Ein Mausmodell zur Bewertung der langfristigen strukturellen und funktionellen Ergebnisse nach der Umkehrung einer anhaltenden einseitigen Harnleiterobstruktion

Die Harnwegsobstruktion (UTO) kann einseitig sein, was oft asymptomatisch ist und sich spät mit chronisch obstruktiver Uropathie¹ manifestiert, oder sie kann akut mit Nierenkoliken und/oder Hämaturie auftreten. akute Pyelonephritis oder postrenale akute Nierenschädigung (AKI)². Der Schlüssel zum Management von UTO ist die frühzeitige Umkehrung der Obstruktion². Trotz einer wirksamen Umkehrung und des Einsatzes generischer Therapien zur Verzögerung des Fortschreitens der chronischen Nierenerkrankung (CKD) besteht bei den betroffenen Patienten jedoch weiterhin ein erhöhtes Risiko für eine fortschreitende CKD und Hypertonie ^3,4. Darüber hinaus ist die langfristige Konzentrationskapazität des Urins (UCC) häufig beeinträchtigt⁵, was anfällige Patienten für Dehydration und rezidivierende AKI prädisponieren kann, was den fortschreitenden Rückgang der Nierenfunktion nach UTO beschleunigt.

Dieses Versäumnis, therapeutische Ansätze zur Verbesserung der Langzeitergebnisse bei Patienten mit UTO zu identifizieren, ist zum Teil darauf zurückzuführen, dass wir uns auf die Verwendung von Modellen für irreversible unilaterale Harnterobstruktion (UUO) verlassen haben, um die Pathobiologie der UTO zu erforschen. Diese Modelle replizieren jedoch nicht die klinische Situation, in der Patienten kurz nach der Diagnose eine Umkehrung erleiden, und können nicht verwendet werden, um die Mechanismen und therapeutischen Ansätze zu erforschen, die zur Verbesserung der Langzeitreparatur nach der Umkehrung der Obstruktion verwendet werden könnten. Um dieses Problem zu lösen, wurden reversible UUO-Modelle (R-uuo) entwickelt, aber diese sind technisch anspruchsvoller als die irreversiblen UUO-Modelle, von verschiedenen Labors schwieriger zu reproduzieren und wurden daher von der wissenschaftlichen Gemeinschaft nicht so weit verbreitet. Mausmodelle sind attraktiv, da sie verwendet werden können, um die Leistungsfähigkeit der Mausgenetik zur Untersuchung der Pathophysiologie von Krankheiten zu nutzen, aber sie waren besonders schwierig zu optimieren, da die Methoden oft zu einer irreversiblen UUO führen, wenn die Obstruktion länger als 3 Tage andauert⁶. Um dies zu beheben, wurde eine Vielzahl von Ansätzen eingesetzt, darunter multichirurgische Eingriffe, bei denen alle 2 Tage sequentielle Klemmen entlang des Harnleiters platziert^{wurden 6,7}; UUO, gefolgt von Blasenreimplantation 8,9,10,11; und verwenden Sie nicht beschädigende Klemmen und Schläuche, um den Harnleiter 12,13,14 zu verstopfen. Langzeitstudien an Ratten und Mäusen haben eine verbesserte Nierenfunktion, eine verringerte Fibrose und/oder glomeruläre Schädigung nach Umkehrung der Obstruktion gezeigt, aber nur eine teilweise Erholung, wenn die UUO länger als 2 Tage anhält 6,7,8,9,12,14,15,16,17,18,19 . Obwohl das Nierenmark (RM) bis vor kurzem besonders anfällig für Schäden durch UTO^20,21 ist, gab es keine Langzeitstudien an Nagetieren, in denen die Auswirkungen einer verlängerten R-UUO auf die RM-Struktur und -Funktion untersucht wurden. Dies ist von Bedeutung, da UCC und die Fähigkeit, Salzlasten auszuscheiden, ohne den Blutdruck zu erhöhen (die sogenannte Drucknatriuresereaktion), von der Aufrechterhaltung der anatomischen Integrität des RM^abhängen 22,23,24, so dass eine unvollständige Reparatur des RM nach Umkehrung der UTO erklären könnte, warum Patienten eine erhöhte Anfälligkeit für rezidivierende AKI und Hypertonie nach Umkehrung der UTO haben. Viele der Techniken, die zur Beurteilung erforderlich sind, erfordern jedoch mehrere Operationsrunden (fünf große Operationen für 6 Tage Obstruktion ^6,7), erfordern chirurgisches Fachwissen, das schwer zu vermitteln ist (z. B. chirurgische Reimplantation des Harnleiters in die Blase ^8,9,10,11), und da die Obstruktion einseitig ist, ist es für die Forscher schwierig, Veränderungen der Nierenfunktion nach Umkehrung der Obstruktion zu beurteilen.

Um dies zu beheben, haben wir ein Mausmodell von R-UUO entwickelt, das relativ einfach durchzuführen und zu unterrichten ist, eine geringere Anzahl von Operationen erfordert als andere Techniken (zwei Operationen für 5 bis 7 Tage Obstruktion) und die Analyse der Wiederherstellung der Nierenfunktion ermöglicht, ohne dass invasive und/oder teure Studien zur geteilten Nierenfunktion erforderlich sind²⁵. Zu diesem Zweck werden die Mäuse drei großen Operationen unterzogen: 1) Platzierung einer nicht-traumatischen Gefäßklemme auf dem proximalen linken Harnleiter; 2) Entfernung der Gefäßklemme 5 bis 7 Tage später, je nach Mausstamm; und 3) Entfernung der kontralateralen Niere 10 Tage später, um die Nierenfunktion zu beurteilen. Etwa 20 bis 40 % der Mäuse sterben innerhalb von 2-3 Tagen nach der Nephrektomie, was darauf hindeutet, dass sich die UUO nicht bei allen Mäusen umkehrt. Die Langzeitbeobachtung der überlebenden Mäuse zeigt, dass trotz der nahezu vollständigen histologischen Erholung des Nierenmarks (RM) 3 Monate nach R-UUO. Es kommt zu einer verminderten Nierenfunktion, gemessen an der transdermalen glomerulären Filtrationsrate (tGFR)²⁶. Darüber hinaus gibt es eine deutliche Verringerung des UCC, die durch Messung der Osmolalität des Urins nach Wasserrestriktion bestimmt wird, was auf einen dauerhaften Defekt der RM-Funktion hindeutet. Zeitverlaufsstudien zeigen, dass sich die tGFR zwar zwischen den Tagen 28 und 56 nach der RUUO verbessert, sich aber zwischen den Tagen 56 und 84 stabilisiert. Im Gegensatz dazu gibt es zwischen den Tagen 28 und 84 nach R-UUO²⁵ keine Verbesserung des UCC. Unter Verwendung von scRNA-Seq von isolierten RMs, die durch Zelllinien- und immunhistochemische Studien validiert wurden, identifizierten wir starke regenerative Reaktionen, die die RM-Dimensionen nach R-UUO wiederherstellten, aber dass alle wichtigen zellulären Kompartimente im RM dauerhafte Veränderungen der Zellzahl und der Gensignaturen zeigten, die sich wahrscheinlich auf die funktionelle Erholung nach R-UUO auswirken. Dies beinhaltete anhaltende proinflammatorische Reaktionen im RM-Sammelkanal und in der Schleife von Henle-Zellpopulationen 84 Tage nach R-UUO, ähnlich den Entzündungs- und Seneszenzsignaturen von proximalen tubulären Epithelzellen mit fehlgeschlagener Reparatur nach AKI und UUO 27,28,29,30. Ähnliche Veränderungen wurden auch bei der RM-Entnahme von Kanälen von Patienten mit rezidivierender Nierensteinerkrankung^{beobachtet 31}, was darauf hindeutet, dass es sowohl bei Menschen als auch bei Mäusen eine gemeinsame Verletzungsreaktion auf RM-Schäden gibt. In diesem Artikel geben wir detaillierte Anweisungen, wie wir diese Operationen durchführen, wie wir die Bedingungen für den Einsatz bei verschiedenen Mausstämmen optimieren, wie wir feststellen, ob der Harnleiter nach der Umkehrung noch verstopft ist, wie wir die wichtigsten funktionellen Ergebnisse bewerten und wie wir Nierengewebe entnehmen, um die medullären Strukturen der Niere zu beurteilen.

Hier wird das vierstufige Protokoll beschrieben, das für Langzeitstudien verwendet wird (Abbildung 1). Wie am Ende dieses Manuskripts erläutert, können Forscher wählen, nur drei davon (Abschnitte 1, 2 und 4) oder alle vier durchzuführen, wenn sie an der Untersuchung langfristiger Ergebnisse interessiert sind. Alle Mausversuche in diesem Manuskript wurden vom Vanderbilt Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt und entsprechen den Richtlinien zur Verwendung von Tieren.

1. Platzierung der Harnleiterklemme (10 - 15 min/Maus)

HINWEIS: Verlassen Sie sich auf die Kenntnis der Anatomie der Mausniere, um den Harnleiter zu lokalisieren, da es nicht möglich ist, ihn direkt ohne das umgebende Bindegewebe zu sehen. Der Harnleiter verläuft entlang der unteren hinteren Seite des Hilusgewebes, wenn die Niere freigelegt wird (Abbildung 2). Die Wahl der Gefäßklemme ist wichtig. Diese können teuer sein, können aber gereinigt, autoklaviert und mehrfach wiederverwendet werden. Diese Klemmen können problemlos mindestens 100 Mal wiederverwendet werden.

1. Autoklavieren Sie alle chirurgischen Instrumente vor der Operation bei 121 °C für 30 Minuten. Wenn Sie Operationen an mehreren Mäusen durchführen, entfernen Sie zwischen dem Gebrauch Blut und Ablagerungen von den Instrumenten und sterilisieren Sie sie 10-15 Sekunden lang mit dem Heißperlensterilisator. Lassen Sie die Instrumente abkühlen, bevor Sie sie wieder verwenden.
2. Wiegen Sie die Maus.
3. Betäuben Sie die Maus mit 5-10 mg/kg Xylazin und 90-120 mg/kg Ketamin durch intraperitoneale Injektion (siehe Materialtabelle). Es dauert in der Regel 3-5 Minuten, bis die Wirkung eintritt.
4. Verabreichen Sie eine präoperative Analgesie, wenn Sie ein anderes Anästhetikum wie Isofluran verwenden, da dies im Gegensatz zu Xylazin keine analgetische Wirkung hat.
5. Rasieren Sie die Operationsstelle von den Hüften bis zum Brustkorb und an der Seite mit genügend Rand, um zu verhindern, dass das Haar die Schnittstelle kontaminiert. Führen Sie die Operation in einem Vorbereitungsbereich durch, nicht dort, wo die Operation durchgeführt wird.
6. Decken Sie das beheizte Operationsfeld mit einem sterilen OP-Tuch ab. Es wird verhindert, dass streunende Haare in das Operationsfeld gelangen, und bietet einen Bereich zum Verlegen steriler Instrumente.
7. Tragen Sie eine Augenschmiersalbe auf die Augen auf.
8. Tragen Sie die aseptische Vorbereitung mit Betadin-getränkter Gaze auf: Schrubben Sie 3 bis 4 Mal von der Mitte der Stelle zur Peripherie, jedes Mal gefolgt von einem Abwischen mit einem Alkoholtupfer. Entfernen Sie vor dem Schnitt sämtliches Betadin aus dem Operationsfeld.
9. Machen Sie mit einer Schere und Pinzette einen 1,5 cm langen dorsalen Längsschnitt an der Mittellinie durch die Haut und die Unterhautschichten.
10. Machen Sie einen kleinen Schnitt durch den linken Flankenmuskel und die Faszie oberhalb der Niere und veräußern Sie die linke Niere nach außen.
11. Präparieren Sie vorsichtig das untere Polfett und einen Teil des Bindegewebes an der Stelle, an der sich der Harnleiter befinden sollte. Ohne das umgebende Bindegewebe ist es nicht möglich, den Harnleiter direkt zu sehen. Trennen Sie dann den Harnleiter mit seinem umgebenden Bindegewebe vom Nierenstiel, in dem sich die Nierenvene und die Arterie befinden, so dass der Nierenstiel nicht in die Harnleiterklemme eingeschlossen ist (Abbildung 2).
12. Öffnen Sie es mit den Klemmappen und platzieren Sie es auf dem Harnleiter direkt unterhalb des Beckens. Verwenden Sie die Markierungen auf der Gefäßklemme, um sicherzustellen, dass sie für jede Maus mit dem gleichen Druck auf den Harnleiter platziert werden (Abbildung 3). Nicht anwenden, dann die Klemme zur Neupositionierung entfernen, da dies den Harnleiter beschädigen kann.
13. Nachdem die Klemme platziert wurde, schieben Sie die Niere mit der Klemme vorsichtig mit einem in Kochsalzlösung getränkten sterilen Wattestäbchen zurück in den retroperitonealen Raum.
14. Verschließen Sie die Muskelschicht mit einer resorbierbaren Naht.
15. Schließen Sie die Hautschicht mit Hautklammern.
16. Verabreichen Sie Buprenorphin 3,25 mg/kg Analgesie, wie im Abschnitt Arzneimittel beschrieben, und verabreichen Sie 0,5 ml sterile normale Kochsalzlösung subkutan, um die Mäuse mit Feuchtigkeit zu versorgen.
17. Lassen Sie die Maus auf dem beheizten Operationsfeld oder bringen Sie sie mit einem erwärmten isothermen Pad unter der Hälfte des Käfigs in ihren Heimkäfig, bis die Maus aufwacht.
18. Bringen Sie die Maus in den Tierraum zurück.
19. Überwachen Sie die Maus genau und geben Sie zusätzliche Dosen von Buprenorphin gegen Schmerzen oder Beschwerden für 48 bis 72 Stunden. Klinische Anzeichen von Schmerzen und Beschwerden, die darauf hinweisen, dass die Mäuse eine zusätzliche Analgesie benötigen, sind Depressionen oder andere Verhaltensänderungen, abnormales Aussehen oder Körperhaltungen wie Piloerektion, gebeugte Haltung, mangelnde Fellpflege und mangelndes Essen oder Immobilität.

2. Entfernen der Harnleiterklemme (10 - 15 min/Maus)

1. Befolgen Sie die Schritte 1.1-1.10 für die Platzierung der Klemme unter Verwendung der ursprünglichen Haut- und Muskelschnitte, um mit der Entfernung der Klemme zu beginnen. Entfernen Sie die Wundklammern, bevor Sie den Operationsbereich reinigen. Eine erneute Rasur ist in der Regel nicht notwendig, da die Haare nicht nachgewachsen sind.
2. Aufgrund der entwickelten Gewebeadhäsionen verwenden Sie eine Pinzette, um die Klemme vorsichtig im retroperitonealen Raum zu positionieren, ohne zuerst die Niere nach außen zu verlagern. Verwenden Sie die Klemmappen, um die Klemme vorsichtig zu öffnen, während Sie mit der Pinzette das Gewebe um den Klemmkopf herum nach unten ziehen, um die Klemme zu entfernen.
3. Verschieben Sie nun die Niere nach außen, so dass das Nierenbecken sichtbar gemacht werden kann, um eine Obstruktion zu bestimmen. Das Nierenbecken sollte geschwollen sein, was auf Hydronephrose hinweist.
4. Sobald die Niere inspiziert ist, schieben Sie die Niere mit einem in Kochsalzlösung getränkten sterilen Wattestäbchen vorsichtig zurück in den retroperitonealen Raum.
5. Führen Sie die Schritte 1.13-1.18 aus, wie oben beschrieben.

3. Konlaterale Nephrektomie (10 - 15 min/Maus)

1. Rasieren Sie den Bereich, wenn es Haarwuchs gibt.
2. Verwenden Sie 1-5% Isofluran/Luft-Mischung für die Anästhesie, um eine leichtere Genesung aufgrund früherer Anästhesieereignisse zu ermöglichen. Entfernen Sie die Wundklammern, bevor Sie den Operationsbereich reinigen.
3. Verabreichen Sie die Buprenorphin-Analgesie präoperativ (siehe Materialtabelle).
4. Befolgen Sie die Verfahrensschritte 1.1-1.9 und verwenden Sie zunächst den ursprünglichen Hautschnitt.
5. Machen Sie einen kleinen Schnitt durch den rechten Flankenmuskel und die Faszie oberhalb der Niere und veräußern Sie die rechte Niere.
6. Halten Sie die Niere vorsichtig mit einer glatten, gebogenen Pinzette fest und präparieren Sie vorsichtig den oberen und unteren Pol der Niere frei von umliegendem Gewebe.
   HINWEIS: Das Gewebe um den oberen Pol enthält die Nebenniere, die ihre eigene Blutversorgung transportiert, die von der Niere entnommen werden kann, aber offensichtlich nicht von der Maus entfernt werden sollte (siehe Abbildung 2).
7. Nachdem Sie die Niere vom umgebenden Gewebe befreit haben, binden Sie die 4-0-Seidennaht mit einem doppelten chirurgischen Knoten vollständig um die Nierengefäße und den Harnleiter. Wenn sie ~30 s lang stehen gelassen wird, wird die Niere dunkel. Halten Sie die Niere mit einer glatten, gebogenen Pinzette fest und entfernen Sie die Niere, indem Sie mit einer gebogenen Schere distal zum Knoten schneiden.
8. Schieben Sie den restlichen Nierenstiel mit einem in Kochsalzlösung getränkten sterilen Wattestäbchen vorsichtig in den retroperitonealen Raum zurück.
9. Führen Sie die Schritte 1.13-1.18 aus, wie oben beschrieben.

4. Gewebeentnahme

1. Betäuben Sie mit einem 5%igen Isofluran/Luft-Gemisch, um eine stabile Ebene der chirurgischen Anästhesie vor dem terminalen Eingriff zu erreichen.
2. Öffnen Sie die Bauchhöhle, um die linke Niere freizulegen
3. Untersuchen Sie die Niere, um eine Schwellung des Nierenbeckens festzustellen (siehe Schritt 2.3).
4. Wenn es so aussieht, als ob das Nierenbecken noch geschwollen ist, führen Sie eine kleine Schmetterlingsnadel ein, die mit einer Spritze verbunden ist, die 0,5 ml einer Verdünnung von Methylenblau von 1 zu 5000 in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) enthält. Wenn der Harnleiter offen ist, ist die blaue Lösung sichtbar, wenn sie vom Nierenbecken in die Blase gelangt. Wenn nicht, schwillt das Nierenbecken mit blauer Lösung an und erscheint nicht in der Blase.
5. Um die Perfusion zu fixieren, öffnen Sie die Brusthöhle und legen Sie das Herz frei.
   1. Während das Herz noch schlägt, führen Sie eine 23-25 G Schmetterlingsnadel in den linken Ventrikel ein, starten Sie eine Infusion mit normaler Kochsalzlösung und schneiden Sie den rechten Vorhof oder Ventrikel, um das Blutvolumen durch Kochsalzlösung zu ersetzen.
   2. Stellen Sie nach etwa einer Minute sicher, dass die Nieren weiß sind. Setzen Sie die Kochsalzinfusion für eine weitere Minute fort oder tauschen Sie sie für weitere 1-2 Minuten gegen eine Infusion aus 10%iger Formalinlösung aus, um das Gewebe zu fixieren.
   3. Zu diesem Zeitpunkt ist die Maus tot; Entnehmen Sie das Gewebe. Wenn die Gewebe für RNA- oder Proteinstudien entnommen werden, fixieren Sie sie nicht durch Perfusion.
6. Nach der Entnahme der Nieren aus dem Tier (unabhängig davon, ob sie perfusionsfixiert waren oder nicht) schneiden Sie mit einer Rasierklinge bis zu drei 2-3 mm dicke sagittale Scheiben durch die Mitte der Niere (Abbildung 4). Dies ergibt repräsentative Schnitte, die das Nierenmark und die Hirnrinde umfassen und genügend Gewebe für Histologie-, Protein- oder RNA-Assays bereitstellen.
7. Fahren Sie mit dem Fixieren/Einfrieren von Proben gemäß den Anforderungen der Studie fort.

Für Langzeitstudien untersuchen wir im Allgemeinen die Nierenfunktion, indem wir den sequentiellen Blutharnstoffstickstoff (BUN) und die transdermale glomeruläre Filtrationsrate (tGFR) bei bewussten Mäusen messen (siehe einen zuvor veröffentlichten Artikel, der dies beschreibt26), zusätzlich zur Messung der Konzentrationskapazität im Urin (UCC) durch die Bewertung der Urinosmolarität aus Spot-Urinproben, die nach 18 Stunden Wasserentzug entnommen wurden. Wir führen zwar immer BUN-Studien durch, aber diese sind am nützlichsten, um die Schwere der Verletzung zu einem frühen Zeitpunkt nach der Nephrektomie zu beurteilen (siehe Diskussion). Für Langzeitstudien sind BUN- (und Serumkreatinin-) Messungen jedoch nicht empfindlich genug, um subtile Veränderungen der Nierenfunktion zu erkennen. Diese werden in der Regel zu unterschiedlichen Zeitpunkten nach der Nephrektomie durchgeführt (Abbildung 1A). Die Analyse des UCC bietet ein einfaches Maß für die medulläre Funktion der Nieren und zeigt in der Regel Osmolaritätswerte im Urin, die deutlich niedriger sind als bei Nephrektomie-Kontrollmäusen zu gleichen Zeitpunkten. Abbildung 1B-E zeigt typische Überlebenskurven, BUN-, tGFR- und Osmolaritätsmessungen im Urin 84 Tage nach R-UUO.

Ausführlichere Informationen, einschließlich Studien zur Optimierung der Harnleiter-Clamp-Zeiten bei verschiedenen Mausstämmen und histologischer Veränderungen der Nierenrinde und des Marks zu verschiedenen Zeitpunkten, finden Sie in unserer zuvor veröffentlichten Arbeit25.

Abbildung 1: Langfristige Abnahme der Nierenfunktion und der Konzentrationsfähigkeit im Harn nach R-UUO. Männliche BALB/c-Mäuse wurden 7 Tage lang einer R-UUO unterzogen, gefolgt von einer kontralateralen Nephrektomie (Nx) 10 Tage nach der Umkehrung der UUO. (A) Typisches Studiendesign für Langzeitstudien; (B) Überlebenskurven; (C-E) Funktionelle Studien 84 Tage nach R-UUO zum Vergleich von R-UUO/Nx mit Nx allein. BUN (C), transdermale GFR (D) und Osmolalität des Urins im Urin aus Spot-Urinproben, die nach 18 Stunden Wasserentzug (E) entnommen wurden. Einzelne Datenpunkte werden mit Mittelwerten ± SEM angezeigt. T-Test, p-Werte werden angezeigt, wenn sie signifikant sind. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Anatomie des linken Nierenhilums der Maus. Veranschaulichung der Position des Harnleiters relativ zum Hilum und zum Fettpolster des unteren Pols von vorne. Der rote Pfeil zeigt die ideale Position der Harnleiterklemme, die von dem Nierenstiel unterschieden werden muss, der mit der Naht dargestellt ist, die die Nierenarterie und -vene umgibt. Diese darf nicht in den Backen der Klemme enthalten sein. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Gefäßklemme. Markierungen zeigen Positionen des maximalen (15 g) und minimalen (5 g) Drucks an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Sagittale Schnitte der Mausniere. (A) Äußeres Erscheinungsbild von Nierenschnitten und ihre Zuordnung; (B) Typische Schnitte mit Kortex, äußerer Medulla (OM) und innerer Medulla (IM). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Compared to some of the approaches that have been used to study reversal of prolonged UUO in mice^{6,7,8,9,10,11,12,13,14}, the protocol described here is relatively straightforward and does not require a high level of prior surgical expertise. It involves a relatively small number of survival surgeries (maximum 3) and can be used to evaluate long-term functional outcomes. There are a number of critical steps that need to be addressed for this technique to be successful and reproducible. These include: 1) Consistent placement of the clamp at similar points along the ureter since there is evidence that increasing the distance of obstruction from the renal pelvis slows the progression of renal injury during the period of obstruction³³. Using a dorsal approach to exteriorize the kidney, the simplest way to do this is to place the clamp close to the renal pelvis. If surgery is performed by laparotomy, clamps can be placed close to the bladder^8,11. However, investigators need to bear in mind that mice may then need longer periods of obstruction to induce a similar degree of injury. This may end up causing irreversible obstruction unless the investigator reimplants the ureter proximal to the obstruction into the bladder, as described^8,11. However, reimplantation of the ureter is technically challenging, and in our experience, laparotomies are more traumatic and require longer recovery times than the use of a dorsal approach to expose the kidney; 2) Pressure exerted by the clamp must be consistent between mice to ensure there is no leakage of urine across the obstruction. This requires that the ureter is clamped at the same point between the clamp arms (Figure 3) and that a similar amount of connective tissue is left around the ureter in each mouse. Too much leaves more connective tissue, so the exerted pressure on the ureter is lower. Too little and the dissection runs the risk of damaging the ureter; 3) Removal of the vascular clamp can be challenging as it is easy to tear the tissue, which is usually thickened by the time the clamp is removed due to inflammation and fibrosis. This makes the tissue less easily malleable. This is particularly noticeable in FVB/N mice in which there was so much reactive fibrosis that it was virtually impossible to remove the clamp without tearing the ureter; 4) Timing of clamp removal is important and will depend on experimental needs. For example, if a study needs to induce survivable, severe injury that models the effects of prolonged urinary obstruction in humans, the ureter will need to be obstructed for long enough to induce injury but not so long that the ureteric obstruction is irreversible. Optimal survivable clamp times are also strain dependent²⁵, so this will need to be optimized for each mouse strain before starting definitive experiments. In general, clamp times range from between 5 and 7 days, although preliminary unpublished data suggest female mice may need even longer clamp times to have similar degrees of post-R-UUO injury. For this, we recommend that investigators perform initial pilot studies with ~5 mice/group and clamp times ranging from 5 to 9 days in increments of 2 days. They should evaluate macroscopic evidence of hydronephrosis at the time the clamp is removed (see Figure 3), observe the mice with measurement of BUN 24 h and 72 h after nephrectomy, and euthanize the mice at 72 h to confirm that the hydronephrosis has resolved (see section 4). If >60% of the mice survive, there is a transient increase in BUN at 24 h and 72 h after the nephrectomy (increases from baseline levels of 15-20 mg/dL up to 40-80 mg/dL); this is probably a good clamp time to stick with for experiments. Ultimately, the investigator will need to confirm that these mice develop long-term renal dysfunction by evaluating BUN and/or serum creatinine (which are usually insufficiently sensitive to detect long-term changes in renal function), tGFR, and UCC. Loss of the UCC compared with nephrectomy control mice provides a simple but sensitive measure of renal medullary dysfunction after R-UUO using this model.

An advantage of performing the contralateral nephrectomy in this protocol is that renal function tests can be performed at later time points without the need for more invasive and usually less sensitive, split renal function tests. In addition, the contralateral nephrectomy allows investigators to identify mice in which the ureter is patent since most of the mice with persistent obstruction die within 1-3 days of the nephrectomy, and those with partial obstruction have much higher BUN and lower GFRs than the others. This is a factor to consider if R-UUO studies are performed without a contralateral nephrectomy. For example, a recent study found that mice have reduced sodium clearance and develop salt-sensitive hypertension 4 weeks after R-UUO³⁴, suggesting that these mice have a pressure natriuresis defect that results from abnormal RM function in the R-UUO kidney²⁴. However, a caveat to this is that it is difficult to determine the extent to which the UUO was fully reversed in this model, as mice did not undergo a contralateral nephrectomy, so it is possible the pressure natriuresis defect is the result of persistent obstruction after the reversal.

However, a limitation of this protocol is that there is a 20%-40% mortality when R-UUO is combined with a contralateral nephrectomy, increasing animal losses and the need to include larger numbers of animals for a given study. Another limitation is that the contralateral nephrectomy increases blood flow and GFR in the remaining kidney^35,36, and compensatory cellular hypertrophy that occurs in response to the associated reduction in nephron mass, complicates the interpretation of the data³⁷. For this reason, if a contralateral nephrectomy is performed, investigators should include nephrectomy controls that are followed up for the same time period to control for compensatory responses that occur after nephrectomy. An alternative approach is to perform the contralateral nephrectomy 1 to 3 days before euthanizing the mice. This has been used to look at the long-term impact of unilateral ischemia reperfusion-induced AKI (IRI-AKI) on renal function³⁸. This allows the assessment of renal function but without sufficient time for the remaining kidney to undergo hypertrophy. The caveat to this is that there are marked changes in GFR and blood flow in the remaining kidney in the first 1 to 5 days after the procedure^35,36. This has profound effects on renal function, so minor differences in the timing of post-nephrectomy studies can have marked effects on measured renal function.

This protocol provides a tool to evaluate long-term tissue repair and functional outcomes after R-UUO. Because the model allows investigators to perform detailed functional assessment of renal recovery, future applications of this technique may include it use to explore the functional impact of therapeutic interventions on tissue repair in different cellular compartments after R-UUO. In mice, this may also include the use of genetic tools to identify new therapeutic targets that could be used to improve clinically important functional parameters after reversal of obstruction and to evaluate the effect of cell-specific gene targeting on long-term functional repair after R-UUO.