittel zu sättigen und eine gleichmäßige blaue Farbe zu erhalten.
    HINWEIS: In dieser Studie wurde ein Verhältnis von 1:100 verwendet.
  4. Geben Sie das blaue Futter mit einer Pasteur-Pipette in große Lebensmittelfläschchen, so dass der Boden bedeckt ist, und lassen Sie es an der Luft trocknen, damit es fest wird.
  5. Stellen Sie die gleiche Anzahl von Lebensmittelfläschchen mit Standard-Maismehlmedium her.
  6. Decken Sie die Lebensmittelfläschchen während des Trocknens mit einem dünnen Papiertuch ab, um die Ansammlung von Feuchtigkeit und Verunreinigungen zu verhindern.

2. Vorbereitung des Assays

  1. Legen Sie ein feuchtes Whatman-Papier in leere Lebensmittelfläschchen.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Whatman-Papier so einweicht, dass es am Boden klebt, wenn die Fliegen mit dem blauen Medium auf die Fläschchen übertragen werden.
  2. Geben Sie 15-20 Fliegen in jedes Fläschchen und lassen Sie sie 1 Stunde lang stehen.
    HINWEIS: Betäubende Fliegen ermöglichten die Auswahl von Fliegen mit dem richtigen Genotyp. Anschließend wurden die Fliegen in einem Fläschchen mit einer Bürste gewischt und zehn Tage lang gereift. Der Transfer der Fliegen erfolgt, indem die Fliegen vorsichtig von einem Fläschchen in das andere gedreht und mit Stoppern verhindert werden, dass die Fliegen entweichen.
  3. Füllen Sie die Fliegen in die Fläschchen mit dem blauen Medium um und lassen Sie sie über Nacht in einem Inkubator bei 25 °C ruhen.

3. Durchführung des Verstopfungstests

  1. Am nächsten Morgen geben Sie die Fliegen in die Fläschchen mit Standard-Maismehlmedium und legen sie für 90 Minuten wieder in den Inkubator.
    HINWEIS: Man kann überprüfen, ob die Bäuche aller Fliegen in den Fläschchen blau sind, indem man sie unter ein Mikroskop legt.
  2. Zählen Sie nach 90 min die Anzahl der blauen und farblosen, undurchsichtigen Punkte, markieren Sie sie mit einem farbigen Marker, protokollieren Sie sie und legen Sie die Fliegen zurück in den Inkubator (Abbildung 1).
    HINWEIS: Durch das Markieren der bereits gezählten Punkte wird ein erneutes Zählen vermieden. Des Weiteren wurden die Punkte auf dem Futter oder dem Stopfen des Fläschchens ignoriert.
  3. Wiederholen Sie Schritt 4.2 noch viermal mit denselben Fliegen, um einen zeitlichen Verlauf der Kotpunkte zu erhalten. Jedes Mal wurde ein andersfarbiger Marker verwendet, um eine erneute Auszählung der vorherigen Runden zu vermeiden.

4. Würdigung

  1. Berechnen Sie den prozentualen Anteil der blauen Punkte an der Gesamtzahl der Punkte (blaue und undurchsichtige Punkte) für jeden Zeitpunkt.
  2. Zeichnen Sie die Daten in einem Diagramm mit dem Prozentsatz der blauen Punkte über die verschiedenen Zeitpunkte, und über die Analyse "Fläche unter der Kurve" in GraphPad wurde die Fläche unter der Kurve berechnet und dargestellt.
  3. Analysieren Sie die Daten in GraphPad Prism, um einen ungepaarten t-Test mit der Welch-Korrektur16 durchzuführen.
    HINWEIS: Die Welch-Korrektur wurde berücksichtigt, da gleiche Standardabweichungen nicht in allen Grundgesamtheiten getestet werden konnten.

Ergebnisse

Geringfügige Anpassungen wurden an einer zuvor vorgestellten Methode zur Messung von Obstipation bei Fliegen7 und zur Testung der Darmfunktion in verschiedenen genetischen PD-bezogenen Fliegenmodellen vorgenommen. Die nächtliche Inkubation der Fliegen auf dem blau gefärbten Medium führte zu blauen Fliegenbäuchen (Abbildung 2) und Fäkalien, die blaue Flecken auf dem Fliegenfutterfläschchen hinterließen (Abbildung 2). Im Laufe der Zeit kehrten die blauen Bäuche zu den normalen gelblich gefärbten Bäuchen zurück (Abbildung 2). Darüber hinaus verringerten sich die blauen Kotflecken und es wurden zunehmend gelbe, undurchsichtige Flecken beobachtet (Abbildung 2). Dieser Übergang von blauen zu gelben Flecken gibt eine Vorstellung vom Grad der Darmmotilität oder Verstopfung. Bei Kontrollfliegen war der Übergang nach 7 h 30 min abgeschlossen, während bei PD-bezogenen Fliegen diese Entfernung des blau gefärbten Mediums langsamer erfolgte (Abbildung 2).

Zuvor wurde eine verzögerte Clearance von blauem Medium bei 10 Tage alten Fliegen beschrieben, die Wildtyp-Alpha-Synuclein7 exprimierten, was auf ein Ausmaß an Verstopfung oder verzögerter Clearance aufgrund von Veränderungen der Darmmotilität bei diesen Fliegen im Vergleich zu Kontrollfliegen hindeutet. Zusätzlich zu Duplikationen oder Verdreifachungen von SNCA wurden bei SNCA mehrere pathogene Missense-Varianten identifiziert, die mit Parkinson in Verbindung stehen, und wir haben drei häufige pathogene Missense-Varianten bei SNCA getestet. Die Expression von mutiertem alpha-Synuclein (p.A30P, p.A53T und p.V15A) führte zu einer unvollständigen Clearance des blauen Mediums innerhalb von 7 h 30 min, was auf das Vorhandensein von Verstopfung bei diesen Fliegen im Vergleich zu Kontrollfliegen hindeutet (Abbildung 3).

Alpha-Synuclein ist mit autosomal-dominanten Formen der Parkinson-Krankheit verbunden. Interessanterweise reduziert die Expression von Alpha-Synuclein die VPS35-Proteinspiegel17. VPS35 ist eine Untereinheit des Retromers und verursacht, wenn es mutiert ist, PD 9,18,19. Eine erhöhte Verstopfung wurde bei den mutierten vps35-exprimierenden Fliegen im Vergleich zu Kontrollfliegen beobachtet (Abbildung 4).

Fliegen, denen Pink1 und Parkin fehlen, zeigen eine verzögerte Abscheidung des blauen Mediums; nach 7 h 30 min wurden jedoch keine blauen Kotflecken mehr bei diesen mutierten Fliegen nachgewiesen (Abbildung 5).

figure-results-1
Abbildung 1: Schematische Darstellung des Zählvorgangs mit farbigen Markierungen. Nach 90 min wurden die Kotflecken gezählt und mit einer farbigen Markierung gekennzeichnet, um zu verhindern, dass sie in der nächsten Runde erneut gezählt werden. Eine andere Farbe wurde verwendet, um die zusätzlichen Kotflecken während der nächsten Zählrunde anzuzeigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-2
Abbildung 2: Blaues Medium führt zu blauem Bauch und blauen Kotflecken. (A) Bilder der Bäuche von Kontrollfliegen (pink1RV) und pink1-mutierten Fliegen zu den Zeitpunkten 0 h, 4 h 30 min und 7 h 30 min zeigen ein Verblassen der blauen Farbe. (B) Blaue und gelbe, undurchsichtige Kotflecken auf der Durchstechflasche mit Fliegenfutter sind mit roten Pfeilen gekennzeichnet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-3
Abbildung 3: Die Expression von mutiertem alpha-Synuclein führt zu Verstopfung. Prozentsatz der blauen Kotflecken im Zeitverlauf bei Fliegen, die SNCA p.A30P (A), SNCA p.A53T (C) und SNCA p.V15A (E) überexprimieren, und ihre jeweiligen Kontrollen. Die zugehörige Fläche unter der Kurve (B,D,F) wird dargestellt. Bei den Daten handelt es sich um den Mittelwert und die Standardabweichung. n ≥ 3 Fläschchen mit 15-20 Fliegen pro Fläschchen. Es wurde Welchs T-Test durchgeführt; *: p < 0,05; **: p < 0,01; : P < 0,001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-4
Abbildung 4: Die Expression der Mutante vps35 führt zu Verstopfung. (A) Prozentsatz der blauen Kotflecken im Laufe der Zeit bei Fliegen, die die PD-gebundene Mutante vps35D650N und ihre Kontrolle überexprimieren. (B) Die Fläche unter der Kurve wird dargestellt. Bei den Daten handelt es sich um den Mittelwert und die Standardabweichung. n = 3 Fläschchen mit 15-20 Fliegen pro Fläschchen. Es wurde Welchs T-Test durchgeführt; : P < 0,001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

figure-results-5
Abbildung 5: Pink1- und Parkin-Mangel induzieren eine verzögerte Stuhlausscheidung. Prozentsatz der blauen Kotflecken im Zeitverlauf bei Pink1- (A) und Parkin-defizienten (C) und ihren jeweiligen Kontrollfliegen. Die zugehörige Fläche unter der Kurve (B,D) wird dargestellt. Die Daten sind der Mittelwert mit der Standardabweichung. n ≥ 3 Fläschchen mit 15-20 Fliegen pro Fläschchen. Es wurde Welchs T-Test durchgeführt; *: P < 0,05; : P < 0,0001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Kürzlich wurde eine Methode zur Messung der Verstopfung bei Drosophila melanogaster vorgeschlagen. Bei der Anwendung dieser Methode wurde Verstopfung oder veränderte Darmmotilität bei Fliegen beobachtet, die Wildtyp-Alpha-Synuclein7 exprimierten. Diese Methode wurde mit mehreren Veränderungen validiert, und Verstopfung wurde in allen getesteten genetischen Parkinson-Modellen festgestellt.

Im Vergleich zur ursprünglichen Beschreibung des Verfahrens wurden einige Änderungen vorgenommen, um die Machbarkeit und Robustheit zu erhöhen. Um Veränderungen der Sättigung des blauen Mediums zu vermeiden, wurde eine Charge des blauen Mediums vorbereitet und in die erforderliche Anzahl von Lebensmittelfläschchen aufgeteilt. Darüber hinaus wurde den Fliegen, bevor sie dem blauen Medium zugesetzt wurden, kurzzeitig die Nahrung entzogen und sie erhielten nur Zugang zu Wasser. Dieser Schritt wurde hinzugefügt, um die Aufnahme des blauen Mediums zu stimulieren. Ohne diesen zusätzlichen Schritt zeigten nicht alle Fliegen einen klaren blauen Bauch, ein entscheidender Ausgangspunkt für repräsentative Ergebnisse. Schließlich zeigen mehrere PD-Fliegenmodelle eine Knallempfindlichkeitvon 13,14,20. Daher wurden die Fliegen nicht bei jedem Zählschritt übertragen, um einen Einfluss dieser Empfindlichkeit auf die Kotausscheidung zu vermeiden. Es wurden jedoch verschiedenfarbige Marker verwendet, um die Flecken anzuzeigen, um Doppelzählungen zu vermeiden.

Ähnlich wie in der ursprünglichen Beschreibung wurde auch beobachtet, dass Fliegen am Nachmittag seltener Kot absetzen. Da dies jedoch sowohl bei Kontroll- als auch bei mutierten Fliegen der Fall ist, führte dies nicht zu Anomalien bei der Erfassung der Flecken. Darüber hinaus ist es wichtig, zu jedem Zeitpunkt genügend Kotflecken zu zählen, um robuste Ergebnisse zu erzielen. Daher wird ein Minimum von fünfzehn Fliegen pro Durchstechflasche empfohlen7.

Im ursprünglichen Manuskript wurde Verstopfung bei 10 Tage alten Fliegen beobachtet, nicht jedoch bei 1 Tag alten Fliegen. So wurde in diesem Assay der Verstopfungstest an zehn Tage alten Fliegen durchgeführt, und Verstopfung oder veränderte Darmmotilität wurde in allen getesteten PD-Fliegenmodellen beobachtet. Frühere Studien zur Fortbewegung zeigten, dass Verstopfung bei Alpha-Synuclein-exprimierenden Fliegen einer motorischen Dysfunktion vorausgeht, wobei Flugbeeinträchtigungen erst im Alter von drei Wochen im Alter von16 Jahren sichtbar werden. Diese zeitliche Abfolge der Symptome spiegelt das Fortschreiten wider, das bei Parkinson-Patienten beobachtet wird, bei denen sich gastrointestinale Probleme oft vor motorischen Defiziten manifestieren. Im Gegensatz zu Alpha-Synuclein-Modellen zeigen pink1- oder parkin-mutierte Fliegen bereits am ersten Tag nach der Eklosion21 Beeinträchtigungen. Daher würde die Untersuchung, ob sich Darmtransitdefekte zu diesem frühen Zeitpunkt manifestieren, wertvolle Einblicke in das Fortschreiten der nicht-motorischen Symptome in diesen genetischen Modellen liefern. Daher sollten tiefergehende Experimente durchgeführt werden, um die zugrundeliegende Biologie besser zu verstehen.

Der hier beschriebene Assay ermöglicht die quantitative Beurteilung der gastrointestinalen Motilität und der Verstopfungsphänotypen, kann jedoch keine Parameter wie Stuhlkonsistenz, Gehalt, Färbung oder Morphologie bewerten. Zuvor wurde die Stuhlausscheidung gemessen, wobei Farbe und Morphologie mit etablierten Methoden in Drosophila-Modellen ausgewertet wurden 22,23,24. Dieser Assay erfordert jedoch spezielle Geräte (z. B. Durchlichtscanner) und spezielle Analysesoftware, was im Vergleich zu dem hier beschriebenen Protokoll unterschiedliche technische und ressourcenbezogene Überlegungen mit sich bringt. Nichtsdestotrotz zeigt dieser Assay gastrointestinale Defekte bei Fliegen mit einem Mangel an Pink122,23.

Gastrointestinale Dysfunktionen werden als komorbide Manifestationen bei mehreren neurologischen und neurodegenerativen Erkrankungen anerkannt, einschließlich Autismus-Spektrum-Störung, Alzheimer und Multipler Sklerose 25,26,27,28, für die Drosophila melanogaster als handhabbarer Modellorganismus dient, um die mechanistischen Grundlagen zu untersuchen. Der methodische Rahmen, der für die Untersuchung von Darmmotilität und Verstopfung bei Drosophila geschaffen wurde, kann auf diese Erkrankungen extrapoliert werden.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese Studie eine praktikable und robuste Methode zur Messung von Verstopfung bei Fliegen bestätigte. Dieser Assay zeigt, dass Verstopfung in mehreren genetischen Drosophila-PD-Modellen vorhanden ist, die sich besonders gut für die Untersuchung von Verstopfung eignen, da sie die Möglichkeit bieten, genetisch definierte Risikofliegen zu untersuchen, bevor die Manifestation motorischer Merkmale auftritt. Darüber hinaus können andere Krankheitsmodelle in Drosophila , die Unregelmäßigkeiten der Darmmotilität aufweisen, auf diese Weise sowie durch ein Wirkstoffscreening beurteilt werden.

Offenlegungen

C. K war als Berater für Centogene, Takeda, Biogen und die Lundbeck Foundation tätig, erhielt Honorare für Referenten von Bial und Forschungsgelder von DFG, MJFF und ASAP.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Bacto AgarBecton, Dickinson & Firma214010
Ceapran SteckerGreiner Bio-One330070
MaismehlDr. Oetker GmbH
DextroseSigma-AldrichD9434-1KG
Drosophila GebindeGreiner Bio-One217101
Ethanol (100%)J.T. BakerBAK8025 2500
Filterpapier Cellulose, Whatman (Grade 3)Sigma-AldrichWHA1003185
GraphPad PrismGraphPad
Methyl-4-hydroxybenzoatSigma-AldrichH5501-100G
MelasseRapunzel Naturkost GmbH
permanenet farbiger MarkerStadtler11-348
PropionsäureThermo Fisher Scientific Inc. 
Royal Blue Azul Real Icing ColourWilton Lebensmittelfarben
StereomikroskopNikon
HefeAlgist Bruggeman1278
Drosophila Stocks
DaGal4Bloomington Stock Center95282
park< sup>D1/D21 Jeehye Park und Jongkyeong Chung
ParkRVJeehye Park und Jongkyeong Chung
SNCA p.A53TBloomington Stock Center8148
SNCA p.A30PBloomington Stock Center8147
SNCA p.V15Azuvor im Labor
Vps35D650NBloomington Stock Center91646
w pink1B9 Jeehye Park und Jongkyeong Chung
w pink1RVJeehye Park und Jongkyeong Chung
w1118Bloomington Stock Center3605
149300010erstellt

Referenzen

  1. Fanciulli, A., et al. Diagnosis and treatment of autonomic failure, pain and sleep disturbances in Parkinson's disease: Guideline "Parkinson's disease" of the German Society of Neurology. J Neurol. 272 (1), 1-32 (2025).
  2. Kasten, M., Marras, C., Klein, C. Nonmotor signs in genetic forms of Parkinson's disease. Int Rev Neurobiol. 133, 129-178 (2017).
  3. Bloem, B. R., Okun, M. S., Klein, C. Parkinson's disease. Lancet. 397 (10291), 2284-2303 (2021).
  4. Higinbotham, A. S., Kilbane, C. W. The gastrointestinal tract and Parkinson's disease. Front Cell Infect Microbiol. 13, 1158986(2023).
  5. Yuan, X. Y., Chen, Y. S., Liu, Z. Relationship among Parkinson's disease, constipation, microbes, and microbiological therapy. World J Gastroenterol. 30 (3), 225-237 (2024).
  6. Sodders, M. J., Shen, M., Olsen, A. L. Measuring constipation in a Drosophila model of Parkinson's disease. J Vis Exp. (199), e65966(2023).
  7. Spillantini, M. G., et al. Alpha-synuclein in Lewy bodies. Nature. 388 (6645), 839-840 (1997).
  8. Trinh, J., et al. Genotype-phenotype relations for the Parkinson's disease genes SNCA, LRRK2, VPS35: MDSGene systematic review. Mov Disord. 33 (12), 1857-1870 (2018).
  9. Kasten, M., et al. Genotype-phenotype relations for the Parkinson's disease genes Parkin, PINK1, DJ1: MDSGene systematic review. Mov Disord. 33 (5), 733-741 (2018).
  10. Deutschländer, A., Ross, O. A., Wszolek, Z. K. VPS35-related Parkinson disease. GeneReviews. , https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK447258/ (2023).
  11. Wasner, K., Grünewald, A., Klein, C. Parkin-linked Parkinson's disease: From clinical insights to pathogenic mechanisms and novel therapeutic approaches. Neurosci Res. 159, 34-39 (2020).
  12. Vos, M., Klein, C. The importance of Drosophila melanogaster research to uncover cellular pathways underlying Parkinson's disease. Cells. 10 (3), 579(2021).
  13. Feany, M. B., Bender, W. W. A Drosophila model of Parkinson's disease. Nature. 404 (6776), 394-398 (2000).
  14. Park, J., et al. Mitochondrial dysfunction in Drosophila PINK1 mutants is complemented by parkin. Nature. 441 (7097), 1157-1161 (2006).
  15. Diaw, S. H., et al. Characterization of the pathogenic α-synuclein variant V15A in Parkinson's disease. NPJ Parkinsons Dis. 9 (1), 148(2023).
  16. Ruxton, G. D. The unequal variance t-test is an underused alternative to Student's t-test and the Mann-Whitney U test. Behav Ecol. 17 (4), 688-690 (2006).
  17. Lin, G., et al. Phospholipase PLA2G6, a Parkinsonism-associated gene, affects Vps26 and Vps35, retromer function, and ceramide levels, similar to α-synuclein gain. Cell Metab. 28 (4), 605-618.e6 (2018).
  18. Mandik, F., Vos, M. Neurodegenerative disorders: Spotlight on sphingolipids. Int J Mol Sci. 5 (21), ijms222111998(2021).
  19. Vos, M., Klein, C., Hicks, A. A. Role of ceramides and sphingolipids in Parkinson's disease. J Mol Biol. 435 (12), 168000(2023).
  20. Clark, I. E., et al. Drosophila pink1 is required for mitochondrial function and interacts genetically with parkin. Nature. 441 (7097), 1162-1166 (2006).
  21. Vos, M., et al. Vitamin K2 is a mitochondrial electron carrier that rescues pink1 deficiency. Science. 336, 1306-1310 (2012).
  22. Fedele, G., et al. Suppression of intestinal dysfunction in a Drosophila model of Parkinson's disease is neuroprotective. Nat Aging. 2 (4), 317-331 (2022).
  23. Popovic, R., et al. Blocking dPerk in the intestine suppresses neurodegeneration in a Drosophila model of Parkinson's disease. Cell Death Dis. 14 (3), 1-9 (2023).
  24. Wayland, M. T., et al. Spotting the differences: Probing host/microbiota interactions with a dedicated software tool for the analysis of faecal outputs in Drosophila. J Insect Physiol. 69, 126-135 (2014).
  25. Heston, M. B., et al. Gut inflammation associated with age and Alzheimer's disease pathology: A human cohort study. Sci Rep. 13 (1), 1-12 (2023).
  26. Levinthal, D. J., et al. Adding to the burden: Gastrointestinal symptoms and syndromes in multiple sclerosis. Mult Scler Int. 2013, 319201(2013).
  27. Sorboni, S. G., et al. A comprehensive review on the role of the gut microbiome in human neurological disorders. Clin Microbiol Rev. 35 (1), e0033820(2022).
  28. Salim, S., et al. The gut-microbiota-brain axis in autism: What Drosophila models can offer. J Neurodev Disord. 13 (1), 37(2021).

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Drosophila-Parkinson-ModelleAlpha-Synuclein-FliegenPink1-defiziente FliegenParkin-defiziente Fliegengastrointestinale Dysfunktionblauer Kotfleckgenetische PD-Modelleneurodegenerative Erkrankung

Dieser Artikel wurde veröffentlicht

Video demnächst verfügbar

Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.