Methodenartikel

Lagerung und Transplantation von Leberkälte bei den kälteadaptiven Daurian-Zieseln

1.4K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/68444

⸱

3. Juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Organ Transplantation, Tongji Hospital, Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, 2Key Laboratory of Organ Transplantation, Ministry of Education, 3NHC Key Laboratory of Organ Transplantation, 4Key Laboratory of Organ Transplantation, Chinese Academy of Medical Sciences, 5Organ Transplantation Clinical Medical Research Center of Hubei Province, 6Department of Hepatic Surgery and Liver Transplantation Center of the Third Affiliated Hospital, Organ Transplantation Institute, Sun Yat-sen University, 7Guangdong Province engineering laboratory for transplantation medicine, Organ Transplantation Research Center of Guangdong Province, 8Guangdong Key Laboratory of Liver Disease Research, the Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 9College of Life Science, Shenyang Normal University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines langfristigen Leberkühlungs- und Transplantationsmodells bei Daurischem Ziesel (DGS) vor, das in Standard-Nagetiermodellen eine technische Herausforderung darstellte.

Zusammenfassung

Bei der Lebertransplantation stellt die funktionelle Wiederherstellung von Spendertransplantaten nach längerer Kühllagerung eine große Herausforderung dar. Das gleiche Hindernis gilt für Standard-Nagetiermodelle (z. B. Mäuse und Ratten) für die Lebertransplantation, obwohl sie über gut etablierte chirurgische Protokolle verfügen, wodurch die Forschung zu Schlüsselthemen wie der funktionellen Wiederherstellung nach der Transplantation und der Immunkompatibilität zwischen Wirt und Transplantat eingeschränkt wird. Hier haben wir erfolgreich ein neuartiges Lebertransplantationsmodell mit einem obligaten Winterschlaf, dem Daurischen Ziesel (DGS; Spermophilus dauricus), der eine intrinsische Anpassung an ultratiefgreifende Hypothermie-Wiedererwärmungs- und Ischämie-Reperfusionsübergänge zeigt. In unseren Händen führte die Transplantation von Lebertransplantaten nach 24-stündiger Kühllagerung zu einem 100%igen Überleben der DGS-Empfänger innerhalb des 7-tägigen Beobachtungszeitraums, während das gleiche Verfahren bei Sprague-Dawley-Ratten (SD) ein Überleben von 0% 24 Stunden nach der Operation aufwies. Somit bieten das DGS und andere kälteadaptive Säugetiermodelle eine einzigartige und robuste Plattform zur Untersuchung von Mechanismen, die der Kälteanpassung und der Transplantationstoleranz von Organen zugrunde liegen, was die Entwicklung neuartiger Behandlungs- oder Operationsstrategien im Bereich der Transplantationsmedizin unterstützen kann.

Einleitung

Kälte-Wiedererwärmung und Ischämie-Reperfusion tragen wesentlich zur Schädigung von Lebertransplantaten bei und erhöhen das Risiko einer frühen Allotransplantat-Dysfunktion. Obwohl die Lebertransplantation in Standard-Nagetierorganismen wie Mäusen und Ratten erfolgreich etabliert wurde 1,2, da Studien an diesen kälteintoleranten Spezies nur begrenzte Einblicke in die Mechanismen der Kälteanpassung bieten, wurden Fortschritte in der Organkonservierung und Transplantationsmedizin behindert.

Die Entwicklung von Transplantationsforschungsmodellen in geeigneten kälteadaptiven Spezies könnte eine solche Lücke schließen. Zum Beispiel haben sich Säugetier-Winterschläfer so entwickelt, dass sie lange Perioden niedriger Umgebungstemperatur und/oder Nahrungsknappheit überleben 3,4. Während des Winterschlafs geht ihre Physiologie in Zyklen von erstarrten und zwischengeschalteten Erregungszuständen über, so dass sie gut an die Aufrechterhaltung einer niedrigen Körperkerntemperatur und die schnelle Wiedererwärmung und Blutreperfusion angepasst sind. Bemerkenswert ist, dass Ziesel, die Winterschlaf halten können, selbst in ihrem aktiven, euthermen Zustand eine höhere Widerstandsfähigkeit gegenüber Ischämie-Reperfusionsverletzungen aufweisen als Ratten 5,6. In den letzten Jahren haben von Winterlächern inspirierte Studien einige kälteadaptive Mechanismen und medikamentöse Ziele aufgedeckt, die moduliert werden können, um durch Kältelagerung verursachte Verletzungen signifikant zu lindern und die funktionelle Erholung von isolierten Geweben und Organen von nicht überwinternden Spezies zu verbessern 7,8,9,10,11.

In Anlehnung an die für die Lebertransplantation bei Ratten entwickelten Protokolle 12,13,14 stellen wir hier ein Protokoll für die Leberbeschaffung, die statische Kühllagerung und die Transplantation bei Daurischem Ziesel (DGS; Spermophilus dauricus), eine im Winterschlaf befindliche Nagetierart, die in Nordchina beheimatet ist. In unseren Händen hatten die Empfänger von DGS-Transplantaten ein 100%iges Überleben nach der Transplantation, wobei die Transplantate von euthermischen (aktiven) oder hypothermen (torpid) Spendern 24 Stunden lang bei 4 °C in der Lösung der University of Wisconsin (UW) gelagert wurden. Im Gegensatz dazu lag die Überlebensrate bei Sprague-Dawley (SD)-Ratten, die dem gleichen Arbeitsablauf unterzogen wurden, bei 0 %, was den Vorteil des DGS-Lebertransplantationsmodells deutlich zeigt. Wir gehen davon aus, dass die langfristige Kühllagerung und Transplantation anderer Organe bei DGS oder anderen im Labor gezüchteten kälteadaptiven Spezies, wie dem 13-zeiligen Ziesel (Ictidomys tridecemlineatus) und dem Syrischen Hamster (Mesocricetus auratus), ebenfalls erreicht werden kann, was den Forschern einzigartige Möglichkeiten bietet, die langfristige funktionelle Wiederherstellung des Transplantats und die Wirt-Transplantat-Kompatibilität zu untersuchen und neue Medikamente zu testen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Tierversuche wurden vom Peking University Institutional Committee for Animal Care and Use (LSC-WangSQ-2) genehmigt. Die für die Studie verwendeten Instrumente sind in der Materialtabelle aufgeführt und in Abbildung 1 dargestellt.

HINWEIS: Der Umgang mit und die Zucht von wild gefangenen, überwinternden Nagetierarten, wie z. B. den 13-Linien-Ziesel, in einer Laborumgebung wurde beschrieben15,16. Die in dieser Studie verwendeten DGS wurden im Labor von weiblichen schwangeren DGS hergestellt, die auf dem Grasland der Stadt Zhangjiakou gefangen wurden. Sie waren zum Zeitpunkt des Experiments etwa 1-2 Jahre alt. Bei den ursprünglich trächtigen weiblichen DGS waren die Parasiten ausgeschieden worden, bevor die Tiere im Labor eintrafen. Bei der Ankunft der Tiere wurden Quarantäne und Inspektion auf gängige Viren durchgeführt, und diejenigen mit negativen Testergebnissen wurden in der Einrichtung gezüchtet.

1. Präoperative Vorbereitung

  1. Versuchstiere
    1. Verwenden Sie als Spender und Empfänger ausgewachsene DGS, 1-2 Jahre alt, sowohl männlich als auch weiblich, mit einem Gewicht zwischen 180 g und 400 g. Das Gewicht des Empfängers war etwas größer als das des Spenders, mit einem Unterschied von weniger als 50 g.
    2. Verwenden Sie erwachsene SD-Ratten im Alter von 8-10 Wochen, sowohl männlich als auch weiblich, mit einem Gewicht von 200-300 g, als Spender und Empfänger in der Kontrollgruppe. Tragen Sie während des gesamten Versuchsverfahrens chirurgische Masken, Laborkittel und Nitrilhandschuhe sowie besonders schwere Lederhandschuhe während der Handhabung und des Transfers von DGS-Tieren.
  2. Stellen Sie Manschetten für die Pfortader (PV) und die infrahepatische untere Hohlvene (IHIVC) mit 6 F bzw. 8 F Einführschleusen her. Jede Manschette bestand aus einem Hauptkörper und Verlängerungen von 2 mm Länge. Erzeugen Sie mehrere Rillen um den Umfang der Manschette, indem Sie sie vorsichtig mit einer Mückenzange festklemmen (Abbildung 2).
    HINWEIS: Die Durchmesser des PV und des IHIVC variieren je nach Größe und Geschlecht des DGS erheblich. Daher ist es ratsam, 5-F-, 6-F-, 7-F- und 8-F-Manschetten präoperativ für eine geeignete Auswahl vorzubereiten. In der Regel ist eine 5-F- oder 6-F-Manschette für den PV geeignet, während eine 7-F- oder 8-F-Manschette für den IHIVC geeignet ist.
  3. Stellen Sie Stents für den Gallengang (3 mm) und die Leberarterie (2 mm) her, indem Sie 22 G und 24 G intravenöse Katheter mit einem Skalpell in doppelseitig schräge Röhrchen schneiden.
    HINWEIS: Vermeiden Sie übermäßigen Druck auf die Stents, da dies zu einer Verengung oder Okklusion des Lumens führen und das Überleben des Empfängers beeinträchtigen kann.

2. Operation des Spenders

  1. Erste Schritte
    1. Verwenden Sie eine Isoflurankonzentration von 5 % bei einem Luftdurchsatz von 1 l/min, um eine Anästhesie einzuleiten, und 2 % bei 1 l/min für die Erhaltung.
    2. Positionieren Sie das DGS in Rückenlage auf einem Brett. Rasieren Sie das Fell aus dem Bauchbereich und sterilisieren Sie die Haut mit Povidon-Jod und 70% Ethanol.
  2. Isolierung der Leber vor der Perfusion
    1. Machen Sie einen Kreuzschnitt, der sich vom Processus xiphoideus bis zur Symphyse pubica und lateral bis zu den Mittelachsellinien erstreckt. Ziehen Sie den Xiphoid-Prozess mit einer Mückenzange zurück und legen Sie eine 5-ml-Spritze als Unterstützung unter den Rücken.
    2. Das falciforme Band durchschneiden. Isolieren Sie die linke Zwerchfellvene von der suprahepatischen unteren Hohlvene (SHIVC) und ligieren Sie sie mit einer 7-0-Naht. Verätzen Sie das Leber-Milz-Band.
    3. Befreien Sie das IHIVC oberhalb der rechten Nierenvene vorsichtig mit Wattestäbchen vom umgebenden Gewebe. Lizieren Sie die rechten Nebennieren- und Lendenvenen, die in das IHIVC in der Nähe der Leber abfließen, mit 7-0-Nähten.
    4. Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vorderwand des Gallengangs communis (CBD). Setzen Sie den Gallengangsstent ein und sichern Sie ihn mit einer 7-0 Seidennaht. Lassen Sie ein Ende der Naht etwa 5 mm lang, um die spätere Anastomose mit dem CBD des Empfängers zu erleichtern.
    5. Isolieren Sie die richtige Leberarterie (PHA), die Gastroduodenalarterie (GDA) und die Arteria hepatica communis (CHA) aus dem umgebenden Gewebe.
    6. Verabreichen Sie 1,5 ml heparinisierte Kochsalzlösung (300 IE/ml) in die Penisvene (männliche Spender) oder die IHIVC (weibliche Spender).
  3. Perfusion der Leber
    1. Isolieren Sie die Bauchschlagader unterhalb der linken Nierenvene. Führen Sie eine intravenöse 7-G-Nadel in die Aorta ein und sichern Sie sie mit einer Klemme.
    2. Schneiden Sie das Zwerchfell ein und legen Sie eine Gefäßklemme auf die thorakale Aorta.
    3. Perfundieren Sie die Leber über die Aortenkanüle mit 20-30 ml kalter UW-Lösung in einer Geschwindigkeit von 180-210 ml/h unter Verwendung einer Infusionspumpe. Die intrathorakale Hohlvene und die IHIVC oberhalb der rechten Nierenvene einschneiden, um den Ausfluss des Perfusats zu ermöglichen.
      HINWEIS: Passen Sie die Position der Leberlappen mit Wattestäbchen an, um eine gleichmäßige Durchblutung zu gewährleisten, wobei Sie besonders auf den Mittel- und Rechtslappen achten. Die Durchblutung ist abgeschlossen, wenn die gesamte Leber eine gleichmäßige Blässe aufweist.
    4. Während der Perfusion die Gallenblase herausschneiden.
      HINWEIS: Im Gegensatz zu Ratten besitzen DGS eine Gallenblase. Die Entfernung der Gallenblase und das Spülen der Gallengänge mit UW-Lösung sind unerlässlich, um eine postoperative Gallenobstruktion aufgrund einer Gallengerinnung zu verhindern.
  4. Entnahme von Lebertransplantaten nach der Perfusion
    1. Isolieren Sie das PV mit einer Mikrozange vom umgebenden Bindegewebe. Ligate und transsektion der Pylorusvene mit einer 7-0-Naht. Schneiden Sie den PV-Stamm auf Höhe der Milzvene.
    2. Lizieren und transschneiden Sie die GDA distal. Erstellen Sie einen kleinen Schnitt an der Vorderwand des CHA. Führen Sie den Stent der Leberarterie in den CHA ein und sichern Sie ihn mit einer 7-0-Seidennaht, wobei ein Ende etwa 5 mm lang bleibt, um die spätere Anastomose mit dem CHA des Empfängers zu erleichtern.
    3. Präparieren Sie das SHIVC so nah wie möglich an der Membran.
    4. Präpariere die Ansätze zwischen dem Schwanzlappen und dem Magen. Nach dem Durchtrennen der Dorsalbänder die Leber vollständig mobilisieren.
    5. Legen Sie die Leber in eine 7 cm dicke Stahlschüssel mit kalter UW-Lösung. Die Schüssel zur Konservierung in einen 4 °C Kühlschrank stellen.
      HINWEIS: Bei einer Lebererkältungskonservierung von mehr als 24 Stunden fügen Sie der UW-Lösung Antibiotika hinzu, um das Infektionsrisiko zu verringern. Erwägen Sie, die UW-Lösung alle 24 Stunden auszutauschen.

3. Ex-vivo-Transplantatvorbereitung

HINWEIS: Bereiten Sie einen offenen Eisbehälter vor. Die gesamte Vorbereitung des hinteren Tisches wurde auf Eis durchgeführt.

  1. Sichern Sie den Griff der PV-Manschette mit einer Gefäßklemme und stabilisieren Sie ihn mit einer Mückenzange. Fädeln Sie das PV vorsichtig durch die Manschette und stellen Sie sicher, dass es zu keinem Verdrehen kommt. Falten Sie das PV über die Manschette und sichern Sie es mit einer 7-0-Naht (Abbildung 3).
  2. Wiederholen Sie den obigen Vorgang (Schritt 3.1) für die IHIVC-Manschette.
  3. Perfundieren Sie den Gallengang über den Ductus cysticus mit 2 mL UW-Lösung. Ligatur anschließend den Ductus cysticus.
  4. Spülen Sie das Lebertransplantat mit 8-10 ml kalter Kochsalzlösung durch die PV-Manschette, um die restliche UW-Lösung nach der Kühllagerung zu entfernen.
  5. Legen Sie eine einzelne 7-0-Seidennaht um den IHIVC zwischen der befestigten Manschette und dem rechten unteren Leberlappen.
  6. Drehen Sie die Leber, um ihren überlegenen Aspekt freizulegen. Platz 8-0 Haltenähte an beiden seitlichen Ecken des SHIVC, die von außen nach innen eingeführt werden.

4. Bedienung des Empfängers

  1. Für die ersten Schritte beziehen Sie sich auf das Spenderoperationsprotokoll und wiederholen Sie Schritt 2.1.
  2. Isolierung der Empfängerleber
    1. Führen Sie einen Mittellinienschnitt vom Xiphoidfortsatz zur Schambeinsymphyse durch. Ziehen Sie den Xiphoid-Prozess mit einer Mückenzange kranial zurück und positionieren Sie eine 5-ml-Spritze darunter, um den SHIVC anzuheben. Ziehen Sie die beidseitigen Rippenbögen seitlich zurück.
    2. Das Band- und Gefäßmanagement ist wie in Schritt 2.2.2 beschrieben durchzuführen.
    3. Isolieren Sie IHIVC wie in Schritt 2.2.3 beschrieben.
    4. Durchtrennen Sie die Bänderansätze zwischen Leber und Retroperitoneum. Führen Sie vorsichtig eine stumpfe Pinzette hinter den SHIVC und legen Sie eine 7-0-Seidennaht um ihn herum.
    5. Lilizieren Sie das CBD proximal mit einer 7-0 Seidennaht und durchschneiden Sie es oberhalb der Ligatur. Trennen Sie den Gallengang vorsichtig mit einem Wattestäbchen vom PV.
    6. Transschneiden Sie GDA und PHA zwischen den Ligaturen. Erstellen Sie eine Y-förmige Bifurkation am Ende des CHA. Lassen Sie eine 2 cm lange Naht auf der PHA-Ligatur für die spätere Verwendung.
    7. Befreien Sie den rechten und linken Zweig des PV. Platzieren Sie 5 cm lange Stay-Nähte mit 7-0 Bleibenähten auf jedem Ast für die anschließende Manipulation.
  3. Entnahme der Empfängerleber
    1. Reduzieren Sie die Isoflurankonzentration auf 0,5 % bei einem Luftstrom von 0,5 l/min.
      HINWEIS: Halten Sie eine Atemfrequenz von etwa einem Atemzug pro Sekunde aufrecht, indem Sie den Isofluran-Verdampfer einstellen. Beurteilen Sie kontinuierlich die Anästhesietiefe während der gesamten anhepatischen Phase, um ein intraoperatives Bewusstsein oder eine übermäßige Anästhesie zu verhindern, die zu Atemdepression führt.
    2. Klemmen Sie das IHIVC über der rechten Nierenvene, gefolgt von der Klemmung des PV über der Pylorusvene. Injizieren Sie 1,5 mL Kochsalzlösung in 10 s mit einer 2 mL Spritze, um Blut aus der Leber zu spülen.
    3. Ziehen Sie das Zwerchfell vorsichtig zurück, indem Sie an der 7-0-Seidennaht ziehen, die um das SHIVC herum platziert ist, und legen Sie dann eine Bulldog-Klemme auf das SHIVC, einschließlich eines Teils des Zwerchfells.
    4. Durchschneiden Sie das SHIVC direkt über der Leber. Befestigen Sie die 7-0-Stay-Nähte an beiden PV-Ästen und durchqueren Sie die PV über diesen Ligaturen. Das IHIVC in der Nähe des Leberparenchyms durchschneiden. Entfernen Sie umgehend die Leber, indem Sie alle verbleibenden Bänderansätze durchtrennen.
  4. SHIVC-Rekonstruktion
    1. Positionieren Sie das Lebertransplantat orthotopisch in der Bauchhöhle. Verwenden Sie das beigefügte 8-0 Nähte, um Stay-Nähte an beiden Ecken des SHIVC des Empfängers zu platzieren, die von innen nach außen eingeführt und mit Knoten gesichert werden.
    2. Ziehen Sie das lose Ende der rechten Naht vorsichtig seitlich mit einem Gefäßclip, um den SHIVC auszurichten.
    3. Nähen Sie die hintere Wand mit 8-10 durchgehenden Stichen, beginnend in der linken Ecke. Fahren Sie fort, die Vorderwand mit 10-12 Stichen zu schließen, indem Sie sich von rechts nach links mit derselben Naht bewegen. Bevor Sie den Frontwandverschluss abschließen, spülen Sie den SHIVC-Hohlraum, um Luft auszustoßen und eine Luftembolie zu verhindern (Abbildung 4).
  5. PV-Sanierung
    1. Heben Sie den PV mit den 5 cm langen Bleibnähten an, die an beiden Bifurkationen platziert sind, und üben Sie mit Gefäßklemmen einen sanften Zug nach oben aus. Machen Sie einen Einschnitt in der Mitte der PV-Äste.
    2. Spülen Sie das PV-Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung (300 IE/ml), führen Sie dann die Manschette in das PV ein und befestigen Sie sie mit einer 7-0 Seidennaht.
    3. Lösen Sie nacheinander die Klemmen an PV und SHIVC, um die Transplantatperfusion wiederherzustellen und die anhepatische Phase zu beenden (Abbildung 5).
  6. Führen Sie die IHIVC-Anastomose ähnlich wie das PV-Verfahren durch. Lösen Sie zuerst die 7-0-Naht um die Spenderseite und entfernen Sie dann die Klemme von der Empfängerseite.
  7. Rekonstruktion der Leberarterie
    1. Legen Sie einen mikrovaskulären Clip an, um den Blutfluss in der CHA des Empfängers zu verschließen.
    2. Erstellen Sie einen kleinen Schnitt an der Bifurkation der Y-Konfiguration am Ende des CHA des Empfängers. Spülen Sie das CHA-Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung (300 IE/ml), führen Sie dann den Stent in den CHA ein und sichern Sie ihn mit einer 7-0-Seidennaht.
    3. Binden Sie die Stay-Nähte sowohl auf der Spender- als auch auf der Empfängerseite, um eine Stent-Verschiebung zu verhindern. Lösen Sie den mikrovaskulären Clip, um den arteriellen Fluss wiederherzustellen (Abbildung 6).
  8. Rekonstruktion des Gallengangs:
    1. Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vorderwand des CBD des Empfängers. Führen Sie den Gallengangsstent in das Lumen des CBD des Empfängers ein und sichern Sie ihn mit einer 7-0-Seidennaht.
    2. Binden Sie die Stay-Nähte sowohl auf der Spender- als auch auf der Empfängerseite, um eine Stent-Verschiebung zu verhindern (Abbildung 7).
  9. Der Bauchschnitt wird nach Abschluss der Rekonstruktionsverfahren in zwei Schichten mit kontinuierlich laufenden 3-0-Nähten verschlossen (Abbildung 8).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Die mittlere Dauer der chirurgischen Eingriffe war wie folgt: Die Spenderoperation betrug durchschnittlich 24,8 ± 2,3 min, die Rückentischoperation 15,4 ± 1,3 min, die Empfängeroperation 52,7 ± 5,1 min und die anhepatische Phase 14,2 ± 1,5 min.

Empfänger von Lebertransplantaten, die 24 h lang in kalter UW-Lösung konserviert wurden, zeigten 7 Tage nach der Transplantation eine Überlebensrate von ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Aufbauend auf Kamadas Doppelmanschettentechnik2 haben wir erfolgreich das erste orthotope Lebertransplantationsmodell bei DGS etabliert. Aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen dem DGS und herkömmlichen Rattenmodellen sind spezifische Überlegungen bei der Materialvorbereitung, den chirurgischen Eingriffen und dem postoperativen Management unerlässlich.

Faktoren wie Winterschlaf und Fettreserven tragen zu signifikanten individuel...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Noncommunicable Chronic Diseases-National Science and Technology Major Project (2023ZD0507600) und die National Natural Science Foundation of China (82371794 und 82170671) unterstützt. Die Arbeit wurde auch von der Zhejiang University Education Foundation, Akademiemitglied Shusen Lanjuan Talent Foundation, gesponsert. Wir danken auch Professor Dana K. Merriman von der University of Wisconsin, Oshkosh, für ihre Arbeit zur Zucht der 13-Linien-Erdhörnchen und für das großzügige Teilen hilfreicher Erkenntnisse und Erfahrungen bei der Zucht von Nagetiermodellen im Labor.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3-0-Nähte mit NadelnJinhuan Medical Products Co., LtdR315Für den Hautverschluss
7-0 SeidennahtBraintree, Sci, IncSUT-S103
7F Einführungsscheide  Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ07083818SManschette für IHIVC
8-0 Nähte mit NadelnJinhuan Medical Products Co., Ltd.H821Für SHIVC-Anastomsis
8F Einführungsscheide Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.DQ08083818SManschette für IHIVC
AnästhesiemaschineRWD life Science Co.R500
BlutstoppkauterieNingbo Shunye Medical Co., Ltd.BDD-YE-DT-1
Bulldog-Klemme (leicht gebogen)Jinzhong Medical Products Co., Ltd.XEC120SHIVC
BuprenorphinTianjin Institut für Pharmazeutische Forschung Pharmaceutical Co., LtdH12020275Schmerzmittel
Cefuroxim-NatriumEsseti FarmaceuticiS.r.lH20160013Antibiotikum
WattestäbchenFuqing Gesundheit & Integrale Medizin20230R
Gebogene MikropinzettenRWD life Science Co.F11031-11Chirurgisches Werkzeug
Gebogene Mikroschere66 Vision Tech Co., Ltd.54108BChirurgisches Werkzeug
MullabströcherYubei Medical Materials Co., LTD21080274
Heparin-Natrium-InjektionNorth China Pharmaceutical Co., LTD2101131-2
InfusionspumpeHowkmed Co., Ltd.HK-400
IsofluraneRWD life Science Co.21070201
MikronadelhalterWorld Precision Instruments Co., Ltd.555408NTChirurgisches Werkzeug
Mikro-Gefäß-ClipRWD life Science Co.R31005-06PV und IHIVC
Micro Vessel Clip-ApplikatorRWD life Science Co.R34001-14Chirurgisches Werkzeug
NadelhalterRWD life Science Co.F31025-13Bauchverschluss
KochsalzlösungZhejiang Tianrui Pharmaceutical Co., Ltd716092103
Gerade MikropinzettenRWD life Science Co.F11029-11Chirurgisches Werkzeug
Chirurgisches MikroskopLeicaM650
Chirurgische PlattformN/AN/AIndividuell, magnetisch
GewebezangeRWD life Science Co.F12002-12Chirurgisches Werkzeug
GewebeschereRWD life Science Co.S12003-09Chirurgisches Werkzeug
UW-LösungOrganrückgewinnungssystemeSPS-1Orgelperfusion und -speicherung 

Referenzen

  1. Zeng, Q., et al. Successful orthotopic liver transplantation in mice utilizing microcomputed tomography angiography. J Vis Exp. (199), e65537(2023).
  2. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  3. Dausmann, K. H., Glos, J., Ganzhorn, J. U., Heldmaier, G. Hibernation in a tropical primate. Nature. 429 (6994), 825-826 (2004).
  4. Arnold, C. Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism. Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).
  5. Lindell, S. L., et al. Natural resistance to liver cold ischemia-reperfusion injury associated with the hibernation phenotype. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 288 (3), G473-G480 (2005).
  6. Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. The arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia. Stroke. 37 (5), 1261-1265 (2006).
  7. Zhang, L., et al. Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion. Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).
  8. Zhang, X., et al. Cold-induced FOXO1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage. Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).
  9. Zhang, X., et al. 5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation. Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).
  10. Ou, J., et al. iPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications. Cell. 173 (4), 851-863.e16 (2018).
  11. Ratigan, E. D., McKay, D. B. Exploring principles of hibernation for organ preservation. Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).
  12. Chen, X. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. J Vis Exp. (165), (2020).
  13. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. J Vis Exp. (65), (2012).
  14. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. (73), (2013).
  15. Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus. Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).
  16. Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus). Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).
  17. Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. Arterial reconstruction in rat liver transplantation-a new tubing technique of the common hepatic artery. Transpl Int. 18 (1), 56-64 (2005).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

LebertransplantationDaurisches ZieselOrgankonservierungK lteadaptationIsch mie ReperfusionHibernationsmodellPfortaderrekonstruktionVena cava inferiorGallengangstent

Verwandte Artikel